Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Meten van associatief leren bij chemotaxis van de nematode Caenorhabditis elegans

1.2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66311

⸱

17 juni 2025

 ,  , 
1Institute for Mind Brain and Behavior, Faculty of Medicine, HMU Health and Medical University Potsdam

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol om associatief leren te testen door klassieke conditionering uit te voeren in het modelorganisme C. elegans. Het paradigma is gebaseerd op het koppelen van de concentratie zout in het milieu aan de aan- of afwezigheid van voedsel, waardoor hun chemotaxis verandert in de richting van of weg van zout.

Samenvatting

Om hun gedrag aan te passen, kennen dieren valentie toe aan sensorische informatie door middel van associatief leren, en werken deze associatie bij wanneer de omgevingsomstandigheden veranderen. De gedragsreacties van Caenorhabditis elegans op natriumchloride bieden een goed gedefinieerd paradigma voor het onderzoeken van de mechanismen die associatief leren beheersen. Het blootstellen van wormen aan specifieke NaCl-niveaus in combinatie met de aan- of afwezigheid van voedsel lokt chemotaxis uit in de richting van of weg van deze NaCl-concentratie. Het associatieve geheugen wordt binnen enkele uren gevormd en kan in hetzelfde tijdsbestek worden gewijzigd door de dieren bloot te stellen aan een andere NaCl-concentratie.

Hier beschrijven we hoe gedragsplasticiteit en leren kunnen worden getest op basis van C. elegans zout chemotaxis. De teststammen worden in gesynchroniseerde cohorten gekweekt tot ze volwassen zijn en worden vervolgens gedurende enkele uren geconditioneerd op platen met verschillende NaCl-concentraties, in aanwezigheid of afwezigheid van voedsel. Dieren worden vervolgens overgebracht naar testplaten die gebieden met lage, gemiddelde of hoge NaCl-concentraties bevatten en laten ze 30 minuten kruipen voordat het aantal wormen in elke regio wordt geteld. Een chemotaxisindex wordt vervolgens berekend uit de verdeling van de wormen op de plaat. De test kan worden gebruikt om het effect te testen van een reeks factoren die van invloed zijn op leren.

Inleiding

Om op een zinvolle manier met hun omgeving om te gaan en adaptief gedrag te genereren, moeten dieren de sensorische informatie die ze ontvangen interpreteren: of een bepaalde sensorische aanwijzing gunstig of schadelijk is voor hun overleving is bijna altijd niet vooraf bepaald, maar hangt af van de context. Een belangrijke taak van sensorische en zenuwstelsels is daarom het toekennen van valentie aan omgevingsinformatie door middel van associatief leren. Sommige stimuli zijn inherent eetlustig, zoals voedsel, en andere zijn inherent aversief, zoals nociceptieve signalen. Dergelijke onvoorwaardelijke stimuli (US) kunnen de reacties op andere stimuli die samen met hen worden gepresenteerd, veranderen; als gevolg hiervan kunnen dieren een aantrekking of afkeer ontwikkelen voor de andere, geconditioneerde stimulus (CS). Dit wordt zo geïnterpreteerd dat CS de VS signaleert of voorspelt 1,2,3. Het bestuderen van modellen van associatief leren is nodig om de onderliggende genetische, cellulaire en fysiologische mechanismen op te helderen. Dit kan echter een uitdaging zijn vanwege de noodzaak om in-vivomodellen te gebruiken, de variabiliteit van gedrag, de vereiste vergunningen voor het omgaan met dieren of de vaak lange tijdlijnen voor het trainen van zowel de onderzoeker als de dieren, en dit sluit meestal uit dat het wordt uitgevoerd door niet-gegradueerde studenten in een onderzoeksomgeving, en nog meer in een onderwijsomgeving.

