Methodenartikel

Inductie van acute ischemische beroerte bij muizen met behulp van de distale occlusietechniek van de middelste slagader

3.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66134

⸱

15 december 2023

 ,  ,  , 
1Wuhan Institute of Biomedical Sciences, School of Medicine, Jianghan University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol om een distaal occlusiemodel van de middelste hersenslagader (dMCAO) op te stellen door middel van transcraniële elektrocoagulatie bij C57BL/6J-muizen en evalueren we het daaropvolgende neurologische gedrag en histopathologische kenmerken.

Samenvatting

Ischemische beroerte blijft de belangrijkste oorzaak van mortaliteit en functionele beperkingen onder de volwassen populaties wereldwijd. Slechts een minderheid van de patiënten met een ischemische beroerte komt in aanmerking voor intravasculaire trombolyse of mechanische trombectomietherapie binnen het optimale tijdvenster. Van de overlevenden van een beroerte lijdt ongeveer tweederde gedurende een langere periode aan neurologische disfuncties. Het opzetten van een stabiel en herhaalbaar experimenteel model voor ischemische beroertes is uiterst belangrijk voor verder onderzoek naar de pathofysiologische mechanismen en het ontwikkelen van effectieve therapeutische strategieën voor ischemische beroerte. De middelste hersenslagader (MCA) vertegenwoordigt de overheersende locatie van ischemische beroerte bij mensen, waarbij de MCA-occlusie dient als het vaak gebruikte model van focale cerebrale ischemie. In dit protocol beschrijven we de methodologie voor het vaststellen van het distale MCA-occlusiemodel (dMCAO) door middel van transcraniële elektrocoagulatie bij C57BL/6-muizen. Aangezien de occlusieplaats zich aan de corticale tak van MCA bevindt, genereert dit model een matig infarct laesie dat beperkt is tot de cortex. Neurologische gedrags- en histopathologische karakterisering hebben zichtbare motorische disfunctie, neurondegeneratie en uitgesproken activering van microglia en astrocyten in dit model aangetoond. Dit dMCAO-muismodel biedt dus een waardevol hulpmiddel voor het onderzoeken van de ischemieberoerte en de waarde van popularisering.

Inleiding

Beroerte is een veel voorkomende acute cerebrovasculaire aandoening die wordt gekenmerkt door een hoge incidentie van invaliditeit en sterfte1. Van alle gevallen van een beroerte behoort bijna 80% tot ischemische beroerte2. Tot nu toe blijft intraveneuze trombolyse een van een beperkt aantal productieve benaderingen voor de behandeling van acute ischemische beroerte. De effectiviteit van trombolytische behandeling wordt echter beperkt door het smalle effectieve tijdvenster en het optreden van hemorragische transformatie3. In de langdurige revalidatiefase na een ischemische beroerte zal een aanzienlijk aantal patiënten waarschijnlijk duurzame neurologische disfuncties ervaren4. Verder onderzoek is dringend nodig om de onderliggende pathofysiologische mechanismen van ischemische beroerte te ontrafelen en om de ontwikkeling van nieuwe therapeutische strategieën gericht op ischemische beroerte te vergemakkelijken. De oprichting van een betrouwbaar en reproduceerbaar model van ischemische beroerte is cruciaal voor fundamenteel onderzoek en daaropvolgend translationeel onderzoek op het gebied van ischemische beroerte.

In 1981 ontwikkelden Tamura et al. een focaal cerebraal ischemiemodel door gebruik te maken van transcraniële elektrocoagulatie op de proximale plaats van de middelste hersenslagader (MCA)5. Sindsdien hebben talloze onderzoekers verschillende methodologieën gebruikt, zoals ligatie, compressie of clipping om distale MCA-occlusie (dMCAO) te induceren voor het opstellen van voorbijgaande of permanente ischemische beroertemodellen 6,7,8. Vergeleken met het filamentmodel vertoont het dMCAO-model opmerkelijke voordelen, zoals een kleinere infarctgrootte en een hoger overlevingspercentage, waardoor het geschikter is voor het onderzoeken van functioneel herstel op lange termijn na ischemische beroerte9. Bovendien vertoont het dMCAO-model een hoger overlevingspercentage bij oudere knaagdieren in vergelijking met het filamentmodel, waardoor het een voordelig hulpmiddel is voor het onderzoeken van ischemische beroerte bij oudere en comorbide diermodellen10. Het is aangetoond dat het fototrombotische (PT) beroertemodel de kenmerken bezit van minder chirurgische invasiviteit en een significant laag sterftecijfer. Het PT-model vertoont echter een grotere mate van cellulaire necrose en weefseloedeem in vergelijking met het dMCAO-model, wat leidt tot de afwezigheid van collaterale circulatie11. Bovendien is het opmerkelijk dat de ischemische laesies die in het PT-model worden waargenomen, voornamelijk het gevolg zijn van microvasculaire occlusie, wat aanzienlijk verschilt van de cerebrale ischemie geïnduceerd door embolie van grote bloedvaten in het dMCAO-model12.

