Intrafemorale injecties maken de implantatie van een klein aantal hematopoëtische stam- en voorlopercellen (HSPC's) mogelijk door de cellen direct in de beenmergholte te plaatsen. Hier beschrijven we een experimenteel protocol van intrafemorale injectie van menselijke HSPC's in immunodeficiënte muizen.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Intrafemorale injectie van menselijke hematopoëtische stam- en voorlopercellen in immuungecompromitteerde muizen
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Hematopoëtische stamcellen (HSC's) worden gedefinieerd door hun levenslange vermogen om alle soorten bloedcellen te produceren. Dit wordt operationeel getest door celpopulaties met HSC's te transplanteren in syngene of immuungecompromitteerde muizen. De grootte en multi-afstammingssamenstelling van het transplantaat wordt vervolgens in de loop van de tijd gemeten, meestal door middel van flowcytometrie. Klassiek wordt een populatie met HSC's in de bloedsomloop van het dier geïnjecteerd, waarna de HSC's zich nestelen in het beenmerg, waar ze zich nestelen en beginnen met de bloedproductie. Als alternatief kunnen HSC's en/of voorlopercellen (HSPC's) direct in de beenmergholte worden geplaatst.
Dit artikel beschrijft een protocol voor intrafemorale injectie van menselijke HSPC's in immunodeficiënte muizen. Kortom, vooraf geconditioneerde muizen worden verdoofd en met een naald wordt een klein gaatje door de knie in het dijbeen geboord. Met behulp van een kleinere insulinenaald worden de cellen vervolgens rechtstreeks in dezelfde leiding geïnjecteerd die door de eerste naald is gemaakt. Deze methode van transplantatie kan worden toegepast in verschillende experimentele ontwerpen, waarbij muizen- of menselijke cellen als donorcellen worden gebruikt. Het is het meest gebruikt voor xenotransplantatie, omdat in deze context wordt aangenomen dat het een betere implantatie biedt ten opzichte van intraveneuze injecties, waardoor de statistische kracht wordt verbeterd en het aantal te gebruiken muizen wordt verminderd.
Inleiding
Bloed heeft een van de hoogste regeneratiesnelheden in het menselijk lichaam en produceert 1 × 1012 cellen per dag in het volwassen menselijke beenmerg1. Hematopoëtische stamcellen (HSC's) garanderen de bloedproductie gedurende de levensduur door het proces van hematopoëse en worden gedefinieerd door hun vermogen om alle soorten bloedcellen te produceren (multipotentialiteit) terwijl ze zichzelf in stand houden (zelfvernieuwing). Historisch gezien is de gouden standaard voor het testen van de functie van een HSC altijd gebaseerd geweest op transplantatie, waarbij het vermogen van een donorpopulatie wordt getest om alle bloedlijnen van een muis op lange termijn te reconstrueren (gewoonlijk gedefinieerd als minimaal 20 weken)2. Een grote hoeveelheid functioneel werk dat meerdere decennia bestrijkt, heeft aangetoond dat het HSC-compartiment heterogeen is in zowel afstammingsoutput als reconstitutie op lange termijn. De toolkit om hematopoëse te bestuderen is in de loop der jaren aanzienlijk uitgebreid, met veel nieuwe technieken, waaronder in vitro single-cell functionele assays, single-cell -omics-benaderingen en lineage tracing3. Deze laatste hebben onomstotelijk aangetoond dat de bijdragen van HSC en multipotente voorlopercellen sterk verschillen bij inheemse hematopoëse en onder de stress die wordt opgelegd door transplantatie. Al deze technieken vormen een aanvulling op transplantatietests, die belangrijk blijven om de herpopulatiecapaciteit van HSC's op lange termijn te beoordelen. In de context van de studie van menselijke hematopoëse biedt xenotransplantatie de enige methode om zelfvernieuwing experimenteel te beoordelen in een omgeving van het hele organisme.
