Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Onderzoekstoepassing van laser-geïnduceerde schokgolf voor het bestuderen van door ontploffing geïnduceerd cochleair letsel

1.2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66396

⸱

1 maart 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Otolaryngology, Head and Neck Surgery, National Defense Medical College, 2Division of Bioinformation and Therapeutic Systems, National Defense Medical College, 3Department of Biochemistry, National Defense Medical College

In dit artikel

Samenvatting

Hier beschrijven we experimentele protocollen voor het maken van een diermodel van door ontploffing geïnduceerd cochleair letsel met behulp van laser-geïnduceerde schokgolf (LISW). Blootstelling van het slaapbeen aan LISW maakt de reproductie van door blasten geïnduceerde cochleaire pathofysiologie mogelijk. Dit diermodel zou een platform kunnen zijn voor het ophelderen van cochleaire pathologie en het verkennen van mogelijke behandelingen voor ontploffingsverwondingen.

Samenvatting

Het oor is het orgaan dat het meest vatbaar is voor overdruk door explosies en cochleaire verwondingen treden vaak op na blootstelling aan explosies. Blootstelling aan ontploffingen kan leiden tot perceptief gehoorverlies (SNHL), een onomkeerbaar gehoorverlies dat de kwaliteit van leven negatief beïnvloedt. Gedetailleerde door blast geïnduceerde cochleaire pathologieën, zoals het verlies van haarcellen, spiraalvormige ganglionneuronen, cochleaire synapsen en verstoring van stereocilia, zijn eerder gedocumenteerd. Het bepalen van cochleaire perceptieve verslechtering na een ontploffingsverwonding is echter een uitdaging, omdat dieren die worden blootgesteld aan overdruk door ontploffing meestal tympanische membraanperforatie (TMP) ervaren, wat gelijktijdig conductief gehoorverlies veroorzaakt. Om pure perceptieve cochleaire disfunctie te evalueren, ontwikkelden we een experimenteel diermodel van blast-geïnduceerd cochleair letsel met behulp van een laser-geïnduceerde schokgolf. Deze methode vermijdt TMP en daarmee gepaard gaande systemische letsels en reproduceert de functionele achteruitgang van de SNHL-component op een energie-afhankelijke manier na blootstelling aan LISW. Dit diermodel zou een platform kunnen zijn voor het ophelderen van de pathologische mechanismen en het verkennen van mogelijke behandelingen voor door blast geïnduceerde cochleaire disfunctie.

Inleiding

Gehoorverlies en tinnitus behoren tot de meest voorkomende handicaps, gerapporteerd bij tot 62% van de veteranen. Verschillende door blast geïnduceerde auditieve complicaties, waaronder perceptief gehoorverlies (SNHL) en trommelvliesperforatie (TMP), zijn gemeld bij personen die werden blootgesteld aan blastoverdruk2. Bovendien suggereert onderzoek bij personen die zijn blootgesteld aan ontploffingen dat blootstelling aan ontploffingen vaak leidt tot defecten in de auditieve temporele resolutie, zelfs wanneer de gehoordrempels binnen het normale bereik liggen, wat bekend staat als "verborgen gehoorverlies (HHL)"3. Het is algemeen bekend dat er een aanzienlijk verlies van cochleaire synapsen is tussen binnenste haarcellen (IHC's) en auditieve neuronen (AN's) bij blastgerelateerde cochleaire pathologie4. Synaptische degeneratie leidt tot een verminderde auditieve verwerking en is een belangrijke factor die bijdraagt aan de ontwikkeling van HHL5. Gehoororganen zijn dus fragiele componenten die complexe en sterk georganiseerde structuren bevatten. Het precieze mechanisme waarmee ontploffingsgolven het binnenoor op cellulair niveau beïnvloeden, blijft echter onduidelijk. Dit komt door de uitdagingen bij het repliceren van de precieze klinische en mechanische fijne kneepjes van ontploffingsletsels in laboratoriumomgevingen en de complexiteit van door ontploffing geïnduceerde cochleaire pathologieën.