Daarom bieden ongewervelde modellen de mogelijkheid om associatieve leertesten uit te voeren met niet-gegradueerde of MSc-studenten. Ongewervelde dieren hebben geen diervergunning nodig om ze te hanteren en kunnen kosteneffectief zijn. Een veelgebruikt paradigma voor associatief leren is het leren van zoutchemotaxis in C. elegans 4,5,6,7,8,9. C. elegans voelen de concentratie natriumchloride (NaCl) in hun omgeving en leren een bepaalde [NaCl] te associëren met respectievelijk de aan- of afwezigheid van voedsel. Over het algemeen leren dieren te migreren naar zoutconcentraties die voorheen werden gepresenteerd met voldoende bacterieel voedsel en leren ze weg te migreren van degenen die werden gepresenteerd in afwezigheid van bacterieel voedsel. Zout is dus de geconditioneerde stimulus, en voedsel of honger is de onvoorwaardelijke stimulus3. Deze associatie wordt binnen minder dan een uur gevormd en is een voorbeeld van kortetermijnassociatief geheugen. Associatief leren van NaCl-chemotaxis wordt onder meer gemoduleerd door calcium/calmoduline-afhankelijke kinase (CaMK)-signalering, dopaminerge en insuline/fosfatidylinositol (PI) 3-kinasesignalering 5,9,10, wat suggereert dat het motivationele systemen en CaMK-afhankelijke synaptische plasticiteit omvat en op een vergelijkbare manier kan werken als de signaalroutes die associatief leren bij gewervelde dieren regelen.

In een vastgesteld protocol voor het leren van zoutchemotaxis migreren dieren in een ruimtelijke gradiënt van zout op een agarplaat die wordt gecreëerd door twee agarproppen met respectievelijk geen of veel zout op de plaat7 te plaatsen. Deze testen zijn moeilijk op een kwantitatieve manier uit te voeren door studenten vanwege de dynamische verandering in NaCl-concentratie op de chemotaxis-testplaat in tijd en ruimte, omdat de NaCl van de pluggen continu in de agarplaat diffundeert. Een gemakkelijker uit te voeren test is het gebruik van kwadrantplaten, waar twee verschillende zoutconcentraties (bijv. 25 mM NaCl en 0 mM NaCl) worden gepresenteerd en gescheiden door plastic barrières11. Vanwege de presentatie van slechts twee verschillende NaCl-concentraties kan het echter niet tegelijkertijd worden gebruikt om de aantrekking tot en/of vermijding van verlaagde of verhoogde NaCl ten opzichte van de uitgangstoestand te testen. C. elegans wordt meestal gekweekt op NGM-platen (Nematode Growth Media) in aanwezigheid van 50 mM NaCl en E. coli OP50-bacteriën12 en vormt daarom standaard een positieve associatie van deze NaCl-concentratie met voedsel.

Hier presenteren we een aangepast leerprotocol voor zoutchemotaxis dat zowel door onderzoekers als door studenten kan worden uitgevoerd. Dieren worden eerst geconditioneerd aan verschillende NaCl-omgevingen die worden gepresenteerd in aanwezigheid of afwezigheid van voedsel. Ze worden vervolgens overgebracht naar analyseplaten met een keuze uit lage, gemiddelde en hoge zoutconcentraties in agarplaten met Y-kamer. Hun chemotaxi-leren in deze setting kan worden gebruikt om het effect te onderzoeken van verschillende factoren die het moduleren, zoals genotype, omgevingscontext of leeftijd van de dieren.

Dit protocol is afgestemd op een niet-gegradueerde praktische laboratoriumklas, opgesplitst in acht studentengroepen, waarbij elke studentengroep een set van zes metingen uitvoert op elk experimenteel tijdstip (één meting per experimentele conditie). Het protocol kan echter worden aangepast om te werken voor een enkele onderzoeker of voor een willekeurig aantal groepen/mensen, met de juiste wijzigingen in de hoeveelheden reagentia.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Voorbereiding van groeischijven (GP) om C. elegans te synchroniseren voorafgaand aan de associatieve leertest, en conditioneringsplaten (CP) om [NaCl]-voedselassociatie op de testdag te induceren

OPMERKING: Petrischalen voor groei en conditionering zijn identiek aan de standaard nematodengroeimedia (NGM) platen12, behalve dat de NaCl-concentratie werd gevarieerd in de 0 mM NaCl CP- en 100 mM NaCl CP-platen.

