Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Chirurgische botimplantatietechniek voor tibiamodellen bij ratten van diabetes en osteoporose

2.2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66591

⸱

5 juli 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Faculty of Medicine and Health Sciences, University of Barcelona, 2Department of Oral Surgery, Davallmed Clinic. Porto, 3Biomaterials, Biomechanics and Tissue Engineering Group, Department of Materials Science and Engineering, Universitat Politècnica de Catalunya, 4Barcelona Research Centre in Multiscale Science and Engineering, Universitat Politècnica de Catalunya, 5Department of Periodontology, Davallmed Clinic. Porto, 6Department of Odontostomatology, University of Barcelona, 7Oral Health and Masticatory System Research Group at the Bellvitge Biomedical Research Institute (IDIBELL), 8Preclinical imaging platform, Vall d'Hebron Research Institute, Barcelona, 9Preclinical Therapeutics Core, Helen Diller Family Comprehensive Cancer Center, University of California, San Francisco, 10Animal facility, Vall d'Hebron Research Institute, Barcelona, 11UCSF Gnotobiotics Core Facility, University of California, San Francisco, 12Human Anatomy and Embryology Unit, Experimental Pathology and Therapeutics Department, Faculty of Medicine and Health Sciences, University of Barcelona

In dit artikel

Samenvatting

Het plaatsen van implantaten in een rattenmodel is een essentiële experimentele procedure voor klinisch onderzoek. Deze studie presenteert een uitgebreid chirurgisch protocol voor het implanteren van titaniumimplantaten in het scheenbeen van rattenmodellen met diabetes en osteoporose.

Samenvatting

De rat heeft lang gediend als een waardevol diermodel in de implantaattandheelkunde en orthopedie, met name bij het bestuderen van de interacties tussen biomaterialen en botweefsel. Het scheenbeen van de rat wordt vaak gekozen vanwege de gemakkelijke chirurgische toegang door dunne weefsellagen (huid en spieren) en de afgeplatte vorm van het mediale gezicht, waardoor het chirurgisch inbrengen van intraossale apparaten wordt vergemakkelijkt. Bovendien maakt dit model de inductie van specifieke ziekten mogelijk, waarbij verschillende klinische aandoeningen worden nagebootst om biologische reacties op verschillende implantaataandoeningen zoals geometrie, oppervlaktetextuur of biologische signalen te beoordelen. Ondanks de robuuste corticale structuur kunnen bepaalde intraossale apparaten echter aanpassingen in ontwerp en grootte vereisen voor een succesvolle implantatie. Daarom is het vaststellen van gestandaardiseerde chirurgische methoden voor het manipuleren van zowel zachte als harde weefsels in het implantatiegebied essentieel voor het garanderen van een juiste plaatsing van implantaten of schroefapparaten, met name op gebieden als implantaattandheelkunde en orthopedie. Deze studie omvatte tachtig Sprague Dawley-ratten, verdeeld in twee groepen op basis van hun respectievelijke ziekten: groep 1 met osteoporose en groep 2 met diabetes type 2. Implantaties werden uitgevoerd na 4 weken en 12 weken, waarbij dezelfde chirurg een consistente chirurgische techniek volgde. Er werd een positieve biologische respons waargenomen, wat wijst op volledige osseointegratie van alle geplaatste implantaten. Deze resultaten bevestigen het succes van het chirurgische protocol, dat kan worden gerepliceerd voor andere onderzoeken en als benchmark kan dienen voor de biomaterialengemeenschap. Met name de osseointegratiewaarden bleven stabiel op zowel 4 weken als 12 weken voor beide ziektemodellen, wat een duurzame integratie van het implantaat in de loop van de tijd aantoont en de nadruk legt op het tot stand brengen van een intieme botverbinding al na 4 weken.