Het belangrijkste bestanddeel van een ontploffingsverwonding is de schokgolf (SW), gekenmerkt door een snelle en hoge toename van de piekdruk6. De complexiteit van verwondingen door ontploffingen is uitgebreid onderzocht in tal van retrospectieve studies 7,8,9. Er zijn verschillende apparaten voor het genereren van ontploffingen, zoals gecomprimeerd gas10, schokbuizen11 en explosieven met een kleine omvang12, op verschillende drukniveaus. De drukgolfvorm van de SW die door recent ontwikkelde apparaten werd gegenereerd, leek sterk op die van een echte explosie. Een belangrijk concept bij het opstellen van een diermodel van door ontploffing geïnduceerd perceptief gehoorverlies is het minimaliseren van bijkomende verwondingen, anders dan auditieve schade, om de dood van dieren te verminderen. Zo zijn er studies naar ontploffingsletsel ontwikkeld waarbij schokbuizen zijn geminiaturiseerd en de output nauwkeurig kan worden geregeld, zodat blootgestelde dieren zelden sterven. Hoewel deze diermodellen meestal complicaties ontwikkelen, zoals TMP, is de evaluatie van de cochleaire functie moeilijk vanwege gelijktijdig conductiefgehoorverlies. We hebben eerder een oorbeschermde dierstudie uitgevoerd naar ontploffingsletsel met behulp van oordopjes en vonden geen incidentie van TMP13. De oordoppen kunnen ernstige cochleaire schade gedeeltelijk verzachten, maar niet de ontwikkeling van centrale auditieve neurodegeneratie of tinnitus. Zo beschermen oordoppen zowel het slakkenhuis als het trommelvlies. Er is echter een diermodel nodig van door ontploffingen geïnduceerde pure cochleaire schade zonder TMP om de cochleaire pathofysiologie veroorzaakt door ontploffingsletsels te bestuderen.

Eerder ontwikkelden we een topisch blast injury model van het binnenoor bij ratten en muizen met behulp van een laser-geïnduceerde schokgolf (LISW)14,15. Deze methode kan veilig en gemakkelijk worden uitgevoerd op standaard laboratoriumniveau en is gebruikt om modellen van long- en hoofdontploffingsletsels te genereren16,17. De energie van de LISW kan worden aangepast door het lasertype en vermogen te wijzigen, waardoor controle over de mate van cochleaire schade mogelijk is. Het LISW-geïnduceerde cochleaire letselmodel is waardevol voor het bestuderen van de mechanismen van SNHL veroorzaakt door ontploffingsletsels en het onderzoeken van mogelijke behandelingen. In deze studie beschrijven we gedetailleerde experimentele protocollen voor het maken van een muismodel van door ontploffing geïnduceerde cochleaire schade met behulp van LISW en demonstreren we cochleaire degeneratie, inclusief het verlies van haarcellen (HC's), cochleaire synapsen en spiraalvormige ganglionneuronen (SGN's), op een energie-afhankelijke manier bij muizen na blootstelling aan LISW.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimentele procedures zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van het National Defense Medical College (goedkeuring #18050) en uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van de National Institutes of Health en het Ministerie van Onderwijs, Cultuur, Sport, Wetenschap en Technologie van Japan. Alles werd in het werk gesteld om het aantal dieren en hun lijden tot een minimum te beperken.

1. Dieren

  1. Gebruik mannelijke CBA/J-muizen van 8 weken oud om dit protocol te volgen. Onderwerp de muizen vóór het experiment aan een gehoorfunctietest en endoscopische observatie van het trommelvlies om normaliteit te garanderen.
  2. Verdeel 27 CBA/J-muizen in drie groepen: (1) 2,0 J/cm, 2 blootgestelde groep (n = 9 muizen); (2) 2,25 J/cm, 2 blootgestelde groep (n = 9 muizen); en (3) 2,5 J/cm2 blootgestelde groep (n = 9 muizen). Verwijder alle oren voor beoordeling 1 maand na de LISW-blootstelling.

