Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een door zwemmen geïnduceerd trainingsapparaat voor zebravissen voor veelzijdige trainingsbenaderingen

2.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66382

⸱

18 oktober 2024

 ,  ,  , 
1Exercise Genetics and Metabolism Laboratory, Molecular Biology Program, Department of Biophysics, Federal University of São Paulo, 2Exercise Genetics and Metabolism Laboratory, Nephrology Program, Department of Biophysics, University Federal of Sao Paulo

In dit artikel

Samenvatting

Het oefenapparaat, ontworpen voor minder fortuinlijke vissen, vergemakkelijkt de implementatie van diverse trainingsprotocollen met verschillende intensiteiten door de waterstroomsnelheid te manipuleren, haalbaar door middel van reotaxis.

Samenvatting

Om de effecten van lichaamsbeweging op gezondheid en ziekte uitgebreid te onderzoeken, spelen diermodellen een cruciale rol. Zebravis, een veelgebruikt modelorganisme van gewervelde dieren, biedt een uniek platform voor dergelijke studies. Deze studie introduceerde de ontwikkeling van een kosteneffectief apparaat op maat gemaakt voor bewegingsstudies van zebravissen, waarbij gebruik werd gemaakt van direct beschikbare materialen. Het apparaat is gebaseerd op de principes van een zwemtunnel en omvat een netwerk van leidingen en kleppen die zijn gekoppeld aan een dompelpomp. De waterstroom wordt nauwgezet bewaakt door een sensor en geregeld via kleppen. Om de effectiviteit van het apparaat te beoordelen, werden twee trainingsprotocollen geïmplementeerd: continue training met matige intensiteit (MICT) en intervaltraining met hoge intensiteit (HIIT). Vissen werden collectief getraind en hun zwemprestaties werden beoordeeld door middel van een uithoudingstest. Beide trainingsprotocollen leidden tot verbeteringen in de zwemprestaties na 30 dagen training en induceerden veranderingen in de moleculaire respons op lichaamsbeweging in vergelijking met een zittende controlegroep. HIIT toonde met name een superieure efficiëntie aan ten opzichte van MICT. Het trainingssysteem voor zebravissen bleek een waardevol hulpmiddel te zijn voor onderzoek in de inspanningsfysiologie en bevordert de bruikbaarheid van het zebravismodel op dit gebied verder.

Inleiding

Lichaamsbeweging omvat elke lichamelijke beweging die door skeletspieren wordt uitgevoerd en die resulteert in een verhoogd energieverbruik, waarbij lichaamsbeweging een gestructureerde en repetitieve subset van fysieke activiteiten is. Lichaamsbeweging, een multifactoriële en kosteneffectieve activiteit waarbij het hele lichaam betrokken is, levert tal van gezondheidsvoordelen op, zoals het voorkomen van metabool syndroom en sarcopenie2. Bijgevolg is het gebied van de inspanningsfysiologie van groot belang omdat het probeert op te helderen hoe het lichaam zich aanpast aan de acute stress van lichaamsbeweging, de chronische stress van fysieke training en de algehele impact van lichaamsbeweging op de gezondheid1.

Het uitvoeren van inspanningsfysiologiestudies bij mensen kan zowel duur als tijdrovend zijn vanwege uitdagingen in het experimentele ontwerp en de monitoring van deelnemers3. Daarom wordt het gebruik van diermodellen in laboratoriumomgevingen sterk aanbevolen vanwege hun genetische en fysiologische uniformiteit. Bovendien hebben dieren onder gecontroleerde laboratoriumomstandigheden doorgaans een zittende levensstijl en gereguleerde voedselinname4. Van de diermodellen zijn knaagdieren het meest gebruikt in onderzoek naar lichaamsbeweging1. Zebravissen (Danio rerio; Hamilton, 1822) is een aanvullend model voor muizen en andere soorten voor inspanningsstudies 5,6,7,8.

In het zebravisonderzoek kan lichaamsbeweging worden uitgevoerd met behulp van in de handel verkrijgbare of op maat gemaakte zwemtunnels. Van de in de handel verkrijgbare opties wordt de tunnel van het Blazka-type, ontwikkeld door het Loligo-systeem, het meest gebruikt 7,9,10. Dit systeem induceert geforceerd zwemmen door een propeller die is gekoppeld aan een elektromotor, waardoor een continue waterstroom in de tunnel wordt gegenereerd. Dit zwemvermogen is geworteld in het principe van rheotaxis, een aangeboren gedrag bij vissen dat hen ertoe aanzet om tegen de waterstromingen in te zwemmen en hun positie te behouden11. Rheotaxis maakt het mogelijk om de kritische zwemsnelheid (Ucrit) te meten, die de maximale snelheid vertegenwoordigt die een vis gedurende een bepaalde tijd kan volhouden. Het is echter vermeldenswaard dat deze apparatuur, hoewel waardevol voor het beoordelen van zwemgedrag en zuurstofverbruik, aanzienlijke kosten met zich meebrengt12.

