Methodenartikel

Monitoring van de mechanische evolutie van weefsel tijdens het sluiten van de neurale buis van kuikenembryo's

DOI:

10.3791/66117

⸱

10 november 2023

 ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, College of Engineering, Wayne State University, 2Fischell Department of Bioengineering, University of Maryland

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol is ontwikkeld om de mechanische eigenschappen van neuraal plaatweefsel tijdens de neurulatie van kuikenembryo's longitudinaal te monitoren. Het is gebaseerd op de integratie van een Brillouin-microscoop en een incubatiesysteem op het podium, waardoor live mechanische beeldvorming van neuraal plaatweefsel in ex ovo gekweekte kuikenembryo's mogelijk wordt.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het sluiten van de neurale buis (NTC) is een cruciaal proces tijdens de embryonale ontwikkeling. Falen in dit proces kan leiden tot neurale buisdefecten, wat aangeboren misvormingen of zelfs sterfte veroorzaakt. NTC omvat een reeks mechanismen op genetisch, moleculair en mechanisch niveau. Hoewel mechanische regulering de laatste jaren een steeds aantrekkelijker onderwerp is geworden, blijft het grotendeels onontgonnen vanwege het gebrek aan geschikte technologie voor het uitvoeren van mechanische tests van 3D-embryonaal weefsel in situ. Als reactie hierop hebben we een protocol ontwikkeld om de mechanische eigenschappen van kippenembryonaal weefsel op een contactloze en niet-invasieve manier te kwantificeren. Dit wordt bereikt door een confocale Brillouin-microscoop te integreren met een incubatiesysteem op het podium. Om de weefselmechanica te onderzoeken, wordt een voorgekweekt embryo verzameld en overgebracht naar een incubator op het podium voor ex ovo-cultuur . Tegelijkertijd worden de mechanische beelden van het neurale plaatweefsel op verschillende tijdstippen tijdens de ontwikkeling door de Brillouin-microscoop verkregen. Dit protocol bevat gedetailleerde beschrijvingen van de monstervoorbereiding, de implementatie van Brillouin-microscopie-experimenten en de nabewerking en analyse van gegevens. Door dit protocol te volgen, kunnen onderzoekers de mechanische evolutie van embryonaal weefsel tijdens de ontwikkeling longitudinaal bestuderen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neurale buisdefecten (NTD's) zijn ernstige geboorteafwijkingen van het centrale zenuwstelsel die worden veroorzaakt door storingen in de neurale buissluiting (NTC) tijdens de embryonale ontwikkeling1. De etiologie van NTD's is complex. Studies hebben aangetoond dat NTC een opeenvolging van morfogenetische processen omvat, waaronder convergente extensie, buiging van de neurale plaat (bijv. apicale vernauwing), het verhogen van de neurale plooi en ten slotte adhesie van de neurale vouw. Deze processen worden gereguleerd door meerdere moleculaire en genetische mechanismen 2,3, en elke storing in deze processen kan leiden tot NTD's 4,5,6. Aangezien er steeds meer bewijs is dat mechanische signalen ook een cruciale rol spelen tijdens NTC 3,7,8,9,10,11, en er relaties zijn gevonden tussen genen en mechanische signalen 12,13,14, wordt het noodzakelijk om de weefselbiomechanica tijdens neurulatie te onderzoeken.

Er zijn verschillende technieken ontwikkeld voor het meten van de mechanische eigenschappen van embryonale weefsels, waaronder laserablatie (LA)15, weefseldissectie en -ontspanning (TDR)16,17, micropipetaspiratie (MA)18, nanoindentatie op basis van atoomkrachtmicroscopie (AFM)19, microindenters (MI) en microplaten (MP)20, microreologie (MR) met optisch/magnetisch pincet21,22,23, en druppelsensoren24. Bestaande methoden kunnen mechanische eigenschappen meten bij ruimtelijke resoluties, variërend van subcellulaire tot weefselschalen. De meeste van deze methoden zijn echter invasief omdat ze contact met het monster vereisen (bijv. MA, AFM, MI en MP), externe materiaalinjectie (bijv. MR en druppelgebaseerde sensoren) of weefseldissectie (bijv. LA en TDR). Als gevolg hiervan is het voor bestaande methoden een uitdaging om de mechanische evolutie van neuraal plaatweefsel in situte volgen 25. Onlangs is galmende optische coherentie-elastografie veelbelovend gebleken voor contactloze mechanische mapping met een hoge ruimtelijke resolutie26.