Inleiding

De algemene keuze van ratten als proefpersonen is te wijten aan het feit dat ze gemakkelijk te fokken zijn en relatief goedkoop in vergelijking met grotere diermodellen. De opkomst van nieuwe procedures, zoals de betrouwbare reproductie van een aandoening, bijvoorbeeld osteoporose of diabetes, maakt dit model bijzonder nuttig voor het analyseren van het mogelijke gebruik van behandelingen en/of de invloed van de ziekte op de biologische respons op geneesmiddelen en chirurgische hulpmiddelen of procedures 1,2.

De toename van de botmassa van de rat vindt meestal plaats tijdens de eerste 6 maanden van het leven, hoewel sommige onderzoekers geloven dat het lange bot gedurende ten minste een jaar constant groeit met een progressieve toename inlengte1. Bij veroudering is er een overgang van modellering naar remodellering, die niet in alle gevallen even gelijkmatig door de botten plaatsvindt2. Vrouwelijke Sprague Dawley-ratten groeien langzamer dan mannelijke ratten en bereiken een lagere piek in gewicht dan mannelijke ratten1. Continue botverlenging en gevarieerde botremodelleringsdynamiek bij ratten zijn factoren waarmee rekening moet worden gehouden bij het aanpakken van gezondheidsproblemen bij de mens; Het is echter nog niet mogelijk geweest om experimenteel onderzoek te vinden dat ofwel levenslange botontwikkeling van ratten aantoont of het onvermogen van de soort om bot1 te hermodelleren. Als het experiment rond de leeftijd van 10 maanden begint, moet een marge van ten minste 1 mm vanaf de groeischijf van het scheenbeen intact worden gelaten vanwege deze longitudinale botgroei, een kwestie waarmee rekening moet worden gehouden in onderzoeken naar tandheelkundig implantaten2. Hormonen zijn ook een belangrijke parameter in botonderzoek, aangezien mannelijke ratten op de leeftijd van 8 maanden 22% meer botbreedte en 33% grotere breeksterkte bleken te hebben dan vrouwtjes in het scheenbeen.

De betrouwbare reproductie van een aandoening is dus erg belangrijk in de orthopedie en implantaattandheelkunde, aangezien osseointegratie van een orthopedische schroef of een tandheelkundig implantaat een complex proces is dat afhankelijk is van tal van factoren die van invloed zijn op de systemische respons op de implantatie van het apparaat in het bot. Van systemische aandoeningen zoals osteoporose en diabetes is bekend dat ze het slagingspercentage in de orthopedie en implantaattandheelkunde beïnvloeden, dus de betrouwbare reproductie van die aandoeningen in rattenmodellen kan worden toegepast om manieren te onderzoeken om deze beperkingen te overwinnen.

Het scheenbeen van de rat maakt het, vanwege de gemakkelijke chirurgische toegang, het matige botvolume en de platte vorm op de mediale plaat, geschikt voor chirurgische botimplantatie-experimenten 4,5, en het is gebruikt in tal van onderzoeken naar de effecten van het implantaatoppervlak op osseo-integratie 4,5,6. Een groeiend aantal studies beoordeelt de effecten op de osseo-integratie van coatings en stoffen die aan het implantaatoppervlak worden toegevoegd bij zowel gezonde dieren7 als bij gecompromitteerde dieren met diabetes of osteoporose 8,9,10,11,12,13,14.

Het aantal implantaten dat in het scheenbeen van een rat wordt geplaatst, is beperkt en kan verschillen afhankelijk van het type onderzoek. Afhankelijk van het aantal implantaten of de onderzoeksomstandigheden moeten de afmetingen van de apparaten worden aangepast om chirurgisch trauma tot een minimum te beperken. In onderzoeken met één implantaat kan een implantaat van bijna menselijke grootte worden geplaatst (2,0 mm in diameter en 4 tot 5 mm in lengte) en kan bicorticale verankering worden bereikt 6,7,15,16. De afmetingen van de implantaten in multi-implantaatprotocollen moeten een geschikte implantaatgrootte aannemen (1,5 mm in diameter en 2,5 mm in lengte)4,17.