2. Experimentele instellingen van LISW-blootstelling

  1. Het laserdoel is een zwarte, natuurlijke rubberen schijf met een diameter van 10 mm en een dikte van 0,5 mm. Om de LISW-impuls te verhogen, gebruikt u een laslijm van acrylhars om een 1,0 mm dikke, transparante polyethyleentereftalaatplaat (PET) aan de bovenkant van het doelgebied te hechten. Bestraal een 532 nm Q-switched Nd: YAG-laser om de LISW achter het doel te genereren (Figuur 1A).
  2. Stel de laserpuls met een plano-convexe lens scherp op een plek met een diameter van 3,0 mm op het laserdoel.
  3. Gebruik de LISW-bestraling om plasma te genereren op het hechtoppervlak van de twee materialen en verdamp het rubber (plasma-gemedieerde ablatie), waardoor verdampt rubber in de holte achterblijft.
  4. Gebruik een hydrofoon om de drukgolf van LISW te meten op 1,0 mm onder water, niet in levend weefsel. Plaats een glasvezelhydrofoon met een diameter van 0,25 mm onder het zwarte rubber 1,0 mm onder het wateroppervlak om de LISW-drukgolfvormen op te nemen en te meten met behulp van een digitale oscilloscoop.
    OPMERKING: De drukgolfvormen vertoonden stabiele kenmerken met een vergelijkbare maximale druk en impuls als weergegeven in figuur 1B.
  5. Voer alle dierproeven uit onder algemene anesthesie met behulp van intraperitoneale injecties van 1 mg/kg medetomidinehydrochloride en 75 mg/kg ketamine. Breng een oogzalf aan op beide ogen van de muis om uitdroging te voorkomen en warmteondersteuning te bieden.
  6. Scheer de postauriculaire gebieden zorgvuldig om te voorkomen dat de ingesloten lucht in de vacht wordt vastgehouden. Bevestig de muizen op een plaat en plaats de postauriculaire gebieden in het brandpunt van de LISW in verticale opwaartse richting.
  7. Bevestig een zwart rubberen doel percutaan aan het postauriculaire gebied van het oor van de muis. Om ervoor te zorgen dat de akoestische impedantie op elkaar afkomt, gebruikt u een ultrasone geleidende gel tussen het laserdoel en het huidoppervlak.
  8. Breng een enkele LISW-puls aan op het slakkenhuis via het slaapbeen. Stel de uitgangen van de laserpulsen in op drie energiedichtheden: 2.0 J/cm2 , 2.25 J/cm2 en 2.5 J/cm2.

3. Cochleaire functietest

OPMERKING: Auditieve hersenstamrespons (ABR)-tests werden uitgevoerd zoals eerder gerapporteerd 14,15.

  1. Voer de ABR-meting 1 dag voor en 1 dag en 1 maand na LISW-blootstelling uit.
  2. ABR is een auditief opgeroepen potentiaal als reactie op auditieve stimuli en wordt vaak gebruikt om gehoordrempels te beoordelen op vier frequenties (12.0 kHz, 16.0 kHz, 20.0 kHz en 24.0 kHz).
  3. Presenteer het stimulatiegeluid via een kleine oortelefoon en meet het geluidsdrukniveau in de buurt van het trommelvlies van de muis met behulp van een kleine microfoon die in de buurt van de oortelefoon is geplaatst. Voer burst-stimuli uit van een geluidsgenerator met 37 cycli/s en versterk de geluidsdruk van een geluidsdrukniveau van 20 dB (SPL) tot 80 dB SPL in stappen van 5 dB SPL.
  4. Plaats een roestvrijstalen naaldelektrode voor elektro-encefalogramopname onder de gehoorgang en het frontale gebied van het oor en plaats een aardelektrode onder het caudale gebied van de staart.
  5. Evalueer de cochleaire functies door de amplitude van de ABR-piek I (P1) te meten. Analyseer automatisch de ABR-golfvormen met betrekking tot de gehoordrempels en ABR P1-amplitude met behulp van de ABR-piekanalysesoftware zoals eerder gerapporteerd18.
  6. Bereken de verschuivingen van de ABR-drempel door de drempels af te trekken die vóór de blootstelling zijn verkregen. Vergelijk de ABR-drempelverschuivingen in de drie blootgestelde groepen met die van de niet-blootgestelde contralaterale oren (controle). Meet ABR-amplitudes met behulp van ABR-golfvorm tijdens 80 dB SPL-stimulatie.

