Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Directe microbiële identificatie met behulp van een geautomatiseerd microbieel identificatiesysteem om de EUCAST RAST-methode zonder massaspectrometrie te vergemakkelijken

2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66588

⸱

24 mei 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Microbiology, All India Institute of Medical Sciences, Bhopal, 2Department of Microbiology, All India Institute of Medical Sciences, Bhubaneswar

In dit artikel

Samenvatting

EUCAST heeft een protocol voor directe antimicrobiële gevoeligheidstests (AST) ontwikkeld voor geautomatiseerde bloedculturen. De afhankelijkheid van op massaspectrometrie gebaseerde microbiële identificatie kan echter worden vermeden door gebruik te maken van een direct protocol voor de bereiding van inoculum in een geautomatiseerd microbieel identificatiesysteem. Deze aanpak kan AST-rapporten opleveren binnen 24 uur na monsterafname.

Samenvatting

Gramnegatieve (GN) sepsis is een medisch noodgeval waarbij de behandeling in omgevingen met beperkte middelen berust op conventionele microbiologische kweektechnieken, wat binnen 3-4 dagen resultaten oplevert. Zowel EUCAST als CLSI erkennen deze vertraging in de doorlooptijd (TAT) en hebben protocollen ontwikkeld voor het bepalen van AST-resultaten rechtstreeks uit positief gemarkeerde geautomatiseerde bloedkweekflessen (+aBC's). Het EUCAST rapid AST (RAST)-protocol werd voor het eerst geïntroduceerd in 2018, waarbij breekpunten in de zonediameter voor vier veel voorkomende etiologische agentia van GN-sepsis, namelijk Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa en Acinetobacter baumannii-complex , kunnen worden gerapporteerd. De klinische laboratoria die deze methode in hun routinematige workflow hebben geïmplementeerd, vertrouwen echter op microbiële identificatie op basis van massaspectrometrie, die niet gemakkelijk beschikbaar is, waardoor de implementatie ervan in omgevingen met beperkte middelen wordt uitgesloten. Om dit te omzeilen, evalueerden we een direct inoculumprotocol (DIP) met behulp van een commercieel geautomatiseerd microbieel identificatie- en antimicrobieel gevoeligheidstestsysteem (aMIAST) om vroege microbiële identificatie mogelijk te maken binnen 8 uur na positieve markering van aBC. We hebben dit protocol van januari tot oktober 2023 geëvalueerd om de vier RAST-rapporteerbare GN (RR-GN) in de positief gemarkeerde aBC te identificeren. De microbiële identificatieresultaten in DIP werden vergeleken met het standaard inoculumvoorbereidingsprotocol (SIP) in aMIAST. Van de 204 +aBC's met monomorfe GN (+naBC) werd één van de 4 RR-GN geïdentificeerd in 105 +naBC's door SIP (E. coli: 50, K. pneumoniae: 20, P. aeruginosa: 9 en A. baumannii complex: 26). Hiervan werd 94% (98/105) correct geïdentificeerd door DIP, terwijl de percentages grote fouten en zeer grote fouten respectievelijk 6% (7/105) en 1,7% (4/240) bedroegen. Wanneer DIP voor microbiële identificatie wordt uitgevoerd met behulp van de EUCAST RAST-methode, kunnen binnen 24 uur na ontvangst van het monster voorlopige klinische rapporten worden verstrekt. Deze aanpak heeft het potentieel om de TAT aanzienlijk te verminderen, waardoor een vroege instelling van geschikte antimicrobiële therapie mogelijk wordt.

Inleiding

Sepsis, een belangrijk wereldwijd gezondheidsprobleem, wordt gedefinieerd als levensbedreigende orgaandisfunctie als gevolg van een ontregelde reactie van de gastheer op infectie. De Global Burden of Diseases Study schatte dat er in 2017 wereldwijd 48,9 miljoen gevallen van sepsis en 11 miljoen sepsisgerelateerde sterfgevallen waren, wat goed was voor bijna 20% vanalle wereldwijde sterfgevallen. Ongeveer 2/3e van de bloedbaaninfecties (BSI) die sterfte veroorzaken, is te wijten aan gramnegatieve bacteriële pathogenen2. De belangrijkste doodsoorzaken onder gramnegatieven (GN) zijn Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa en Acinetobacter baumannii, die ongeveer 40% van de gevallen uitmaken onder 33 bacteriëlepathogenen.

