Methodenartikel

Gestimuleerde elektromyografie met één vezel (SFEMG) voor het beoordelen van de overdracht van neuromusculaire juncties in knaagdiermodellen

2.4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66452

⸱

8 maart 2024

 ,  , 
1NextGen Precision Health, University of Missouri, 2Department of Physical Medicine and Rehabilitation, University of Missouri, 3Department of Neurology, University of Missouri, 4Department of Medical Pharmacology and Physiology, University of Missouri

In dit artikel

Samenvatting

In deze studie demonstreren we een verfijnd single fiber electromyography (SFEMG) protocol om in vivo meting van neuromusculaire junctie (NMJ) transmissie in knaagdiermodellen mogelijk te maken. Een stapsgewijze benadering van de SFEMG-techniek wordt beschreven om kwantificering van NMJ-transmissievariabiliteit en -falen in de gastrocnemius-spier van ratten mogelijk te maken.

Samenvatting

Als laatste verbinding tussen het zenuwstelsel en de spier is de overdracht op de neuromusculaire junctie (NMJ) cruciaal voor een normale motoriek. Elektromyografie met één vezel (SFEMG) is een klinisch relevante en gevoelige techniek die de potentiaalreacties van enkele spiervezels meet tijdens vrijwillige samentrekkingen of zenuwstimulaties om de overdracht van NMJ te beoordelen. De beoordeling en kwantificering van NMJ-transmissie omvat twee parameters: jitter en blokkering. Jitter verwijst naar de variabiliteit in timing (latentie) tussen opeenvolgende single-fiber action potentials (SFAP's). Blokkeren betekent het falen van NMJ-transmissie om een SFAP-reactie te initiëren. Hoewel SFEMG een gevestigde en gevoelige test is in klinische omgevingen, is de toepassing ervan in preklinisch onderzoek relatief zeldzaam geweest. Dit rapport schetst de stappen en criteria die worden gebruikt bij het uitvoeren van gestimuleerde SFEMG om jitter en blokkering in knaagdiermodellen te kwantificeren. Deze techniek kan worden gebruikt in preklinische en klinische studies om inzicht te krijgen in de NMJ-functie in de context van gezondheid, veroudering en ziekte.

Inleiding

Enkelvoudige vezelelektromyografie (SFEMG) werd oorspronkelijk ontwikkeld door Stålberg en Ekstedt in de jaren 1960 om actiepotentialen van individuele spiervezels te identificeren en te analyseren, voornamelijk om spiervermoeidheid tebestuderen. SFEMG is de meest gevoelige klinische techniek voor de beoordeling van de overdracht van neuromusculaire junctie (NMJ)2. SFEMG wordt uitgevoerd door selectief single fiber action potentials (SFAP's) te registreren3. NMJ-overdracht kan in het gedrang komen door factoren zoals veroudering 4,5 en verschillende neuromusculaire aandoeningen zoals myasthenia gravis en amyotrofische laterale sclerose6. Bovendien kunnen aandoeningen zoals ischemie, temperatuurschommelingen en het gebruik van neuromusculaire blokkers leiden tot tekortkomingen in de NMJ-overdracht, die zich manifesteren door verhoogde NMJ-transmissievariabiliteit en het optreden van NMJ-falen2.

Er zijn twee benaderingen voor het registreren van SFEMG: gestimuleerde en vrijwillige SFEMG. Vrijwillige SFEMG omvat het registreren van SFAP's van twee NMJ's die door hetzelfde motoraxon worden gevoed met behulp van een concentrische naaldelektrode die tijdens vrijwillige activering in de spier wordt ingebracht die wordt getest7. Dienovereenkomstig vereist vrijwillige SFEMG de medewerking van de proefpersoon en kan het alleen laagdrempelige motorische eenheden beoordelen (die worden geactiveerd tijdens zwakke contracties)3. Gestimuleerde SFEMG maakt gebruik van een paar stimulerende elektroden om motoraxonen te stimuleren tijdens het registreren van SFAP's met een SFEMG-naaldelektrode die in de spier wordt ingebracht die wordt getest7.