Confocale Brillouin-microscopie is een opkomende optische modaliteit die contactloze kwantificering van weefselbiomechanica mogelijk maakt met een subcellulaire resolutievan 27,28,29,30. Brillouin-microscopie is gebaseerd op het principe van spontane Brillouin-lichtverstrooiing, de interactie tussen het invallende laserlicht en de akoestische golf die wordt veroorzaakt door thermische fluctuaties in het materiaal. Bijgevolg ondergaat het verstrooide licht een frequentieverschuiving, bekend als de Brillouin-verschuiving ωR, volgens de vergelijking31:

figure-introduction-1 (1)

Hier is de brekingsindex van het materiaal, figure-introduction-2 λ is de golflengte van het invallende licht, M' is de longitudinale modulus, ρ is de massadichtheid en θ is de hoek tussen het invallende licht en het verstrooide licht. Voor hetzelfde type biologische materialen is de verhouding tussen brekingsindex en dichtheid figure-introduction-3 ongeveer constant 28,32,33,34,35,36. De Brillouin-verschuiving kan dus direct worden gebruikt om relatieve mechanische veranderingen in fysiologische processen te schatten. De haalbaarheid van Brillouin-microscopie is gevalideerd in verschillende biologische monsters 29,37,38. Onlangs werd time-lapse mechanische beeldvorming van een levend kuikenembryo gedemonstreerd door een Brillouin-microscoop te combineren met een incubatiesysteem op het podium39. Dit protocol bevat gedetailleerde beschrijvingen van de voorbereiding van het monster, de uitvoering van het experiment en de nabewerking en analyse van gegevens. We hopen dat deze inspanning de wijdverbreide acceptatie van contactloze Brillouin-technologie zal vergemakkelijken voor het bestuderen van biomechanische regulatie in de ontwikkeling van embryo's en geboorteafwijkingen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het protocol is goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee van Wayne State University.

1. Experimentele voorbereiding

  1. Gebruik een 70% ethanoloplossing om de schaar en het pincet schoon te maken en te steriliseren. Maak ook wegwerppipetten en een spuit klaar.
  2. Bereid een wasmedium voor door 3.595 g NaCl toe te voegen aan 495 ml gedeïoniseerd water. Voeg vervolgens 5 ml penicilline-streptomycine (5 E/ml) toe aan het medium. Vul een petrischaal van 100 mm met het wasmedium en verwarm deze tot 37 °C.
  3. Bereid kweekschalen volgens afbeelding 1, die de algehele configuratie illustreert.
    1. Leg een stuk filtreerpapier klaar, knip het in een rechthoekige vorm van ongeveer 17 mm × 20 mm en verwijder de vier hoeken. Maak een holle kern in het filtreerpapier van ongeveer 7 mm × 10 mm groot om het embryo vast te zetten (figuur 1, links).
      OPMERKING: Het verzamelen van embryo's wordt beschreven in stap 2.
    2. Bevestig een in de handel verkrijgbare ring (Φ = 1 inch, zie Tabel met materialen) met een flexibele filmlaag (d.w.z. paraffinefilm) en zorg ervoor dat de flexibele film ook een hol midden heeft. Deze ring met de film wordt gebruikt om het filtreerpapier met het embryo vast te houden.
    3. Plaats ten slotte de voorbereide ring in een petrischaal van 35 mm (Figuur 1, rechts).
      NOTITIE: Het filterpapier is bedoeld om het geëxtraheerde embryo vast te zetten en vast te houden door het filterpapier op het membraan te plaatsen en het embryo in het midden van het holle gebied te laten (wat in stap 2 wordt beschreven). De vier hoeken zijn op maat van de buitenring gesneden (niet nodig als deze al is gemonteerd). Een kweekschaal van 35 mm met glazen bodem wordt gebruikt voor een betere voortplanting van de laserstraal. De schaal heeft een binnenste put (Φ = 23 mm), die kan worden gevuld met eiwit voor ex ovo-cultuur . De diameter van de ring moet groter zijn dan de diameter van het binnenste putje, zodat het putje kan worden afgedekt door de flexibele folie op de ring (figuur 1, inzet). De grootte van het filtreerpapier is niet beperkt en kan worden aangepast aan de grootte van de gekozen ring en de kweekschaal. Als alternatief kan de bodem van de schaal worden voorbedekt met een agaroselaag (dikte: ~1 mm). Door agarose met een mes uit het midden van de laag te verwijderen, kan een putje met een vergelijkbare vorm als het holle midden van de flexibele film worden gemaakt voor het laden van albumine. Een kritiek punt is dat de vier zijden van het holle filtreerpapier voldoende breedte (> 5 mm) moeten hebben om de aanhechting van het embryo te garanderen.