Bloedculturen blijven de gouden standaard voor het diagnosticeren van BSI, en snelle microbiële identificatie samen met de resultaten van antimicrobiële gevoeligheidstests (AST) is de sleutel tot behandeling. Er wordt geschat dat de kans op sterfte met 9% toeneemt met elke uur vertraging bij het instellen van geschikte antimicrobiële stoffen bij sepsis3. De doorlooptijd (TAT) van microbiologisch positieve bloedkweekrapporten met AST-resultaten is ongeveer 48-72 uur met de beschikbare microbiologische hulpmiddelen in omgevingen met beperkte middelen, zelfs met geautomatiseerde systemen. Als gevolg van deze ondermaatse TAT worden breedspectrum antimicrobiële stoffen empirisch gebruikt, wat bijdraagt aan het ontluikende probleem van antimicrobiële resistentie (AMR). EUCAST en CLSI erkennen deze dringende noodzaak om TAT voor microbiologische kweektechnieken voor sepsis te verminderen en evolueren naar het rechtstreeks uitvoeren van ASAT uit positief gemarkeerde bloedkweekflessen (+aBC)4,5.

In 2018 introduceerde EUCAST voor het eerst de snelle ASAT (RAST)-methode voor het bepalen van ASAT door middel van de Kirby-Bauer-schijfdiffusiemethode bij korte incubatietijden, d.w.z. 4 uur, 6 uur en 8 uur, rechtstreeks vanaf +aBC 6,7. De methode is momenteel gevalideerd voor het bepalen van ASAT voor +aBC's die een van de 8 meest voorkomende oorzaken van BSI bevatten, namelijk E. coli, K. pneumoniae, P. aeruginosa en A. baumannii-complex onder gramnegatieven en Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, E. faecium en Streptococcus pneumoniae onder grampositieven8. De breekpunten voor AST-bepaling met verschillende tijdsintervallen worden verstrekt volgens de hierboven genoemde microbiële soorten. Daarom is microbiële identificatie noodzakelijk voordat AST-resultaten categorisch worden geïnterpreteerd. De RAST-standaard specificeert echter niet de methode om microbiële identificatie binnen dit tijdsbestek mogelijk te maken.

In de meeste studies die de EUCAST RAST-methode in hun setting evalueerden, werd gebruik gemaakt van op massaspectrometrie gebaseerde microbiële identificatie na korte incubatie op vergulde media om micro-organismen te identificeren 9,10,11,12,13,14,15,16,17 . Massaspectrometrie-instrumenten zijn echter niet overal beschikbaar, vooral niet in lage- tot middeninkomenslanden (LMIC's), wat het potentiële nut van deze methode sterk beperkt. Weinig studies hebben de implementatie van deze methode in hun centra gemeld zonder gebruik te maken van massaspectrometrie 18,19,20. Tayşi et al.18 rapporteerden een brede categorisering van GN onder Enterobacterales, Pseudomonas en Acinetobacter spp. op basis van gramkleuringsmorfologie en oxidasetest voordat de AST-resultaten werden geïnterpreteerd. In andere studies van dit centrum, door Gupta et al.19 en Siddiqui et al.20, werd microbiële identificatie op soortniveau gedaan door een bacteriepellet te bereiden uit het positief gemarkeerde bloedbouillonmengsel en deze te inoculeren op de conventionele biochemische tests. Hoewel Tayşi et al.18 geen commentaar gaven op de nauwkeurigheid van microbiële identificatie met hun benadering, rapporteerden Gupta et al.19 dat met hun benadering in 165/176 (94%) gevallen, een RAST-rapporteerbare gramnegatief (RR-GN), d.w.z. een van E. coli, K. pneumoniae, P. aeruginosa en A. baumannii complex. Met de laatste benadering werd het lezen van RAST-resultaten echter retrospectief gedaan met behulp van breekpunten met een zonediameter van 8 uur, pas na de volledige incubatie van conventionele biochemische resultaten, d.w.z. 18-24 uur na inoculatie, en de gemiddelde tijd voor rapportage was ongeveer 2 dagen.

Om de TAT van klinische rapporten verder te verminderen, stellen we een alternatieve methodologie voor om vroege identificatie van GN aanwezig in +aBC's mogelijk te maken met behulp van aMIAST. Vóór de introductie van op massaspectrometrie gebaseerde microbiële identificatiesystemen, werden deze geautomatiseerde identificatiesystemen beschouwd als de zorgstandaard voor microbiële identificatie, waarbij identificatie mogelijk werd gemaakt door colorimetrische en/of fluorometrische veranderingen die werden geïnduceerd door testbacteriën wanneer ze werden geïnoculeerd in geminiaturiseerde biochemische tests die in een cassette werden bewaard en de resultaten matchten met hun isolaatdatabase. De gemiddelde tijd tot identificatie in deze systemen is ongeveer 4 uur tot 8 uur, maar ze worden beperkt door het feit dat de fabrikanten aanbevelen om microben 's nachts te laten groeien voordat hun respectieve identificatiekaarten kunnen worden geïnoculeerd. Deze vereiste beperkt hun bruikbaarheid bij het verkorten van de tijd om te rapporteren aanzienlijk.