4. Histologische beoordeling

OPMERKING: Histologische beoordeling werd uitgevoerd zoals eerder beschreven14,15.

  1. HC's en cochleaire synaps
    1. Voer het pathologisch onderzoek van het slakkenhuis 1 maand na blootstelling aan LISW uit.
    2. Bevestig de diepte van de anesthesie door de teen te knijpen vóór de perfusie. Voer na hemoperfusie met Ringer-lactaatoplossing transcardiale perfusie uit met 1 ml/g 4% paraformaldehyde (PFA). Verwijder na onthoofding het slakkenhuis en doordrenk het direct met 4% PFA, gevolgd door fixatie bij 4 °C 's nachts.
    3. Ontkalk het slakkenhuis na fixatie door het gedurende 2 dagen te schudden in een oplossing van 0,5 mol/l ethyleendiaminetetra-azijnzuur (EDTA).
    4. Verdeel het gedemineraliseerde slakkenhuis in vier stukken. Nadat u elk stuk slakkenhuis gedurende 10 minuten op droogijs hebt ingevroren, voert u de blokkering uit bij kamertemperatuur gedurende 1 uur in 5% normaal paardenserum eenvoudig geconjugeerd met 0,3% Triton X voor permeabilisatie.
    5. Gebruik anti-myosine 7a (Myo7A), anti-C-terminaal bindend eiwit (CtBP2) en anti-neurofilament (NF) antilichamen als primaire antilichamen en 's nachts geïncubeerd bij 37 °C. Gebruik Myo7A-, CtBP2- en NF-antilichamen om respectievelijk HC's, presynaptische linten en cochleaire zenuwvezels te evalueren.
    6. Spoel het ongebonden primaire antilichaam af met fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) gedurende 5 x 3 minuten. Incubeer de monsters met de juiste secundaire antilichamen bij 37 °C gedurende 2 uur. Was de preparaten na het kleuren 3 x 5 minuten met PBS en kapsel de preparaten op het glaasje in met een in water oplosbaar inkapselingsmiddel met behulp van afdekglas.
    7. Voor evaluatie verkrijgt u het volledige beeld van het slakkenhuis (verdeeld in vier stukken) met een vergroting van 10x en berekent u de cochleaire frequentiekaart met behulp van de ImageJ-softwareplug-in waarnaar wordt verwezen om de specifieke cochleaire gebieden nauwkeurig te lokaliseren op de frequentie van 12,0 kHz, 16,0 kHz, 20,0 kHz en 24,0 kHz.
    8. Bereken de overlevingspercentages van HC en het aantal synapsen bij elke frequentie.
      1. Om de overlevingspercentages van HC te berekenen, telt u het aantal overlevende en ontbrekende HC's per 200 μm lengte bij elke frequentie en berekent u het overlevingspercentage van de HC's met behulp van vergelijking (1) hieronder:
        HC-overlevingspercentage (%) = (Aantal overlevende HC's / Aantal overlevende en ontbrekende HC's) × 100 (1)