In dit artikel presenteren we de methodologie voor het induceren van het dMCAO-model van muizen door de distale MCA te coaguleren via craniotomie van een klein botvenster. Daarnaast hebben we histologische onderzoeken en gedragsevaluaties uitgevoerd om de ischemische beledigingen en beroerte-uitkomsten in dit experimentele model uitgebreid te karakteriseren. We willen onderzoekers kennis laten maken met dit model en verder onderzoek naar de pathologische mechanismen van ischemische beroerte vergemakkelijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het experimentele protocol werd goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van de Jianghan University en werd uitgevoerd in overeenstemming met de ethische richtlijnen voor experimentele dieren die zijn uitgegeven door het Center for Disease Control of China. Volwassen mannelijke C57BL/6J-muizen, 10 weken oud, met een gewicht van 24-26 g, werden in dit protocol gebruikt. Alle muizen werden gehuisvest in een 12-uurs licht/donker-cyclus gecontroleerde omgeving met voedsel en water ad libitum.

1. Preoperatieve voorbereiding

OPMERKING: De belangrijkste instrumenten en apparatuur die nodig zijn voor dit protocol worden weergegeven in afbeelding 1.

  1. Steriliseer de chirurgische instrumenten voorafgaand aan de procedure door middel van autoclaveren.
  2. Dien meloxicam subcutaan toe in een dosis van 5 mg/kg voor analgesie 60 minuten voor de operatie.
  3. Verdoof de muis met 5% isofluraan in een inductiekamer.
  4. Veeg de verwarmingsoperatieplank af met 75% ethanol en activeer de verwarmingsschakelaar met de temperatuur ingesteld op 37 °C. Plaats de muis vervolgens in een linker zijwaartse positie op het bord, met het hoofd weg van de chirurg en de staart naar de chirurg gericht.
  5. Bevestig een masker aan het gezicht van de muis dat zorgt voor een constante toevoer van 2% isofluraan en 0,3 l/min zuurstof voor onderhoudsanesthesie. Breng de oogzalf aan op het hoornvlies om het te beschermen tegen uitdroging tijdens de procedure.
  6. Scheer de vacht van de linker oogkas tot de linker gehoorgang met een scheerapparaat. Gebruik ontharingscrèmes om de resterende vacht te verwijderen voor sterilisatie.
  7. Bereid het operatiegebied voor door driemaal povidon-jodiumdesinfectiemiddel en 75% ethanol aan te brengen.