  1. Maak vier schone glazen flessen van 500 ml klaar en voeg het volgende toe:
    1. Voeg 1,25 g pepton, 8,5 g agar, 487,5 ml gedestilleerd water en een magnetische roerder toe aan één fles (voor 0 mM NaCl CP);
    2. Voeg 1,5 g NaCl, 1,25 g pepton, 8,5 g agar, 487,5 ml gedestilleerd water en een magnetische roerder toe aan elk van de twee flessen (voor respectievelijk 50 mM NaCl CP en GP);
    3. Voeg 3 g NaCl, 1,25 g pepton, 8,5 g agar, 487,5 ml gedestilleerd water en een magnetische roerder toe aan één fles (voor 100 mM NaCl CP).
  2. Autoclaveer de vier flessen gedurende 15 minuten op 121 °C en laat de flessen vervolgens 30 minuten afkoelen op 55 °C in een waterbad.
  3. Plaats de flesjes (één voor één) op een verwarmde magnetische roerder. Voeg aan elke fles 12,5 ml 1 M KPO4 toe (pH = 6,0 bij kamertemperatuur [RT]). Meng grondig gedurende 2 minuten en voeg dan 0,5 ml 1 M CaCl2, 0,5 ml 5 mg/ml cholesterol in ethanol en 0,5 ml 1 M MgSO4 toe (alle oplossingen moeten steriel zijn). Meng door magnetisch roeren.
    OPMERKING: Grondig mengen na het toevoegen van KPO4 voorkomt het neerslaan van calciumfosfaat bij toevoeging van CaCl2.
  4. Voor elk type plaat (0 mM CP, 50 mM CP, 100 mM CP, GP) aliquot 8 ml van het betreffende medium op elke 55 mm x 10 mm petrischaal onder bijna steriele omstandigheden (in een vloeikap of naast een bunsenbrander).
    OPMERKING: Met deze stap kunnen ongeveer 62 NGM-platen van elk type worden gemaakt.
  5. Koel de platen af door ze ongeveer 3 uur bij RT te laten staan en bewaar ze vervolgens maximaal 2 weken bij 4 °C tot gebruik.
  6. Voeg 200 μL E. coli OP50 suspensie toe aan elke NGM GP en laat een nacht drogen bij 20 °C in een incubator.
    OPMERKING: De platen kunnen maximaal 1 week bij RT worden bewaard voordat ze worden gebruikt.

2. Onderhoud van C. elegans en voorbereiding op associatieve leertest via getimede legtijd 13 (3 dagen voor test)

OPMERKING: Een ronde van de chemotaxistest in het voorgestelde formaat vereist ten minste 24 platen voor groei (GP), 48 platen voor de test (Assay Plates, AP) en 8 platen per conditioneringsgroep (Conditioning Plates, CP). Voor een klas die is opgesplitst in acht studentengroepen, betekent dit dat elke studentengroep 3 GP, 6 CP en 6 AP krijgt - d.w.z. 1 CP en 1 AP voor elke experimentele aandoening.

  1. Bewaar C. elegans N2 (var. Bristol) op NGM-agarplaten die met levende E. coli OP50 zijn gevoed bij 20 °C. Bewaar de platen tijdens het onderhoud ondersteboven om het verlies van vocht van de platen te minimaliseren.
  2. Breng 30 jonge (dag 2) N2-volwassenen over naar elke huisarts.
  3. Laat de dieren ongeveer 8 uur eieren leggen bij 20 °C.
  4. Haal alle volwassen dieren van de borden en kweek ondersteboven gedurende 3 dagen bij 20 °C.