      2. Om het aantal synapsen te berekenen, verkrijgt u z-stack-beelden met hoge resolutie van het binnenste HC-gebied met behulp van een objectieflens met olie-onderdompeling (63×) met een 3,1x digitale zoom en een stapgrootte van 0,25 μm onder confocale fluorescentiemicroscopie. Importeer de afbeeldingsstapels naar ImageJ en tel automatisch de CtBP2-puncta per IHC binnen een bereik van 50 μm in elke afbeeldingsstapel. Bereken het overlevingspercentage van de synaptische linten met behulp van vergelijking (2):
        Overlevingspercentage synaptische linten (%) = (Aantal synaptische linten in LISW-blootgestelde oren / Aantal synaptische linten in controleoren) × 100 (2)
    9. Voor scanning-elektronenmicroscopie (SEM) verwijdert u het slakkenhuis, zoals eerder beschreven, en fixeert u het vervolgens met 2% PFA en 2,5% glutaaraldehyde samen bij 4 °C gedurende een nacht. Na ontkalking van het slakkenhuis door schudden in 0,5 mol/L EDTA-oplossing bij 4 °C gedurende 7 dagen, ontleedt u het slakkenhuis in vier stukken voor de bereiding in zijn geheel.
    10. Fixeer de weefsels met 1% osmiumtetroxide bij 4 °C gedurende 30 minuten, dehydrateer in 50% ethanol bij kamertemperatuur gedurende 10 minuten, herhaal met 70%, 80%, 95% en vervolgens 100% ethanol, sputtercoating met osmium en onderzoek onder een elektronenmicroscoop bij 5,0 kV, zoals eerder gerapporteerd14.
    11. Voer een kwantitatieve analyse uit van stereociliaire bundelverstoring in buitenste haarcellen (OHC's) door de verhouding van verstoorde stereocilia (aantal verstoorde OHC-stereocilia/totaal aantal OHC-stereocilia) in elke energiegroep te berekenen met behulp van de SEM-beelden14. Tel het aantal stereocilia per 100 μm in het midden van de 16,0 en 24,0 kHz gebieden. Wijs een of meer rijen OHC-bundels aan die naar de zijzijde zijn gebogen, in de knoop zijn of waarvan de basis ontbreekt , als verstoord.
  2. SGN's
    1. Om het aantal SGN's 1 maand na blootstelling aan LISW kwantitatief te beoordelen, voert u transcardiale perfusie uit met 4% PBS, onthoofdt, verwijdert u het slakkenhuis en voert u posterieure fixatie uit onder dezelfde omstandigheden als hierboven beschreven. Ontkalk het slakkenhuis in 0,5 M EDTA gedurende 1 week.
    2. Dompel de slakkenhuizen na het ontkalken een nacht onder in 30% sucrose, plaats ze in de cryosectieverbinding, vries ze in vloeibare stikstof in om secties in de buurt van het kanaal van Rosenthal voor te bereiden op een dikte van 15 μm, kleur ze met hematoxyline en eosine en bekijk ze onder een lichtmicroscoop14.
    3. Voor SGN-dichtheidsmeting telt u het aantal SGN's in de middelste bocht van het Rosenthal-kanaal en berekent u de SGN-overleving per controlegroep.

