Dit artikel presenteert een unieke techniek met gesloten borstkas voor het induceren van myocardischemie-reperfusieletsel (IRI) bij muizen. De gepresenteerde methode stelt muizen in staat om spontaan te ademen terwijl ze op afstand myocardischemie induceren. Dit biedt toegang tot het dier voor het bestuderen van de dynamische processen van ischemie en reperfusie in situ en in real-time via niet-invasieve beeldvorming.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Op afstand geactiveerde LAD-occlusie met behulp van een ballonkatheter bij spontaan ademende muizen
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Acuut myocardinfarct (AMI) is een veel voorkomende cardiovasculaire aandoening met een hoge mortaliteit. Ondanks de vooruitgang in revascularisatiestrategieën voor AMI, leidt het vaak tot myocardischemie-reperfusieletsel (IRI), waardoor hartschade wordt versterkt. Muizenmodellen dienen als essentiële hulpmiddelen voor het onderzoeken van zowel acuut letsel als chronische myocardiale remodellering in vivo. Deze studie presenteert een unieke techniek met gesloten borstkas voor het op afstand induceren van myocardiale IRI bij muizen, waardoor de zeer vroege fase van occlusie en reperfusie kan worden onderzocht met behulp van in-vivo beeldvorming zoals MRI of PET. Het protocol maakt gebruik van een occlusiemethode op afstand, waardoor nauwkeurige controle mogelijk is over de initiatie van ischemie na sluiting van de borstkas. Het vermindert chirurgisch trauma, maakt spontane ademhaling mogelijk en verbetert de experimentele consistentie. Wat deze techniek onderscheidt, is het potentieel voor gelijktijdige niet-invasieve beeldvorming, inclusief echografie en magnetische resonantiebeeldvorming (MRI), tijdens occlusie- en reperfusie-evenementen. Het biedt een unieke kans om weefselreacties in bijna realtime te analyseren, waardoor cruciale inzichten worden verkregen in processen tijdens ischemie en reperfusie. Deze innovatieve aanpak werd uitgebreid systematisch getest, waarbij cardiale necrosemarkers voor infarct werden gemeten, het risicogebied werd beoordeeld met behulp van contrastversterkte MRI en kleurinfarcten in het stadium van de littekenrijping. Door middel van deze onderzoeken werd de nadruk gelegd op de waarde van het voorgestelde hulpmiddel bij het bevorderen van onderzoeksbenaderingen van myocardischemie-reperfusieschade en het versnellen van de ontwikkeling van gerichte interventies. Voorlopige bevindingen die de haalbaarheid aantonen van het combineren van het voorgestelde innovatieve experimentele protocol met niet-invasieve beeldvormingstechnieken worden hierin gepresenteerd. Deze eerste resultaten benadrukken het voordeel van het gebruik van de speciaal gebouwde dierenwieg om op afstand myocardischemie te induceren en tegelijkertijd MRI-scans uit te voeren.
Inleiding
Acuut myocardinfarct (AMI), een veel voorkomende wereldwijde cardiovasculaire aandoening, wordt in verband gebracht met hoge sterftecijfers en morbiditeit1. Ondanks technologische vooruitgang die vroege en effectieve revascularisatiestrategieën voor AMI-patiënten mogelijk maakte, ervaren patiënten na deze interventies nog steeds myocardischemie-reperfusieletsel (IRI)2. Daarom is het van cruciaal belang om de fundamentele mechanismen te begrijpen en benaderingen te formuleren om IRI te verminderen. IRI vertegenwoordigt een complexe pathofysiologische toestand waarbij een veelheid aan ingewikkelde biologische processen betrokken is. Deze omvatten gereguleerde celdood, oxidatieve stressreacties, ontsteking, wondgenezing, fibrose en ventriculaire remodellering. Diermodellen, zoals muizen, zijn van groot belang geweest voor IRI-onderzoek en worden op grote schaal gebruikt vanwege hun kosteneffectiviteit, snelle fokkerij en de rijkdom aan mechanistische informatie van transgene modellen3.