Er zijn maar weinig studies die methoden hebben geëvalueerd om microben van +aBC's direct te identificeren met behulp van deze geautomatiseerde systemen 21,22,23,24,25,26,27. In het geval van +aBC's die monomorfe GN bevatten, toonden de meeste onderzoeken een uitstekende overeenstemming aan tussen directe inoculatie uit bacteriële pellets gemaakt van een positief bloedbouillonmengsel en standaard kolonie-incubatie. In het geval van grampositieven waren de concordantiepercentages echter suboptimaal. Aangezien de gemiddelde tijd tot positiviteit van +aBC's tussen 8 uur en 16 uur ligt en de identificatie van GN ~4 uur tot 8 uur duurt in een geautomatiseerd microbieel identificatiesysteem, veronderstellen we dat door gebruik te maken van een direct inoculatieprotocol bij de geautomatiseerde microbiële identificatie, we de klinische rapportage van +aBC's met GN met een RR-GN binnen 24 uur na monsterontvangst kunnen voltooien.

Setting voor de studie
De huidige studie werd van januari tot oktober 2023 uitgevoerd in het klinische bacteriologisch laboratorium van een academisch instituut voor tertiaire zorg van nationaal belang (INI) met 950 bedden in Centraal-India. Het laboratorium is uitgerust met een continu bloedkweek monitoring systeem (CBCMS) en aMIAST. Het bacteriologisch laboratorium is de klok rond functioneel met de beschikbaarheid van technici en microbiologen voor het verwerken en rapporteren van elk positief gemarkeerd bloedkweekflesje (+aBC's).

Microbiële methoden die hier worden gebruikt
De workflow van het onderzoek is weergegeven in figuur 1. De +aBC's die monomorfe GN's (+naBC) vertonen, werden verwerkt door directe inoculatie van overeenkomstige identificatiekaarten om identificatie en AST mogelijk te maken met behulp van het EUCAST RAST-protocol. Deze resultaten werden vergeleken met de standaardbehandeling (SoC) methode voor +aBC's, d.w.z. subcultuur op conventionele vergulde media door middel van schapenbloedagar (SBA), chocolade-agar (CA) en MacConkey-agar (MA), aëroob geïncubeerd gedurende 16 uur tot 24 uur, gevolgd door identificatie- en AST-kaarten gegeven door aMIAST wanneer geïsoleerde kolonies verschijnen. Bloedculturen die grampositieve kokken, grampositieve bacillen, ontluikende gistcellen en ≥2 verschillende micro-organismen op initiële gramkleuring of vergulde media vertoonden, werden uitgesloten van het onderzoek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De studie, gefinancierd door de intramurale onderzoekssubsidie die door AIIMS Bhopal aan Dr. Ayush Gupta werd gegeven, werd goedgekeurd door de Institutional Human Ethics Committee (IHEC) vide letter nr: IHEC-LOP/2022/IL072.

OPMERKING: Er werd een monstervolume van 5 ml gebruikt op basis van studies uitgevoerd door Quesada et al.25 en Munoz-Davila et al.27.

1. Standaard inoculumprotocol (SIP) voor bacteriële identificatie met behulp van aMIAST

  1. Draag schone handschoenen en desinfecteer in een klasse IIa bioveiligheidskast (BSC) het septum van +naBC met een wattenstaafje dat 70% isopropylalcohol bevat.
  2. Zuig ongeveer 1 ml bloed-bouillonmengsel op met behulp van een steriele spuit met een naald van 21 G.
  3. Doseer 1 grote druppel van het bloedbouillonmengsel van de naald op het oppervlak van de vergulde media, namelijk SBA, CA en MA. Streep de platen en broed de kweekplaten uit in een incubator bij 37 °C ± 2 °C onder aërobe omstandigheden gedurende 18-24 uur.
  4. Onderzoek na incubatie de platen op het verschijnen van geïsoleerde kolonies in een BSC en ga verder voor identificatie en ASAT door aMIAST.
  5. Plaats voor elk isolaat een aMIAST-polystyreenbuis in de aMIAST-buisstandaard en voeg er 3 ml steriele zoutoplossing aan toe met behulp van een dispenser die aan de fles met zoutoplossing is bevestigd.
  6. Raak drie tot vijf morfologisch vergelijkbare kolonies aan met een steriele rechte inoculatiedraad en breng het bacteriële inoculum over naar de eerste buis.
  7. Pas de troebelheid aan met steriele zoutoplossing in de geënte buis tussen 0.47-0.63 McFarland met behulp van een densitometer.
  8. Plaats de capillaire bevestiging van de gramnegatieve aMIAST-identificatiekaart in het eerste buisje.
  9. Leg de geselecteerde kaarten op een geschikte plaats op de cassette. Het inoculum in de cassette is klaar en komt naar de aMIAST in vulgedeelte.
    LET OP: De leeftijd van de suspensie mag niet langer zijn dan 30 minuten voordat de kaarten worden geïnoculeerd.
  10. Plaats de cassette op zijn plaats in de vulkamer met de monsterbarcode naar binnen gericht.
  11. Sluit de deur en druk op Vullen op het scherm van de gebruikersinterface. Het vullen is een cyclus van 70 s. Wanneer de cyclus is voltooid, knippert het blauwe indicatielampje op het systeem. Door de kaarten in het aMIAST-systeem te plaatsen, wordt het inoculum door de machine in de kleine kamers van de kaarten verdeeld.
  12. Verwijder de cassette uit de vulkamer, sluit de deur en plaats deze in de laadkamer. Barcodes worden automatisch gescand en gecontroleerd aan de hand van een virtuele cassette elektronische werklijst. Rietjes worden automatisch verzegeld en de kaarten worden automatisch in de carrousel geladen. De knipperende blauwe pijl op de aMIAST geeft aan dat het laden is voltooid.
  13. Verwijder het cassetteafval als u klaar bent. Zie de afvalverwijderingsprocedure in de productliteratuur of volg andere standaardpraktijken. Gebruik de rest van de suspensie in de buisjes om te subcultureren op CLED-agar voor zuiverheidscontrole van de isolaten.
  14. Lees de resultaten af nadat het instrument de analyse heeft voltooid.