Xenotransplantatie van HSC's wordt gewoonlijk uitgevoerd met behulp van intraveneuze injectie van cellen in immuungecompromitteerde muizen. HSC's zijn echter zeldzaam4 en de toegang tot menselijke monsters die HSC's bevatten, is beperkt. In 2003 paste de groep van John Dick een protocol aan voor beenmergaspiratie en intrafemoreel geïnjecteerde niet-zwaarlijvige diabetische/ernstige gecombineerde immunodeficiëntie (NOD-SCID) muizen met Lin-CD34+ navelstrengbloed (CB) cellen5. Voor zover wij weten, is er geen gerapporteerde formele vergelijking van intraveneuze versus intrafemorale injecties in langetermijn- en seriële transplantatieresultaten. In directe vergelijking met intraveneuze injecties bieden intrafemorale injecties echter grotere transplantaatgroottes met hetzelfde aantal getransplanteerde cellen6, althans op korte termijn. Bovendien kan implantatie worden gedetecteerd met veel minder getransplanteerde hematopoëtische stam- en voorlopercellen (HSPC's). Men denkt dat dit komt omdat intrafemorale toediening de noodzaak van HSC's om naar het beenmerg te sturen omzeilt, wat in de context van xenotransplantaten beperkend is vanwege een gebrek aan reactiviteit tussen soorten voor een aantal receptoren en cytokines. Via het gebruik van intrafemorale injecties waren Notta en collega's de eersten die enkele menselijke HSC's7 transplanteerden, hoewel er extra overwegingen moeten worden gemaakt, zoals beschreven in hun methoden. Intrafemorale toediening van HSPC's heeft ook beperkingen. De injectie zelf verstoort en vernietigt een deel van het beenmerg en is daarom niet geïndiceerd voor onderzoeken naar de overspraak tussen HSC's en hun micro-omgeving van het beenmerg. Bovendien wordt het maximale aantal cellen beperkt door het volume van die botholte en dat kan voor sommige toepassingen te weinig zijn. Zoals bij elke techniek moet de toepassing ervan in een specifiek experiment worden afgewogen op basis van de voor- en nadelen en de vraag die wordt gesteld. In de context van xenotransplantatie, als het doel van het experiment is om de implantatie van een laag aantal menselijke HSPC's te testen zonder beoordeling van de micro-omgeving, heeft intrafemorale toediening meestal de voorkeur boven intraveneuze injectie.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Al het dieronderzoek dat hier wordt gepresenteerd, voldoet aan de Animals (Scientific Procedures) Act 1986 Amendment Regulations 2012 en is uitgevoerd na ethische beoordeling en goedkeuring door de University of Cambridge Animal Welfare and Ethical Review Body (AWERB). Vrouwelijk knikje. Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) muizen, in de leeftijd tussen 12 en 16 weken (~21-30 g), in eigen beheer gefokt en onderhouden in een specifiek-pathogeenvrije dierfaciliteit, werden gebruikt voor intrafemorale injecties. Geanonimiseerde CB-monsters werden verzameld van gezonde donoren na geïnformeerde toestemming van de Cambridge Blood and Stem Cell Biobank (CBSB) in overeenstemming met gereguleerde procedures die zijn goedgekeurd door de Cambridgeshire Local Research Ethics Committee (18/EE/0199).
1. Voorbereiding van de muis
- Snijd vóór de bestraling de oren van de muizen in voor identificatie en weeg ze voor het basisgewicht.
- Vierentwintig uur voor de transplantatie van de cellen de muizen subletaal bestralen met 2,4 Gy straling.
2. Bereiding van cellen
OPMERKING: Voor deze injecties kunnen cellen van verse of ingevroren monsters worden gebruikt. Specifieke subpopulaties van cellen kunnen worden gesorteerd door middel van flowcytometrie. Als alternatief kunnen cellen vóór transplantatie in de gewenste omstandigheden worden gekweekt. Voor de getoonde experimenten gebruiken we bevroren CB CD34+ cellen.