Dit protocol presenteert een innovatieve techniek om op afstand IRI te induceren bij spontaan ademende muizen met een gesloten borstkas, waardoor de menselijke pathologie beter wordt nagebootst. Occlusie op afstand werd bereikt door gebruik te maken van een ballonkatheter die op een afstand van het myocardium was geplaatst om de linker voorste dalende slagader (LAD) af te sluiten. Deze benadering biedt continue toegang tot het kloppende hart op de exacte momenten van occlusie en reperfusie, waardoor gelijktijdige beeldvormingsmodaliteiten mogelijk worden, waaronder echografie of magnetische resonantiebeeldvorming (MRI). Deze niet-invasieve methoden kunnen cruciale inzichten verschaffen in weefselreacties voor, tijdens en na occlusie- en reperfusiegebeurtenissen.
Er bestaan verschillende chirurgische technieken om IRI te induceren in muizenmodellen. Chirurgisch trauma als gevolg van thoracotomie in open-borstmodellen van coronaire ligatie veroorzaakt een immuunrespons die invloed heeft op verschillende mechanismen die verband houden met ischemie en reperfusie. Activering van het aangeboren immuunsysteem heeft het potentieel om de omvang van een hartinfarct te beïnvloeden4. De voorgestelde aangepaste techniek biedt een mogelijke benadering voor het onderzoeken van myocardiale pre- en postconditionering en mogelijk het verminderen van de impact van de aangeboren immuunrespons op chirurgisch trauma in IRI-onderzoeken bij muizen door het tijdsbestek van de open thorax te minimaliseren tot maximaal 5 minuten. Bovendien kan de nieuw ontwikkelde techniek ook bijdragen aan het verminderen van de pro-inflammatoire gevolgen veroorzaakt door door beademing geïnduceerd longletsel. De gecombineerde effecten van deze nieuwe gesloten borstmethode zouden echter verder diepgaand onderzoek vereisen.
Grondige validatie van de voorgestelde techniek werd uitgevoerd door deze te vergelijken met de traditionele methode, waarbij de LAD gedurende 30 minuten wordt blootgesteld door middel van chirurgische borstdissectie en ligatuur-geïnduceerde occlusie. De resultaten van beide technieken werden vergeleken, waaronder troponinemetingen die de grootte van het hartinfarct weerspiegelden, beoordelingen van het risicogebied met behulp van MRI met gadoliniumcontrastverbetering, histologische trifenyltetrazoliumchloride (TTC)-kleuring en de bepaling van de uiteindelijke littekengrootte via Sirius Red (SR) kleuring. De uitkomst toont de robuustheid en doeltreffendheid aan van de voorgestelde aanpak voor het bestuderen van ischemie-reperfusieschade in muizenmodellen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Dit dierprotocol is goedgekeurd door en is in overeenstemming met de richtlijnen en voorschriften van de Ethische Commissie voor Dierproeven (ECD) van de Katholieke Universiteit Leuven. Al het beleid dat door de lokale ECD wordt ontwikkeld, volgt de regelgeving van de Europese Unie met betrekking tot het welzijn van proefdieren zoals vastgelegd in Richtlijn 2010/63/EU. Alle hieronder beschreven tests zijn uitgevoerd op mannelijke C57BL/6-muizen van 8-12 weken oud (lichaamsgewicht = 20-23 g). De acute experimenten vertegenwoordigen dieren die onmiddellijk na de operatie werden geofferd. De overlevingsexperimenten vertegenwoordigden een follow-up van vier weken, inclusief troponinemeting, MRI en SR-kleuring.
1. Anesthesie en endotracheale intubatie
- Pre-anesthesiemedicatie toedienen met een mix van ketamine (7,5 mg/kg; Nimatek 100 mg/ml), xylazine (1 mg/kg; Rompun, 20 mg/ml) en acepromazine (0,1 mg/kg; Placivet, 10 mg/ml) (KXA) (zie materiaaltabel) met 0,9 % zoutoplossing verdunningsmiddel intraperitoneaal. Dit zorgt voor een vlottere en minder invasieve intubatie.
- Plaats de muis in een inductiekamer (zie Materiaaltabel) en roep anesthesie op met 2,5% isofluraan in zuivere zuurstof met een stroomsnelheid van 1 l/min tot verlies van rechtrichten en teenknijpreflex.
- Leg het dier op een verwarmd kussen (±38 °C) en leg het op de rug met de kop naar de chirurg toe. Bevestig de staart en voorpoten met tape op het kussen. Zorg ervoor dat de voorste ledematen niet te ver worden uitgerekt, omdat dit de ademhaling in gevaar kan brengen.
