Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Differentiatie van afstammingslijnen van het enterische zenuwstelsel van menselijke pluripotente stamcellen

2.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66133

⸱

17 mei 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cellular and Molecular Pharmacology, University of California, San Francisco, 2Eli and Edythe Broad Center of Regeneration Medicine and Stem Cell Research, University of California, San Francisco, 3Program in Craniofacial Biology, University of California, San Francisco

In dit artikel

Samenvatting

Het afleiden van afstammingslijnen van het enterische zenuwstelsel (ENS) uit menselijke pluripotente stamcellen (hPSC) biedt een schaalbare bron van cellen om de ontwikkeling en ziekte van ENS te bestuderen en om te gebruiken in regeneratieve geneeskunde. Hier wordt een gedetailleerd in vitro protocol gepresenteerd om enterische neuronen af te leiden uit hPSC's met behulp van chemisch gedefinieerde kweekomstandigheden.

Samenvatting

Het menselijk enterisch zenuwstelsel, ENS, is een groot netwerk van glia- en neuronale celtypen met een opmerkelijke diversiteit aan neurotransmitters. Het ENS regelt de darmmotiliteit, enzymsecretie en opname van voedingsstoffen en interageert met het immuunsysteem en het darmmicrobioom. Bijgevolg zijn ontwikkelings- en verworven defecten van het ENS verantwoordelijk voor veel ziekten bij de mens en kunnen ze bijdragen aan de symptomen van de ziekte van Parkinson. Beperkingen in diermodelsystemen en toegang tot primair weefsel vormen aanzienlijke experimentele uitdagingen bij studies van het menselijke ENS. Hier wordt een gedetailleerd protocol gepresenteerd voor effectieve in vitro afleiding van de ENS-lijnen uit menselijke pluripotente stamcellen, hPSC, met behulp van gedefinieerde kweekomstandigheden. Ons protocol begint met gerichte differentiatie van hPSC's naar enterische neurale topcellen binnen 15 dagen en levert binnen 30 dagen diverse subtypes van functionele enterische neuronen op. Dit platform biedt een schaalbare bron voor ontwikkelingsstudies, ziektemodellering, het ontdekken van geneesmiddelen en regeneratieve toepassingen.

Inleiding

Het enterische zenuwstelsel (ENS) is het grootste onderdeel van het perifere zenuwstelsel. Het ENS bevat meer dan 400 miljoen neuronen die zich in het maagdarmkanaal bevinden en bijna alle functies van de darm controleren. Moleculair begrip van de ontwikkeling en functie van het ENS en de defecten ervan bij enterische neuropathieën vereist toegang tot een betrouwbare en authentieke bron van enterische neuronen. De toegang tot menselijk primair weefsel is beperkt en diermodellen slagen er niet in om de belangrijkste ziektefenotypes in veel enterische neuropathieën te recapituleren. Menselijke pluripotente stamceltechnologie (hPSC) is buitengewoon nuttig gebleken bij het bieden van een onbeperkte bron van gewenste celtypen, vooral die welke moeilijk te isoleren zijn van primaire bronnen 2,3,4,5,6,7. Hier geven we details over een stapsgewijze en robuuste in vitro methode om ENS-culturen uit hPSC's te verkrijgen. Deze schaalbare hPSC-afgeleide culturen openen wegen voor ontwikkelingsstudies, ziektemodellering en high-throughput medicijnscreening en kunnen transplanteerbare cellen leveren voor regeneratieve geneeskunde.

Enterische neuronlijnen zijn afgeleid van neurale topcellen (NC) die het ENS-ontwikkelingspad volgen tijdens de embryogenese. In embryo's verschijnen NC-cellen langs de randen van de vouwende neurale plaat. Ze vermenigvuldigen, migreren en geven aanleiding tot veel verschillende celtypen, waaronder sensorische neuronen, Schwann-cellen, melanocyten, craniofaciale skelet- en darmneuronen en glia 8,9,10. De beslissing over het lot van de cel hangt af van het specifieke gebied langs de voorste-achterste as waaruit de NC-cellen tevoorschijn komen, d.w.z. craniale NC, vagale NC, romp NC en sacrale NC. Het ENS ontwikkelt zich uit vagale en sacrale NC-cellen, waarbij de eerste de populatie van de darmneuronen domineert als gevolg van de uitgebreide migratie langs de lengte van de darm en het koloniseren van de darm11.