2. Direct inoculum protocol (DIP) voor bacteriële identificatie met behulp van aMIAST

  1. Draag steriele handschoenen en reinig in een bioveiligheidskast het septum van +naBC met een wattenstaafje met 70% isopropylalcohol.
  2. Neem met een steriele spuit met een naald van 21 G 5 ml aliquot uit het bloedbouillonmengsel van +naBC en breng dit over in een serumscheidingsbuis (SST) na desinfectie van het rubberen septum met 70% isopropylalcohol (Figuur 2A).
  3. Centrifugeer dit aliquot gedurende 10 minuten op 160 x g om de bloedcellen in het bloed-bouillonmengsel te laten bezinken. Let na de eerste centrifugatie op het supernatans waarin de bloedcellen tot rust zullen komen.
  4. Open de dop van de injectieflacon in een bioveiligheidskast en verwijder met behulp van een steriele punt en pipet voorzichtig het supernatans en breng het over in een nieuwe gewone injectieflacon voor bloedafname (rode bovenkant) door de bovenkant te verwijderen.
  5. Plaats de dop op de injectieflacon en centrifugeer deze opnieuw gedurende 10 minuten op 2000 x g. Na de tweede centrifugatie vormt zich op de bodem een bacteriekorrel.
  6. Zuig het supernatans op en gooi het weg met een steriele pipet en tip. De bacteriekorrel blijft op de bodem van de buis en wordt gebruikt om de aMIAST-identificatiekaart te inoculeren.
    OPMERKING: Bij de eerste centrifugatie bij 160 x g werd een serumscheidingsbuis gebruikt. Dit was gebaseerd op studies uitgevoerd door Quesada et al.25 en Munoz-Davila et al.27, waarbij de eerste centrifugatiestap ongeveer werd uitgevoerd bij respectievelijk 30 x g en 60 x g. Het bloed-bouillonmengsel van een +aBC werd eerst op lage snelheid gecentrifugeerd in een SST om de bloedcellen eruit te pelleteren.
  7. Plaats een aMIAST polystyreen tube in de aMIAST tube standaard en voeg er 3 ml steriele zoutoplossing in toe met behulp van een dispenser die aan de fles met zoutoplossing is bevestigd.
  8. Neem met behulp van een steriele inoculatielus de bacteriekorrel van de bodem van de injectieflacon en inoculeer deze in de aMIAST-buis
  9. Herhaal stap 1.7-1.14.

3. AST door EUCAST RAST-protocolnr. 4

  1. Houd niet-geënte ronde Mueller-Hinton-agar (MHA)-platen van 90 mm bij de hand in de bioveiligheidskast.
  2. Draag steriele handschoenen en reinig in een bioveiligheidskast het septum van +naBC met een wattenstaafje met 70% isopropylalcohol.
  3. Aspireer met een steriele spuit 125 μL ± 25 μL onverdund bloed-bouillonmengsel van +naBC en voeg toe aan elke MHA-plaat in het midden.
  4. Verdeel de bouillon voorzichtig over de borden met een steriel wattenstaafje in drie richtingen en breng ≤ 6 antimicrobiële schijven aan op elk bord.
  5. Incubeer de platen in een aërobe incubator bij 35 °C± 1 °C gedurende 8 uur. Let na voltooiing van de incubatie op de zuiverheid van het isolaat.
  6. Lees de remmingszones af na 8 uur ± 5 min. Interpreteer de resultaten met behulp van de RAST-breekpunttabel voor korte incubatie na controle van de bacteriële identificatieresultaten in de aMIAST.
  7. Rapporteer AST-resultaten alleen als het isolaat wordt geïdentificeerd als een van de RR-GN en de MHA- en CLED-platen een enkel morfotype ontwikkelen.