De huidige studie heeft tot doel een gestandaardiseerd chirurgisch protocol te beschrijven voor het plaatsen van titanium implantaten op het scheenbeen van twee rattenmodellen: het osteoporose en het diabetes rattenmodel. Bovendien maakt deze studie het mogelijk om het chirurgische protocol te testen om verschillende soorten biofunctionalisatie van het implantaatoppervlak en het effect ervan op osseo-integratie te beoordelen.

Een steekproef van 80 ratten werd in twee groepen verdeeld. In groep 1 werden 40 Sprague Dawley-vrouwtjes met ovariëctomie en 5 schijndieren geselecteerd, met een gemiddeld gewicht van 484 g en een gemiddelde leeftijd van 12 weken. Op basis van aanbevelingen van de leverancier (zie Materiaaltabel) begon het experiment drie maanden na castratie. Deze wachttijd zorgde voor het verdwijnen van geslachtshormonen. Osteoporose werd bevestigd op het moment van de operatie op basis van micro-computertomografie (micro-CT) botanalyse, die een gemiddelde van 20% botverlies weerspiegelde in vergelijking met de schijngroep. Groep 2 bestond uit 40 BBDR (Bio Breeding Diabetes Resistant) genetisch gemodificeerde Sprague Dawley ratten met diabetes type II. Het gemiddelde gewicht was 730 g en de gemiddelde leeftijd was 12 weken. Voorafgaand aan de operatie werd de diabetische status bevestigd met drie opeenvolgende dagen van glucosemetingen met resultaten hoger dan 200 mg/dL. Glucose werd gemeten met een glucometer in 6 uur nuchter en een bloeddruppel werd verzameld door middel van staartpunctie.

Graad 3 titanium implantaten met een lengte van 2 mm en een diameter van 1,8 mm werden gebruikt. Alle implantaten werden gesteriliseerd in cleanroom-omstandigheden, door ultrasoon te worden gereinigd in cyclohexaan (3 keer gedurende 2 minuten), aceton (eenmaal gedurende 1 minuut), gedeïoniseerd water (3 keer gedurende 2 minuten), ethanol (3 keer gedurende 2 minuten) en aceton (3 keer gedurende 2 minuten) met behulp van een ultrasoon bad (230 VAC, 50/60 Hz, 360 W). Vervolgens werden de monsters gedroogd met stikstofgas en werd een stikstofbundel van 0,5 bar rechtstreeks op de monsters aangebracht. Voorafgaand aan de implantatie werden de implantaten eerst gedrenkt in gedeïoniseerd water en vervolgens gedurende 10 minuten ondergedompeld in 70% ethanol (v/v). Hierna werden de implantaten overgebracht naar steriele microcentrifugebuisjes en onder steriele omstandigheden bewaard tot de operatie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimentele procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de Richtlijnen van de Europese Gemeenschap voor de bescherming van dieren die voor wetenschappelijke doeleinden worden gebruikt (Richtlijn 2010/63/EU) zoals geïmplementeerd in de Spaanse wet (Koninklijk Besluit 53/2013) en de regelgeving van de Generalitat de Catalunya (Decreet 214/97). Ethische goedkeuring voor alle dierproeven en -behandeling werd verkregen van de Ethische Commissie voor Dierproeven van het Vall D'Hebron Institut de Recerca (registratienummer 72/18 CEEA). Voor het osteoporotische model werden vrouwelijke Sprague Dawley-ratten gebruikt met een gemiddeld gewicht van 484 g en een gemiddelde leeftijd van 12 weken. Wat het diabetische model betreft, werden genetisch gemodificeerde vrouwelijke BBDR-ratten (Bio Breeding Diabetes Resistant) met een gemiddeld gewicht van 730 g en een gemiddelde leeftijd van 12 weken gebruikt. Alle dieren waren afkomstig van een commerciële leverancier. De specifieke details van de dieren, reagentia en apparatuur die in het onderzoek zijn gebruikt, staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Anesthesie/farmacologie en voorbereiding van dieren

  1. Dien preoperatieve analgesie toe met buprenorfine in een dosis van 0,05 mg/kg en meloxicam in een dosis van 2 mg/kg via subcutane injecties 10-15 minuten voordat met de chirurgische ingreep wordt begonnen.
  2. Voer intrachirurgische anesthesie uit met geïnhaleerde isofluraan: start op 5% in frisse lucht tijdens de inductie en houd deze op 3%. Induceer anesthesie in een rattenkamer en houd de isofluraantoevoer op peil met een conische neusaanpassing tijdens de operatie.