Onderzoekers hebben alternatieve apparaten ontwikkeld voor het trainen van zebravissen, vaak gebaseerd op het Blazka-type mechanisme 10,13,14 of eenvoudigere mechanismen 8,15,16. Desalniettemin kunnen deze methoden worden beperkt door de technische eisen van het protocol, waaronder langere duur, aanzienlijke apparatuurkosten en beperkingen in doorvoer en precisie. Het primaire doel van de studie was dan ook het ontwerpen van een betaalbaar en gebruiksvriendelijk oefensysteem voor zebravissen met behulp van direct beschikbare materialen, dat een nieuw alternatief apparaat biedt voor lichaamsbeweging bij vissen. Een secundair doel was om zowel aërobe als anaërobe trainingsregimes in zebravissen te implementeren, waardoor het gebruik van het zebravismodel als interventiestrategie in inspanningsonderzoek verder werd bevorderd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De procedures kregen vooraf goedkeuring van de ethische commissie voor diergebruik van de Federale Universiteit van São Paulo (CEUA/UNIFESP nr. 9206260521). Alleen volwassen vrouwelijke wildtype Danio rerio, 6 maanden oud en met een gewicht van 2,5-3 g, werden in deze studie gebruikt. De apparatuur en reagentia die nodig zijn voor het onderzoek staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Op maat gemaakte Zebrafish oefenapparatuur

LET OP: Het oefenapparaat is op maat gemaakt. Zie voor details Figuur 1, Aanvullende Tabel 1, Aanvullend Bestand 1 en Aanvullend Bestand 2.

  1. Plaats een dompelpomp (N) in een watertank (O) (≥30 L). Zorg ervoor dat het water aan de volgende voorwaarden voldoet: pH van 7,2 ± 0,5 en 400 ± 50 μS, 28 ± 1 °C.
  2. Stromende aanvullende tabel 1 en figuur 1, sluit pijp (I) aan op punt-T-pijp (B) en bevestig een kleine pijp (G) aan de zijkant van B. Breng vanaf G verbindingen tot stand met de bolklep (F), vervolgens met een andere G en in volgorde naar de pijpelleboog (A) en I, waarmee het segment wordt voltooid dat verantwoordelijk is voor het regelen van de waterdruk binnen het systeem. Deze regeling wordt bereikt door een retourstroom naar de watertank (O).
  3. Verbind deze in het alternatieve gedeelte van B met een pijp (J), gevolgd door verbindingen met A en G. Gebruik de mofpijpfitting (D) om de poortwaterklep (E) met G te verbinden.
  4. Integreer een visinvoerpoort in het systeem door aan de ene kant B met G te verbinden en aan de andere kant een andere G aan te sluiten. Sluit vervolgens de mofpijpfitting (C) aan op deze tweede G en stel een reeks vast die aansluit op de acrylpijp (K), die cruciaal is voor het visualiseren van zwemgedrag.
    1. Om K te koppelen aan de waterstroomsensor (M), gebruikt u de leidingen C, G en D. Ga verder met het verbinden van M naar G met behulp van D en integreer vervolgens A, G en H om de terugkeer van het water naar het reservoir te vergemakkelijken.
      NOTITIE: Plaats een muggengaas in het korte pijpsegment tussen de poort en de bolklep (F2) om te voorkomen dat vissen toegang krijgen tot andere delen van het apparaat. De zittingafsluiter (F) heeft een tweeledig doel. De eerste klepafsluiter (F1) regelt de waterstroom die terugkeert naar het reservoir voordat deze de rest van het apparaat binnengaat, en fungeert als een systeemdrukregelklep. De klepafsluiter (F2) is een in- en uitgang voor de zebravissen binnen het systeem.
  5. Bevestig een waterstroomsensor stroomafwaarts van de acrylbuis.
    NOTITIE: De flowsensor moet worden aangesloten op een LCD-scherm en worden geprogrammeerd met behulp van een Arduino (Figuur 1). Details van de Arduino-opstelling zijn te vinden in aanvullend bestand 2.