Bij zowel vrijwillige als gestimuleerde SFEMG zijn jitter en blokkering de twee parameters die worden gebruikt om NMJ-overdracht te beoordelen en te kwantificeren8. Jitter beschrijft de variabiliteit in timing (latentie) tussen opeenvolgende SFAP's. Tijdens vrijwillige SFEMG wordt jitter gekwantificeerd door de latentieverschillen te beoordelen tussen een paar SFAP's (gevoed door hetzelfde motoraxon) gedurende 50 tot 100 opeenvolgende ontladingen. Tijdens gestimuleerde SFEMG wordt jitter gekwantificeerd door de latentieverschillen te beoordelen tussen de stimulatietiming en het begin van de SFAP tijdens 50 tot 100 opeenvolgende ontladingen. Blokkeren geeft aan dat NMJ-overdracht geen SFAP-respons teweegbrengt, en het kan worden gekwantificeerd als de aan- of afwezigheid van elk paar SFAP's tijdens vrijwillige SFEMG of voor elk NMJ tijdens gestimuleerde SFEMG 2,7.

Hoewel SFEMG een gevestigde en gevoelige test is in de klinische setting, is het slechts zelden toegepast in preklinisch onderzoek 4,5,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18 . In dit rapport schetsen we de aanpak voor het uitvoeren en analyseren van SFEMG-opnames in preklinische knaagdiermodellen. Verder presenteren we representatieve gegevens die representatieve bevindingen over SFEMG benadrukken die wijzen op een verslechtering van de NMJ-transmissie na toediening van een niet-depolariserend neuromusculair blokkeringsmiddel, rocuronium.

Protocol

Alle protocollen zijn goedgekeurd en uitgevoerd in overeenstemming met de voorschriften die zijn opgesteld door de Institutional Animal Care and Use Committee van de Universiteit van Missouri.

1. Voorbereiding van dieren en toediening van anesthesie

  1. Trek de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen aan.
  2. Meet voorafgaand aan de procedure het gewicht van de rat om de juiste dosis te bepalen voor op gewicht gebaseerde medicijnen en beademingsinstellingen.
  3. Induceer anesthesie met 3%-5% geïnhaleerde isofluraan. Zodra een adequaat niveau van anesthesie is vastgesteld, plaatst u de rat in buikligging en handhaaft u de anesthesie met 1%-3% geïnhaleerde isofluraan.
  4. Controleer de geschiktheid van de diepte van de anesthesie door voorzichtig met een tang op het voetkussen van de achterpoten te drukken om de afwezigheid van een terugtrekkingsreactie te observeren.
  5. Houd de lichaamstemperatuur op 37 °C.
  6. Breng door dierenartsen goedgekeurde zalf op petroleumbasis aan op de ogen om uitdroging te voorkomen. Bewaak de diepte van de anesthesie door de ademhalingsfrequentie te observeren en te beoordelen op terugtrekkingsreacties bij het uitoefenen van druk op het voetkussen met een pincet.
  7. Scheer de te beoordelen achterpoot met een tondeuse. Na voldoende ontharing, met plakband, plaatst u het te bestuderen ledemaat met de enkel gefixeerd op ongeveer 90° dorsaalflexie, de knie in extensie en de heup in abductie.
  8. Bewaak continu de ademhaling en hartslag van de rat gedurende het hele experiment.
    OPMERKING: Een verhoging van de hartslag wordt vaak gebruikt als een indicator van onvoldoende anesthesiediepte.
  9. Dien isofluraan toe om de rat te euthanaseren, met een dosis van 5% of hoger, totdat de ademhaling gedurende ten minste 3 minuten is gestopt. Bevestig de euthanasie door onthoofding.

2. Plaatsing en instelling van de elektroden

OPMERKING: NMJ-overdracht van de heupzenuw en gastrocnemius-spier wordt beoordeeld met behulp van het elektromyografie (EMG) -systeem. Raadpleeg de Tabel met materialen.

  1. Steek een paar geïsoleerde monopolaire naalden van 28 G voor het stimuleren van de heupzenuw met de kathode in het gebied van de proximale achterpoot, terwijl de anode zich meer proximaal in het onderhuidse weefsel bevindt dat het heiligbeen bedekt.
  2. Zorg ervoor dat de stimulerende elektroden niet in de onmiddellijke nabijheid van de heupzenuw of te diep worden geplaatst om directe schade aan de heupzenuw of andere aangrenzende structuren te voorkomen.
  3. Plaats een wegwerp aardelektrode op de contralaterale achterpoot of staart.
  4. Plaats voorzichtig een naaldelektrode van 27 gauge en 25 mm die speciaal is ontworpen voor EMG met één vezel, met een opnameoppervlak van platina-iridiummateriaal in de rechter gastrocnemiusspier. Zorg ervoor dat de SFEMG-elektroden voor elk gebruik worden geautoclaveerd om de steriliteit te behouden.
  5. Plaats de SFEMG-naaldelektrode parallel met de gastrocnemius-spiervezels om enkelvezelactiepotentialen (SFAP's) vast te leggen.
  6. Voorkom spierbeschadiging tijdens het inbrengen en manoeuvreren van de SFEMG-naald in de spier.