- Ontdooi de cellen in een buisje van 50 ml door druppelsgewijs 10x het volume van de cel voorverwarmd IMDM + 50% foetaal runderserum (FBS) + 0,1 mg/ml DNase toe te voegen terwijl u de buis handmatig roert. Centrifugeer de cellen bij 500 × g gedurende 5 minuten.
- Resuspendeer de cellen in 20-40 μL (idealiter 25 μL) PBS + Penicilline-Streptomycine (10 E/ml of 0,1%) per muis. Zorg indien mogelijk voor extra cellen voor een dood volume wanneer u de cellen in de spuit opneemt voor injecties. Bewaar de cellen op ijs tot de injecties. Het maximale aantal cellen per injectie is 4 miljoen cellen.
3. Voorbereiding voor intrafemorale injectie in de dierenfaciliteit
- Bereid de volgende drie naalden voor die nodig zijn voor deze procedure:
- Bereid een spuit van 3 ml voor met een naald van 27 G 1/2".
- Bereid een insulinespuit van 0,5 ml voor met een naald van 29 G x 12,7 mm die de celsuspensie bevat.
- Bereid een insulinespuit van 1 ml voor met een naald van 29 G x 0,5" met 0,1 mg/kg buprenorfine (100 μl).
- Verdoof de muizen in een verdovingsdoos (door inademing van isofluraan 2% (v/v) en zuurstof 2 l/min). Breng de muis over naar een neuskegel en bevestig dat deze klaar is voor de procedure door in de teen te knijpen. Breng oogzalf aan op de ogen om uitdroging te voorkomen.
OPMERKING: Deze procedure wordt uitgevoerd in een bioveiligheidskap van insluitingsniveau 2 en er worden steriele omstandigheden gebruikt.
4. Intrafemorale injectie
- Leg de muis op zijn rug en laat zijn achterpoot buigen. Zet het achterbeen vast met de niet-dominante hand door de duim op de voet, de middelvinger op de heup en de wijsvinger op de buitenkant van het dijbeen te plaatsen.
- Scheer of pluk het haar voorzichtig rond de knieschijf en gebruik een alcoholdoekje om het gebied af te vegen.
- Gebruik de spuit van 3 ml met een naald van 27 G 1/2" en richt op de bovenste binnenhoek van de knieschijf om voorzichtig een gat door de huid naar het dijbeen te boren. Hoewel de naald in het begin heen en weer kan worden gedraaid, moet u slechts één keer met de klok mee in het bot bewegen, totdat de hele naald in het bot zit.
OPMERKING: Het doel van deze stap is het genereren van een kanaal voor celafgifte. (Optioneel) Om te controleren of de naald goed in het bot zit, laat u het been los en draait u de spuit heen en weer; Als het correct in het bot zit, moet het hele been met de rotatie meebewegen. Zet het been opnieuw vast met de niet-dominante hand door de duim op de voet, de middelvinger op de heup en de wijsvinger op de buitenkant van het dijbeen te plaatsen, voordat u verder gaat. Als de naald verkeerd wordt ingebracht, bevindt de naald zich waarschijnlijk in de spier of pees, draait het been niet met de spuit en kunt u de naald onder de huid voelen. - Verwijder de naald tegen de klok in totdat deze er halverwege is. Gebruik nu een alcoholdoekje om rond de naald te vegen (er kan een klein druppeltje bloed zijn) en blijf de naald vervolgens tegen de klok in draaien en verwijder de naald.
- Breng de insulinespuit van 0,5 ml met de cellen in de dijbeenschacht via dezelfde leiding in. Zodra de naald erin zit, noteer dan of u een kras voelt die de juiste locatie aangeeft. Laat nu de greep op het been los, maar pas op dat u de naald niet van het been verwijdert. Injecteer vervolgens voorzichtig de 25 μL celsuspensie in het dijbeen en verwijder de naald.