- Plaats een 2-0 zijden hechtdraad (zie Materiaaltabel) rond de bovenste snijtanden en plak de hechting op de rand van het kussentje om de muis strak te trekken. Bevestig indien nodig een naaldhouder om de spanning op de hechtdraad te houden. Houd het dier verdoofd met 2% isofluraan in 100% zuurstof met een debiet van 1 l/min met behulp van een neuskegel.
- Plaats een lichtbron net rostraal van het borstbeen, verwijder de neuskegel en plaats de isofluraantoevoer op de ventilator. Intubeer de muis met een pincet door de tong omhoog te tillen en een zelfgemaakte laryngoscoop vast te houden om het basale deel van de tong verder op te tillen en de stembanden te visualiseren.
- Plaats een zelfgemaakte tracheale tube met behulp van een katheter van 18 G op een botte naald tussen de stembanden. Beweeg de katheter omhoog, verwijder de botte naald en sluit de slang aan op de muisventilator (zie Materiaaltabel).
- Gebruik een aangepaste Y-vormige connector (zie Materiaaltabel) om de intubatieslang op de ventilator aan te sluiten. De juiste positionering van de tracheale tube kan worden bevestigd door de symmetrische borstuitzetting te beoordelen.
- Stel het ademvolume (ml) in op lichaamsgewicht (BW) (g) x 7 en de ventilatiesnelheid op 53,5 x (BW (g)-0,26) slagen per minuut en pas hetindien nodig aan het lichaamsgewicht van een bepaalde muis aan 6 (bijv. voor een muis van 25 g is het teugvolume 175 ml bij 140 slagen per minuut).
- Verminder de isofluraan tot 1% in 100% zuurstof, omdat het dier door de premedicatie verdoofd blijft. Beoordeel echter regelmatig de diepte van de anesthesie door een teenknijp uit te voeren. Pas de isofluraanconcentratie aan op basis van de diepte van de anesthesie.
- Breng een druppel oogzalf aan om uitdroging onder narcose te voorkomen.
2. Installatie van de IRI-tool
NOTITIE: Verwijder alle tape en plaats het dier op de basisplaat van het speciaal gebouwde IRI-gereedschap. Details over de eigenschappen van de IRI-tool worden vermeld in aanvullend bestand 1.
- Bevestig de basisplaat van het speciaal gebouwde IRI-gereedschap op afstand in een zijwaartse positie voor de chirurg. Bevestig de staart en poten met tape. Bevestig het hoofd met behulp van de 2-0 zijden hechtdraad rond de bovenste snijtanden om onbedoelde beweging te voorkomen (Figuur 1).
- Plaats de rectale thermische sonde (zie Materiaaltabel) om de lichaamstemperatuur te controleren en gebruik een infrarood verwarmingslamp boven het dier om de temperatuur rond de 37 °C te houden. Let op voldoende afstand tussen het dier en de lamp om oververhitting te voorkomen.
- Plaats de ECG-naaldelektroden in alle vier de poten om de hartslag en ECG-golfvorm te observeren en vast te leggen. Bevestig de rectale sonde en ECG-elektroden met tape aan het platform.
- Breng ontharingscrème aan op de linkerkant van de thorax om haar te verwijderen en een helder operatieveld te creëren.
OPMERKING: Beperk de inwerktijd en besteed aandacht aan de volledige verwijdering van de crème om chemische brandwonden te voorkomen.
3. Thoracotomie
- Voer een aseptische voorbereiding van de huid uit met behulp van Betadine Solution, plaats daarna een chirurgisch laken op de linker thorax om een steriele omgeving te garanderen. Gebruik gesteriliseerde apparatuur om de procedure uit te voeren. Maak een verticale incisie in de huid in het midden van de borstspier, ongeveer 1 cm lang en 2 mm verwijderd van de linker borstrand.
- Spuug de borstspier uit om de ribben eronder bloot te leggen. Voorkom onbedoeld letsel aan het vaartuig. Als er een bloeding optreedt, gebruik dan katoenen applicators om het bloeden te stoppen.
- Visualiseer de ribben en identificeer de intercostale ruimtes door de opblazende long door de dunne, semi-transparante borstwand te observeren. Open de borstholte met een chirurgische schaar door een incisie van 6-8 mm te maken in de derde intercostale ruimte. Zorg ervoor dat de incisie zich minimaal 2 mm van de borstrand bevindt waar de interne thoracale slagader zich bevindt.