3. Procedure voor gestimuleerde elektromyografie met één vezel (SFEMG)

  1. Oefen constante stroomstimulatie uit op de rechter heupzenuw met een frequentie van 10 Hz met een intensiteitsbereik van 0,3-10 mA en een pulsduur van 0,1 ms.
  2. Configureer de filterinstellingen binnen een laagfrequent filter van 1 kHz en hoogfrequent filter van 10 kHz. Pas de versterking aan van 200 μV tot 1000 μV per divisie om de visualisatie van potentialen te vergemakkelijken. Stel de veegsnelheid in op 500 μs per divisie.
  3. Pas de stimulusintensiteit aan om SFAP's te activeren en te isoleren voor opname en daaropvolgende analyse.
    1. Om een respons als een FCAP te identificeren en te analyseren, moet u ervoor zorgen dat aan de specifieke criteria hieronder wordt voldaan: Zorg ervoor dat de stijgtijd van de basislijnpiek naar de negatieve fase minder is dan 500 μs, de minimale amplitude (basislijnpiek naar negatief) ten minste 200 μV is en dat de respons consequent een alles-of-niets-gedrag vertoont (stabiele grootte en vorm tussen reacties).
      OPMERKING: Het is essentieel dat de terugkerende reacties consistente opwaartse fasen vertonen zonder inkepingen of buigpunten. Merk op dat het laatste criterium cruciaal is om een kwaliteitssignaal te onderscheiden van de som van meerdere signalen.
  4. Bereken Jitter, of variabiliteit van SFAP-latentie (tijd tussen stimulatie en stijgende fase van negatieve piek van SFAP) tussen opeenvolgende ontladingen, na ten minste 50 stimulaties (50-100 stimulaties), en beoordeel en kwantificeer blokkering.
    OPMERKING: Blokkering kan worden beoordeeld als de aan- of afwezigheid bij elke synaps of als het percentage stimulaties dat er niet in slaagt om het genereren van een enkele vezelactiepotentiaal te activeren. Jitter wordt berekend met behulp van de volgende vergelijking7 (Jitter wordt meestal automatisch berekend door elektromyografiesystemen in klinieken):
    figure-protocol-1
    MCD = Gemiddelde waarde van opeenvolgend verschil
    IPI = interpotentiaalinterval
  5. Herhaal het proces voor aanvullende SFAP-reacties. Beoordeel gemiddeld 10 synapsen van elk dier om de jitter te berekenen en bepaal vervolgens de gemiddelde waarden per dier.
  6. Sluit SFAP's met jitter van minder dan 4 μs uit van de analyses om te voorkomen dat potentialen worden opgenomen die mogelijk zijn opgeroepen door directe spierstimulatie11.
  7. Wanneer u potentialen registreert die intermitterende blokkering vertonen, verhoogt u de stimulusintensiteit om te controleren of SFAP-falen niet te wijten is aan submaximale stimulatie.