Afleiding van NC-cellen uit PSC's omvat gewoonlijk een combinatie van dubbele SMAD-remming en activering van de WNT-route12,13. Tot voor kort betroffen alle NC-inductieprotocollen serum- en andere additieven van dierlijke producten in de kweekomstandigheden. Chemisch ongedefinieerde media verlagen niet alleen de reproduceerbaarheid van NC-inductie, maar dagen ook mechanistische ontwikkelingsstudies uit. Om deze uitdagingen het hoofd te bieden, ontwikkelden Barber et al14 een NC-inductieprotocol met behulp van chemisch gedefinieerde kweekomstandigheden en was daarom voordelig ten opzichte van alternatieve methoden die afhankelijk zijn van serumvervangende factoren (bijv. KSR)13,14. Dit werd verkregen door basale mediavervangingen en het optimaliseren van een protocol dat oorspronkelijk werd gepresenteerd door Fattahi et al. om enterische NC-cellen af te leiden uit hPSC's. Dit verbeterde systeem is de basis van het hPSC-differentiatieprotocol dat hier wordt gepresenteerd. Het begint met inductie van enterische neurale crest (ENC)-cellen in een periode van 15 dagen door nauwkeurige modulatie van BMP-, FGF-, WNT- en TGFβ-signalering naast retinoïnezuur (RA). Vervolgens leiden we de ENS-lijnen af door cellen te behandelen met gliacellijn-afgeleide neurotrofe factor (GDNF). Alle mediasamenstellingen zijn chemisch gedefinieerd en leveren binnen 30-40 dagen robuuste enterische neuronale culturen op.

Naast het hier beschreven monolayer celkweeksysteem zijn er alternatieve NC-inductiebenaderingen ontwikkeld die gebruik maken van vrij zwevende embryoïde lichamen 15,16. Van migrerende cellen in deze culturen is aangetoond dat ze NC-markers tot expressie brengen met een subset die de vagale NC vertegenwoordigt. Co-culturen met primair darmweefsel zijn gebruikt om enterische NC-voorlopers in deze culturen te verrijken. Mediasamenstellingen in deze onderzoeken bevatten een combinatie van verschillende factoren, zoals zenuwgroeifactor, NT3 en van de hersenen afgeleide neurotrofe factor. In dit stadium is het niet volledig duidelijk hoe deze factoren de bindingsidentiteiten van de voorlopers van enterische neuronen kunnen beïnvloeden. Voor een efficiënte vergelijking van de enterische NC-inductie in de monolaag en de embryoïde-lichaam-gebaseerde culturen zijn meer gegevens nodig. Gezien de verschillende cultuurlay-outs in deze strategieën, moet het gebruik van elke methode worden overwogen en geoptimaliseerd op basis van de specifieke toepassing in gedachten.

Het hier gepresenteerde protocol is reproduceerbaar en is door ons en anderen met succes getest met behulp van verschillende hPSC-lijnen (geïnduceerd en embryonaal) 8,14,16.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Voorbereiding van de media

OPMERKING: De concentraties die in het hele protocol worden genoemd, zijn de eindconcentraties van de mediacomponenten. Bereid alle media onder steriele omstandigheden voor in een laminaire vloeikap en bewaar ze bij 4 °C in het donker. Gebruik binnen 2 weken.