- Plaats een klein speculum voor rattenogen (zie Tabel met materialen) in de intercostale ruimte. Deze zal fungeren als een rib-retractor (Figuur 1A).
- Til het hartzakje voorzichtig op met een gebogen pincet en trek het uit elkaar.
- Leg een klein stukje katoen op de long en duw het voorzichtig naar beneden.
4. LAD voorbereiding
- De LAD ziet er helderrood uit en loopt van de aorta onder de linker oorschelp naar de apex. De ideale positionering voor de ligatuur is ongeveer 2 mm lager dan de punt van de linker oorschelp. Gebruik de longstam als markering om de linker oorschelp te identificeren en de LAD-visualisatie te optimaliseren met behulp van lichtinstroom (Figuur 2).
- Gebruik een taps toelopende naald om een 7-0 polypropyleen hechting rond de LAD te halen. Plaats de naald niet te diep, omdat deze de linker ventrikel kan binnendringen, en ook niet te ondiep, omdat dit de LAD kan beschadigen.
- Verwijder het kleine stukje katoen en controleer of de linkerlong nog geventileerd is.
- Verwijder de riboprolmechanisme.
- Zorg ervoor dat de hechting aan beide uiteinden een minimale lengte van 15 cm heeft. Knip de naald af.
- Plaats een stuk PE-50 slang van 1 mm over een stuk PE-10 slang van 15 mm (zie Materiaaltabel). Leid beide uiteinden van de hechtdraad door de PE-10-slang en schuif de PE-slang met het dikkere uiteinde tegen het hart.
5. Borstsluiting en extubatie
- Breng wat fusidinezuurgel aan op de open tussenribruimte en laat de resterende intrathoracale lucht voorzichtig ontsnappen door de uitstroom van het beademingsapparaat kort te belemmeren. Extra fusidinezuurgel kan aan het externe deel van de PE-buis worden toegevoegd om te voorkomen dat er lucht in de thorax komt.
- Sluit de borstspier met een 5-0 polypropyleen X-steek boven en onder het niveau van de PE-buis en zorg ervoor dat het verdikte deel van de PE-buis zich onder het niveau van de spier bevindt.
- Sluit de huid met twee 5-0 polypropyleen X-steken boven en twee onder de PE-buis (Figuur 1B en Figuur 3).
- Met een gesloten borstkas kan het dier weer spontaan ademen. Speen het dier van de ventilator door het ademvolume en de ademhalingsfrequentie langzaam te verminderen. Wanneer het dier begint te ademen, koppelt u spontaan voorzichtig de ventilatorbuis los, maar houdt u deze op zijn plaats totdat een stabiel ademhalingspatroon wordt waargenomen.
- Sluit de isofluraanvoeding aan op een neuskegel die over de neus van het dier wordt geplaatst en op de grondplaat wordt bevestigd.
6. Montage van het IR-gereedschap op afstand
- Plaats het verticale zijdeel in de grondplaat door het in de sleuven te steken.
- Gebruik een fijne haak om de twee hechtdraaduiteinden op te halen en trek ze door het centrale gat in het zijgedeelte achter de ballon (zie Materiaaltabel).
- Leid een van de uiteinden van de hechtingen boven en rond de ballon. Ga verder met het andere hechtdraaduiteinde onder en rond de ballon. Breng fusidinezuurgel aan voor een soepelere geleiding van de hechtdraad.
- Leid de hechtdraaduiteinden door de sleuven aan de bovenkant van het zijdeel. Breng op het distale deel van de hechtdraad een gewicht van 2,1 g aan om elk uiteinde van de hechting op zijn plaats te houden (Figuur 1C en Figuur 4).
OPMERKING: De configuratie van de juiste gewichten kan worden gewijzigd en moet vooraf worden getest. Zie aanvullende figuur 1 en aanvullend bestand 1 voor details. Het ontwerp van de IRI-tool op afstand is weergegeven in aanvullende afbeelding 2.
7. Inductie van ischemie en reperfusie
- Ischemie induceren door de ballon onmiddellijk op te blazen met behulp van de vasculaire ballonpomp tot 2 bar. Vergrendel de pomp. Controleer visueel of de ballon is opgeblazen en de gewichten zijn opgetild (Figuur 4).
- Bevestig de ischemie door de verandering in het ECG-spoor te observeren.