Resultaten

Om verhoogde jitter en blokkering aan te tonen in de context van falen van NMJ-transmissie, werd gestimuleerde SFEMG uitgevoerd met en zonder intraveneuze toediening van rocuronium. Rocuronium is een middellangwerkend, niet-depolariserend neuromusculair blokkeringsmiddel dat veel wordt gebruikt in klinische omgevingen om spierverlamming te induceren tijdens operaties of medische procedures. Het werkt door competitief te binden aan nicotine-acetylcholinereceptoren in de NMJ19. Voorafgaand aan de toediening van rocuronium werd de volwassen wildtype rat (Sprague Dawley) geprepareerd en verdoofd zoals beschreven in rubriek 1. Vanwege verlamming veroorzaakt door rocuronium werd invasieve beademingsondersteuning gebruikt om representatieve gegevens te verkrijgen (in tegenstelling tot de typische benadering voor anesthesie tijdens SFEMG-opnames zoals hierboven beschreven in sectie 1). Er werd een endotracheale tube geplaatst en de ventilatie werd gehandhaafd op 60 ademhalingen/min met behulp van een drukgecontroleerde modus met een druk van 17 mmHg en een positieve eind-expiratoire druk van 3 cm H2O, terwijl 2%-3% isofluraan werd toegediend. Nadat beademingsondersteuning en anesthesie waren bereikt, werden actiepotentialen van één vezel geregistreerd met en zonder behandeling met rocuronium (bolus van 0,05 mg/kg rocuroniumbromide intraveneus). Figuur 1 toont drie representatieve opnames van de actiepotentiaal van één vezel van hetzelfde NMJ bij een volwassen rat. Figuur 1A toont de typische morfologie van een enkele vezelactiepotentiaal (na een enkele stimulatie) met een stijgtijd van minder dan 500 μs vanaf de basislijn tot de negatieve piek en een minimale amplitude (piek tot piek) van ten minste 200 μV. Figuur 1B toont kenmerken van verhoogde jitter en intermitterende blokkering na injectie van rocuronium. Figuur 1C toont de normalisatie van jitter en blokkering van dezelfde synaps na de resolutie van het NMJ-blok. Voor de eenvoud van het bekijken toont Figuur 1B,C alleen reacties na 9 opeenvolgende stimulaties. Bovendien toont figuur 2, voor een beter begrip, een aanvullend voorbeeld van drie over elkaar heen gelegde actiepotentialen van één vezel die werden waargenomen na 10 opeenvolgende stimulaties, die verhoogde jitter en blokkering aan het licht brachten.

Om de impact van rocuronium op NMJ-transmissie te kwantificeren met behulp van gestimuleerde SFEMG, werden opnames gemaakt van 5 NMJ's zonder enige behandeling en van 5 NMJ na toediening van rocuronium en werden ze geanalyseerd op jitter en blokkering (Figuur 3). Na rocuronium waren jitter (Figuur 3A) en blokkering (Figuur 3B) significant toegenomen.

figure-results-1
Figuur 1: Drie representatieve elektromyografie-opnamen met één vezel van dezelfde neuromusculaire junctie (NMJ). (A) Voorbeeld van een actiepotentiaal van één vezel na een enkele zenuwstimulatie met criteria voor amplitude (basislijn tot negatieve piekamplitude van ten minste 200 μV) en stijgtijd (basislijn tot negatieve piek minder dan 500 μs) criteria voor acceptatie als enkelvoudige vezelpotentiaal. (B) Voorbeeld van gesuperponeerde actiepotentialen van één vezel na 9 opeenvolgende stimulaties die verhoogde jitter en blokkering vertonen, wat wijst op een verminderde NMJ-transmissie na toediening van rocuronium (jitter: 68,35 μs). (C) Voorbeeld van gesuperponeerde actiepotentialen van één vezel na 9 opeenvolgende stimulaties die verminderde jitter en geen blokkering vertonen, wat wijst op normaliserende NMJ-transmissie na resolutie van rocuroniumbehandeling (jitter: 21,7 μs). Representatieve SFEMG-sporen onthullen actiepotentialen van enkele spiervezels die zijn geregistreerd vanuit een gezonde synaps zonder blokkering en normale jitter in gesuperponeerde weergave. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Drie gesuperponeerde single fiber action potentials (SFAP's) geregistreerd na opeenvolgende stimulaties tijdens toediening van rocuronium. Drie gesuperponeerde single fiber action potentials (SFAP's) werden geregistreerd na 10 opeenvolgende stimulaties tijdens toediening van rocuronium, wat wijst op verhoogde jitter en blokkering. De jitterwaarden voor A, B en C waren respectievelijk 24,3 μs, 46,9 μs en 88,7 μs. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Beoordeling van elektromyografie met één vezel van neuromusculaire junctietransmissie (NMJ) na behandeling met een niet-depolariserend NMJ-blokker . (A) Tijdens toediening van rocuronium (0,05 mg/kg) vertoonde SFEMG een verhoogde variabiliteit van overdracht (jitter) versus gezonde toestand (onbehandeld: 12,9 μs, 95% BI [7,2-16,9 μs] versus rocuronium: 40,70 μs, 95% BI [34,7-70,7 μs]) (Mann Whitney-test: p = 0,0079). (B) Het percentage stimulaties met NMJ-blokkering van elke synaps op SFEMG was verhoogd versus gezonde toestand (onbehandeld: 0%, 95% BI [0-0%] versus rocuronium: 31%, 95% BI [14,0-59,0%]) (Mann Whitney-test: p= 0,0079). Alle metingen (jitter en percentages stimulaties met NMJ-blokkering) werden verkregen van een enkele rat, n = 5 synapsen onbehandeld en n = 5 synapsen na behandeling met rocuronium. Gegevens weergegeven als een mediaan ± een betrouwbaarheidsinterval van 95%. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