OPMERKING: De beschreven 'kras' is als het raken van een ruw oppervlak en als de naald voelt dat deze soepel naar binnen is gegaan zonder ruw gevoel, zit deze niet op de juiste plaats. De meeste gebruikers begrijpen dit duidelijk als ze eenmaal succesvol zijn in hun praktijk.
5. Zorg na injectie
- Injecteer de muis subcutaan met buprenorfine (0,1 mg/kg, 100 μl) voordat u de muis terugplaatst in zijn kooi en controleert of hij herstelt van de verdoving.
OPMERKING: De muis mag niet onbeheerd worden achtergelaten totdat hij voldoende bewustzijn heeft herwonnen om sterfelijk te blijven liggen en wordt niet teruggebracht naar het gezelschap van andere dieren totdat hij volledig hersteld is. Het is onwaarschijnlijk dat muizen nadelige effecten vertonen van de intrafemorale injectie; Intrafemorale injectie kan echter leiden tot verminderde activiteit en pijn in het geopereerde gebied. - Beoordeel de zwelling van het spronggewricht, pijn en mobiliteit na de procedure.
OPMERKING: Muizen zouden binnen 24 uur na injectie de normale mobiliteit van de ledematen moeten herwinnen.
6. Analyseren van de gegevens
- Euthanaseer de muizen door cervicale dislocatie of een andere goedgekeurde methode na injectie op elk moment, bijv. 24-48 uur voor homing-experimenten, 4-12 weken voor kortdurende HSC-activiteit >18 weken voor langdurige implantatie. Als analyse van perifeer bloed (PB) is gepland, bloeden de muizen voordat ze worden geofferd met een geautoriseerde methode, wat idealiter 50-100 μL bloed oplevert (niet meer dan 10% van het totale volume). Verwijder de botten van het achterbeen en de milt volgens de standaard dissectieprotocollen.
- Voor beenmerg:
- Houd het geïnjecteerde dijbeen (IF) en de niet-geïnjecteerde botten (scheenbenen achterbeen en niet-geïnjecteerde dijbenen, BM genoemd) gescheiden. Spoel de botten met 1 ml IMDM + 5% FBS en een naald van 36 G x 3/4" en centrifugeer gedurende 5 minuten op 500 × g.
- Resuspendeer de pellet in 500 μL PBS + 3% FBS en breng vervolgens 50 μL over in een putje van een 96 ronde bodemplaat om te kleuren.
- Vries eventueel achtergebleven beenmerg in en bewaar het in vloeibare stikstof voor verdere ex vivo of secundaire in vivo experimenten.
- Voor de PB:
- Spoel het verzamelbuisje uit met 100 μL PBS + 3% FBS, breng het bloed over in een FACS-buisje van 5 ml en vul het volume aan tot 2,5 ml met PBS + 3% FBS.
- Pipetteer voorzichtig 1 ml Pancoll in de bodem van de FACS-buisjes en centrifugeer gedurende 25 minuten op 500 × g met de rem eraf.
- Verzamel de buffy coat-laag, breng deze over in tubes van 1,5 ml en vul aan tot 1,5 ml met PBS + 3% FBS. Centrifugeer gedurende 5 minuten op 500 × g.
- Resuspendeer de pellet in 50 μL PBS + 3% FBS en breng over naar een putje van een 96 ronde bodemplaat om te kleuren.
- Voor de milt:
- Plaats de milt in een celzeef op een buisje van 50 ml en plet met de zuiger van een spuit van 3 ml.
- Voeg één milliliter per keer 5 ml IMDM + 5% FBS toe om de cellen door te spoelen. Neem 50 μL in een kuiltje van een 96 ronde bodemplaat om te kleuren.
- Bereid een antilichaam mastermix voor; Hier is een voorbeeld van 10 voorbeelden:
- Aliquot 550 μL PBS + 3% FBS (50 μL/monster + 10% extra) in een buisje van 1,5 of 2 ml.
- Voeg individuele antilichamen toe zodat hun uiteindelijke concentratie 2x is op basis van hun titratie (bijv. voor een antilichaam getitreerd 1:100, voeg 11 μl toe).