  1. hPSC-onderhoudsmedium: Meng het voedingsvrije hPSC-onderhoudsmediumsupplement (20 μL/ml) met het basismedium.
  2. Medium A: Voeg botmorfogenetisch eiwit 4 (BMP4; 1 ng/ml), SB431542 (10 μM) en CHIR99021 (600 nM) toe aan het differentiatiebasismedium.
  3. Medium B: Voeg SB431542 (10 μM) en CHIR99021 (1,5 μM) toe aan het differentiatiebasismedium.
  4. Medium C: Voeg SB431542 (10 μM), CHIR99021 (1,5 μM) en RA (1 μM) toe aan het differentiatiebasismedium.
  5. Neural crest complete (NCC) Medium: Voeg FGF2 (10 ng/ml), CHIR99021 (3 μM), N2-supplement (10 μL/ml), B27-supplement (20 μL/ml), L-glutaminesupplement (10 μL/ml) en MEM NEAA's (10 μL/ml) toe aan neurobasaal medium.
  6. ENC-medium: Voeg GDNF (10 ng/ml), ascorbinezuur (100 μM), N2-supplement (10 μL/ml), B27-supplement (20 μL/ml), L-glutaminesupplement (10 μL/ml) en MEM NEAA's (10 μL/ml) toe aan neurobasaal medium.
  7. Ethyleendiaminetetra-azijnzuur (EDTA) 1x: Verdun 500 mM EDTA (1000x) tot een eindconcentratie van 500 μM in PBS.
    OPMERKING: Gebruik Ca2+ en Mg2+ vrije PBS in dit protocol, tenzij anders vermeld.

2. Coaten van kweekplaten

  1. Met basale membraanmatrix beklede platen: Ontdooi en verdun snel een bevroren aliquot van 500 μl basale membraanmatrix in 50 ml gekoelde DMEM:F12 door krachtig te pipetteren met een serologische pipet van 50 ml. Smeer de putjes in met de verdunde basaalmembraanmatrixoplossing (100 μl percm2 putoppervlak) en incubeer ze een nacht bij 37 °C. Zuig het coatingmedium op voor gebruik. Om verstijfseling van de basale membraanmatrix te voorkomen, voert u deze stap zo snel mogelijk uit en gebruikt u koude DMEM:F12 voor het oplossen van de bevroren aliquot.
    OPMERKING: De temperatuur van de basale membraanmatrix moet koud worden gehouden tijdens het ontdooien (op ijs) en aliquoteren (buizen op ijs) om coagulatie te voorkomen.
  2. PO/FN/laminine gecoate platen: Bereid een 15 μg/ml polyornithine (PO) oplossing in PBS door een 1000x bouillon te verdunnen. Smeer de putjes in met 100 μl PO/PBS-oplossing per cm2 putoppervlak en incubeer de platen een nacht bij 37 °C. Aspireer de volgende dag PO/PBS en smeer de putjes in op 100 μl percm2 putoppervlak met vers gemaakte FN/laminine/PBS-oplossing die 2 μg/ml fibronectine (FN) en 2 μg/ml laminine bevat. Platen kunnen worden gebruikt na minimaal 2 uur incubatie bij 37 °C. Zuig FN/laminin/PBS op voor gebruik.

3. Behoud van de hPSC-cultuur

OPMERKING: Alle celincubatiestappen zijn bij 5% CO2 en bij 37 °C in een bevochtigde incubator.

  1. Aspireer hPSC-medium uit de hPSC-cultuur en voeg om de dag vers medium toe (200 μL percm2 putoppervlak) totdat de kolonies ~80% samenvloeien.
  2. Om te passeren, zuigt u hPSC-medium op en wast u de cellen met 100 μL PBS percm2 putoppervlak.
    LET OP: Het is belangrijk om Ca2+ en Mg2+ vrije PBS te gebruiken om de cellen te wassen.
  3. Voeg 500 μM EDTA toe (100 μL percm2 putoppervlak). Plaats het deksel van de plaat terug. Kijk door een omgekeerde microscoop en controleer de cellen op loslating van de kolonieranden (2-4 min).
  4. Gebruik een serologische pipet van 5 of 10 ml om hetzelfde volume hPSC-medium in elk putje over te brengen en oogst de cellen mechanisch door een paar keer op en neer te pipetteren.
    OPMERKING: De optimale EDTA-incubatietijd is afhankelijk van de iPSC-lijn. Vermijd krachtig pipetteren voor het losmaken van kolonies, omdat dit kan leiden tot overmatige dissociatie van de kolonie en celdood. Bij het passeren om een differentiatieplaat te starten, incubeer cellen met EDTA 1-2 minuten langer.
  5. Breng de celsuspensie over in een conische buis van 15 ml. Draai de cellen rond (2 min, 290 x g, 20-25 °C) en gooi het supernatant voorzichtig weg.
  6. Resuspendeer de cellen in een geschikt volume hPSC-medium en breng ze over naar putjes van een nieuwe met basaalmembraanmatrix beklede plaat.
    OPMERKING: Gebruik voor regelmatig hPSC-onderhoud een passaging-verhouding van 1:18 - 1:24 (1:18 betekent het overbrengen van een derde van de cellen gedissocieerd van een enkel putje van een plaat met 6 putjes naar een volledig nieuwe plaat). Om een differentiatieplaat te starten, volgt u een passaging-verhouding van 5:6.
  7. Incubeer bij 5% CO2 en 37 °C.