2. Voorbereiding op de operatie

  1. Meet de lichaamstemperatuur van het verdoofde dier met een rectale sonde en gebruik een elektronisch geregeld verwarmingskussen voor thermische ondersteuning tijdens de chirurgische ingreep. Oogzalf moet vóór het begin van de operatie worden aangebracht om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen.
    OPMERKING: Indien nodig moet de zalf opnieuw worden aangebracht na het controleren van de droogheid van de ogen.
  2. Trim het haar met een elektrisch scheerapparaat en breng ontharingscrème aan om eventuele achtergebleven vacht te verwijderen.
  3. Verkrijg een aseptisch chirurgisch veld door de kniehuid te reinigen in een patroon van jodium en 70% (v/v) ethanol met behulp van steriele wattenstaafjes, beginnend van binnenuit en naar buiten bewegend langs de incisielijn zonder te hertekenen. Voer minimaal drie opeenvolgende reinigingsrotaties uit (jodium-ethanol-jodium).
  4. Isoleer het operatieveld door een steriel chirurgisch laken met scharnier over het dier te plaatsen, waarbij de poot door de centrale opening bloot komt te liggen (Figuur 1).

3. Chirurgie

  1. Chirurgische blootstelling
    1. Maak een incisie van de huid over de volledige dikte van ongeveer 1 cm lang verticaal langs de proximale rand van het anteromediale vlak van het scheenbeen, in het metafysegebied om het bot bloot te leggen (figuur 2).
    2. Stabiliseer het been en trek de huid strak tegen het onderliggende bot tijdens het maken van de incisie, zodat een schone incisie op de juiste plaats blijft. Beheer door de verwachte lichtbloeding te reinigen met een kompres gedrenkt in een zoutoplossing (Figuur 2).
      OPMERKING: De huid van de rat is dun en slap of los. Stabilisatie van de huid is cruciaal en vereist.
    3. maak het weefsel volledig los van het bot met behulp van kleine periostale liften (Figuur 3).
    4. Leg het bot bloot tot de identificatie van de insertie van de tibialis cranialis-spier, de gracilis en de gastrocnemius laterale hoofdspier in de achterrand van het mediale aspect van het scheenbeen, als een vezelig wit weefsel dat stevig aan het bot kleeft (Figuur 3).
      OPMERKING: Het is belangrijk om deze groep spierinserties te identificeren om het implantaat in een botgebied te kunnen plaatsen met vergelijkbare kenmerken en stimuli over het hele monster, ongeacht de grootte van de rat.
  2. Het proces van het boren
    1. Begin het boorproces op het juiste gebied tussen de proximale scheenbeenkam en de posterieure limiet van het mediale vlak van het scheenbeen, grenzend aan de insertie van de tibialis cranialis-spier, de gracilis en de gastrocnemius laterale hoofdspier, waarbij spierletsel wordt voorkomen.1
      OPMERKING: De juiste locatie moet 5 mm ± 2 mm van het scheenbeenplateau zijn.
    2. Boor met een maximum van 150 tpm (omwentelingen/min) onder irrigatie met zoutoplossing bij een temperatuur van bijna 20 °C met een chirurgische elektromotor met een 20:1 reductie tegenhoek.
      OPMERKING: Er waren slechts twee oefeningen nodig.
    3. Begin met een lansboor (Figuur 4) op een diepte van 2.4 mm onder irrigatie met zoutoplossing.
      OPMERKING: Elke boor kon maximaal 10 keer worden gebruikt.
    4. Gebruik als tweede boor (Figuur 4) een spiraalboor op een diepte van 2,4 mm met een diameter van 1,6 mm onder een zoutoplossing.
      OPMERKING: Elke boor kon maximaal 10 keer worden gebruikt.
  3. Plaatsing van het implantaat
    1. Plaats het implantaat met een tussenstuk (Figuur 5) dat is bevestigd aan de 20:1 reductiehoek.
    2. Voordat u het implantaat plaatst, reinigt u het implantaat van eventuele resterende chemische sterilisatiemiddelen door het gedurende 10 s in de hoek te draaien met gelijktijdige zoutoplossing (Figuur 5).
    3. Plaats het titanium implantaat (2 mm in de lengte en 1,8 mm in diameter) met behulp van het tussenstuk bij 20 tpm terwijl u de real-time koppelwaarde bewaakt en het maximale inbrengkoppel registreert.
      OPMERKING: Een aanvankelijke moeilijkheid bij het inbrengen van het implantaat wordt verwacht vanwege het verschil tussen de laatste boor en het implantaat, evenals het cilindrische profiel van het implantaat; Deze aanvankelijke moeilijkheid wordt echter snel genormaliseerd zodra het implantaat het initiële corticale bot binnendringt.
    4. Voltooi het inbrengen van het implantaat voordat het volledig het corticale bot passeert waar het is ingebracht, dat wil zeggen het platte mediale vlak van het scheenbeen.
      OPMERKING: Op het laatste moment van het inbrengen van het implantaat is het belangrijk om het implantaat iets buiten het corticale bot te laten of ter hoogte van het corticale bot waar het is ingebracht, d.w.z. het platte mediale vlak van het scheenbeen, om de primaire stabiliteit te garanderen (Figuur 6).
  4. Sluiting van de wond
    1. Hecht de grenzen van het spierweefsel met eenvoudige interne hechtingen met behulp van een 4/0 monofilament synthetisch resorbeerbaar hechtdraad (glyconaat) (Figuur 7).
    2. Voer huidsluiting uit met een intradermale hechting met behulp van een 4/0 monofilament synthetische resorbeerbare hechtdraad (glyconaat) (Figuur 7).