2. Bediening van het apparaat

  1. Om de vissen veilig in het systeem te introduceren, is het essentieel om de waterstroom te onderbreken. Om dit te bereiken, sluit u de schuifafsluiter (E) terwijl u de klepafsluiter (F1) open houdt. Open vervolgens de bolklep (F2), die dient als ingang tot het systeem, introduceer de vis voorzichtig en sluit onmiddellijk de F2-klep. Open ten slotte de E-klep om het oefengebied met water te vullen.
  2. Gebruik de klepafsluiter om de stroomsnelheid te regelen en het water indien nodig terug naar het reservoir te leiden.
  3. Gebruik de schuifafsluiter (F2) voor een nauwkeurige afstelling van het debiet en om de toegang van vissen te beheren.
  4. Om de vis aan het einde van de test te verwijderen, sluit u klep (E) na het in acht nemen van de uitputtingscriteria. Open vervolgens klep F en draai deze 180° ten opzichte van de as van de acrylbuis; Dit vergemakkelijkt de afvoer van water en voert de uitgeputte vissen mee.
  5. Voer de debietbewaking uit.
    OPMERKING: Het is noodzakelijk om de waterstroomsnelheid te bewaken via een systeem met een Arduino Nano, een 16 x 2 LCD-scherm, een 10 kΩ, 0.25 W doorlopende weerstand en een 10 kΩ potentiometer. De debietsensor bewaakt continu de waterstroomsnelheid op basis van Hall Effect-technologie17. Elke stroompuls komt overeen met één omwenteling van de sensorflopper, wat resulteert in een frequentie (Hz) van 6,6 x Q (debiet in L/min).
    1. Sluit de juiste draden van de flowsensor aan op de 5 V-, GND- en D2-pinnen van de Arduino Nano (aanvullende tabel 1). Laad de meegeleverde schets (aanvullend bestand 1) in de Arduino met behulp van de Arduino IDE. Voorzie het systeem van stroom via de Arduino USB-poort.
      NOTITIE: De debietmetingen worden weergegeven op het 16 x 2 LCD-scherm. De kalibratie van de waterstroomsensor is weergegeven in afbeelding 2. De schema's van de Arduino-verbindingen met het LCD-scherm worden geïllustreerd in figuur 3.

3. Uithoudingsvermogen test

OPMERKING: Deze stap schetst de procedure voor de duurtest om de maximale zwemsnelheid (Umax) van zebravissen te bepalen.

  1. Laat de vissen eerst gedurende twee weken 60 minuten per dag wennen aan een lage waterstroomsnelheid (0,06 m/s) in de zwemtunnel.
    OPMERKING: Na een preconditioneringsperiode van 24 uur ondergaan individuele zebravissen de aanhoudende zwemprestatietest. Het doel van deze test is om de Umax van elke vis vast te stellen.
  2. Plaats de zebravissen afzonderlijk in het apparaat.
  3. Testomstandigheden: Plaats de vis gedurende 10 minuten tegen een waterstroom in met een beginsnelheid van 0,06 m/s.
  4. Snelheidsstappen: Verhoog de waterstroom in discrete fasen, met snelheidsstappen van 0,02 m/s die elke minuut gedurende 40-50 minuten plaatsvinden.
  5. Umax-bepaling: Bepaal de maximale zwemsnelheid (Umax) wanneer de vissen voldoen aan de uitputtingscriteria.
    OPMERKING: Uitputting wordt gedefinieerd wanneer de eerste van de volgende situaties wordt waargenomen: (1) Onvermogen om zijn positie tegen de waterstroom in langer dan drie keer te behouden, of (2) Onvermogen om zijn positie langer dan 5 s vast te houden.
  6. Sluit de klep (E) na het in acht nemen van de uitputtingscriteria. Open vervolgens klep F en draai deze 180° ten opzichte van de as van de acrylbuis. Dit zal de afvoer van water vergemakkelijken en de uitgeputte vissen dragen.

4. Oefengroepen en procedure

OPMERKING: Om verschillende trainingsprotocollen op te stellen, is het essentieel om een zittende groep op te nemen die is blootgesteld aan identieke experimentele omstandigheden om de effecten van trainingsprotocollen te vergelijken, zij het zonder intensieve training te ondergaan. Het is ook essentieel om de Umax vast te stellen, omdat de fracties van de Umax-waarde nodig zijn om de intensiteit van trainingsprotocollen te bepalen.