2. Distaal MCAO-model

  1. Controleer of de muis diep verdoofd is door de reflexen van de teenknijp te beoordelen.
  2. Maak een verticale incisie tussen de linker oogkas en de linker gehoorgang met behulp van een steriel scalpelmesje.
  3. Trek het zachte weefsel van de huid terug met retractors en leg de temporale spier bloot.
  4. Gebruik een rechte micropincet om de apicale en dorsale segmenten van de temporale spier van de schedel te scheiden.
  5. Identificeer de bifurcatie van de MCA, die een "Y"-vorm aanneemt onder het slaapbeen met een voorkeur naar de basis van de schedel (Figuur 2A).
    OPMERKING: Als de bifurcatie van MCA niet visueel waarneembaar is (als gevolg van een anatomisch normale variatie), bepaal dan het meest rostrale vat.
  6. Gebruik een elektrische schedelboor om de schedel uit te dunnen om een botvenster (4 mm in diameter) te maken totdat de dura mater, met zijn doorschijnende textuur, zichtbaar wordt.
    OPMERKING: Voeg met tussenpozen druppels normale zoutoplossing toe aan de schedel om oververhitting tijdens dit proces te voorkomen.
  7. Verwijder de dura mater boven de slagader met een gebogen micropincet om de MCA-tak bloot te leggen.
  8. Stel de elektrocauterisatie in op 7 W. Coaguleer de slagader met behulp van de elektrische stollingstang op de plaatsen proximaal en distaal van de bifurcatie van MCA (Figuur 2A). Wanneer de bifurcatie niet zichtbaar is als gevolg van een anatomische variatie, voer dan de coagulatie uit op de nauwkeurig geïdentificeerde MCA-tak (zoals hierboven vermeld) op twee afzonderlijke locaties met een onderlinge afstand van ongeveer1 mm 13.
  9. Bewaak de bloedstroom van de linker MCA-corticale tak met behulp van een laserspikkelbloedstroommeter.
    OPMERKING: Muizen die na elektrocoagulatie een vermindering van de bloedstroom vertoonden van minder dan 40% van de uitgangswaarde, werden uitgesloten van het onderzoek.
  10. Hecht de spier en de huid afzonderlijk met behulp van 5-0 polyglycolzuurhechtingen. Breng diclofenac-natriumgel en mupirocinezalf aan op de huidincisie met behulp van een steriel wattenstaafje.
  11. Plaats de muis in een verkoeverkamer. Houd alle muizen in de gaten totdat ze volledig wakker zijn. Geef meloxicam (5 mg/kg, SC) voor analgesie elke 24 uur tot 72 uur.

3. Schijnoperatie

  1. Reproduceer dezelfde procedure als de hierboven genoemde, met uitzondering van het proces van arteriële coagulatie.

4. Gedragstesten

OPMERKING: Voorafgaand aan de dMCAO ondergingen de muizen gedurende 3 dagen tweemaal daags gedragstraining. Verplaats de muizen op de3e dag na dMCAO naar de gedragstestruimte voor een aanpassing van 2 uur aan de omgeving voordat u gaat testen.

  1. Grijpkracht test14
    NOTITIE: De grijpkrachtmeter bestaat uit een push-pull rekstrook en een metalen horizontale stang.
    1. Pak de basis van de muisstaart vast. Laat de muis geleidelijk zakken in de richting van de metalen greepstang totdat deze de horizontale balk met beide voorpoten vastpakt (Figuur 2B).
    2. Trek de muis met een constante snelheid van ongeveer 2 cm/s naar achteren en houd de behuizing horizontaal.
    3. Noteer de piekkracht in gram (g) wanneer de muis zijn voorpoten van de stang loslaat.
  2. Pole test15
    1. Plaats de muis op de bovenkant van een verticale houten paal (50 cm hoog, 1 cm in diameter) met het hoofd naar boven gericht, en laat hem langs de paal naar beneden klimmen (Figuur 2B).
    2. Noteer de tijd die de muis nodig heeft om zich om te draaien (T-bocht) en de totale tijd om langs de paal naar beneden te klimmen (T-totaal) met een cut-off tijd van 60 seconden.
  3. Test voor het verwijderen van plakband16
    1. Houd de muis vast en bevestig een stukje plakband (2 × 2 mm) aan de rechtervoorpoot van de muis (Figuur 2B).
    2. Plaats de muis terug in de opfokkooi en laat hem vrij bewegen.
    3. Noteer de tijd die de muis nodig heeft om lijm te verwijderen met een limiet van 60 s.
  4. Cilinder test17
    1. Plaats de muis in een doorzichtige glazen cilinder met open bovenkant (diameter: 14 cm; hoogte: 20 cm) en registreer zijn spontane staande verkennende gedrag gedurende 3 minuten met behulp van een camera (Figuur 2B).
      OPMERKING: Tijdens de experimentele procedure werden twee spiegels naast de cilinder geplaatst om een optimale registratie van de bewegingen van de voorpoten te garanderen.
    2. Veeg de cilinder af met 75% ethanol om resterende olfactorische signalen te verwijderen voordat u de volgende muis test.
    3. Verlaag de afspeelsnelheid van de video tot 1/5 van de werkelijke snelheid en tel het aantal muuraanrakingen met de linker (L) of rechter voorpoot (R) of gelijktijdig gebruik van beide voorpoten (B). Bereken het gebruikspercentage van de rechtervoorpoot als (L-R)/(L + R + B) × 100%.