2. Extractie en ex ovo kweek van het kippenembryo

OPMERKING: Deze stap is gewijzigd ten opzichte van eerder gepubliceerde rapporten40,41.

  1. Haal na de voorkweek het ei uit de broedmachine en plaats het op zijn lange as op de eierdoos. Reinig de eierschaal met 70% ethanol, zorg ervoor dat het hele oppervlak bedekt is en laat hem vervolgens 15 minuten rusten.
  2. Houd het ei op zijn korte as en breek het aan de onderkant. Open het ei boven een schone petrischaal van 100 mm om de inhoud eruit te halen, zoals geïllustreerd in figuur 2. Zorg ervoor dat u het ei niet draait terwijl u het vasthoudt en breekt.
  3. Breng met behulp van een pipet ongeveer 10 ml van het dunne eiwit (d.w.z. het vloeibare eiwit42) over en verzamel het in een buisje van 15 ml voor gebruik in ex ovo-cultuur . Vul het middelste putje van de kweekschaal met het verzamelde dunne eiwit (ongeveer 0,9 ml), zoals weergegeven in figuur 3. Het vulproces moet langzaam zijn en de vorming van luchtbellen in de put voorkomen. Zorg ervoor dat de kweekschaal met eiwit is opgewarmd tot 37 °C.
    OPMERKING: Deze schaal wordt gebruikt voor het kweken van het embryo ex ovo. Tijdens de beeldvorming van Brillouin (zie stap 3) zullen nieuwe kweekschaaltjes gevuld met wasmedium worden gebruikt.
  4. Verwijder met tissuepapier voorzichtig het dikke eiwit (d.w.z. stroperig albumine) dat aan het embryo is bevestigd door het eiwit voorzichtig te scheiden van het vitellinemembraan, zoals weergegeven in figuur 4. Vermijd direct contact met het vitelline-membraan.
  5. Nadat u al het dikke eiwit hebt verwijderd, bevestigt u het filtreerpapier voorzichtig op het vitelline-membraan. Zorg ervoor dat de lichaamsas van het embryo is uitgelijnd met de lange as van de middelste rechthoek op het filterpapier. Gebruik een schaar om het membraan rond het filtreerpapier door te knippen.
  6. Trek het geïsoleerde filtreerpapier met een pincet voorzichtig schuin weg van de dooier. Draai het filtreerpapier ondersteboven om het embryo met de dorsale kant naar beneden te positioneren (voor omgekeerde microscoopconfiguratie). Dompel het hele filtreerpapier vanaf één kant van de lange as voorzichtig schuin in de petrischaal van 100 mm met het wasmedium.
  7. Spoel de resterende dooier weg door het wasmedium voorzichtig parallel aan het filtreerpapier te spuiten met een schone pipet. Spuit het wasmedium niet rechtstreeks op het membraan.
  8. Nadat u alle dooier hebt verwijderd, verwijdert u voorzichtig het filterpapier van het wasmedium en gebruikt u tissuepapier om overtollig medium van de randen te absorberen. Plaats vervolgens het filtreerpapier met het embryo op de kweekschaal en zorg ervoor dat de dorsale zijde van het embryo naar beneden wijst, zoals geïllustreerd in figuur 5. Om de luchtvochtigheid op peil te houden, legt u een vochtig papieren zakdoekje in de schaal.
  9. Breng de kweekschaal over naar de incubator op het podium voor ex ovo-cultuur .