3. Voorbereiding van de test (1 dag voor de test)

  1. Bereid gezaaide (+) en ongeplaatste (-) CP voor.
    1. Zaai de helft van de batch van elk van 0 mM NaCl CP, 50 mM NaCl CP en 100 mM NaCl CP met 200 μL OP50 per plaat (respectievelijk CP0+, CP50+ en CP100+).
      OPMERKING: De toevoeging van de OP50-suspensie aan CP0+ kan resulteren in het overdragen van een kleine hoeveelheid NaCl (<2 mM NaCl), wat het gedrag van de chemotaxis waarschijnlijk niet substantieel zal beïnvloeden. In situaties waarin kleine concentraties NaCl relevant zijn, kan dit worden opgevangen door 2 mM NaCl toe te voegen aan de CP0-platen en de 'geen zout'-sector op de analyseplaten.
    2. Laat de platen een nacht drogen bij 20 °C in een broedmachine naast de niet-gezaaide helft van de CP (respectievelijk CP0-, CP50- en CP100-)
  2. Bereid analyseplaten (AP) voor.
    1. Zet drie schone glazen flessen van 1 liter klaar en voeg het volgende toe:
      1. Voeg 2,5 g pepton, 17 g agar, 975 ml gedestilleerd water en een magnetische roerder toe aan één fles (voor 0 mM NaCl)
      2. Voeg 3 g NaCl, 2,5 g pepton, 17 g agar, 975 ml gedestilleerd water en een magnetische roerder toe aan één fles (voor 50 mM NaCl)
      3. Voeg 6 g NaCl, 2,5 g pepton, 17 g agar, 975 ml gedestilleerd water en een magnetische roerder toe aan één fles (voor 100 mM NaCl)
    2. Autoclaveer de drie flessen gedurende 15 minuten op 121 °C en laat de flessen vervolgens 30 minuten afkoelen op 55 °C in een waterbad.
    3. Label ondertussen de bodem van elk deel van de Y-Petrischaal (een petrischaal van 90 mm x 10 mm die door een binnenwand in drie compartimenten is verdeeld) met de bijbehorende NaCl-concentratie van het medium dat erin moet worden gegoten. Teken een cirkel met een straal van 5 mm rond het midden van de plaat, waar de drie muren samenkomen (Figuur 1).
      OPMERKING: Het gebied binnen de cirkel, samen met de muren zelf, vertegenwoordigt het uitsluitingsgebied voor teldoeleinden: wormen die tijdens het tellen in deze gebieden worden gevonden, tellen niet mee voor het totaal van een sector.
    4. Plaats de flesjes (één voor één) op een verwarmde magnetische roerder. Voeg aan elke fles 25 ml 1 M KPO4 toe (pH = 6,0 bij RT). Meng grondig gedurende 2 minuten en voeg dan 1 ml 1 M CaCl2, 1 ml 5 mg/ml cholesterol in ethanol en 1 ml 1 M MgSO4 toe (alle oplossingen moeten steriel zijn). Meng door magnetisch roeren.
    5. Verdeel het 0 mM-medium in een compartiment van een Y-petrischaaltje van 90 mm x 10 mm totdat het medium de bovenkant van de binnenwand bereikt en laat vervolgens ongeveer 5 minuten stollen.
    6. Verdeel het 100 mM medium in het tweede compartiment van de Y-petrischaal totdat het medium het gestolde 0 mM NaCl-gedeelte ernaast raakt. Om overloop naar het aangrenzende lege gedeelte te voorkomen, vult u het 100 mM-gedeelte tot de rand van de interne Y-wand, gebruikt u vervolgens een steriele pipetpunt van 10 μL om de oppervlaktespanning van het medium langs de Y-wand te verbreken en sluit u het aan op de 0 mM NaCl-sectie. Laat vervolgens ongeveer 5 minuten stollen.
    7. Verdeel het 50 mM medium in het resterende lege compartiment van de Y-Petri schaal totdat het medium de gestolde 0 mM NaCl en 100 mM NaCl aangrenzende secties raakt. Zorg ervoor dat het medium niet overloopt in de aangrenzende secties. Laat vervolgens ongeveer 5 minuten stollen.
    8. Bewaar de platen een nacht bij 20 °C in een broedmachine.
      LET OP: Met deze methode kan ongeveer 50 AP worden gemaakt.
  3. Bereid 1 L steriele M9 buffer14 voor.