4. Micro-CT-scan

  1. Voer na voltooiing van de operatie en nog steeds onder algehele narcose een micro-CT-scan uit om de juiste plaatsing van het implantaat te bevestigen.
  2. Haal de rat uit het operatiebed en plaats deze op het scanbed. Lokaliseer het geopereerde been met behulp van de micro-CT live scanmodus en centreer het gezichtsveld op het implantaat.
    OPMERKING: Aanbevolen acquisitieparameters zijn Gezichtsveld van 5 mm, ruimtelijke resolutie van 0,0001 mm3, 50 kV, 200 μA en acquisitietijd van 3 min.
  3. Zodra de scan is verkregen, bevestigt u de juiste afstand tussen het proximale aspect van het implantaat en het oppervlak van het scheenbeenplateau, volgens stap 5.2.1.
    OPMERKING: Deze waarde is nuttig voor de standaardisatie van de techniek (Figuur 8).

5. Postoperatieve zorg

  1. Breng de rat na beeldvorming terug naar zijn kooi en controleer deze tot volledig herstel.
    OPMERKING: Dit duurt ongeveer 5-10 minuten, afhankelijk van het diermodel. Diabetische ratten zullen naar verwachting langer verdoofd blijven en een langere hersteltijd hebben vanwege de metabole veranderingen die gepaard gaan met diabetes.
  2. Toedient buprenorfine (0,1 mg/kg) elke 6-8 uur en meloxicam (5 mg/kg) elke 24 uur, subcutaan, tot 72 uur.
  3. Tijd voor het verwijderen van hechtingen
    1. Onderzoek de operatiewond dagelijks op infectie, hechtingsintegriteit of andere problemen en verwijder indien nodig 15 dagen na de operatie de hechtingsresten.