OPMERKING: Kies een antilichaampanel dat mogelijke differentiatie beoordeelt tussen alle bloedlijnen die van belang zijn, bijvoorbeeld CD19/FITC, GlyA/PE, CD45/PECy5, CD14/PECy7, CD33/APC, CD19/Alexa 700, CD45/BV510 en CD3/APCCy7.
- Kleuring: voeg 50 μl antilichaammastermix toe aan elk van de putjes van de 96 ronde bodemplaat met de te kleuren monsters. Kleuring gedurende 20 minuten bij kamertemperatuur, voeg 100 μL PBS + 3% FBS toe om de cellen te wassen en centrifugeer gedurende 5 minuten op 500 × g. Verwijder het supernatant.
- Resuspendeer de pellet in 200 μL PBS + 3% FBS en leid elk monster door een FACS-buis met een celzeefkap. Voeg aan beenmerg- en miltmonsters nog eens 200 μL PBS + 3% FBS toe.
- Flowcytometriecontroles: Voer controles uit met behulp van compensatiekorrels door 100 μL PBS, 1 druppel positieve korrels, 1 druppel negatieve korrels en 1 μL van het antilichaam toe te voegen aan een FACS-buisje. Laat 5 minuten op kamertemperatuur staan en voeg dan 300 μL PBS toe. Neem 50 μL ongekleurde beenmergcellen gemaakt tot 400 μL met PBS + 3% FBS als ongekleurde controle.
- Analyseer de monsters door middel van flowcytometrie.
- Voer controles met één vlek uit en verwijder deze voor compensatie zoals geadviseerd voor de gebruikte cytometer. Stel gating in zoals in figuur 3A.
- Voor PB voert u alle cellen uit en voor beenmerg en milt voert u minimaal 50.000 gebeurtenissen per monster uit, afhankelijk van de menselijke implantatieniveaus.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
De implantatie van de intrafemoraal geïnjecteerde cellen kan op elk moment vanaf 24 uur worden beoordeeld, afhankelijk van het experimentele ontwerp. Op het eindpunt kunnen IF, BM, PB en milt worden verzameld. Deze kunnen worden verwerkt en het niveau van implantatie kan worden beoordeeld via flowcytometrie. Om menselijke implantatie robuust te noemen, zelfs op lage niveaus, hebben we gekleurd met twee verschillende antilichamen tegen humaan CD45 (kloon HI30 en kloon 2D1). Alleen cellen ...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Intrafemorale injecties zijn een nuttig hulpmiddel bij xenotransplantatie wanneer slechts een klein aantal HSPC's beschikbaar is, wat zorgt voor een verbeterde implantatie in vergelijking met intraveneuze injecties. De techniek vereist echter behendigheid en training. Bij het oefenen raden we aan om verse kadavers van het juiste gewichtsbereik te gebruiken (zie hieronder) en een gekleurde kleurstof te injecteren (zoals trypanblauw), zodat bij dissectie duidelijk is of de injectie in het ...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs verklaren dat er geen sprake is van belangenverstrengeling.
Dankbetuigingen
De auteurs danken de groep van Dr. John Dick voor eerder werk aan deze methode, en Monica Doedens voor training. We zijn de Cambridge Blood and Stem Cell Biobank (CBSB) dankbaar, in het bijzonder Dr. Joanna Baxter en het team van CBSB-verpleegkundigen die toestemming hebben gegeven en navelstrengbloedmonsters hebben verzameld; onze steekproefdonateurs; de Universitaire Biomedische Dienst, in het bijzonder Nicolas Lumley en het personeel van het Anne McLaren-gebouw voor het onderhoud van onze muizenstammen en de ondersteuning van onze in vivo experimenten; Shaaezmeen Basheer voor het redigeren van het manuscript.