- Laat de ballon opgeblazen gedurende de ingestelde tijd volgens het specifieke onderzoeksprotocol (30 minuten in de gepresenteerde experimenten).
- Stop de occlusie door simpelweg de pomp te ontgrendelen. Laat de ballon voorzichtig leeglopen. Controleer visueel of de ballon is leeggelopen en de gewichten zijn neergelaten.
8. Demontage van het IR-gereedschap op afstand
- Knip de hechtdraad en buis tussen het dier en het zijdeel door en verwijder voorzichtig het zijdeel.
- Breng fusidinezuurgel aan op de inbrengplaats van de slang in de thorax. Gebruik een gebogen pincet om de huid voorzichtig tegen de buis te duwen en gebruik een andere tang om de buis eruit te halen. Knip eventuele resterende hechting dicht bij de huid af.
- Plaats een extra hechting van 5-0 polypropyleen om de uitgangsplaats van de buis af te sluiten en het risico op het binnendringen van lucht in de thorax te minimaliseren.
9. Einde van narcose en herstel
- Stop de toevoer van isofluraan en laat het dier wakker worden in een stille, warme en zuurstofrijke omgeving.
- Controleer of de muis niet in ademnood verkeert door hem te observeren tot hij volledig hersteld is. Geef 0,3 ml steriele zoutoplossing (op lichaamstemperatuur) via intraperitoneale injectie om uitdroging te voorkomen.
- Voor postoperatieve analgesie dient u een opioïde analgeticum (buprenorfine, 0,1 mg/kg) subcutaan toe voordat het dier ambulant is. Controleer de muizen elke 4-6 uur gedurende de volgende 24-48 uur wanneer buprenorfine wordt verstrekt om er zeker van te zijn dat de muizen reageren op pijnstillers en om te bepalen of aanvullende pijnstillers nodig zijn. Aanvullende ondersteuning moet bestaan uit een standaard aanbevolen ondersteunende zorg, dieetgel of puree die postoperatief op de bodem van de kooi wordt geplaatst.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Validatie van het vermogen om ischemie te induceren is uitgevoerd door middel van vier tests: trifenyltetrazoliumchloride (TTC) en Sirius Red (SR) kleuring, cardiale troponine I-meting en late gadoliniumversterking (LGE) MR-beeldvorming. Statistische significantie werd geëvalueerd met behulp van de niet-parametrische Mann-Whitney-test, rekening houdend met de beperkte steekproefomvang. Statistische significantie werd toegeschreven aan p < 0,05.
Acute ...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
De nieuwe techniek voor teleocclusie die in deze studie is geïntroduceerd, biedt een uniek platform om onderzoek op het gebied van ischemie-reperfusieletselmodellering te bevorderen door de noodzaak van directe vaatmanipulatie tijdens de eerste operatie te vermijden en gelijktijdige multimodale beeldvorming van het vroeg geresterfeerde myocardium mogelijk te maken. Uitgebreide karakterisering, inclusief troponine-I-metingen, LGE-contrast-MRI, TTC en SR-kleuring, toont aan dat de voorgest...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben geen belangenconflict bekend te maken.
Dankbetuigingen
De experimenten werden uitgevoerd in de KU Leuvense kernfaciliteit 'Molecular Small Animal Imaging Center' (MoSAIC). De auteurs willen graag hun dank betuigen aan Katarzyna Błażejczyk voor haar technische assistentie. Het onderzoek werd ondersteund door onderzoekssubsidies van de KU Leuven (C14/20/095) en het Fonds Wetenschappelijk Onderzoek - Vlaanderen (FWO G0A7722N). M. Algoet wordt ondersteund door het Fonds Wetenschappelijk Onderzoek - Vlaanderen Fellowship (FWO 11A2423N).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 2-0 zijdedraad | Sharpoint Products | DC-2515N | |
| 5-0 polypropyleendraad | Ethicon | 8710H | |
| 7-0 polypropyleendraad | Ethicon | 8206H | |
| ACCLARENT Ballonnenblaasapparaat | Johnson&Johnson MedTech | BID30 | |
| Acepromazine | Kela | ||