3. Brillouin-meting van het embryo

  1. Bereid nog een set kweekschalen voor en vul ze met wasmedium. Zorg ervoor dat het wasmedium is opgewarmd tot 37 °C.
  2. Wanneer het embryo het gewenste ontwikkelingsstadium heeft bereikt, brengt u het filtreerpapier met het embryo over in de kweekschaal gevuld met wasmedium. Plaats het kweekschaaltje in de incubator op het podium van de Brillouin-microscoop (zie Materiaaltabel).
    1. Voordat u de Brillouin-meting uitvoert, moet u ter referentie een helderveldopname van het hele embryo opslaan. De gedetailleerde configuratie van de Brillouin-microscoop is eerder beschreven30 en is samengevat in de sectie Resultaten (Figuur 6).
  3. Meet het Brillouin-signaal van water en methanol, dat in stap 4 zal worden gebruikt voor het kalibratieproces.
  4. Pas het invallende laservermogen en de belichtingstijd van het elektronenvermenigvuldigende charge-coupled device (EMCCD, zie Materiaaltabel) camera aan om ten minste 10.000 tellingen van het Brillouin-signaal te bereiken. Gebruik de helderveldafbeelding als richtlijn om het scanbereik en de stapgrootte in te stellen. Verkrijg een Brillouin-beeld van het interessegebied door het embryo te scannen met behulp van een 2D-translationele fase.
    OPMERKING: Het horizontale scanbereik kan worden bepaald op basis van het helderveldbeeld en het verticale (d.w.z. diepte) scanbereik kan worden bepaald op basis van de signaalsterkte die wordt verkregen uit een snelle en grove scan. Om fotoschade aan het embryo te voorkomen, beperk je het invallende vermogen tot 25 mW en stel je de belichtingstijd van de EMCCD-camera in op 50 ms. Kies een stapgrootte van 2 μm in horizontale richting en 1 μm in verticale richting om de beeldkwaliteit en acquisitietijd in evenwicht te brengen.
  5. Verwijder na het voltooien van de scan voorzichtig het filterpapier met het embryo en gebruik tissuepapier om overtollig wasmedium te absorberen. Plaats vervolgens het filtreerpapier terug in de kweekschaal gevuld met dun eiwit voor continue kweek in de incubator op het podium.
  6. Herhaal stap 3.2-3.5 met regelmatige tussenpozen (bijv. 1.5 uur) om time-lapse Brillouin-beelden vast te leggen terwijl het embryo zich ontwikkelt.
  7. Reconstrueer het 2D Brillouin-beeld volgens stap 4.