  1. Sedentaire (SED) groep: Stel de vissen 60 minuten bloot aan geforceerd zwemmen tegen de waterstroom in met 0,06 m/s.
    OPMERKING: Het apparaat genereert een continue waterstroom, waardoor de vissen gedwongen worden om tegen deze stroom in te zwemmen op basis van het principe van rheotaxis11.
  2. Moderate-Intensity Continuous Training (MICT) groep: Onderwerp de vissen gedurende 35 minuten aan geforceerd zwemmen tegen de waterstroom in op 60% van Umax, zoals bepaald in de maximale capaciteitstest.
    OPMERKING: Dit protocol is overgenomen van Húngaro et al.18. Gedurende de eerste 10 minuten was de vis gewend aan dezelfde snelheid als de sedentaire groep (0,05 m/s).
  3. High-Intensity Interval Training (HIIT) groep: Onderwerp de vissen aan geforceerd zwemmen afwisselend de zwemsnelheden: 2 minuten op 90% van Umax gevolgd door 2 minuten op 30% van Umax, herhaald gedurende 18 minuten (9 cycli). Dit protocol is overgenomen van Marcinko et al.19.
    OPMERKING: Gedurende de eerste 10 minuten van de trainingsperiode is het noodzakelijk om de vissen te acclimatiseren tot dezelfde snelheid als de sedentaire groep (0,06 m/s).
  4. Implementeer alle trainingsprotocollen gedurende 5 dagen per week gedurende een periode van vier weken.
    NOTITIE: Vissen moeten worden gehuisvest in aquaria die geschikte omstandigheden bieden, en ze mogen alleen tijdens aangewezen trainingsperioden in het trainingsapparaat worden geïntroduceerd. Vissen moeten driemaal daags worden voorzien van tropisch visvlokkenvoer en het water in onderhoudsaquaria moet elke 2 dagen een gedeeltelijke verandering ondergaan.
  5. Herhaal de duurtest aan het einde van elke week, met latentie- en snelheidsgegevens op het punt van vermoeidheid als indicatoren van fysieke conditieparameters.
  6. Om overtrainingseffecten te veroorzaken, verhoogt u de waterstroomsnelheid wekelijks op basis van de resultaten van de uithoudingstest die na elke 4-daagse trainingscyclus wordt uitgevoerd. De trainingsduur moet worden aangepast om rekening te houden met de afgelegde afstand (snelheid × tijd), en deze duur moet consistent blijven tussen de getrainde groepen.
  7. Pas de zwemtijd aan als reactie op de verhoogde waterstroom en standaardiseer zo de trainingsbelasting over de getrainde groepen.

5. Lichaamsafmetingen

  1. Verdoof de vissen met 0,0075% tricaïne (w/v) door onderdompeling voor het uitvoeren van lichaamsmetingen (gewicht en grootte)20.
  2. Fotografeer en weeg de vis om de lichaamsafmetingen te bepalen met behulp van ImageJ-software.
  3. Druk de gegevens uit in termen van Body Condition Indices (gewicht [g]/standaardlengte [mm]2; BMI) en Body Condition Scoring (BCS)20.
  4. Om variaties in grootte en gewicht als gevolg van de vorming van eieren te voorkomen, onderwerpt u de vissen aan standaard kweek20, gevolgd door metingen en wegen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het oefenapparaat toonde een opmerkelijke efficiëntie bij het reguleren van de stroomsnelheid. Om de zwemsnelheid geleidelijk te verhogen, werd de waterstroom wekelijks stapsgewijs verhoogd voor alle groepen, behalve voor de SED-groep, die op een constante stroomsnelheid van 0,06 m/s werd gehouden. Het apparaat zorgde met name voor een opmerkelijk niveau van precisie, waarbij stroomsnelheidsaanpassingen tot 0,001 m/s werden bereikt. Het foutenpercentage was echter 30% bij lage snelheden,...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

In deze studie werd een innovatief, kosteneffectief oefensysteem ontwikkeld, geïnspireerd op de zwemtunnelrespirometer van Loligo Systems21 en het gootsysteem22 voor het uitgebreide onderzoek van de zwemprestaties van zebravissen. De Umax werd bepaald door de waterstroom systematisch in afzonderlijke fasen te verhogen, met snelheidsverhogingen met korte tussenpozen (20-30 minuten) totdat de vis uitgeput raakte, wat werd gekenmerkt door drie...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Het is essentieel om te verduidelijken dat er geen concurrerende financiële belangen verbonden zijn aan het onderzoek dat in dit manuscript wordt gepresenteerd. Er zijn geen financiële partnerschappen of banden met organisaties of entiteiten tot stand gebracht die de resultaten van dit werk mogelijk zouden kunnen beïnvloeden of vertekenen. Deze verklaring dient als garantie dat het onderzoeksproces rechttoe rechtaan en eerlijk was, zonder financiële conflicten die de resultaten beïnvloedden. De presentatie van dit werk wordt gemotiveerd door een oprechte passie voor het onderwerp, uitsluitend gedreven door een liefde voor de academische wereld en het nastreven van wetenschappelijke kennis.