6. Euthanasie

  1. Euthanaseer de dieren met behulp van een CO2 -kamer, volgens de richtlijnen van de National Institutes of Health (NIH), met een CO2 -vulsnelheid van 30%-70% van het kamervolume/min na de implantatietijd (4 weken of 12 weken).

7. Postoperatieve analyse

  1. Voor beide modellen (osteoporose en diabetes) wordt het scheenbeen verwijderd door disarticulatie na euthanasie voor verdere analyse.
    OPMERKING: Wat de micro-CT-analyse betreft, maakten de gegevens het mogelijk om het contact tussen bot en implantaat (BIC) te berekenen. De CT-acquisitie werd uitgevoerd met behulp van de eerder beschreven parameters en de BIC-analyse werd uitgevoerd door het botgebied (mm2) te delen door het implantaatgebied (mm2) berekend in het corticale gebied, waarbij een protocol werd aangepast dat al in de literatuur is beschreven18. Representatieve afbeeldingen worden getoond voor elk model, osteoporose (figuur 9) en diabetes (figuur 10).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Chirurgische fase
Het is belangrijk om te vermelden dat beide diermodellen die in deze studie zijn gebruikt, bepaalde beperkingen vertonen als gevolg van de geïnduceerde ziekten. Deze beperkingen met betrekking tot de manipulatie van harde en zachte weefsels worden weerspiegeld tijdens de chirurgische ingreep.

In het diabetische model is de rat groter, waardoor het moeilijk is om de poten te stabiliseren tijdens chirurgische ingrepen. Dit v...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Hoewel de rat een veelgebruikt model is voor het bestuderen van osseointegratie, is het belangrijk om een reproduceerbare chirurgische techniek te definiëren en te beschrijven voor het adequaat plaatsen van implantaten. Een dergelijke techniek zou als leidraad kunnen dienen voor de wetenschappelijke gemeenschap. Bovendien impliceert het feit dat bepaalde ziekten, zoals osteoporose en diabetes, het botmetabolisme veranderen, een sterkere vraag naar het correct ontwerpen van chirurgische i...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Hierbij verklaren wij dat er geen sprake is van belangenverstrengeling met betrekking tot dit wetenschappelijke artikel.

Dankbetuigingen

De auteurs danken het Spaanse Staatsonderzoeksbureau voor financiële steun via projecten PID2020-114019RBI00 en PID2021-125150OB-I00.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
22 G naalden+A2:C30TerumoNN-2238R
4/0 monofilament synthetische resorbeerbare hechtingBraun ( MonoSyn)
5 mL, 10 mL spuitenBraun4617100V-02 4606051V
Adson forcepsAntão MedicalRef: A586
BBDR ( Biobreeding Diabetes Resistant ) Sprague Dawley RatJanvier Labs
BetadineMylan
BuprecareAnimalcare (UK)
Castroviejo Calliper 0-40 mm 15 cm gebogenUL AMIN Industries
Castroviejo NaaldhouderAntão MedicalRef: AM1702
Gebogen en rechte schaar voor tandheelkundige chirurgieAntão MedicalAMA603 / AMA600
Elektrisch scheerapparaatOster Pro 3000i34264482227
Extra fijn Graefe ForcepsF.S.TRef: 11150-10
GaasjesCOVIDIEN441001
GlucometerMenarini (Italië)
Helicoidal boor / OSTEO-PIN BOORUM Ø1.6 mmsoadcoRef. OS-8001
Implantaten / SCREW OSTEO-PIN Ø1.8 x 2.0 mmsoadcoRef. OS-3
IsofloLe Vet Pharma (Nederland)
Lance pilootboor / Lanceolate Boor (DS)soadcoRef. 10 02 01 T
Latex handschoenen - Chirurgische handschoenen sterieelHartmannRef: 9426495
Lucas chirurgische curetAntão MedicalRef: AMA940-3
MetacamBoehringer Ingelheim(Duitsland)
Micro forceps rechtnopaRef: AB 542/12
Micro-CT scan( Quantum Fx microCT )Perkin Elmer (VS)
Osteoporotische Sprague Dawley vrouwtjes RatJanvier Labs
Periostale elevator - Molt 2-4Antão MedicalRef: A1564
Fysiologische oplossing voor irrigatieHygitechRef:10238
Scalpelmes Carbon Steel 15CRazor MedRef: 02846
Steriele gaasjesAlledentalRef: 270712
Steriele irrigatiesysteemHygitechRef:HY1-110001D
Steriele handdoeken (1 stuk per dier)Dinarex4410
Chirurgische contra-hoek handpieceW&HRef: WS-75 LED G
Chirurgische contra-hoek handpieceW&HSN 08877
Chirurgische contra-hoek handpieceW&HSN 01309
Chirurgische elektrische motorWH Implantmed Type: SI-1023 Ref: 30288000
Chirurgische scalpelgreepAsaDentalRef: 0350-3
DoekklemmenXelpov chirurgischAF-773-11
Ultrasoon apparaatJ.P. Selecta, Abrera, Spanje