SFEMG wordt vaak gebruikt voor diagnostische tests bij patiënten met vermoedelijke auto-immuunziekten, verworven en genetische vormen van NMJ-ziekte. SFEMG wordt beschouwd als de meest gevoelige test voor de diagnose van de NMJ-stoornis, myasthenia gravis20,21. Repetitieve zenuwstimulatie (RNS) is een andere methode die vaker wordt gebruikt in klinische diagnostische tests en omvat het stimuleren van een perifere zenuw met een reeks stimuli en het kwantificeren van de opgesomde samengestelde spieractiepotentiaalrespons van de geïnnerveerde spier 5,22. RNS heeft consequent aangetoond een significant lagere gevoeligheid te hebben in vergelijking met SFEMG23,24. Het voordeel van SFEMG ligt in de mogelijkheid om selectief individuele spiervezels te evalueren en niet alleen het falen van NMJ-transmissie (blokkering), maar ook de variabiliteit (jitter) te kwantificeren2,25,26. Hoewel SFEMG een gevestigde en gevoelige test is in de klinische setting, is het slechts zelden toegepast in preklinisch onderzoek 4,5,9,10,11,12,13,14,15,16 . Diermodellen van neuromusculaire ziekten spelen een cruciale rol bij het bepalen van de onderliggende mechanismen van menselijke ziekten en het ontwikkelen van therapeutische interventies. Het vermogen om uitkomstmaten en biomarkers, zoals SFEMG, op verschillende soorten toe te passen, kan de overgang van veelbelovende preklinische ontdekkingen naar klinische studies bij mensen stroomlijnen en versnellen27. Een multicenter studie in Japan richtte zich bijvoorbeeld op het vaststellen van referentiewaarden voor SFEMG met behulp van concentrische naalden bij gezonde menselijke proefpersonen. De studie gaf aan dat de aanbevolen afkapwaarden voor individuele MCD 58,8 μs waren voor gestimuleerde SFEMG in de extensor digitorum communis (EDC) spier28. Het is opmerkelijk dat de Gastrocnemius-spier niet vaak wordt blootgesteld aan SFEMG, waarbij EDC de dichtstbijzijnde spier is die in deze context wordt bestudeerd. Bijgevolg bleken de jitterwaarden die we van ratten kregen lager te zijn dan die gerapporteerd in klinische studies. Deze discrepanties suggereren dat de verdeling van de veiligheidsfactor varieert afhankelijk van de spier en de soort in kwestie.

In dit rapport presenteren we een stapsgewijze aanpak voor het toepassen van gestimuleerde SFEMG bij knaagdieren, inclusief stappen voor de voorbereiding van dieren, plaatsing van elektroden, registratie van de actiepotentiaal van één vezel en analyses. Daarnaast presenteren we representatieve gegevens in een geïnduceerd model van NMJ-falen (toediening van rocuronium) om de concepten van verhoogde jitter en blokkering duidelijk aan te tonen, evenals het alles-of-niets-concept van een enkel vezelactiepotentiaal in SFEMG-registratie. Eerder, in een experimenteel onderzoek, vertoonde een rat zonder het blokkeringsmiddel een kleine MCD-verandering (ongeveer 10 μs) zonder blokkering in de eerste 3000 s. Daarentegen vertoonde een rat die werd geïnjecteerd met 0,08 mg/kg vecuronium een verhoogde jitter na 200 s, wat leidde tot blokkering rond 500 s, met een initiële MCD van ongeveer 50 μs, in overeenstemming met onze resultaten17. Het vaststellen van de juiste dosering van rocuronium bij de ratten was essentieel om het beoogde niveau van neuromusculaire blokkade te bereiken en tegelijkertijd mogelijke complicaties te beperken. Terwijl verschillende onderzoeken doseringen gebruikten variërend van 0,1 mg/kg tot 5 mg/kg voor het induceren van spierverlamming 17,29,30, kozen wij voor een dosering van 0,05 mg/kg. Deze keuze sluit aan bij de erkenning dat NMJ-stoornis begint vóór het begin van spierverlamming.