Dankbetuigingen

Onze dank gaat uit naar Dr. Omar Mertins voor het genereus verlenen van toegang tot het laboratorium voor het onderhoud van vissen en het uitvoeren van tests. Verder worden erkentelijkheid gegeven aan FAPESP, CNPq en CAPES voor het toekennen van beurzen ter ondersteuning van dit onderzoek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
CPVC Female 90-Degree Elbow for PlumbingTigre221502603/4-inch 
24AWG WireSky Cablo StoreVerbinding tussen componenten in de geperforeerde printplaat (1m)
Acrylic pipeThe Clear Plastic Shop411384083/4-inch 
Aquarium Submersible Fish TankAqua Tank300w
CPVC PipeTigre101217873/4-inch 
Female Threaded Gate Water ValveTigre279503103/4-inch 
Female Threaded Globe Water ValveTigre279405103/4-inch 
hrough-hole resistorBXV10 kΩ, 0.25W t
Lab Support Stand With Clamp with 30 inch rod Masiye LabsRSC0001Ondersteuning voor horizontale buizen
LCD screen Eichip16 x 2, model JHD162A
Male x Male Dupont JumpersChyanVerbinding tussen arduino en flowsensor (30 cm)
Perforated Circuit Board single sidedKY WIN ROBOT5 x 10 cm
PotentiometerLUSYADL-ALPSA0110kΩ
Roll of Water Blocking TapeOne World5603131000Om lekken te voorkomen
Silicone hoseTigre142112502 cm binnen
Solder StationQHTITECEU/US PLUGArduine-systeem lassen 
Solder Wire SpoolBEEYIHFI001-A001-SetArduine-systeem lassen 
Threaded Male Socket and Unthreaded Female Socket CPVC Pipe FittingTIgre354478493/4-inch 
Tricaine (MS-222)Sigma-AldrichE10521Anestheticum
UNO-R3 board UNO R3 CH340G+MEGA328P Chip 16Mhz FSXSEMIVoor Arduino UNO R3 Development board
Unthreaded CPVC Tee Pipe Fitting, FemaleTigre222002673/4-inch 
Unthreaded Female CPVC Socket Pipe FittingTigre221702603/4-inch 
Water Flow Sensor  model YF-B5 Siqma RoboticsSQ86591-25 L/min
Water Pump SunsunModel HJ-2041, 3000L/h, 65W
Water reservoirCustom30 L