4. Kwaliteitscontrole

  1. Voer een interne kwaliteitscontrole uit voor het SIP-protocol van aMIAST volgens de instructies van de fabrikant met behulp van aanbevolen referentiestammen.
  2. Voer wekelijks een interne kwaliteitscontrole van de RAST-methode uit met behulp van de aanbevolen referentiestam van E. coli zoals hieronder beschreven.
    1. Plaats 4 steriele glazen buizen in een buisstandaard. Doseer 3 ml steriele zoutoplossing in de eerste buis en 990 μl steriele zoutoplossing in elk van de tweede, derde en vierde buisjes.
    2. Maak een 0,5 McFarland-suspensie van de QC-stam uit de geïsoleerde kolonies van een nachtelijke cultuur op vergulde media.
    3. Breng met een steriele pipet en tip 10 μL suspensie over van het eerste buisje naar het tweede buisje.
    4. Breng na het mengen 10 μL suspensie over van het tweede naar het derde buisje en vervolgens naar het laatste buisje.
    5. Neem uit de laatste tube 1 ml van het inoculum met behulp van een steriele spuit met een naald en voeg deze toe aan een niet-geïnoculeerde aBC.
    6. Voeg tegelijkertijd 5 ml steriel schapenbloed toe aan de aBC met behulp van een steriele spuit met een naald en incubeer het in het CBCMS totdat het positief markeert als gevolg van verandering in de kleur van de vloeistofemulsiesensor aan de basis van de aBC.
    7. Herhaal de stappen zoals uitgelegd in stap 1-3 voor identificatie met respectievelijk SIP, DIP en RAST. De verwachte resultaten zijn dat de QC-stam correct moet worden geïdentificeerd door beide identificatieprotocollen van de aMIAST en dat de zonediameters in RAST-platen binnen het gespecificeerde bereik28 moeten liggen.

5. Statistische analyse

  1. Beschouw microbiële identificatie met behulp van SIP als gouden standaard en als dezelfde identificatie wordt verkregen door DIP, beschouw het dan als concordant.
  2. Als een RR-GN, d.w.z. een van het E. coli-, K. pneumoniae-, P. aeruginosa- en A. baumannii-complex geïdentificeerd met behulp van SIP, discordant is in de DIP, beschouw dit dan als een grote fout (ME), terwijl het omgekeerde als een zeer grote fout (VME) wordt beschouwd, omdat het de mogelijkheid heeft om een rapport uit te geven met verkeerde identificatie.
  3. Bereken het concordantiepercentage voor RR-GN als de verhouding tussen het totale aantal concordante RR-GN en het totale aantal RR-GN geïdentificeerd door SIP vermenigvuldigd met 100.
  4. Bereken het ME-percentage als de verhouding tussen het aantal +naBC's waarvan is vastgesteld dat ze een niet-RR-GN hebben en het totale aantal +naBC's met RR-GN geïdentificeerd door SIP vermenigvuldigd met 100.
  5. Bereken het VME-percentage als de verhouding tussen het aantal +naBC's dat ten onrechte is geïdentificeerd als een RR-GN in DIP en het totale aantal. van +naBC's getest door DIP vermenigvuldigd met 100.
  6. Bereken de tijd tot isolaatidentificatie (TTI) als de tijd die nodig is om het isolaat door beide protocollen te identificeren vanaf het moment van bloedkweekmarkering door het CBCMS.
  7. Bereken de verschillen tussen de DIP en SIP als een vermindering van de TTI. Bereken dit alleen voor de concordante +naBC's met een RR-GN. Noteer de respectievelijke tijdstippen van de klokken van CBCMS en aMIAST.
  8. Beheer gegevens en analyseer met behulp van een spreadsheet. Gebruik de Mann-Whitney U-test voor continue variabelen en beschouw een tweezijdige p-waarde van ≤ 0,05 als statistisch significant.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Algemene resultaten
Tijdens de onderzoeksperiode ondergingen 240 +naBC's identificatie door aMIAST met behulp van zowel DIP als SIP. Hiervan bleek 15% (36/240) +naBC's polymicrobieel te zijn na nachtelijke incubatie op de vergulde media. Van de 204 +naBC's bedroeg het door SIP geïdentificeerde aandeel RR-GN 51,5% (105/204). Van hen was 47,6% (50/105) E. coli, 19% (20/105) K. pneumoniae, 8,6% (9/105) P. aeruginosa en 24,8% (26/105) A. baumannii-complex . Een gedetail...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Met behulp van DIP zijn we erin geslaagd de RR-GN's te identificeren met een aanzienlijke diagnostische nauwkeurigheid. De gemiddelde TTI na positieve markering van aBC was slechts 507 min (~ 8,5 uur). Wanneer het dus wordt gedaan in combinatie met de EUCAST RAST-methode voor AST-bepaling, kan het isolaatidentificatie geven bij een AST-leestijd van 8 uur. Deze aanpak heeft het potentieel om de EUCAST RAST-methode te implementeren, waardoor identificatie op basis van massaspectrometrie overbodig wordt. Dit is een zegen vo...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