4. C. elegans associatieve leertest (hier uitgevoerd door 8 groepen parallel)

  1. Pipetteer 1 ml steriele M9-buffer op een GP en draai de plaat voorzichtig rond om de wormen (meestal 1-dagvolwassenen) van de OP50 en de agar los te maken en een suspensie te vormen.
  2. Kantel de plaat, vang de wormsuspensie op in M9-buffer met een plastic pipetpunt van 1 ml en breng deze over in een microcentrifugebuis van 1.5 ml.
    OPMERKING: Het bovenste deel van de pipetpunt kan met een schaar worden bijgesneden om de diameter van de opening te vergroten; dit vermindert schuifspanning en fysieke schade wanneer de wormen door de punt gaan en kan vooral handig zijn bij het werken met pipetpunten van 200 μl. Voordat u met de experimenten begint, is het belangrijk om ervoor te zorgen dat de wormen niet aan het type buis blijven plakken dat wordt gebruikt; Dit kan worden gedaan door de buis onder een ontleedmicroscoop te observeren na het verwijderen van de wormsuspensie.
  3. Herhaal het proces voor alle GP en laat de wormen vervolgens ongeveer 60 s op de bodem van de microcentrifugebuisjes bezinken en een pellet vormen.
  4. Verwijder de bovengrondse/overtollige M9-buffer met behulp van een pipet van 1 ml en zorg ervoor dat de pellet niet wordt verstoord.
  5. Was de pellet nog twee keer met 1 ml steriele M9-buffer om eventuele resterende OP50-buffers te verwijderen. Laat de pellet tussen de wasbeurten ongeveer 60 s bezinken. Resuspendeer de pellet na het wassen tot 300 μL met M9 Buffer.
  6. Breng langzaam 50 μL van de wormsuspensie (ongeveer 200-300 dieren) over op elke conditioneringsplaat (CP0-, CP0+, CP50-, CP50+, CP100- en CP100+). Draai de suspensie elke keer rond voordat u deze verdeelt om de wormen gelijkmatig te laten zweven. Voor borden die zijn gezaaid met OP50, plaatst u de wormdruppel uit de buurt van het bacteriële voedselgazon. Laat de suspensie in de agar trekken.
  7. Bewaar de platen ondersteboven bij 20 °C in een broedmachine gedurende ongeveer 4 uur, zodat de wormen kunnen rondzwerven.
    OPMERKING: De conditioneringsstap kan worden ingekort tot 2 uur om tegemoet te komen aan de cursusroosters voor niet-gegradueerden.
  8. Pipetteer 1 ml steriele M9-buffer op een CP en draai de plaat voorzichtig rond om de wormen los te maken en een suspensie te vormen.
  9. Kantel de plaat, vang de M9-wormsuspensie op met een plastic pipetpunt van 1 ml en breng deze over in een microcentrifugebuis van 1,5 ml.
  10. Laat de wormen ongeveer 60 s op de bodem van de microcentrifugebuis bezinken.
  11. Verwijder de supernatant/overtollige M9-buffer met behulp van een pipet van 1 ml zonder de wormpellet te verstoren.
  12. Was de wormen nog twee keer met 1 ml steriele M9-buffer. Laat de pellet tussen de wasbeurten ongeveer 60 s bezinken.
  13. Vul de microcentrifugebuis met M9-buffer tot de markering van 1 ml en laat de wormpellet ongeveer 60 s bezinken.
  14. Verwijder 960 μl van het bovenstaande middel met behulp van een pipet van 1 ml en zorg ervoor dat de pellet niet wordt verstoord.
  15. Draai of schud de microcentrifugebuis voorzichtig om de wormen opnieuw te suspenderen en gebruik vervolgens een pipet van 20 μL om 20 μL van de wormpellet (met ongeveer 100-150 dieren) over te brengen naar het midden van een AP, waar alle segmenten van de Y-wand samenkomen. Herhaal deze stap voor de andere AP's.
  16. Laat de wormen 30 minuten rondzwerven bij 20 °C en tel vervolgens het aantal wormen dat in elk van de secties van de AP aanwezig is (respectievelijk 0 mM NaCl, 50 mM NaCl en 100 mM NaCl) onder een stereomicroscoop. Sluit wormen uit die binnen 5 mm van het midden van de plaat aanwezig zijn in een sectie of op de grens tussen secties (Figuur 1).
  17. Laat de wormen nog 30 minuten rondzwerven bij 20 °C en tel dan opnieuw het aantal wormen in elk deel van de AP. Sluit wormen uit die binnen 5 mm van het midden van de plaat in een sectie aanwezig zijn.
  18. Bereken de chemotaxisindex (CI) per plaat per tijdstip met behulp van de formule15,16:
    figure-protocol-1