Referenties

  1. Turner, R. T., et al. Animal models for osteoporosis. Rev Endocr Metab Disord. 2 (1), 117-127 (2001).
  2. Jee, W. S., Yao, W. Overview: Animal models of osteopenia and osteoporosis. J Musculoskelet Neuronal Interact. 1 (3), 193-207 (2001).
  3. Kim, B. T., et al. The structural and hormonal basis of sex differences in peak appendicular bone strength in rats. J Bone Miner Res. 18 (1), 150-155 (2003).
  4. Alenezi, A., Galli, S., Atefyekta, S., Andersson, M., Wennerberg, A. Osseointegration effects of local release of strontium ranelate from implant surfaces in rats. J Mater Sci Mater Med. 30 (10), 116(2019).
  5. Blanc-Sylvestre, N., Bouchard, P., Chaussain, C., Bardet, C. Pre-clinical models in implant dentistry: Past, present, future. Biomedicines. 9 (11), 1538(2021).
  6. Schliephake, H., et al. Functionalization of titanium implants using a modular system for binding and release of VEGF enhances bone-implant contact in a rodent model. J Clin Periodontol. 42 (3), 302-310 (2015).
  7. Mafra, C. E. S., et al. Effect of different doses of synthetic parathyroid hormone (1-34) on bone around implants: A preclinical rat model. Braz Dent J. 30 (1), 43-46 (2019).
  8. Rybaczek, T., Tangl, S., Dobsak, T., Gruber, R., Kuchler, U. The effect of parathyroid hormone on osseointegration in insulin-treated diabetic rats. Implant Dent. 24 (4), 392-396 (2015).
  9. Zou, G. K., et al. Effects of local delivery of bfgf from plga microspheres on osseointegration around implants in diabetic rats. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol. 114 (3), 284-289 (2012).
  10. Zhang, J., et al. Effect of nerve growth factor on osseointegration of titanium implants in type 2 diabetic rats. Int J Oral Maxillofac Implants. 31 (5), 1189-1194 (2016).
  11. Kuchler, U., et al. Intermittent parathyroid hormone fails to stimulate osseointegration in diabetic rats. Clin Oral Implants Res. 22 (5), 518-523 (2011).
  12. Hashiguchi, C., Kawamoto, S., Kasai, T., Nishi, Y., Nagaoka, E. Influence of an antidiabetic drug on biomechanical and histological parameters around implants in type 2 diabetic rats. Implant Dent. 23 (3), 264-269 (2014).
  13. Han, Y., et al. Sustained topical delivery of insulin from fibrin gel loaded with poly(lactic-co-glycolic acid) microspheres improves the biomechanical retention of titanium implants in type 1 diabetic rats. J Oral Maxillofac Surg. 70 (10), 2299-2308 (2012).
  14. De Molon, R. S., et al. Impact of diabetes mellitus and metabolic control on bone healing around osseointegrated implants: Removal torque and histomorphometric analysis in rats. Clin Oral Implants Res. 24 (7), 831-837 (2013).
  15. Simon, M. M., et al. A comparative phenotypic and genomic analysis of c57bl/6j and c57bl/6n mouse strains. Genome Biol. 14 (7), R82(2013).
  16. Cirano, F. R., et al. Effect of curcumin on bone tissue in the diabetic rat: Repair of peri-implant and critical-sized defects. Int J Oral Maxillofac Surg. 47 (11), 1495-1503 (2018).
  17. De Oliveira, M. A., et al. The effects of zoledronic acid and dexamethasone on osseointegration of endosseous implants: Histological and histomorphometrical evaluation in rats. Clin Oral Implants Res. 26 (4), e17-e21 (2015).