5. Perfusie en monstervoorbereiding

  1. Euthanaseer de muis door peritoneale injectie overdosis pentobarbital (300 mg/kg). Plaats de muis op zijn rug en immobiliseer de ledematen.
  2. Maak een incisie in de middellijn op de huid, beginnend bij het midden van de buikholte en zich uitstrekkend naar de bovenkant van de borst.
  3. Open de borstkas met een chirurgische schaar en vouw de xiphoid naar boven met behulp van een hemostaat. Verwijder voorzichtig de long en het middenrif om het hart bloot te leggen.
  4. Steek de punt van de perfusienaald in de linkerventrikel en prik met een schaar in het rechteratrium. Doordrenk het hart met 20 ml normale zoutoplossing via de linker hartkamer.
  5. Onthoofd de muis en snijd de hoofdhuid open langs de middellijn tussen de ogen. Snijd het bot langs beide kanten door, beginnend bij de schedelbasis en open naar de oogkas.
  6. Til het calvarium op en maak de hersenen voorzichtig los van de schedelbasis met behulp van een pincet.
    OPMERKING: Hersenen van de helft van de muizen werden onderworpen aan 2,3,5-trifenyltetrazoliumchloride (TTC) kleuring, terwijl hersenen van de andere helft histologisch onderzoek ondergingen.
  7. Week de hersenen een nacht in 4% paraformaldehyde-oplossing voor follow-up histologische analyse.

6. Identificatie van het infarctvolume

  1. Plaats de hersenen in een vriesvak van -20 °C van de koelkast gedurende 20 min.
  2. Plaats de hersenen in de hersenmatrix van 1 mm en snijd de hersenen in kransslagaders met een dikte van 2 mm met behulp van microtoombladen.
  3. Breng de hersensecties over naar een kweekplaat met 24 putjes en voeg 2% TTC toe om het hersenweefsel te bedekken. Zet de kweekplaat met 24 putjes 30 minuten in een oven met constante temperatuur en een temperatuur ingesteld op 37 °C.
  4. Til de hersensecties voorzichtig op en fixeer ze gedurende 15 minuten in 4% paraformaldehyde-oplossing.
  5. Voer optische scans uit van deze hersensecties met een resolutie van 1200 x 1200 dpi door een scanist.
  6. Meet het volume van het herseninfarct door het infarctgebied van elke sectie op te tellen (oppervlakte van de rechterhersenhelft minus het niet-beschadigde gebied van de linkerhersenhelft) met behulp van Image J-software (https://imagej.net/software/imagej/index)18. Bereken het infarctvolumepercentage als infarct volume/volume van de rechterhersenhelft × 100%.