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Conditionering gedurende 4 uur op platen met verschillende hoeveelheden NaCl (0 mM, 50 mM, 100 mM), met of zonder voedsel, had een significante invloed op het gedrag van wildtype (N2) C. elegans. Na 30 minuten op de testplaat hadden wormen die waren geconditioneerd op platen met hoge NaCl-concentraties en voedsel (CP100+) en wormen die waren geconditioneerd op platen zonder NaCl en zonder voedsel (CP0-) een positief CI, wat wijst op een voorkeur voor hogere NaCl-concentraties (<...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

In dit artikel beschrijven we de evaluatie van associatief leren in de nematode C. elegans met behulp van chemotaxis als experimenteel paradigma. In ons voorbeeld hebben we zes experimentele condities gebruikt. In het bijzonder werden N2 wild-type C. elegans geconditioneerd op platen met lage (0 mM), gemiddelde (50 mM) of hoge (100 mM) NaCl-concentraties die ofwel werden gezaaid met het standaard nematodenvoer (E. coli OP50-bacteriestam) of niet werden gezaaid....

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat ze geen belangenconflict hebben.

Dankbetuigingen

We dragen dit artikel op aan de nagedachtenis van Johannes Berthold. Sommige stammen werden geleverd door het Caenorhabditis Genetics Center (CGC), dat wordt gefinancierd door het NIH Office of Research Infrastructure Programs (P40 OD010440). E.I.B. is dankbaar voor de financiële steun van de Studienstiftung des deutschen Volkes.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AgarChemsolute9972-2KG
Bacto-peptonGibco211677
CaCl2 1M oplossing Merck2389
Caenorhabditis elegans stammenCaenorhabditis Genetics Center (CGC)
Cholesterol Roth8866.1
E. coli OP50 vloeibare cultuurN/AN/A
EthanolChemsolute22731000
KH2PO4 Roth P018.2
KPO4 (KH2PO4, K2HPO4) 1 M oplossing Chemsolute16341000
MgSO4 1 M oplossing RothT888.2
Microcentrifuge buizen 1,5 mLEppendorfN/A
Na2HPO4 RothT877.1
NaClChemsolute13671000
Y-Petri schotels 90 x 10 mmMoonlab4-0033