  18. Vandeweghe, S., Coelho, P. G., Vanhove, C., Wennerberg, A., Jimbo, R. Utilizing micro-computed tomography to evaluate bone structure surrounding dental implants: A comparison with histomorphometry. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 101 (7), 1259-1266 (2013).
  19. Kleinert, M., et al. Animal models of obesity and diabetes mellitus. Nat Rev Endocrinol. 14 (3), 140-162 (2018).
  20. Grimm, H., et al. Advancing the 3Rs: Innovation, implementation, ethics and society. Front Vet Sci. 10, 1185706(2023).
  21. Melcher, A. H. Role of the periosteum in repair of wounds of the parietal bone of the rat. Arch Oral Biol. 14 (9), 1101-1109 (1969).
  22. Barrak, I., et al. Heat generation during guided and freehand implant site preparation at drilling speeds of 1500 and 2000 rpm at different temperatures: An in vitro study. Oral Health Prev Dent. 17 (4), 309-316 (2019).
  23. Kniha, K., et al. Effect of thermal osteonecrosis around implants in the rat tibia: Numerical and histomorphometric results in context of implant removal. Sci Rep. 12 (1), 22227(2022).
  24. Da Silva, J. P., et al. Apoptosis in bone defect of diabetic rats treated with low intensity laser: Radiological and immunohistochemical approach. International Journal of Morphology. 35, 178-183 (2017).
  25. Zeller-Plumhoff, B., et al. Analysis of the bone ultrastructure around biodegradable Mg-χGd implants using small angle X-ray scattering and X-ray diffraction. Acta Biomater. 101, 637-645 (2020).
  26. Bruns, S., et al. On the material dependency of peri-implant morphology and stability in healing bone. Bioact Mater. 28, 155-166 (2023).
  27. De Morais, J. A., et al. Effect of diabetes mellitus and insulin therapy on bone density around osseointegrated dental implants: A digital subtraction radiography study in rats. Clin Oral Implants Res. 20 (8), 796-801 (2009).
  28. Aydemir Celep, N., Kara, H., Erbas, E., Dogan, E. Radioprotective role of amifostine on osteointegration of titanium implants in the tibia of rats. J Vet Sci. 24 (3), 35(2023).
  29. Delgado-Ruiz, R. A., et al. Slow drilling speeds for single-drill implant bed preparation. Experimental in vitro study. Clin Oral Investig. 22 (1), 349-359 (2018).
  30. Abdel Motagly, M., El Khadem, A., Abdel Rassoul, M. Assessment of low-speed drilling without irrigation, versus convencionaldrilling with irrigation regarding heat generation and peri-implant marginal bone loss (randomised clinical trial). Alex Dent J. 46 (2), 33-38 (2021).
  31. Lelovas, P. P., Xanthos, T. T., Thoma, S. E., Lyritis, G. P., Dontas, I. A. The laboratory rat as an animal model for osteoporosis research. Comp Med. 58 (5), 424-430 (2008).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Rat tibia-modelchirurgische techniekdiabetesmodelosteoporosemodelosseointegratieimplantaatlandheelkundetitaniumimplantaatcorticaal botmanipulatie van zacht weefsel
Chirurgische botimplantatietechniek voor tibiamodellen bij ratten van diabetes en osteoporose
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.