E.L. wordt gefinancierd door een Sir Henry Dale Fellowship die gezamenlijk wordt gefinancierd door de Wellcome Trust en de Royal Society (107630/Z/15/A). L.M. wordt ondersteund door Sofinter - HR Welfare Program. Dit onderzoek werd geheel of gedeeltelijk gefinancierd door de Wellcome Trust (203151/Z/16/Z, 203151/A/16/Z, 215116/Z/18/Z) en de UKRI Medical Research Council (MC_PC_17230). Met het oog op open access heeft de auteur een CC BY-licentie voor openbaar auteursrecht toegepast op elke door de auteur geaccepteerde manuscriptversie die voortkomt uit deze inzending.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
```html
```
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 0.5 mL Insulin Syringe with 29 G x 12.7 mm Needle | BD | 324892 | |
| 1 mL Insulin Syringe with 29 G x 0.5" Needle | BD | 324827 | |
| 1.5 mL tube | Fisherbrand | 509-GRD-PFB | |
| 3 mL syringe | HENKE SASS WOLF GMBH | 4020.000V0 | |
| 5 mL Round Bottom Polystyrene Test Tube with Cell Strainer Cap 12 x 75 mm | Falcon | 352235 | FACS tube |
| 5 mL Round Bottom Polystyrene Test Tube with Snap Cap 12 x 75 mm | Falcon | 352058 | FACS tube |
| 27 G 1/2" needle | BD | 300635 | |
| 40 µm cell strainer for 50 mL tube | Greiner Bio-one | 542040 | |
| 50 mL tube | Sarstedt Ltd | 62.547.254 | |
| 96 well round-bottom plate | Falcon | 351177 | |
| Alcohol Swab | VITREX MEDICAL A/S | 520213 | |
| BD LSR Fortessa X-20 Cell Analyzer | BD | flow cytometer | |
| Buphrenorphine | Animalcare | XVD190 | |
| CD14/PECy7 (Clone M5E2) | biolegend | 301814 | Used at 1 in 1000 |
| CD19/Alexa 700 (Clone HIB19) | biolegend | 302226 | Used at 1 in 300 |
| CD19/FITC (Clone HIB19) | biolegend | 302206 | Used at 1 in 200 |
| CD3/APCCy7 (Clone HIT3a) | biolegend | 300318 | Used at 1 in 100 |
| CD33/APC (Clone P67.6) | BD | 345800 | Used at 1 in 200 |
| CD45/BV510 (Clone HI30) | biolegend | 304036 | Used at 1 in 500 |
| CD45/PECy5 (Clone 2D1) | biolegend | 368526 | Used at 1 in 300 |
| CompBeads Anti-Mouse Ig, κ/Negative Control Compensation Particles Set | BD | 552843 | |
| Dnase 1 | Worthington Biochemical | LS002139 | |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | PAN-Biotech | P40-37500 | |
| Glycophorin A (GlyA)/PE (Clone GA-R2) | BD | 340947 | Used at 1 in 1000 |
| Iscove Modified Dulbecco Media (IMDM) | PAN-Biotech | P04-20250 | |
| Isoflurane (IsoFlo 100% w/w Inhalation Vapor, liquid) | Zoetis | 115095 | |
| Microvette 300 Lithium heparin LH, 300 µL | Sarstedt Ltd | 20.1309 | Mouse blood collection tube |
| NOD.Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) mice | Charles River | ||
| Pancoll human, Density: 1.077 g/mL | PAN-Biotech | P04-60500 | |
| Penicillin-Streptomycin | Gibco | 15140122 | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Gibco | 14190169 |
Referenties
- Dancey, J. T., Deubelbeiss, K. A., Harker, L. A., Finch, C. A. Neutrophil kinetics in man. J Clin Invest. 58 (3), 705-715 (1976).
- Purton, L. E., Scadden, D. T. Limiting factors in murine hematopoietic stem cell assays. Cell Stem Cell. 1 (3), 263-270 (2007).
- Laurenti, E., Göttgens, B. From haematopoietic stem cells to complex differentiation landscapes. Nature. 553 (7689), 418-426 (2018).