4. Inductie van neurale kam

OPMERKING: Deze stap is schematisch weergegeven in figuur 1A. Begin met NC-differentiatie wanneer cellen voor ongeveer 80% samenvloeien. Dit zal binnen 1-2 dagen worden bereikt wanneer cellen worden gepasseerd in een verhouding van 5:6 (zie hierboven). Start NC-differentiatie op dag 0 met pluripotente en volledig ongedifferentieerde hPSC-cellen. Voor een hoge efficiëntie moeten de koloniegrenzen minimale differentiërende cellen hebben. Passage en plaat hPSC voor differentiatie wanneer kolonies groot zijn, of het centrum van de kolonie begint dikker/donkerder te worden wanneer het wordt gecontroleerd met een omgekeerde microscoop. Aandacht besteden aan de samenvloeiing en morfologie is meestal betrouwbaarder dan het aantal vergulde cellen, aangezien dit kan variëren afhankelijk van de cellijn en kan variëren van 50.000-200.000 per cm2.

  1. Vervang op dag 0 hPSC-onderhoudsmedium door medium A met 1 ng/ml BMP4, 10 μM SB431542, 600 nM CHIR99021 (200 μL medium per cm2 putoppervlak).
  2. Op dag 2 moeten de cellen 100% samenvloeiend zijn. Zuig verbruikt medium A voorzichtig op en voed de cellen met medium B met 10 μM SB431542, 1,5 μM CHIR99021 (200 μL medium percm2 putoppervlak).
    OPMERKING: Naarmate culturen groeien tijdens de NC-inductie, kunnen cellen loskomen van de onderliggende monolaag. Voorkom overmatig celverlies door oude media voorzichtig te verwijderen en nieuwe media aan de zijkant van de put toe te voegen.
  3. Op dag 4 voed de cellen de cellen opnieuw met Medium B (200 μL medium percm2 putoppervlak).
  4. Vervang op dag 6 medium B door medium C met 10 μM SB431542, 1,5 μM CHIR99021 en 1 μM retinoïnezuur (400 μL medium per cm2 putoppervlak).
  5. Op dag 8 en 10 voer je zoals dag 6.

5. ENC-sferoïde vorming

OPMERKING: Deze stap is schematisch weergegeven in Figuur 1B.

  1. Aspireer op dag 12 voorzichtig Medium C en was de cellen met 100 μL PBS percm2 putoppervlak. Voeg dezelfde hoeveelheid oplossing voor celloslating toe en incubeer gedurende 30 minuten bij 5% CO2 en 37 °C.
  2. Verdun de oplossing voor celloslating door hetzelfde volume NCC-medium toe te voegen dat 10 ng/ml FGF2, 3 μM CHIR99021, 10 μL/ml N2-supplement, 20 μL/ml B27-supplement, 10 μL/ml L-glutaminesupplement en 10 μL/ml mem NEAA bevat. Gebruik een serologische pipet om de eencellige suspensie te oogsten en toe te voegen aan een conische buis van 15 ml.
  3. Draai de cellen rond (2 min, 290 x g, 20-25 °C) en gooi het supernatant voorzichtig weg.
  4. Voeg met een serologische pipet van 10 ml 12 ml (voor een volledige plaat met 6 gaatjes) NCC-medium toe en resuspendeer de cellen volledig door 1-2 keer mechanisch op en neer te pipetteren. Breng de celsuspensie over naar een ultralage bevestigingsplaat.
    OPMERKING: Ongeveer 10cm2 ENC-monolaagcellen worden geresuspendeerd in 2 ml NCC-medium en overgebracht naar een putje van een ultralage bevestigingsplaat. Dit komt overeen met een volledige NC-inductieplaat met 6 putjes die is overgebracht naar een volledige ultralage bevestigingsplaat met 6 putjes.
  5. Draai op dag 14 de platen voorzichtig rond totdat er kleine sferoïden in het midden van elk putje zijn verzameld. Gebruik een P1000-micropipet en in een langzame cirkelvormige beweging om het gebruikte NCC-medium rond de omtrek van elk putje op te zuigen. Probeer te voorkomen dat de vrij zwevende sferoïden worden verwijderd.
  6. Voed de cellen met het oorspronkelijke volume NCC-medium.