Referenties

  1. Seo, D. Y., et al. Humanized animal exercise model for clinical implication. Pflugers Arch Eur. J Physiol. 466 (9), 1673-1687 (2014).
  2. Nylén, E. S., Gandhi, S. M., Lakshman, R. Cardiorespiratory fitness, physical activity, and metabolic syndrome. Cardiorespiratory Fitness in Cardiometabolic Diseases: Prev. & Manag. in Clin. Pract. , Springer. 207-215 (2019).
  3. Cholewa, J., et al. Basic models modeling resistance training: an update for basic scientists interested in study skeletal muscle hypertrophy. J Cell Physiol. 229 (9), 1148-1156 (2014).
  4. Martin, B., Ji, S., Maudsley, S., Mattson, M. P. 34;Control" laboratory rodents are metabolically morbid: Why it matters. Proc Natl Acad Sci USA. 107 (14), 6127-6133 (2010).
  5. Palstra, A. P., et al. Swimming-induced exercise promotes hypertrophy and vascularization of fast skeletal muscle fibres and activation of myogenic and angiogenic transcriptional programs in adult zebrafish. BMC Genomics. 15 (1), 1-20 (2014).
  6. Blazina, A. R., Vianna, M. R., Lara, D. R. The spinning task: A new protocol to easily assess motor coordination and resistance in zebrafish. Zebrafish. 10 (4), 480-485 (2013).
  7. Gilbert, M. J. H., Zerulla, T. C., Tierney, K. B. Zebrafish (Danio rerio) as a model for the study of aging and exercise: Physical ability and trainability decrease with age. Exp Gerontol. 50, 106-113 (2014).
  8. Usui, T., et al. The French press: A repeatable and high-throughput approach to exercising zebrafish (Danio rerio). Peer J. 2018 (1), 1-12 (2018).
  9. Tierney, K. B. Swimming performance assessment in fishes. J. Vis. Exp. (51), e2572(2011).
  10. Palstra, A. P., et al. Establishing zebrafish as a novel exercise model: Swimming economy, swimming-enhanced growth and muscle growth marker gene expression. PLoS One. 5 (12), e0014483(2010).
  11. Arnold, G. P. Rheotropism in fishes. Biol Rev Camb Philos Soc. 49 (4), 515-576 (1974).
  12. Messerli, M., et al. Adaptation mechanism of the adult zebrafish respiratory organ to endurance training. PLoS One. 15 (2), 1-20 (2020).
  13. Bek, J. W., De Clercq, A., Coucke, P. J., Willaert, A. The ZE-tunnel: An affordable, easy-to-assemble, and user-friendly benchtop zebrafish swim tunnel. Zebrafish. 18 (1), 29-41 (2021).
  14. Lucon-Xiccato, T., et al. An automated low-cost swim tunnel for measuring swimming performance in fish. Zebrafish. 18 (3), 231-234 (2021).
  15. Blazina, A. R., Vianna, M. R., Lara, D. R. The spinning task: A new protocol to easily assess motor coordination and resistance in zebrafish. Zebrafish. 10 (4), 480-485 (2013).
  16. Depasquale, C., Leri, J. The influence of exercise on anxiety-like behavior in zebrafish (Danio rerio). Behav Processes. 157, 638-644 (2018).
  17. Karsenty, A. A comprehensive review of integrated hall effects in macro-, micro-, nanoscales, and quantum devices. Sensors. 20 (15), Basel, Switzerland. 4163(2020).
  18. Húngaro, T. G. R., et al. Physical exercise exacerbates acute kidney injury induced by LPS via toll-like receptor 4. Front Physiol. 11, 1-13 (2020).
  19. Marcinko, K., et al. High intensity interval training improves liver and adipose tissue insulin sensitivity. Mol Metab. 4 (12), 903-915 (2015).
  20. Chen, W., Ge, W. Gonad differentiation and puberty onset in the zebrafish: Evidence for the dependence of puberty onset on body growth but not age in females. Mol Reprod Develop. 80 (5), 384-392 (2013).
  21. Conradsen, C., Walker, J. A., Perna, C., McGuigan, K. Repeatability of locomotor performance and morphology-locomotor performance relationships. J Exp Biol. 219 (18), 2888-2897 (2016).
  22. Widrick, J. J., et al. An open source microcontroller based flume for evaluating swimming performance of larval, juvenile, and adult zebrafish. PLoS ONE. 13 (6), 1-14 (2018).
  23. Gilbert, M. J. H., Zerulla, T. C., Tierney, K. B. Zebrafish (Danio rerio) as a model for the study of aging and exercise: Physical ability and trainability decrease with age. Exp Gerontol. 50 (1), 106-113 (2013).
  24. Hammer, C. Fatigue and exercise tests with fish. Exp Gerontol. 112 (1), 1-20 (1995).
  25. Takahiro Hasumura, S. M. Exercise quantity-dependent muscle hypertrophy in adult zebrafish (Danio rerio). J Comp Physiol B. 186, 603-614 (2016).
  26. Wang, L., et al. Effect of aerobic exercise as a treatment on type 2 diabetes mellitus with depression-like behavior zebrafish. Life Sciences. 300, 120578(2022).
  27. Conradsen, C., McGuigan, K. Sexually dimorphic morphology and swimming performance relationships in wild-type zebrafish Danio rerio. J Fish Bio. 87 (5), 1219-1233 (2015).
  28. Hughes, D. C., Ellefsen, S., Baar, K. Adaptations to endurance and strength training. Cold Spring Harb Perspect Med. 8 (6), 1-18 (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Zwemtunnelhoogintensieve intervaltrainingmatig-intensieve continue trainingzwemprestatiesinspanningsfysiologiewaterstroomregelinguithoudingsvermogenstestfysieke trainingsprotocollendiermodel
Een door zwemmen geïnduceerd trainingsapparaat voor zebravissen voor veelzijdige trainingsbenaderingen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.