Het verkrijgen van enkelvoudige vezelwerkingspotentiaalresponsen met behulp van SFEMG omvat verschillende cruciale stappen. Met name het verkrijgen van selectieve opnames vereist oefening om verschillende taken tegelijkertijd uit te voeren, waaronder het adequaat toedienen van zenuwstimulatie en het verkrijgen van adequate reacties. Tijdens opnames wordt de SFEMG-opname-elektrode voorzichtig ingebracht en afgesteld met kleine, gestage bewegingen om spiertrauma te minimaliseren en de opbrengst te verbeteren. Zodra een actiepotentiaal is geïdentificeerd, moeten kleine aanpassingen van de stimulatie en de registratie-elektrodepositie worden gemaakt om de amplitude en "scherpte" van de actiepotentiaal van één vezel (korte stijgtijd) te optimaliseren. Zodra een potentiaal is geïdentificeerd en de amplitude en stijgtijd zijn geoptimaliseerd, moeten de bewegingen van de elektroden worden geminimaliseerd om de stabiliteit van de alles-of-niet-reacties te garanderen. Een stabiele positionering van de elektroden is van cruciaal belang, omdat zelfs kleine verschuivingen in de positie van de opnamenaald kunnen leiden tot fluctuaties in de eigenschappen van het actiepotentiaal, waaronder vorm, amplitude en latentie. Het is belangrijk om ervoor te zorgen dat de actiepotentialen stabiel zijn en in overeenstemming zijn met alles-of-niets-schijn. Variabiliteit van responsen kan verband houden met de beweging van de elektrode of superpositie van meerdere actiepotentialen van verschillende NMJ's met één vezel. Samen spelen deze factoren een sleutelrol bij het bereiken van reproduceerbaarheid en stabiele meting van het actiepotentiaal 2,26. Bovendien is het een verstandige aanpak om SFAP's met jitter van minder dan 4 μs uit te sluiten van de analyses om de betrouwbaarheid van de resultaten te waarborgen. Dit strenge criterium helpt voorkomen dat potentialen worden opgenomen die mogelijk artefacten kunnen zijn die worden veroorzaakt door directe spierstimulatie, waardoor de nauwkeurigheid van de beoordeling wordt verbeterd. Een andere belangrijke factor in onderzoeken naar stimulatiejitter is subliminale stimulatie, met name bij pathologische aandoeningen, waarbij veel pieken blijkbaar de jitter hebben verhoogd. Het is van essentieel belang om op de operator te vertrouwen om ervoor te zorgen dat de stimulusintensiteit de drempel voor al dergelijke pieken overschrijdt, aangezien deze bepaling niet met terugwerkende kracht kan worden gedaan31.

De gestimuleerde SFEMG-techniek die in dit manuscript wordt beschreven, maakt gebruik van een gespecialiseerde SFEMG-elektrode in plaats van een standaard concentrische elektromyografienaaldelektrode. Onze SFEMG-elektrode heeft een opnameoppervlak van 0,0005mm2, in tegenstelling tot het opnameoppervlak van ongeveer 0,019mm2 van een standaard concentrische elektromyografienaaldelektrode van pediatrische afmetingen. Dit onderscheid is cruciaal, aangezien grotere concentrische naaldelektroden, met minder selectiviteit vanwege hun grotere registratieoppervlakken, geschikt kunnen zijn voor vrijwillige SFEMG om schijnbare actiepotentiaalparen van één vezel vast te leggen. Bij stimulatie SFEMG, waarbij vaak meerdere axonen of motoreenheden tegelijkertijd worden gestimuleerd, wordt het gebruik van grotere concentrische naaldelektroden echter een grotere uitdaging7.

Er moet rekening worden gehouden met enkele beperkingen. Het is ook belangrijk erop te wijzen dat SFEMG het mechanisme dat ten grondslag ligt aan een defect in de neuromusculaire transmissie niet kan vaststellen, zoals kan worden bereikt met intracellulaire opnames die ex vivoworden uitgevoerd 27. Een andere essentiële overweging met betrekking tot SFEMG is de beperking bij het selectief registreren van specifieke spiervezeltypes. Bijgevolg vertegenwoordigen SFEMG-opnames waarschijnlijk een variabel mengsel van verschillende spiervezeltypes5.