Referenties

  1. Ardiel, E. L., Rankin, C. H. An elegant mind: Learning and memory in Caenorhabditis elegans. Learn Mem. 17, 191-201 (2010).
  2. Rescorla, R. A., Holland, P. C. Behavioral studies of associative learning in animals. Ann Rev Psychol. 33, 265-308 (1982).
  3. Schleyer, M., Fendt, M., Schuller, S., Gerber, B. Associative learning of stimuli paired and unpaired with reinforcement: Evaluating evidence from maggots, flies, bees, and rats. Front Psychol. 9, 1494(2018).
  4. Dekkers, M. P. J., Salfelder, F., Sanders, T., Umuerri, O., Cohen, N. Plasticity in gustatory and nociceptive neurons controls decision making in C. elegans salt navigation. Comm Biol. 4, 1053(2021).
  5. Lim, J. P., et al. Loss of CaMKI function disrupts salt-aversive learning in C. elegans. J Neurosci. 38 (27), 6114-6129 (2018).
  6. Iino, Y. Chapter 13 - Salt Chemotaxis Learning in Caenorhabditis elegans. Handb Behav Neurosci. 22, 151-159 (2013).
  7. Kunitomo, H., et al. Concentration memory-dependent synaptic plasticity of a taste circuit regulates salt concentration chemotaxis in Caenorhabditis elegans. Nat Comm. 4, 2210(2013).
  8. Hiroki, S., et al. Molecular encoding and synaptic decoding of context during salt chemotaxis in C. elegans. Nat Comm. 13, 2928(2022).
  9. Hukema, R. K., Rademakers, S., Jansen, G. Gustatory plasticity in C. elegans involves integration of negative cues and NaCl taste mediated by serotonin, dopamine, and glutamate. Learn Mem. 15, 829-836 (2008).
  10. Tomioka, M., et al. The insulin/PI 3-kinase pathway regulates salt chemotaxis learning in Caenorhabditis elegans. Neuron. 51 (5), 613-625 (2006).
  11. Jansen, G., Weinkove, D., Plasterk, R. H. A. The G-protein gamma subunit gpc-1 of the nematode C.elegans is involved in taste adaptation. EMBO J. 21 (5), 986-994 (2002).
  12. Stiernagle, T. Maintenance of C. elegans. WormBook. , Pasadena, CA. (2006).
  13. Sutphin, G. L., Kaeberlein, M. Measuring Caenorhabditis elegans life span on solid media. J Vis Exp. 27, e1152(2009).
  14. Cold Spring Harbor Laboratory. M9 Buffer for Worms. Cold Spring Harb Protocol. , (2014).
  15. Bargmann, C. I., Hartwieg, E., Horvitz, H. R. Odorant-selective genes and neurons mediate olfaction in C. elegans. Cell. 74, 515-527 (1993).
  16. Troemel, E. R., Kimmel, B. E., Bargmann, C. I. Reprogramming chemotaxis responses: Sensory neurons define olfactory preferences in C. elegans. Cell. 91, 161-169 (1997).
  17. Amano, H., Maruyama, I. N. Aversive olfactory learning and associative long-term memory in Caenorhabditis elegans. Learn Mem. 18 (10), 654-665 (2011).
  18. Nishijima, S., Maruyama, I. N. Appetitive olfactory learning and long-term associative memory in Caenorhabditis elegans. Front Behav Neurosci. 11, 80(2017).
  19. Park, C., et al. Roles of the ClC chloride channel CLH-1 in food-associated salt chemotaxis behavior of C. elegans. eLife. 10, e55701(2021).
  20. Zhang, C., et al. The signaling pathway of Caenorhabditis elegans mediates chemotaxis response to the attractant 2-heptanone in a Trojan horse-like pathogenesis. J Biol Chem. 291 (45), 23614-23627 (2016).
  21. Jeong, J., Cho, N. J. Isolation of Caenorhabditis elegans mutants defective in chemotaxis toward cAMP. Integ Biosci. 10 (4), 237-241 (2006).
  22. Fire, A., et al. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 391 (6669), 806-811 (1998).
  23. Ikeda, D. D., Duan, Y., Matsuki, M., Iino, Y. CASY-1, an ortholog of calsyntenins/alcadeins, is essential for learning in Caenorhabditis elegans. Proc Nat Acad Sci. 105 (13), 5260-5265 (2008).
  24. Bargmann, C. I., Horvitz, H. R. Chemosensory neurons with overlapping functions direct chemotaxis to multiple chemicals in C. elegans. Neuron. 7, 729-742 (1991).
  25. Iino, Y., Yoshida, K. Parallel use of two behavioral mechanisms for chemotaxis in Caenorhabditis elegans. J Neurosci. 29 (17), 5370-5380 (2009).
  26. Rabinowitch, I., et al. Circumventing neural damage in a C. elegans chemosensory circuit using genetically engineered synapses. Cell Syst. 12, 263-271 (2021).
  27. Luo, L., et al. Dynamic encoding of perception, memory, and movement in a C. elegans chemotaxis circuit. Neuron. 82 (5), 1115-1128 (2014).
  28. Saeki, S., Yamamoto, M., Iino, Y. Plasticity of chemotaxis revealed by paired presentation of a chemoattractant and starvation in the nematode Caenorhabditis elegans. J Exp Biol. 204 (10), 1757-1764 (2001).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Chemotaxis assaygedragsplasticiteitnatriumchloride conditioneringneurale plasticiteitleeftijdsgebonden cognitieve achteruitgangchemotaxis indexmicroflu dische beeldvormingsynchronisatie van wormen
Meten van associatief leren bij chemotaxis van de nematode Caenorhabditis elegans
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.