6. EN inductie

OPMERKING: Deze stap is schematisch weergegeven in Figuur 1B.

  1. Pas op dag 15 dezelfde techniek toe die op dag 14 wordt gebruikt om het medium voorzichtig te verwijderen en de sferoïden te wassen met PBS. Verwijder zoveel mogelijk PBS en vermijd de sferoïden.
  2. Voeg de oplossing voor celloslating toe (100 μl percm2 van het oppervlak van de put) en dissocieer de sferoïden in afzonderlijke cellen door 30 minuten te incuberen bij 5% CO2 en 37 °C.
  3. Voeg met behulp van een serologische pipet van 10 ml een gelijk volume ENC-medium (met 10 ng/ml GDNF, 100 μM ascorbinezuur, 10 μL/ml N2-supplement, 20 μL/ml B27-supplement, 10 μL/ml L-glutaminesupplement en 10 μL/ml mem NEAA in neurobasaal medium) toe aan elk putje en breek de resterende sferoïden door 2-3 rondes mechanisch pipetteren. Breng de cellen over in een conische buis van 50 ml.
    OPMERKING: Vermijd overmatige stress en celdood die kunnen optreden door geforceerd pipetteren of het gebruik van pipetten met een kleinere tipopening.
  4. Draai de cellen rond (2 min, 290 x g, 20-25 °C) en gooi het supernatant voorzichtig weg. Gebruik een serologische pipet van 10 ml om ~ 5-10 ml ENC-medium toe te voegen en resuspendeer de cellen volledig door 1-2 keer op en neer te pipetteren.
  5. Tel de concentratie van levensvatbare cellen met behulp van trypanblauw en een celtelmethode zoals een hemocytometer.
    LET OP: Trypanblauw is vermoedelijk kankerverwekkend. Voorzichtig behandelen, op de juiste manier weggooien.
  6. Voeg voldoende volume ENC-medium toe om ongeveer 300.000-400.000 levensvatbare cellen percm2 oppervlak te bedekken met een dichtheid van ongeveer ~ 1.000.000 cellen per ml. Zuig FN/laminine/PBS-oplossing op uit putjes van de plaat.
    OPMERKING: Kies het plaatformaat op basis van de tests die zijn gepland voor de EN-culturen, aangezien deze fase de laatste stap van het opnieuw plateren van het protocol markeert. Voorlopers van enterische neuronen kunnen op dag 15 worden ingevroren. Na het dissociëren van de bolletjes met een oplossing voor celloslating, resuspendeert u de voorlopercellen bij ongeveer 5 x 106 cellen/ml in vriesmedium zoals 10% DMSO of Stem-cellbanker. Indien nodig ontdooien in warme ENC-media met 5 μM Y-27632 ROCK-remmer. Plaatcellen in het gewenste plaatformaat. Vervang de media na een paar uur door verse ENC.
  7. Voeg de cellen voorzichtig toe aan de met PO/FN/laminine beklede putjes. Voorkom dat luchtbellen vast komen te zitten onder de celsuspensie, waardoor de cellen zich niet hechten aan de PO/FN/lamininecoating, vooral bij gebruik van platen met een kleinere putgrootte, zoals platen met 384 putjes. Dit kan leiden tot celdood.
  8. Voer de cellen om de dag met ENC-medium (200 μL percm2 putoppervlak) tot dag 30-40, verlaag daarna de voedingsfrequentie (tot één of twee keer per week) maar verdubbel het voedingsvolume (tot 400 μL medium percm2 putoppervlak).