De studie werd gefinancierd door de intramurale onderzoekssubsidie die door AIIMS Bhopal aan Dr. Ayush Gupta werd gegeven. We erkennen de bijdrage van laboranten en artsen in opleiding die de tests ijverig hebben uitgevoerd en gelezen tijdens routine- en nooduren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
ANTIMICROBIAL DISKS
Amikacin disk 30 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD035-1VLAntimicrobiële gevoeligheidstesting 
Amoxyclav disk (20/10 µg)Himedia, Mumbai, IndiaSD063-1VLAntimicrobiële gevoeligheidstesting 
Cefotaxime disk 5 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD295E-1VLAntimicrobiële gevoeligheidstesting 
Ceftazidime disk 10 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD062A-1VLAntimicrobiële gevoeligheidstesting 
Ciprofloxacin disk (5 µg)Himedia, Mumbai, IndiaSD060-1VLAntimicrobiële gevoeligheidstesting 
Co-Trimoxazole disk (23.75/1.25 µg)Himedia, Mumbai, IndiaSD010-1VLAntimicrobiële gevoeligheidstesting 
Gentamicin disk 10 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD016-1VLAntimicrobiële gevoeligheidstesting 
Imipenem disk 10 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD073-1VLAntimicrobiële gevoeligheidstesting 
Levofloxacin disk 5 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD216-1VLAntimicrobiële gevoeligheidstesting 
Meropenem disk 10 µg Himedia, Mumbai, IndiaSD727-1VLAntimicrobiële gevoeligheidstesting 
Piperacillin-tazobactam disk (30/6 µg)Himedia, Mumbai, IndiaSD292E-1VLAntimicrobiële gevoeligheidstesting 
Tobramycin disk 10 µgHimedia, Mumbai, IndiaSD044-1VLAntimicrobiële gevoeligheidstesting 
ATCC Escherichia coli 25922Microbiologics, Minnesota USA0335AAanbevolen Gram-negatieve bacteriestam voor kwaliteitscontrole in RAST
BacT-Alert 3D 480bioMerieux, Marcy d’ Etoille, Frankrijk412CM8423Continue geautomatiseerde bloedcultuur systeem
Biosafety cabinet II Type A2Dyna Filters Pvt. Limited, Pune, IndiaDFP-2/21-22/149Voor bescherming tegen gevaarlijke  en besmettelijke agentia en om kwaliteitscontrole te handhaven
Blood agar base no. 2Himedia, Mumbai, IndiaM834-500GBereiding van blood agar en chocolate agar
Clinical Centrifuge Model SP-8BLLaby Instruments, Ambala, IndiaHLL/2021-22/021Centrifugatie bij lage en hoge snelheid voor scheiding van supernatant
Dispensette S Analog-adjustable bottle-top dispenser BrandTech, Essex CT, EngelandV1200Dispenseren van nauwkeurige hoeveelheid zoutoplossing
MacConkey agar Himedia, Mumbai, IndiaM008-500GDifferentiële media voor Lactose fermenters/ non-fermenters Gram negatieve bacillen
Micropipette (100-1000 µL)Axiflow Biotech Private Limited, Delhi, IndiaNJ478162Overbrengen van supernatant na eerste centrifugatie, weggooien van supernatant na tweede centrifugatie
Micropipette tips (200-1000 µL)‎Tarsons Products Pvt. Ltd., Kolkata, India521020Overbrengen van supernatant na eerste centrifugatie, weggooien van supernatant na tweede centrifugatie
Mueller-Hinton agar Himedia, Mumbai, IndiaM173-500GAntimicrobiële gevoeligheidstest door Kirby-Bauer methode van schijf diffusie
Nichrome loop D-4Himedia, Mumbai, IndiaLA019Voor uitstrikken op kweekmedia
Nichrome straight wireHimedia, Mumbai, IndiaLA022Voor prik inoculatie
Nulife steriele handschoenenMRK healthcare Pvt Limited, Mumbai, IndiaVoor veiligheidsmaatregelen
Plain vial (Vial met rode dop), Advance BD vacutainerBecton-Dickinson, Cockeysville, MD, VS367815Verkrijgen van pellet na tweede centrifugatie
Sheep bloodLabline Trading Co., Hyderabad, India70014Bereiding van blood agar en chocolate agar
SST II tube, Advance BD vacutainerBecton-Dickinson, Cockeysville, MD, VS367954Supernatant scheiding in eerste centrifugatie
Steriele katoenen staaf (met houten stok)Himedia, Mumbai, IndiaPW005-1X500NOWeidecultuur van bloedkweekbouillon voor antimicrobiële gevoeligheidstesting
Steriele eenmalige hypodermische spuit 5ml/ccNihal Healthcare, Solan, India2213805NB2Bereiden van aliquots van +aBC
VITEK DensiCHEK McFarland referentiekibioMerieux, Marcy d’ Etoille, Frankrijk422219Dichtheidsmeter om de troebelheid van suspensie te controleren
VITEK zoutoplossing (0,45% NaCl)bioMerieux, Marcy d’ Etoille, FrankrijkV1204Aanpassen van McFarland Standard troebelheid
VITEK buis standaard bioMerieux, Marcy d’ Etoille, Frankrijk533306-4 REVStandaard voor de juiste plaatsing van buizen voor ID kaart inoculatie
VITEK buizenbioMerieux, Marcy d’ Etoille, FrankrijkBuizen voor inoculum bereiding
VITEK-2 Compact 60bioMerieux, Marcy d’ Etoille, FrankrijkVKC15144Geautomatiseerd identificatie en AST systeem
VITEK-2 GN kaartbioMerieux, Marcy d’ Etoille, Frankrijk21341Identificatie van Gram-negatieve bacillen