4. Reconstructie van het Brillouin-beeld

  1. Kalibreer de Brillouin-spectrometer met behulp van Brillouin-signalen van water en methanol om het vrije spectrale bereik (FSR) en de pixel-naar-frequentie-conversieverhouding (PR) van de spectrometer30 te berekenen. De gekalibreerde waarden van FSR en PR zullen worden gebruikt om de Brillouin-verschuiving van het embryo bij elke pixel te berekenen.
    OPMERKING: Afbeelding 7A toont een onbewerkt Brillouin-spectrum dat is vastgelegd door de EMCCD-camera. Door het spectrum verticaal op te tellen en vervolgens een Lorentziaanse fitting uit te voeren, kan de piekafstand Δd van de twee stippen worden verkregen (Figuur 7B). Door de piekafstand van water Δdwater en methanol Δdmethanol te krijgen, kunnen de FSR en PR worden berekend op basis van de vergelijkingen30: PR = 2· (ωmethanol-ω water)/(Δdwater- Δdmethanol), en FSR = 2·ωwater + PR·Δdwater, met de bekende Brillouin-verschuiving van water ωwater = 6,01 GHz en methanol ωmethanol = 4,49 GHz bij 660 nm.
  2. Verkrijg de piekafstand van het Brillouin-signaal op elke pixel van het monster. Bereken de Brillouin-verschuiving op basis van de gekalibreerde FSR en PR:ω-monster = 0,5 (FSR - PR xΔd-monster)30, waarbijω-monster de Brillouin-verschuiving van het monster is en Δd-monster de piekafstand van het Brillouin-signaal.
  3. Reconstrueer het 2D Brillouin-beeld op basis van de Brillouin-verschuivingen van alle pixels.
    OPMERKING: Om lokale analyse uit te voeren, kan men een interessegebied (bijv. de neurale plaat) selecteren uit het verkregen Brillouin-beeld en de mechanische eigenschappen ervan kwantificeren. Een veelgebruikte aanpak is het berekenen van de gemiddelde Brillouin-verschuiving van de geselecteerde regio.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Figuur 6 toont het schema van de Brillouin microscoop. Het systeem maakt gebruik van een 660 nm laser als lichtbron. Direct na de laserkop wordt een isolator geplaatst om teruggekaatst licht af te weren, en een ND-filter (Neutral Density) wordt gebruikt om het laservermogen aan te passen. Een paar lenzen, L1 en L2, met brandpuntsafstanden van respectievelijk f1 = 16 mm en f2 = 100 mm, worden gebruikt om de laserstraal uit te breiden. Een halfgolfplaat (HWP) en een lineaire polarisator (polar...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De vroege ontwikkeling van het embryo kan gemakkelijk worden beïnvloed door externe verstoringen. Daarom is uiterste voorzichtigheid geboden tijdens de monsterextractie en -overdracht. Een mogelijk probleem is het loskomen van het embryo van het filterpapier, wat kan leiden tot het krimpen van het vitelline-membraan en kan resulteren in een gekanteld artefact van de neurale plaat in Brillouin-beeldvorming. Bovendien kan dit krimpen de ontwikkeling van het embryo stoppen. Er moet aandacht worden besteed aan verschillende ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat ze geen belangenconflict hebben.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk wordt ondersteund door het Eunice Kennedy Shriver National Institute of Child Health and Human Development, National Institutes of Health (K25HD097288, R21HD112663).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
100 mm Petri dish FisherbrandFB0875713
2D motorized stage Prior ScientificH117E2
35 mm Petri dishWorld Precision InstrumentsFD35-100
Brillouin Microscope with on-stage incubatorN/AN/ADit is een op maat gebouwd Brillouin Microscoop systeem gebaseerd op Ref. 30
Chicken eggsUniversity of ConnecticutN/A
CMOS cameraThorlabsCS2100M-USB
EMCCD cameraAndoriXon
EthanolDecon Laboratories, Inc.#2701
Filter paperWhatman1004-070
Incubator for in ovo cultureGQF Manufacturing Company Inc. GQF 1502 
RingThorlabsSM1RR
Microscope bodyOlympusIX73
NaClSigma-AldrichS9888
On-stage incubatorOko labsOKO-H301-PRIOR-H117
ParafilmBemisPM-996
Penicillin-StreptomycinGibco15070-063
PipettesFisherbrand13-711-6M
ScissorsArtman instrumentsN/A3pc Micro Scissors 5
SyringeBD305482
Tissue paperKimwipesN/A
TubeCorning430052
TweezersDR InstrumentsN/AMicrodissection Forceps Set 