5. Statistische analyse

  1. Statistische analyses uitvoeren met behulp van de software van uw keuze.
  2. Analyseer statistische verschillen in ABR-drempelverschuiving, HC, SGN en synaptische tellingen met behulp van tweerichtingsmetingen met herhaalde metingen ANOVA ["frequentie of cochleaire delen (apicaal/midden/basis)" × "diergroepen"], tweerichtingsanalyse van variantie (ANOVA), gevolgd door post-hoc Tukey's meervoudige vergelijkingstest.
  3. Presenteer alle gegevens als gemiddelde ± standaardfout en stel het statistische significantieniveau in op p < 0,05.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

LISW-golfvorm
De reproduceerbaarheid van de LISW-drukgolfvorm werd 5x gemeten bij 2,0 J/cm2 als volgt. De golfvormen waren over het algemeen vergelijkbaar en stabiel en vertoonden een sterke toename met tijdbreedte, piekdruk en impuls van 0,43±0,4 μs, 92,1 ± 6,8 MPa en 14,1 ± 1,9 Pa∙s (mediaan ± SD), wat overeenkomt met SW-kenmerken (Figuur 1B). LISW's worden gekenmerkt door een snelle stijgtim, hoge piekdruk, korte duur en pos...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze studie was gericht op het valideren van een muismodel van door ontploffing veroorzaakte cochleaire schade met behulp van LISW. Onze bevindingen toonden aan dat na LISW-toepassing via het slaapbeen, het blootgestelde muizenoor een consistente pathologische en fysiologische achteruitgang in het slakkenhuis vertoonde, wat gepaard ging met een toename van LISW-overdruk. Deze resultaten geven aan dat dit muismodel geschikt is voor het repliceren van verschillende cochleaire pathologieën ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat ze geen belangenconflicten hebben.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door twee subsidies van JSPS KAKENHI (subsidienummers 21K09573 (K.M.) en 23K15901 (T.K.)).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
532 nm Q-switched Nd:YAG laser QuantelBrilliant b
ABR peak analysis softwareMass Eye and EarN/AEPL Cochlear Function Test Suite
Acrylic resin welding adhesive Acrysunday Co., LtdN/A
confocal fluorescence microscopyLeicaTCS SP8
cryosectioning compoundSakuraTissue-Tek O.C.T
CtBP2 antibodyBD Transduction#612044
Dielectric multilayer mirrorsSIGMAKOKI CO.,LTDTFMHP-50C08-532M1-M3
Digital oscilloscopeTektronixDPO4104B
EarphoneCUICDMG15008-03A
HydrophoneRP acoustics e.K.FOPH2000
Image J software plug-inNIHmeasurement linehttps://myfiles.meei.harvard.edu/xythoswfs/webui/_xy-e693768_1-t_wC4oKeBD
Light microscopeKeyence CorporationBZ-X700
Myosin 7A antibodyProteus Biosciences#25–6790 
Neurofilament antibodySigma#AB5539
Plano-convex lensSIGMAKOKI CO.,LTDSLSQ-30-200PM
Prism softwareGraphPadN/Aver.8.2.1
Scanning electron microscopeJEOL LtdJSM-6340F
Small digital endoscopeAVS Co. LtdAE-C1
Ultrasonic jellyHitachi Aloka MedicalN/A
Variable attenuatorShowa Optronics Co.N/ACurrenly avaiable successor: KYOCERA SOC Corporation, RWH-532HP II
Water-soluble encapsulant Dako#S1964