Referenties

  1. Rudd, K. E., et al. regional, and national sepsis incidence and mortality, 1990–2017: analysis for the Global Burden of Disease Study. Lancet. 395 (10219), 200-211 (2020).
  2. Ikuta, K. S., et al. Global mortality associated with 33 bacterial pathogens in 2019: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2019. Lancet. 400 (10369), 2221-2248 (2022).
  3. Liu, V. X., et al. The timing of early antibiotics and hospital mortality in sepsis. Am J Resp Crit Care Med. 196 (7), 856-863 (2017).
  4. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. Methodology-EUCAST rapid antimicrobial susceptibility testing (RAST) directly from positive blood culture bottles. Version 4.0. EUCAST. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. , Basel. (2023).
  5. Clinical and Laboratory Standards Institute. Performance standards for antimicrobial susceptibility testing. 33rd ed. CLSI. Clinical and Laboratory Standards Institute. , Wayne, PA. CLSI supplement M100 (2023).
  6. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. Methodology-EUCAST rapid antimicrobial susceptibility testing (RAST) directly from positive blood culture bottles. Version 1.0. EUCAST. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. , Basel. (2018).
  7. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. Zone diameter breakpoints for rapid antimicrobial susceptibility testing (RAST) directly from positive blood culture bottles. Version 1.0. EUCAST. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. , Basel. (2018).
  8. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. Zone diameter breakpoints for rapid antimicrobial susceptibility testing (RAST) directly from positive blood culture bottles. Version 6.1. EUCAST. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. , Basel. (2023).
  9. Soo, Y. T., Waled, S. N. M. B., Ng, S., Peh, Y. H., Chew, K. L. Evaluation of EUCAST rapid antimicrobial susceptibility testing (RAST) directly from blood culture bottles. Euro J Clin Microbiol Infect Dis. 39 (5), 993-998 (2020).
  10. Berinson, B., et al. EUCAST rapid antimicrobial susceptibility testing (RAST): Analytical performance and impact on patient management. J Antimicrob Chemother. 76 (5), 1332-1338 (2021).
  11. Strubbe, G., Messiaen, A. S., Vandendriessche, S., Verhasselt, B., Boelens, J. EUCAST rapid antimicrobial susceptibility testing (RAST) compared to conventional susceptibility testing: implementation and potential added value in a tertiary hospital in Belgium. Acta Clinica Belgica: Int J Clin Lab Med. 78 (5), 385-391 (2023).
  12. Jasuja, J. K., Zimmermann, S., Burckhardt, I. Evaluation of EUCAST rapid antimicrobial susceptibility testing (RAST) for positive blood cultures in clinical practice using a total lab automation. Euro J Clin Microbiol Infect Dis. 39 (7), 1305-1313 (2020).
  13. Martins, A., et al. Rapid antimicrobial susceptibility of Enterobacteriaceae by disk diffusion directly from blood culture bottles using the EUCAST RAST breakpoints. J Glob Antimicrob Resist. 22, 637-642 (2020).
  14. Ekwall-Larson, A., Fröding, I., Mert, B., Åkerlund, A., Özenci, V. Analytical performance and potential clinical utility of EUCAST rapid antimicrobial susceptibility testing in blood cultures after four hours of incubation. Microbiol Spectr. 11 (2), e500122(2023).
  15. Cerrudo, V., et al. Usefulness of EUCAST rapid antibiotic susceptibility breakpoints and screening cut-off values directly from blood cultures for the inference of β-lactam resistance mechanisms in Enterobacterales. JAC-Antimicrob Resist. 5 (1), 017(2023).
  16. Shan, Y., et al. Evaluation of the EUCAST rapid antimicrobial susceptibility test for enterobacterales-containing blood cultures in China. J Clin Microbiol. 60 (4), e0255921(2022).
  17. Jonasson, E., Matuschek, E., Kahlmeter, G. The EUCAST rapid disc diffusion method for antimicrobial susceptibility testing directly from positive blood culture bottles. J Antimicrob Chemother. 75 (4), 968-978 (2020).
  18. Tayşi, M. R., et al. Implementation of the EUCAST rapid antimicrobial susceptibility test (RAST) directly from positive blood culture bottles without the advanced identification systems. J Antimicrobial Chemotherapy. 77 (4), 1020-1026 (2022).