    OPMERKING: Dit is belangrijk omdat overmatig verwijderen en toevoegen van media de loslating van de neuronale cultuur van het oppervlak van de putten kan vergemakkelijken. Om prospectief loslating te voorkomen, vooral bij culturen op langere termijn, vult u ENC eenmaal per week aan met FN (2 μg/ml) en laminine (2 μg/ml).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Dit protocol biedt een methode om enterische neurale kam en enterische neuronen af te leiden uit hPSC's met behulp van chemisch gedefinieerde kweekomstandigheden (Figuur 1A-B). Het genereren van neuronen van hoge kwaliteit is afhankelijk van een efficiënte inductiestap voor de enterische neurale top. Dit kan visueel worden beoordeeld door de morfologie van de vrij zwevende bollen te controleren die er rond uit moeten zien met gladde oppervlakken met een grootte van ongeveer ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het hier beschreven differentiatieprotocol biedt een robuuste in vitro methode om binnen 30-40 dagen enterische neuronen uit hPSC's te verkrijgen (Figuur 1E) en enterische glia die gliaal fibrillair zuur eiwit, GFAP en SOX10 tot expressie brengen in oudere culturen (> dag 55)13,14,19,22. Deze neuronen en glia worden geïnduceerd door stapsgewijze differenti...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Het werk werd ondersteund door subsidies van het UCSF-programma voor doorbraakbiomedisch onderzoek en de Sandler Foundation, March of Dimes-subsidie nr. 1-FY18-394 en 1DP2NS116769-01, de NIH Director's New Innovator Award (DP2NS116769) aan F.F. en het National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases (R01DK121169) aan F.F., HM wordt ondersteund door Larry L. Hillblom Foundation postdoctorale fellowship, NIH T32-DK007418 fellowship en UCSF-programma voor Breakthrough Biomedical Research onafhankelijke postdoctorale fellowship.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Ascorbic acidSigma-AldrichA5960
B27 supplement (serum free, minus vitamin A)Gibco12587-010
Basement membrane matrix, GeltrexGibcoA14133-2
BMP4R&D systems314-BP
Cell culture centrifugeEppendorf, model no. 5810R02262501
Cell detachment solution, AccutaseStemcell Technologies07920
CHIR99021Tocris4423
Conical tubesUSA scientific1475-0511, 1500-1211
Differentiation base medium, Essential 6Life TechnologiesA1516401
DMEM/F-12 no glutamineLife Technologies21331020
EDTACorningMT-46034CI
Feeder-free hPSC maintenance medium, Essential 8 Flex Medium KitLife TechnologiesA2858501
FGF2R&D systems233-FB/CF
FibronectinCorning356008
GDNFPeprotech450-10
HemocytometerHausser Scientific1475
Human pluripotent stem cells, H9 ESCWiCellRRID: CVCL_1240
Incubator with controlled humidity, temperature and CO2Thermo Fisher ScientificHerralcell 150i
Inverted microscopeThermo Fisher ScientificEVOS FL
Laminar flow hoodThermo Fisher Scientific1300 series class II, type A2
LamininCultrex3400-010
L-glutamine supplement, GlutagroCorning25-015-CI
MEM NEAAsCorning25-025-CI
Multiwell plates, FalconBD353934, 353075
N-2 SupplementCTSA1370701
Neurobasal MediumLife Technologies21103049
PBS (Ca and Mg free)Life Technologies10010023
Pipette fillerEppendorfZ768715-1EA
Pipette tipsUSA scientific1111-2830
PipettesFisherbrand13-678-11E, 13-678-11F
POSigma-AldrichP3655
polymer coverslip bottom imaging plates, ibidiibidi81156
RASigma-AldrichR2625
SB431542R&D systems1614
Trypan blue stain, 0.4%Thermo Fisher Scientific15250-061
Ultra-low attachment platesFisher Scientific07-200-601
Y-27632 dihydrochlorideR&D systems1254