7. Histopathologische en immunofluorescerende kleuringsanalyse

  1. Neem de hersenmonsters van de paraformaldehyde-oplossing en spoel ze gedurende 1 uur met stromend water.
  2. Breng de hersenmonsters over in de geautomatiseerde weefsel-dehydratatiemachine. Start het vooraf ingestelde programma voor uitdroging, vitrificatie en wasonderdompeling. Sluit de gedehydrateerde hersenmonsters in paraffine in en snijd ze met een microtoom in stukken van 5 μm dik.
  3. Hematoxyline en eosine (H&E) kleuring
    1. Dewax de secties met xyleen 3 keer gedurende 8 minuten elk.
    2. Rehydrateer de secties door ze achtereenvolgens gedurende 5 minuten onder te dompelen in gradiënt ethanol (100%, 95%, 90%, 80%, 70%) en gedestilleerd water.
    3. Kleuring van de secties met de hematoxyline-oplossing gedurende 5 minuten.
    4. Spoel de secties af met gedestilleerd water om het restant hematoxyline te wassen en dompel ze vervolgens in 5% zoutzuuralcohol voor een differentiatie van 5 seconden. Was de secties met gedestilleerd water gedurende 2 minuten.
    5. Kleur de secties gedurende 30 s met eosine-oplossing en spoel overtollige kleurvloeistof af met gedestilleerd water.
    6. Dompel de secties onder in 90% ethanol, 95% ethanol, 100% ethanol en xyleen (2 keer) achtereenvolgens gedurende 5 minuten per keer. Monteer de secties met een neutraal balsem montagemedium.
  4. Immunofluorescentie kleuring
    1. Ontwax de secties met xyleen 3 keer gedurende 8 minuten per keer.
    2. Rehydrateer de secties door ze achtereenvolgens gedurende 5 minuten onder te dompelen in gradiënt ethanol (100%, 95%, 90%, 80%, 70%) en gedestilleerd water.
    3. Verwarm de citraat-antigeenextractie-oplossing voor om in de magnetron te koken. Dompel de secties onder in de oplossing voor het ophalen van antigeen. Verwarm de buffer voor het ophalen van antigeen met laag vermogen (20 W) gedurende 20 minuten opnieuw.
    4. Zet de magnetron uit en laat de buffer voor het ophalen van antigeen afkoelen tot kamertemperatuur (RT).
    5. Was de secties driemaal met 0,1 mM fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) gedurende 5 minuten per keer.
    6. Incubeer de secties met een blokkerende oplossing (5% runderserumalbumine) bij RT gedurende 1 uur om de niet-specifieke binding van immunoglobuline te blokkeren.
    7. Incubeer de coupes met konijn anti-NeuN antilichaam (1: 300), konijn anti-Iba-1 antilichaam (1: 500) en muis anti-GFAP antilichaam (1: 500) bij 4°C 's nachts.
    8. Was de secties driemaal met 0,1 mM PBS gedurende 5 minuten per keer.
    9. Incubeer de secties met geit anti-konijn Alexa 594-geconjugeerd IgG (1:500) of geit anti-muis Alexa 488-geconjugeerd IgG (1:500) gedurende 1 uur bij RT.
    10. Was de secties met 0,1 mM PBS en monteer ze met een antifade montagemedia die 4',6-diamidino-2-fenylindool (DAPI) bevatten.
    11. Maak foto's van drie microscopische velden (300 μm × 300 μm) in de ischemische halfschaduw met behulp van een fluorescerende microscoop bij respectievelijk 594 nm en 488 nm.
    12. Met behulp van de ImageJ-software (https://imagej.net/software/imagej/index) schat u de positief gekleurde celdichtheid door het gemiddelde te nemen van het aantal in ischemische penumbra19.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De belangrijkste instrumenten die worden gebruikt om de dMCAO uit te voeren, zijn de set microchirurgische instrumenten, de isofluraanverdamper en de monopolaire microchirurgische elektrocoagulatiegenerator die in figuur 1 wordt weergegeven. De experimentele procedure van deze studie wordt geïllustreerd in figuur 2. Kortom, een craniotomie met een klein botvenster werd gebruikt om de distale MCA bloot te leggen, die vervolgens werd gecoaguleerd om permanente foc...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

In het huidige protocol van het craniotomie-elektrocoagulatie-dMCAO-model worden de chirurgische ingrepen uitgevoerd met minimale invasiviteit, waarbij slechts een deel van de temporalis-spier wordt gescheiden om de nadelige effecten op de kauwfunctie te verminderen. De muizen herstelden allemaal goed na de procedure, zonder waargenomen gevallen van voedingsproblemen. De MCA kan gemakkelijk worden onderscheiden in het slaapbeen van de muis, waardoor een nauwkeurige identificatie van geschikte craniotomielocaties mogelijk...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen tegenstrijdige belangen om bekend te maken.