- Cosgrove, J., Hustin, L. S. P., de Boer, R. J., Perié, L. Hematopoiesis in numbers. Trends Immunol. 42 (12), 1100-1112 (2021).
- Mazurier, F., Doedens, M., Gan, O. I., Dick, J. E. Rapid myeloerythroid repopulation after intrafemoral transplantation of NOD-SCID mice reveals a new class of human stem cells. Nat Med. 9 (7), 959-963 (2003).
- McKenzie, J. L., Gan, O. I., Doedens, M., Dick, J. E. Human short-term repopulating stem cells are efficiently detected following intrafemoral transplantation into NOD/SCID recipients depleted of CD122+ cells. Blood. 106 (4), 1259-1261 (2005).
- Notta, F., et al. Isolation of single human hematopoietic stem cells capable of long-term multilineage engraftment. Science. 333 (6039), 218-221 (2011).
- Belluschi, S., et al. Myelo-lymphoid lineage restriction occurs in the human haematopoietic stem cell compartment before lymphoid-primed multipotent progenitors. Nat Commun. 9 (1), 4100(2018).
- McDermott, S. P., Eppert, K., Lechman, E. R., Doedens, M., Dick, J. E. Comparison of human cord blood engraftment between immunocompromised mouse strains. Blood. 116 (2), 193-200 (2010).
- Billerbeck, E., et al. Development of human CD4+FoxP3+ regulatory T cells in human stem cell factor-, granulocyte-macrophage colony-stimulating factor-, and interleukin-3-expressing NOD-SCID IL2Rγ(null) humanized mice. Blood. 117 (11), 3076-3086 (2011).
- Rongvaux, A., et al. Development and function of human innate immune cells in a humanized mouse model. Nat Biotechnol. 32 (4), 364-372 (2014).
- McIntosh, B. E., et al. Nonirradiated NOD,B6.SCID Il2rγ−/− KitW41/W41 (NBSGW) Mice support multilineage engraftment of human hematopoietic cells. Stem Cell Reports. 4 (2), 171-180 (2015).
- Notta, F., Doulatov, S., Dick, J. E. Engraftment of human hematopoietic stem cells is more efficient in female NOD/SCID/IL-2Rgc-null recipients. Blood. 115 (18), 3704-3707 (2010).
- Futrega, K., Lott, W. B., Doran, M. R. Direct bone marrow HSC transplantation enhances local engraftment at the expense of systemic engraftment in NSG mice. Sci Rep. 6, 23886(2016).
- Mende, N., et al. Unique molecular and functional features of extramedullary hematopoietic stem and progenitor cell reservoirs in humans. Blood. 139 (23), 3387-3401 (2022).
- Medyouf, H., et al. Myelodysplastic cells in patients reprogram mesenchymal stromal cells to establish a transplantable stem cell niche disease unit. Cell Stem Cell. 14 (6), 824-837 (2014).
- Eppert, K., et al. Stem cell gene expression programs influence clinical outcome in human leukemia. Nat Med. 17 (9), 1086-1093 (2011).
- Sanchez, P. V., et al. A robust xenotransplantation model for acute myeloid leukemia. Leukemia. 23 (11), 2109-2117 (2009).
- Li, J., Chen, H., Zhao, S., Wen, D., Bi, L. Patient-derived intrafemoral orthotopic xenografts of peripheral blood or bone marrow from acute myeloid and acute lymphoblastic leukemia patients: clinical characterization, methodology, and validation. Clin Exp Med. 23 (4), 1293-1306 (2023).
- Dobson, S. M., et al. Relapse-fated latent diagnosis subclones in acute B lineage leukemia are drug tolerant and possess distinct metabolic programs. Cancer Discov. 10 (4), 568-587 (2020).
- Marktel, S., et al. Intrabone hematopoietic stem cell gene therapy for adult and pediatric patients affected by transfusion-dependent ß-thalassemia. Nat Med. 25 (2), 234-241 (2019).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