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Greene, N. D. E., Copp, A. J. Neural tube defects. Annual Review of Neuroscience. 37 (1), 221-242 (2014).
  2. Suzuki, M., Morita, H., Ueno, N. Molecular mechanisms of cell shape changes that contribute to vertebrate neural tube closure. Development, Growth & Differentiation. 54 (3), 266-276 (2012).
  3. Nikolopoulou, E., Galea, G. L., Rolo, A., Greene, N. D. E., Copp, A. J. Neural tube closure: Cellular, molecular and biomechanical mechanisms. Development. 144 (4), 552-566 (2017).
  4. Juriloff, D. M., Harris, M. J. Mouse models for neural tube closure defects. Human Molecular Genetics. 9 (6), 993-1000 (2000).
  5. Copp, A. J., Greene, N. D. E. Genetics and development of neural tube defects. The Journal of Pathology: A Journal of the Pathological Society of Great Britain and Ireland. 220 (2), 217-230 (2010).
  6. Wang, M., De Marco, P., Capra, V., Kibar, Z. Update on the role of the non-canonical wnt/planar cell polarity pathway in neural tube defects. Cells. 8 (10), 1198(2019).
  7. Galea, G. L., et al. Biomechanical coupling facilitates spinal neural tube closure in mouse embryos. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (26), E5177-E5186 (2017).
  8. Moon, L. D., Xiong, F. Mechanics of neural tube morphogenesis. Seminars in Cell & Developmental Biology. 130, 56-69 (2022).
  9. Christodoulou, N., Skourides, P. A. Distinct spatiotemporal contribution of morphogenetic events and mechanical tissue coupling during xenopus neural tube closure. Development. 149 (13), (2022).
  10. De Goederen, V., Vetter, R., Mcdole, K., Iber, D. Hinge point emergence in mammalian spinal neurulation. Proceedings of the National Academy of Sciences. 119 (20), 2117075119(2022).
  11. Christodoulou, N., Skourides, P. A. Somitic mesoderm morphogenesis is necessary for neural tube closure during xenopus development. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 10, 1091629(2023).
  12. Nikolopoulou, E., et al. Spinal neural tube closure depends on regulation of surface ectoderm identity and biomechanics by grhl2. Nature Communications. 10 (1), 2487(2019).
  13. Nychyk, O., et al. Vangl2-environment interaction causes severe neural tube defects, without abnormal neuroepithelial convergent extension. Disease Models & Mechanisms. 15 (1), 049194(2022).
  14. Li, B., Brusman, L., Dahlka, J., Niswander, L. A. Tmem132a ensures mouse caudal neural tube closure and regulates integrin-based mesodermal migration. Development. 149 (17), (2022).
  15. Zulueta-Coarasa, T., Fernandez-Gonzalez, R. Laser ablation to investigate cell and tissue mechanics in vivo. Integrative Mechanobiology: Micro-and Nano Techniques in Cell Mechanobiology. , Cambridge University Press. 128-147 (2015).
  16. Wiebe, C., Brodland, G. W. Tensile properties of embryonic epithelia measured using a novel instrument. Journal of Biomechanics. 38 (10), 2087-2094 (2005).
  17. Luu, O., David, R., Ninomiya, H., Winklbauer, R. Large-scale mechanical properties of xenopus embryonic epithelium. Proceedings of the National Academy of Sciences. 108 (10), 4000-4005 (2011).
  18. Maître, J. L., Niwayama, R., Turlier, H., Nédélec, F., Hiiragi, T. Pulsatile cell-autonomous contractility drives compaction in the mouse embryo. Nature Cell Biology. 17 (7), 849-855 (2015).
  19. Krieg, M., et al. Tensile forces govern germ-layer organization in zebrafish. Nature Cell Biology. 10 (4), 429-436 (2008).
  20. Zamir, E. A., Srinivasan, V., Perucchio, R., Taber, L. A. Mechanical asymmetry in the embryonic chick heart during looping. Annals of Biomedical Engineering. 31, 1327-1336 (2003).
  21. Bambardekar, K., Clément, R., Blanc, O., Chardès, C., Lenne, P. F. Direct laser manipulation reveals the mechanics of cell contacts in vivo. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (5), 1416-1421 (2015).
  22. Savin, T., et al. On the growth and form of the gut. Nature. 476 (7358), 57-62 (2011).
  23. Almonacid, M., et al. Active diffusion positions the nucleus in mouse oocytes. Nature Cell Biology. 17 (4), 470-479 (2015).
  24. Campàs, O., et al. Quantifying cell-generated mechanical forces within living embryonic tissues. Nature Methods. 11 (2), 183-189 (2014).