Dankbetuigingen

Deze studie werd ondersteund door de subsidies van de Nature Science Foundation van de provincie Hubei (2022CFC057).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
2,3,5-Trifenyltetrazolium
Chloride (TTC)		Sigma-Aldrich108380Kleurstof voor TTC-kleuring
24-well kweekplaatCorning (USA)CLS3527Vat voor TTC-kleuring
4% paraformaldehydeWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1101Weefselfixatie
5% bovine serum albumineWuhan BOSTER Bio Co., Ltd.AR004Niet-specifieke antigeenblokkering
5-0 PolyglycolzuurnaadJinhuan Medical Co., LtdKCR531Materiaal voor chirurgie
AnesthesiemachineMidmark CorporationVMRGanesthetiseerd dier
Antifade montagemediumBeyotime BiotechP0131Versluiting voor IF-kleuring
Automatisering-weefsel-dehydratering 
machine		Leica Biosystems (Duitsland)TP1020Weefsel dehydrateren
OntharingsroomVeet (Frankrijk)20220328Materiaal voor chirurgie
Diclofenac natrium gelWuhan Ma Yinglong Pharmaceutical
 Co., Ltd.		H10950214Analgeticum voor dieren
Boortip (0,8 mm)Rwd Life Science Co., Ltd.Uitrusting voor chirurgie
Eosine kleuringsoplossingWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1001Kleurstof voor H&E kleuring
OogzalfGuangzhou Pharmaceutical Co., LtdH44023098Materiaal voor chirurgie
FluorescentiemicroscoopOlympus (Japan)BX51Beeldverwerving
GFAP Muis monoklonaal antilichaamCell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)		3670Primair antilichaam voor IF-kleuring
Geit anti-muis Alexa
488-geconjugeerd IgG		Cell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)		4408Tweede antilichaam voor IF-kleuring
Geit anti-konijn Alexa
594-geconjugeerd IgG		Cell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)		8889Tweede antilichaam voor IF-kleuring
GrijpsterktemeterShanghai Xinruan Information Technology Co., Ltd.XR501Uitrusting voor gedragstest
Hematoxyline kleuringsoplossingWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1004Kleurstof voor H&E kleuring
Iba1 Konijn monoklonaal antilichaamAbcamab178846Primair antilichaam voor IF-kleuring
IsofluraanRwd Life Science Co., Ltd.R510-22-10Ganesthetiseerd dier
Laser Doppler bloedstroommeterMoor Instruments (UK)moorVMSBloedstroommonitoring
MeloxicamBoehringer-IngelheimJ20160020Analgeticum voor dieren
MicroboorRwd Life Science Co., Ltd.78001Uitrusting voor chirurgie
Set microchirurgische instrumentenRwd Life Science Co., Ltd.SP0009-RUitrusting voor chirurgie
MicrotoomThermo Fisher Scientific (USA)HM325Weefselsectieproductie
MicrotoombladLeica Biosystems (Duitsland)819Weefselsectieproductie
Monopolaire elektrocoagulatiegeneratorSpring Scenery Medical Instrument
Co., Ltd.		CZ0001Uitrusting voor chirurgie
Mupirocine zalfTianjin Smith Kline & French
Laboratories Ltd.		H10930064Anti-infectie voor dieren
NeuN Konijn monoklonaal antilichaamCell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)		24307Primair antilichaam voor IF-kleuring
Neutrale balsemAbsin Bioscienceabs9177Versluiting voor H&E kleuring
Paraffine inbeddingscentrumThermo Fisher Scientific (USA)EC 350Paraffineblokjes produceren
Pentobarbital natriumSigma-AldrichP3761Ganesthetiseerd dier
Fosfaat gebufferde zoutoplossingShanghai Beyotime Biotech Co., LtdC0221ASpoelen voor weefselsectie
ShaverShenzhen Codos Electrical Appliances
Co.,Ltd.		CP-9200Uitrusting voor chirurgie
NatriumcitraatoplossingShanghai Beyotime Biotech Co., Ltd.P0083Antigeenretrieval voor IF-kleuring