  19. Gupta, A., et al. A prospective study evaluating the effect of a ‘Diagnostic Stewardship Care-Bundle’ for automated blood culture diagnostics. J Glob Antimicrob Resist. 34, 119-126 (2023).
  20. Siddiqui, F., Gupta, A., Purwar, S., Saigal, S., Sharma, J. P. A prospective study to reduce turnaround time of microbiologically positive blood cultures in patients with sepsis in intensive care unit. Indian J Med Microbiol. 40 (4), 541-546 (2022).
  21. Gherardi, G., et al. Comparative evaluation of the Vitek-2 Compact and Phoenix systems for rapid identification and antibiotic susceptibility testing directly from blood cultures of Gram-negative and Gram-positive isolates. Diagnostic Microbiol Infect Dis. 72 (1), 20-31 (2012).
  22. Lemos, T. C., Cogo, L. L., Maestri, A. C., Hadad, M., Nogueira, K. daS. Is it possible to perform bacterial identification and antimicrobial susceptibility testing with a positive blood culture bottle for quick diagnosis of bloodstream infections. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical. 51 (2), 215-218 (2018).
  23. Funke, G., Funke-Kissling, P. Use of the BD PHOENIX automated microbiology system for direct identification and susceptibility testing of gram-negative rods from positive blood cultures in a three-phase trial. J Clin Microbiol. 42 (4), 1466-1470 (2004).
  24. Nimer, N. A., Al-Saa’da, R. J., Abuelaish, O. Accuracy of the VITEK 2 system for a rapid and direct identification and susceptibility testing of Gram negative rods and Gram-positive cocci in blood samples. East Mediterr Health J. 22 (3), 193-200 (2016).
  25. Quesada, M. D., et al. Performance of VITEK-2 Compact and overnight MicroScan panels for direct identification and susceptibility testing of Gram-negative bacilli from positive FAN BacT/ALERT blood culture bottles. Clin Microbiol Infect. 16 (2), 137-140 (2010).
  26. De Cueto, M., Ceballos, E., Martinez-Martinez, L., Perea, E. J., Pascual, A. Use of positive blood cultures for direct identification and susceptibility testing with the Vitek 2 system. J Clin Microbiol. 42 (8), 3734-3738 (2004).
  27. Munoz-Dávila, M. J., Yagüe, G., Albert, M., García-Lucas, T. Comparative evaluation of Vitek 2 identification and susceptibility testing of Gram-negative rods directly and isolated from BacT/ALERT-positive blood culture bottles. Euro J Clin Microbiol Infect Dis. 31 (5), 663-669 (2012).
  28. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. Quality control criteria for the implementation of the RAST method. Version 6.0. EUCAST. European Committee on Antimicrobial Susceptibility testing. , Basel. (2023).
  29. Chen, J. R., Lee, S. Y., Yang, B. H., Lu, J. J. Rapid identification and susceptibility testing using the VITEK 2 system using culture fluids from positive BacT/ALERT blood cultures. J Microbiol, Immunol Infect. 41 (3), 259-264 (2008).
  30. Bruins, M. J., Bloembergen, P., Ruijs, G. J. H. M., Wolfhagen, M. J. H. M. Identification and susceptibility testing of Enterobacteriaceae and Pseudomonas aeruginosa by direct inoculation from positive BACTEC blood culture bottles into Vitek 2. J Clin Microbiol. 42 (1), 7-11 (2004).
  31. Lupetti, A., Barnini, S., Castagna, B., Nibbering, P. H., Campa, M. Rapid identification and antimicrobial susceptibility testing of Gram-positive cocci in blood cultures by direct inoculation into the BD Phoenix system. Clin Microbiol Infect. 16 (7), 986-991 (2010).
  32. Barreales, A., Lara, M., Hernández, I., Díez, O. Rapid identification and susceptibility testing of Gram-positive cocci in BacT/ALERT blood cultures by direct inoculation into the Vitek 2 system. Rev Esp Quimioter. 24 (3), 131-135 (2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Protocol voor directe inoculatieGram-negatieve sepsisantimicrobiële gevoeligheidstestenbloedkweekflessenKirby-Bauer disc-diffusiesnel AST-protocolbacteriële identificatieantimicrobiële therapie
Directe microbiële identificatie met behulp van een geautomatiseerd microbieel identificatiesysteem om de EUCAST RAST-methode zonder massaspectrometrie te vergemakkelijken
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.