| BD Vialon 18 G | BD | 381347 | |
| BD Vialon 20 G | BD | 381334 | |
| Betadine-oplossing | Purdue Pharma | 25655-41-8 | |
| Buprenorfine (Buprenex injecteerbaar) | Reckitt Benkiser Healthcare | NDC 12496-0757-1 | |
| Carp Zoom Styl Loodlood 2,1 g (loden visgewichten) | Visdeal.nl | ||
| Dumont #3 Pincet | Fine Science Tools | 11231-30 | |
| Dumont #5 Pincet | Fine Science Tools | 11251-30 | |
| Fijne schaar | Fine Science Tools | 14040-10 | |
| Fucidine-gel | Leo Pharma | ||
| Isofluraan | Abbott | NDC 5260-04-05 | |
| KD Muis/Rattenoogspreider | World Precision Instruments | 501897 | |
| KD muis/rattenoogspreider | World Precision Instruments | 501897 | |
| Ketamine | Dechra | ||
| Lichtbron | Zeiss | KL 1500 LCD | |
| MRI-systeem | Bruker BioSpin, Ettlingen, Duitsland | BioSpec 70/30 | |
| Natriumchloride 0,9% | Baxter | ||
| Nachtelijke infrarood-warmtelamp | Zoo Med Laboratories, Inc. | RS-75 | |
| ParaVision-software | Bruker BioSpin | versie 6.0.1 | |
| polyethyleenbuis PE-10 | SAI Infusion technologies | PE-10 | |
| polyethyleenbuis PE-50 | SAI Infusion technologies | PE-50 | |
| extern IRI-gereedschap (PMMA) | zelfgemaakt | ||
| Rodent Surgical Monitor | Indus instruments | ||
| Segment v4.0 | Medviso, segment.heiberg.se | R12067 | |
| Zelf-getriggerde gradiënt-echosequentie | Bruker BioSpin, Ettlingen, Duitsland | IntraGate, ParaVision 6.0.1 | |
| Slanke verlengde naaldhouder | Fine Science Tools | 12005-15 | |
| Sure-Seal Muis/Ratteninductiekamer | World Precision Instruments | EZ-178 | |
| Slangverbindingen, poly, Y-vorm | Westlab | 072025-0001 | |
| Ultraverse 035 PTA-dilatatiekatheter: 5mm x 40mm, 17 ATM RBP-ballon op 130 cm lange katheter | Bard Peripheral Vascular, Inc. | 00801741092671 | |
| Veet (ontharingscreme) | Reckitt Benkiser Healthcare | ||
| Ventilator, MiniVent Model 845 | Hugo Sachs | 73-0043 | |
| Vidisic | BAUSCH & LOMB PHARMA | 685313 | |
| Xylazin | Bayer |
Referenties
- Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Mo Med. 110 (3), 207-211 (2013).
- Fishbein, M. C., et al. Early phase acute myocardial infarct size quantification: Validation of the triphenyl tetrazolium chloride tissue enzyme staining technique. Am Heart J. 101 (5), 593-600 (1981).
- Ibáñez, B., et al. Evolving therapies for myocardial ischemia/reperfusion injury. J Am Coll Cardiol. 65 (14), 1454-1471 (2015).
- Dąbrowska, A. M., et al. The immune response to surgery and infection. Cent Eur J Immunol. 39 (4), 532-537 (2014).
- Muthuramu, I., et al. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. J Vis Exp. (94), e52206(2014).
- Nickles, H. T., et al. Mechanical ventilation causes airway distension with proinflammatory sequelae in mice. Am J Physiol-Lung C. 307 (1), L27-L37 (2014).
- Reed, G. W., et al. Acute myocardial infarction. Lancet. 389 (10065), 197-210 (2017).
- Rittié, L. Method for picrosirius red-polarization detection of collagen fibers in tissue sections. Methods Mol Biol. 1627, 395-407 (2017).
- Schwarte, L. A., et al. Mechanical ventilation of mice. Basic Res Cardiol. 95 (6), 510-520 (2000).
- Vaneker, M., et al. Mechanical ventilation induces a Toll/Interleukin-1 receptor domain-containing adapter-inducing interferon β-dependent inflammatory response in healthy mice. Anesthesiology. 111, 836-843 (2009).
- Van Allen, N. R., et al. The role of volatile anesthetics in cardioprotection: A systematic review. Med Gas Res. 2, 22(2012).
- Kumar, D., et al. Distinct mouse coronary anatomy and myocardial infarction consequent to ligation. Coron Artery Dis. 16 (1), 41-44 (2005).
- Bayat, H., et al. Progressive heart failure after myocardial infarction in mice. Basic Res Cardiol. 97 (3), 206-213 (2002).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