  25. Campàs, O. A toolbox to explore the mechanics of living embryonic tissues. Seminars in Cell & Developmental Biology. 55, 119-130 (2016).
  26. Christian, Z. D., et al. High-resolution 3D biomechanical mapping of embryos with reverberant optical coherence elastography (Rev-OCE). Proceedings of SPIE. , 123670(2023).
  27. Scarcelli, G., Yun, S. H. J. N. P. Confocal brillouin microscopy for three-dimensional mechanical imaging. Nature Photonics. 1 (1), 39-43 (2008).
  28. Scarcelli, G., et al. Noncontact three-dimensional mapping of intracellular hydromechanical properties by brillouin microscopy. Nature Methods. 12 (12), 1132-1134 (2015).
  29. Prevedel, R., Diz-Muñoz, A., Ruocco, G., Antonacci, G. Brillouin microscopy: An emerging tool for mechanobiology. Nature Methods. 16 (10), 969-977 (2019).
  30. Zhang, J., Scarcelli, G. Mapping mechanical properties of biological materials via an add-on brillouin module to confocal microscopes. Nature Protocols. 16 (2), 1251-1275 (2021).
  31. Boyd, R. W. Nonlinear optics. , Academic press. (2020).
  32. Scarcelli, G., Kim, P., Yun, S. H. In vivo measurement of age-related stiffening in the crystalline lens by brillouin optical microscopy. Biophysical Journal. 101 (6), 1539-1545 (2011).
  33. Scarcelli, G., Pineda, R., Yun, S. H. Brillouin optical microscopy for corneal biomechanics. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (1), 185-190 (2012).
  34. Antonacci, G., Braakman, S. Biomechanics of subcellular structures by non-invasive brillouin microscopy. Scientific Reports. 6 (1), 37217(2016).
  35. Zhang, J., et al. Tissue biomechanics during cranial neural tube closure measured by brillouin microscopy and optical coherence tomography. Birth Defects Research. 111 (14), 991-998 (2019).
  36. Zhang, J., et al. Nuclear mechanics within intact cells is regulated by cytoskeletal network and internal nanostructures. Small. 16 (18), 1907688(2020).
  37. Elsayad, K., Polakova, S., Gregan, J. Probing mechanical properties in biology using brillouin microscopy. Trends in Cell Biology. 29 (8), 608-611 (2019).
  38. Poon, C., Chou, J., Cortie, M., Kabakova, I. Brillouin imaging for studies of micromechanics in biology and biomedicine: From current state-of-the-art to future clinical translation. Journal of Physics: Photonics. 3 (1), 012002(2020).
  39. Handler, C., Scarcelli, G., Zhang, J. Time-lapse mechanical imaging of neural tube closure in live embryo using brillouin microscopy. Scientific Reports. 13 (1), 263(2023).
  40. Chapman, S. C., Collignon, J., Schoenwolf, G. C., Lumsden, A. Improved method for chick whole-embryo culture using a filter paper carrier. Developmental dynamics: an official publication of the American Association of Anatomists. 220 (3), 284-289 (2001).
  41. Schmitz, M., Nelemans, B. K. A., Smit, T. H. A submerged filter paper sandwich for long-term ex ovo time-lapse imaging of early chick embryos. Journal of Visualized Experiments. (118), e54636(2016).
  42. Nys, Y., Guyot, N. Improving the safety and quality of eggs and egg products, vol 1: Egg chemistry, production and consumption. Nys, Y., Bain, M., VanImmerseel, F. , 83-132 (2011).
  43. Berghaus, K. V., Yun, S. H., Scarcelli, G. High speed sub-ghz spectrometer for brillouin scattering analysis. Journal of Visualized Experiments. (106), e53468(2015).
  44. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. Journal of Morphology. 88 (1), 49-92 (1951).
  45. Schlüßler, R., et al. Mechanical mapping of spinal cord growth and repair in living zebrafish larvae by brillouin imaging. Biophysical Journal. 115 (5), 911-923 (2018).
  46. Williams, R. M., Sauka-Spengler, T. Ex ovo electroporation of early chicken embryos. STAR Protocols. 2 (2), 100424(2021).
  47. Chapman, S. C., Collignon, J., Schoenwolf, G. C., Lumsden, A. Improved method for chick whole-embryo culture using a filter paper carrier. Developmental Dynamics. 220 (3), 284-289 (2001).
  48. Edrei, E., Scarcelli, G. Adaptive optics in spectroscopy and densely labeled-fluorescence applications. Optics Express. 26 (26), 33865-33877 (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

WeefselmechanicaBrillouin microscopieembryonale ontwikkelingmechanische beeldvormingex ovo cultuurweefselstijfheidmorfogeneseniet invasieve meting

Gerelateerde artikelen