Openbaarmakingen

W. David Arnold ontving onderzoeksfinanciering van NMD Pharma en Avidity Biosciences en adviseert NMD Pharma, Avidity Biosciences, Dyne Therapeutics, Novartis, Design Therapeutics en Catalyst Pharmaceuticals.

Dankbetuigingen

De auteurs willen graag Dr. Martin Brandhøj Skov van NMD Pharma bedanken voor zijn waardevolle advies over rocuroniumdosering en Arash Karimi van de afdeling Biomedische Technologie van de Stony Brook University voor zijn hulp bij berekeningen. Deze studie werd gedeeltelijk ondersteund door financiering van NIH aan WDA (R01AG067758 en R01AG078129).

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
 27 G Reusable Single Fiber Needle ElectrodeTechnomed202860-000singlefiber opname-elektrode
2 mL Glass SyringeKent Scientific CorporationSOMNO-2ML
Detachable CableTechnomed202845-0000om de recorder elektrode met de elektrodiagnostische machine te verbinden
Disposable 2" x 2" disc electrode with leadsCadwell302290-000aardelektrode
disposable monopolar needles 28 GTechnomed202270-000kathode en anode stimulerende elektroden
EMG needle cable (Amp/stim switch box)Cadwell190266-200om monopolar elektroden met elektrodiagnostische stimulator te verbinden
Helping Hands alligator clip with iron baseRadio Shack64-079Onderhoud van de plaatsing van de opname-elektrode 
Isoflurane (250 mL bottle)Piramal HealthcareNA
monoject curved tip irrigating syringeCovidien81412012gebruikt voor het aanbrengen van elektrode-gel
PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic WarmingKent Scientific CorporationPS-RTInclusief infrarood verwarmingskussentjes, rectale sonde en kussen temperatuur sonde
Pro trimmer Pet Grooming KitOster078577-010-003schaar voor haarverwijdering
Rat Endotracheal Tubes (16 G)Kent Scientific Corporation
Rocoronium BromideSigmaPHR2397-500MGneuromusculaire blokkerende agent
Sierra Summit EMG systemCadwell Industries, Inc., Kennewick, WANAdraagbaar elektrodiagnostisch systeem
SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia SystemKent Scientific CorporationSOMNOInclusief anti-spill, anti-damp flesdop adapter; Y adapter buis; actieve kool filter
Veterinarian petroleum-based ophthalmic ointment Puralube26870toegepast tijdens anesthesie om corneale verwonding te voorkomen