Referenties

  1. Arun, P., et al. Blast exposure causes long-term degeneration of neuronal cytoskeletal elements in the cochlear nucleus: A potential mechanism for chronic auditory dysfunctions. Front Neurol. 12, 652190(2021).
  2. Kurioka, T., Mizutari, K., Satoh, Y., Shiotani, A. Correlation of blast-induced tympanic membrane perforation with peripheral cochlear synaptopathy. J Neurotrauma. 39 (13-14), 999-1009 (2022).
  3. Liberman, M. C., Epstein, M. J., Cleveland, S. S., Wang, H., Maison, S. F. Toward a differential diagnosis of hidden hearing loss in humans. PLoS One. 11 (9), e0162726(2016).
  4. Koizumi, Y., et al. Y-27632, a rock inhibitor, improved laser-induced shock wave (lisw)-induced cochlear synaptopathy in mice. Mol Brain. 14 (1), 105(2021).
  5. Parthasarathy, A., Kujawa, S. G. Synaptopathy in the aging cochlea: Characterizing early-neural deficits in auditory temporal envelope processing. J Neurosci. 38 (32), 7108-7119 (2018).
  6. Kurioka, T., et al. Characteristics of laser-induced shock wave injury to the inner ear of rats. J Biomed Opt. 19 (12), 125001(2014).
  7. Paik, C. B., Pei, M., Oghalai, J. S. Review of blast noise and the auditory system. Hear Res. 425, 108459(2022).
  8. Bryden, D. W., Tilghman, J. I., Hinds, S. R. Blast-related traumatic brain injury: Current concepts and research considerations. J Exp Neurosci. 13, 1179069519872213(2019).
  9. Ma, X., Aravind, A., Pfister, B. J., Chandra, N., Haorah, J. Animal models of traumatic brain injury and assessment of injury severity. Mol Neurobiol. 56 (8), 5332-5345 (2019).
  10. Shao, N., et al. Central and peripheral auditory abnormalities in chinchilla animal model of blast-injury. Hear Res. 407, 108273(2021).
  11. Ou, Y., et al. Traumatic brain injury induced by exposure to blast overpressure via ear canal. Neural Regen Res. 17 (1), 115-121 (2022).
  12. Cho, S. I., et al. Mechanisms of hearing loss after blast injury to the ear. PLoS One. 8 (7), e67618(2013).
  13. Kurioka, T., Mizutari, K., Satoh, Y., Kobayashi, Y., Shiotani, A. Blast-induced central auditory neurodegeneration affects tinnitus development regardless of peripheral cochlear damage. J Neurotrauma. , (2023).
  14. Niwa, K., et al. Pathophysiology of the inner ear after blast injury caused by laser-induced shock wave. Sci Rep. 6, 31754(2016).
  15. Kimura, E., et al. Effect of shock wave power spectrum on the inner ear pathophysiology in blast-induced hearing loss. Sci Rep. 11 (1), 14704(2021).
  16. Satoh, Y., et al. Pulmonary blast injury in mice: A novel model for studying blast injury in the laboratory using laser-induced stress waves. Lasers Surg Med. 42 (4), 313-318 (2010).
  17. Kawauchi, S., et al. Effects of isolated and combined exposure of the brain and lungs to a laser-induced shock wave(s) on physiological and neurological responses in rats. J Neurotrauma. 39 (21-22), 1533-1546 (2022).
  18. Cassinotti, L. R., et al. Cochlear neurotrophin-3 overexpression at mid-life prevents age-related inner hair cell synaptopathy and slows age-related hearing loss. Aging Cell. 21 (10), e13708(2022).
  19. Kujawa, S. G., Liberman, M. C. Adding insult to injury: Cochlear nerve degeneration after "temporary" noise-induced hearing loss. J Neurosci. 29 (45), 14077-14085 (2009).
  20. Hickman, T. T., Smalt, C., Bobrow, J., Quatieri, T., Liberman, M. C. Blast-induced cochlear synaptopathy in chinchillas. Sci Rep. 8 (1), 10740(2018).
  21. Jiang, S., Sanders, S., Gan, R. Z. Hearing protection and damage mitigation in chinchillas exposed to repeated low-intensity blasts. Hear Res. 429, 108703(2023).
  22. Nakagawa, A., et al. Mechanisms of primary blast-induced traumatic brain injury: Insights from shock-wave research. J Neurotrauma. 28 (6), 1101-1119 (2011).
  23. Wu, P. Z., Liberman, M. C. Age-related stereocilia pathology in the human cochlea. Hear Res. 422, 108551(2022).
  24. Kurabi, A., Keithley, E. M., Housley, G. D., Ryan, A. F., Wong, A. C. Cellular mechanisms of noise-induced hearing loss. Hear Res. 349, 129-137 (2017).
  25. Kim, J., Xia, A., Grillet, N., Applegate, B. E., Oghalai, J. S. Osmotic stabilization prevents cochlear synaptopathy after blast trauma. Proc Natl Acad Sci U S A. 115 (21), E4853-E4860 (2018).
  26. Hu, N., Rutherford, M. A., Green, S. H. Protection of cochlear synapses from noise-induced excitotoxic trauma by blockade of ca(2+)-permeable ampa receptors. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (7), 3828-3838 (2020).
  27. Wan, G., Gomez-Casati, M. E., Gigliello, A. R., Liberman, M. C., Corfas, G. Neurotrophin-3 regulates ribbon synapse density in the cochlea and induces synapse regeneration after acoustic trauma. Elife. 3, e03564(2014).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Sensorineuraal gehoorverliesauditieve hersenstamresponscochleaire haarcellenneuronen van het spiraalganglionperforatie van het trommelvliesdiermodel cochleatellingen van synaptische lintencochleaire frequentiekaart
Onderzoekstoepassing van laser-geïnduceerde schokgolf voor het bestuderen van door ontploffing geïnduceerd cochleair letsel
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.