Referenties

  1. Patel, P., Yavagal, D., Khandelwal, P. Hyperacute management of ischemic strokes: JACC Focus Seminar. J Am Coll Cardiol. 75 (15), 1844-1856 (2020).
  2. GBD 2016 Stroke Collaborators. Global, regional, and national burden of stroke, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease study 2016. Lancet Neurol. 18 (5), 439-458 (2019).
  3. Joo, H., Wang, G., George, M. G. A literature review of cost-effectiveness of intravenous recombinant tissue plasminogen activator for treating acute ischemic stroke. Stroke Vasc Neurol. 2 (2), 73-83 (2017).
  4. Jones, A. T., O'Connell, N. K., David, A. S. Epidemiology of functional stroke mimic patients: a systematic review and meta-analysis. Eur J Neurol. 27 (1), 18-26 (2020).
  5. Tamura, A., et al. Focal cerebral ischaemia in the rat: Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. J Cereb Blood Flow Metab. 1 (1), 53-60 (1981).
  6. Kuraoka, M., et al. Direct experimental occlusion of the distal middle cerebral artery induces high reproducibility of brain ischemia in mice. Exp Anim. 58 (1), 19-29 (2009).
  7. Orset, C., et al. Mouse model of in situ thromboembolic stroke and reperfusion. Stroke. 38 (10), 2771-2778 (2007).
  8. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Des Devel Ther. 9, 3445-3454 (2015).
  9. Candelario-Jalil, E., Paul, S. Impact of aging and comorbidities on ischemic stroke outcomes in preclinical animal models: A translational perspective. J Exp Neurol. 335, 113494(2021).
  10. Zuo, X., et al. Attenuation of secondary damage and Aβ deposits in the ipsilateral thalamus of dMCAO rats through reduction of cathepsin B by bis(propyl)-cognitin, a multifunctional dimer. Neuropharmacology. 162, 107786(2020).
  11. Shabani, Z., Farhoudi, M., Rahbarghazi, R., Karimipour, M., Mehrad, H. Cellular, histological, and behavioral pathological alterations associated with the mouse model of photothrombotic ischemic stroke. J Chem Neuroanat. 130, 102261(2023).
  12. Caleo, M. Rehabilitation and plasticity following stroke: Insights from rodent models. Neuroscience. 311, 180-194 (2015).
  13. Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. Modeling stroke in mice: permanent coagulation of the distal middle cerebral artery. J Vis Exp. (89), e51729(2014).
  14. Lavayen, B. P., et al. Neuroprotection by the cannabidiol aminoquinone VCE-004.8 in experimental ischemic stroke in mice. Neurochem Int. 165, 105508(2023).
  15. Hu, K., et al. Cathepsin B knockout confers significant brain protection in the mouse model of stroke. J Exp Neurol. 368, 114499(2023).
  16. Yu, S. P., et al. Optochemogenetic stimulation of transplanted iPS-NPCs enhances neuronal repair and functional recovery after ischemic stroke. J Neurosci. 39 (33), 6571-6594 (2019).
  17. Lin, Y. H., et al. Opening a new time window for treatment of stroke by targeting HDAC2. J Neurosci. 37 (28), 6712-6728 (2017).
  18. Shi, X. F., Ai, H., Lu, W., Cai, F. SAT: Free software for the semi-automated analysis of rodent brain sections with 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride staining. Front Neurosci. 13, 102(2019).
  19. Jensen, E. C., et al. Quantitative analysis of histological staining and fluorescence using ImageJ. Anat Rec. 296 (3), 378-381 (2013).
  20. Donahue, J., Wintermark, M. Perfusion CT and acute stroke imaging: foundations, applications, and literature review. J Neuroradiol. 42 (1), 21-29 (2015).
  21. Sun, M., et al. Long-term L-3-n-butylphthalide pretreatment attenuates ischemic brain injury in mice with permanent distal middle cerebral artery occlusion through the Nrf2 pathway. Heliyon. 8 (7), e09909(2022).
  22. Balkaya, M. G., Trueman, R. C., Boltze, J., Corbett, D., Jolkkonen, J. Behavioral outcome measures to improve experimental stroke research. Behav Brain Res. 352, 161-171 (2018).
  23. Hao, T., et al. Inflammatory mechanism of cerebral ischemia-reperfusion injury with treatment of stepharine in rats. Phytomedicine. 79, 153353(2020).
  24. Pietrogrande, G., et al. Low oxygen post conditioning prevents thalamic secondary neuronal loss caused by excitotoxicity after cortical stroke. Sci Rep. 9 (1), 4841(2019).
  25. Shi, X., et al. Stroke subtype-dependent synapse elimination by reactive gliosis in mice. Nat Commun. 12 (1), 6943(2021).
  26. Chen, W. C., et al. Aryl hydrocarbon receptor modulates stroke-induced astrogliosis and neurogenesis in the adult mouse brain. JNeuroinflammation. 16 (1), 187(2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Ischemisch berotemodelmiddelste cerebrale arteriedistale MCA occlusiefocale cerebrale ischemietranscrani le electrocoagulatieneurologische gedragsevaluatiehistopathologische analysegrijpkrachttesthersensectieTTC kleuring

Gerelateerde artikelen