Referenties

  1. Stalberg, E. Propagation velocity in human muscle fibers in situ. Acta Physiol Scand Suppl. 287, 1-112 (1966).
  2. Stålberg, E., Trontelj, J. V. The study of normal and abnormal neuromuscular transmission with single fibre electromyography. J Neurosci Methods. 74 (2), 145-154 (1997).
  3. Sanders, D. B., et al. Guidelines for single fiber EMG. Clin Neurophysiol. 130 (8), 1417-1439 (2019).
  4. Chugh, D., et al. Neuromuscular junction transmission failure is a late phenotype in aging mice. Neurobiol Aging. 86, 182-190 (2020).
  5. Padilla, C. J., et al. Profiling age-related muscle weakness and wasting: Neuromuscular junction transmission as a driver of age-related physical decline. GeroScience. 43 (3), 1265-1281 (2021).
  6. Selvan, V. A. Single-fiber EMG: A review. Ann Indian Acad Neurol. 14 (1), 64-67 (2011).
  7. Sanders, D. B., Kouyoumdjian, J. A., Stålberg, E. V. Single fiber electromyography and measuring jitter with concentric needle electrodes. Muscle Nerve. 66 (2), 118-130 (2022).
  8. Juel, V. C. Single fiber electromyography. Handb Clin Neurol. 160, 303-310 (2019).
  9. Chung, T., et al. Evidence for dying-back axonal degeneration in age-associated skeletal muscle decline. Muscle Nerve. 55 (6), 894-901 (2017).
  10. Iyer, C. C., et al. Follistatin-induced muscle hypertrophy in aged mice improves neuromuscular junction innervation and function. Neurobiol Aging. 104, 32-41 (2021).
  11. Meekins, G. D., Carter, G. T., Emery, M. J., Weiss, M. D. Axonal degeneration in the trembler-j mouse demonstrated by stimulated single-fiber electromyography. Muscle Nerve. 36 (1), 81-86 (2007).
  12. Gooch, C. L., Mosier, D. R. Stimulated single fiber electromyography in the mouse: Techniques and normative data. Muscle Nerve. 24 (7), 941-945 (2001).
  13. Chung, T., Tian, Y., Walston, J., Hoke, A. Increased single-fiber jitter level is associated with reduction in motor function with aging. Am J Phys Med Rehabil. 97 (8), 551-556 (2018).
  14. Sokolow, S., et al. Impaired neuromuscular transmission and skeletal muscle fiber necrosis in mice lacking na/ca exchanger 3. J Clin Investig. 113 (2), 265-273 (2004).
  15. Añor, S., et al. Evaluation of jitter by stimulated single-fiber electromyography in normal dogs. J Vet Intern Med. 17 (4), 545-550 (2003).
  16. Mizrachi, T., et al. NMO-IgG and AQP4 peptide can induce aggravation of eamg and immune-mediated muscle weakness. J Immunol Res. 2018, 5389282(2018).
  17. Lin, T. S., Cheng, T. J. Stimulated single-fiber electromyography in the rat. Muscle Nerve. 21 (4), 482-489 (1998).
  18. Finley, D. B., Wang, X., Graff, J. E., Herr, D. W. Single fiber electromyographic jitter and detection of acute changes in neuromuscular function in young and adult rats. J Pharmacol Toxicol Methods. 59 (2), 108-119 (2009).
  19. Khan, Z. H., Hajipour, A., Zebardast, J., Alomairi, S. R. Muscle relaxants in anesthesia practice: A narrative review. Arch Anesthesiol Crit Care. 4 (4), 547-552 (2018).
  20. Padua, L., Caliandro, P., Stålberg, E. A novel approach to the measurement of motor conduction velocity using a single fibre emg electrode. Clin Neurophysiol. 118 (9), 1985-1990 (2007).
  21. Khoo, A., Hay Mar, H., Borghi, M. V., Catania, S. Electrophysiologic evaluation of myasthenia gravis and its mimics: Real-world experience with single-fiber electromyography. Hosp Pract. 50 (5), 373-378 (2022).
  22. Nannan, G., et al. A role of lamin a/c in preventing neuromuscular junction decline in mice. J Neurosci. 40 (38), 7203(2020).
  23. Alley, D. E., et al. Grip strength cutpoints for the identification of clinically relevant weakness. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 69 (5), 559-566 (2014).
  24. Juel, V. C. Clinical Neurophysiology of Neuromuscular Junction Disease. Handbook of Clinical Neurology. 161, Elsevier. 291-303 (2019).
  25. Rich, M. M. The control of neuromuscular transmission in health and disease. Neuroscientist. 12 (2), 134-142 (2006).
  26. Juel, V. C. Evaluation of neuromuscular junction disorders in the electromyography laboratory. Neurol Clin. 30 (2), 621-639 (2012).
  27. Arnold, W. D., Clark, B. C. Neuromuscular junction transmission failure in aging and sarcopenia: The nexus of the neurological and muscular systems. Ageing Res Rev. 89, 101966(2023).
  28. Kokubun, N. Reference values for concentric needle single fiber EMG. Rinsho Shinkeigaku. 52 (11), 1246-1248 (2012).
  29. Testelmans, D., et al. Rocuronium exacerbates mechanical ventilation-induced diaphragm dysfunction in rats. Crit Care Med. 34 (12), 3018-3023 (2006).
  30. Suzuki, K., et al. Intravenous infusion of rocuronium bromide prolongs emergence from propofol anesthesia in rats. PLoS One. 16 (2), e0246858(2021).
  31. Stålberg, E., et al. Reference values for jitter recorded by concentric needle electrodes in healthy controls: A multicenter study. Muscle Nerve. 53 (3), 351-362 (2016).

Herprints en machtigingen

Tags

Single fiber EMGNMJ transmissiejittermetingblokkadiebeoordelingactiepotentialen van spiervezelspreklinische elektromyografieneuromusculaire ziektemodellentranslationele neuromusculaire fysiologie
Gestimuleerde elektromyografie met één vezel (SFEMG) voor het beoordelen van de overdracht van neuromusculaire juncties in knaagdiermodellen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.