Referenties

  1. Gershon, M. D. The enteric nervous system: a second brain. Hosp Pract. 34 (7), 35-38 (1999).
  2. Haggarty, S. J., Silva, M. C., Cross, A., Brandon, N. J., Perlis, R. H. Advancing drug discovery for neuropsychiatric disorders using patient-specific stem cell models. Mol Cell Neurosci. 73, 104-115 (2016).
  3. Bose, A., Petsko, G. A., Studer, L. Induced pluripotent stem cells: a tool for modeling Parkinson's disease. Trends Neurosci. 45 (8), 608-620 (2022).
  4. Liu, C., Oikonomopoulos, A., Sayed, N., Wu, J. C. Modeling human diseases with induced pluripotent stem cells: from 2D to 3D and beyond. Dev Camb Engl. 145 (5), (2018).
  5. Marchetto, M. C. N., et al. A model for neural development and treatment of Rett syndrome using human induced pluripotent stem cells. Cell. 143 (4), 527-539 (2010).
  6. Park, I. H., et al. Disease-specific induced pluripotent stem cells. Cell. 134 (5), 877-886 (2008).
  7. Lee, G., et al. Modelling pathogenesis and treatment of familial dysautonomia using patient-specific iPSCs. Nature. 461 (7262), 402-406 (2009).
  8. Shyamala, K., Yanduri, S., Girish, H. C., Murgod, S. Neural crest: The fourth germ layer. J Oral Maxillofac Pathol. 19 (2), 221-229 (2015).
  9. Crane, J. F., Trainor, P. A. Neural crest stem and progenitor cells. Annu Rev Cell Dev Biol. 22, 267-286 (2006).
  10. Thomas, S., et al. Human neural crest cells display molecular and phenotypic hallmarks of stem cells. Hum Mol Genet. 17 (21), 3411-3425 (2008).
  11. Heanue, T. A., Pachnis, V. Enteric nervous system development and Hirschsprung's disease: advances in genetic and stem cell studies. Nat Rev Neurosci. 8, 466-479 (2007).
  12. Mica, Y., Lee, G., Chambers, S. M., Tomishima, M. J., Studer, L. Modeling neural crest induction, melanocyte specification, and disease-related pigmentation defects in hESCs and patient-specific iPSCs. Cell Rep. 3 (4), 1140-1152 (2013).
  13. Fattahi, F., et al. Deriving human ENS lineages for cell therapy and drug discovery in Hirschsprung disease. Nature. 531 (7592), 105-109 (2016).
  14. Barber, K., Studer, L., Fattahi, F. Derivation of enteric neuron lineages from human pluripotent stem cells. Nat Protoc. 14 (4), 1261-1279 (2019).
  15. Li, W., et al. Characterization and transplantation of enteric neural crest cells from human induced pluripotent stem cells. Mol Psychiatry. 23 (3), 499-508 (2018).
  16. Workman, M. J., et al. Engineered human pluripotent-stem-cell-derived intestinal tissues with a functional enteric nervous system. Nat Med. 23, 49-59 (2017).
  17. Southard-Smith, E. M., Kos, L., Pavan, W. J. Sox10 mutation disrupts neural crest development in Dom Hirschsprung mouse model. Nat Genet. 18 (1), 60-64 (1998).
  18. Lee, G., et al. Isolation and directed differentiation of neural crest stem cells derived from human embryonic stem cells. Nat Biotechnol. 25 (12), 1468-1475 (2007).
  19. Majd, H., et al. hPSC-derived enteric ganglioids model human ENS development and function. BioRxiv. , (2022).
  20. Majd, H., et al. Deriving Schwann cells from hPSCs enables disease modeling and drug discovery for diabetic peripheral neuropathy. Cell Stem Cell. 30 (5), 632-647 (2023).
  21. Samuel, R. M., et al. Generation of Schwann cell derived melanocytes from hPSCs identifies pro-metastatic factors in melanoma. BioRxiv. , (2023).
  22. Richter, M. N., et al. Inhibition of muscarinic receptor signaling protects human enteric inhibitory neurons against platin chemotherapy toxicity. BioRxiv. , (2023).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Inductie van de neurale kamdifferentiatie van enterische neuronenziektemodelleringgeneesmiddelenonderzoeksferoïdevormingSOX10-markercel-suspensielaminine-gecoate wells
Differentiatie van afstammingslijnen van het enterische zenuwstelsel van menselijke pluripotente stamcellen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.