Methodenartikel

Modellering van zeer repetitieve blootstelling aan ontploffingen op laag niveau bij muizen

1.4K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66592

⸱

24 mei 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1United States Army Special Operations Command, 2CU Anschutz Center for COMBAT Research, Department of Emergency Medicine, University of Colorado School of Medicine, 3University of Washington School of Nursing, 4University of Delaware School of Nursing, 5Veterans Affairs Northwest Mental Illness Research, Education, and Clinical Center (MIRECC), VA Puget Sound Health Care System, 6Department of Psychiatry and Behavioral Sciences, University of Washington School of Medicine

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hier worden methoden gepresenteerd voor het produceren van herhaalde blootstellingen aan ontploffingen met lage intensiteit met behulp van muizen.

Samenvatting

Blootstelling aan explosieve ontploffingen is een belangrijke risicofactor voor hersentrauma bij blootgestelde personen. Hoewel de effecten van grote ontploffingen op de hersenen goed worden begrepen, worden de effecten van kleinere ontploffingen, zoals die optreden tijdens militaire training, minder begrepen. Deze kleine blootstelling aan ontploffingen op laag niveau varieert ook sterk, afhankelijk van de militaire bezetting en het trainingstempo, waarbij sommige eenheden in de loop van meerdere jaren weinig blootstellingen ervaren, terwijl andere er binnen een paar weken honderden ervaren. Diermodellen zijn een belangrijk hulpmiddel bij het identificeren van zowel de verwondingsmechanismen als de klinische gezondheidsrisico's op lange termijn na blootstelling aan lage explosies. Modellen die in staat zijn om dit brede scala aan blootstellingen samen te vatten, zijn nodig om de uitkomsten van acuut en chronisch letsel in deze ongelijksoortige risicoprofielen te onderbouwen.

Hoewel de resultaten na een paar blootstellingen op laag niveau gemakkelijk kunnen worden gemodelleerd voor mechanistisch onderzoek, kunnen chronische blootstellingen die zich tijdens een carrière voordoen, beter worden gemodelleerd door paradigma's voor ontploffingsletsel met herhaalde blootstellingen die vaak voorkomen gedurende weken en maanden. Hier worden methoden getoond voor het modelleren van zeer repetitieve blootstelling aan lage ontploffingen bij muizen. De procedures zijn gebaseerd op gevestigde en veelgebruikte pneumatische schokbuismodellen voor blootstelling aan explosies in het open veld die kunnen worden geschaald om de overdrukparameters en het aantal of interval van de blootstellingen aan te passen. Deze methoden kunnen vervolgens worden gebruikt om mechanistisch onderzoek mogelijk te maken of om de routinematige blootstelling aan blasten van klinische groepen die worden bestudeerd samen te vatten.

Inleiding

Blootstelling aan ontploffingen op laag niveau (LLB) treedt op wanneer personen of constructies relatief lage explosieve kracht ervaren, meestal als gevolg van kleine industriële ongevallen, gecontroleerde sloop of bepaalde militaire trainingsactiviteiten. Blootstelling aan een explosie op hoog niveau (HLB) daarentegen houdt blootstelling aan intense en potentieel destructieve hoeveelheden explosieve kracht met zich mee, die vaak worden aangetroffen bij militaire gevechten, terroristische aanslagen of grootschalige onbedoelde explosies. Het primaire onderscheid tussen LLB en HLB ligt daarom in de intensiteit van de explosieve gebeurtenissen en, in het verlengde daarvan, het vermogen van blootgestelde personen om herhaalde blootstelling te verdragen voordat ze lichamelijk of functioneel letsel ondervinden. In dit opzicht zijn de effecten van blootstelling aan HLB meestal duidelijker dan de effecten van blootstelling aan LLB. Hierdoor kunnen personen met een aanzienlijke blootstelling aan LLB een verhoogd risico lopen op langzaam ontwikkelende verwondingen of tekorten die onopgemerkt blijven totdat hun cumulatieve effecten waarneembaar worden.

Lopend onderzoek heeft tot doel ons begrip te vergroten van hoe de eigenschappen van blootstelling aan ontploffingen, zoals intensiteit of herhaling, letsel kunnen veroorzaken, zodat we preventie en medisch beheer beter kunnen begeleiden. In de militaire geneeskunde is het begrijpen van de klinische implicaties van blootstelling aan ontploffingen van het grootste belang, en als gevolg daarvan zijn diermodellen nodig die in staat zijn om die resultaten te informeren. Hoewel diermodellen hebben bijgedragen aan het ophelderen van de effecten van HLB, blijven de effecten van blootstelling aan LLB grotendeels onderbelicht. Talrijke modelleringsstudies onderzoeken de effecten van overdruk van ontploffingen in de buurt van of boven 10 pond per vierkante inch (psi) piekdruk 1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15, 16,17,18, maar weinig rapporten richten zich op drukniveaus variërend van 1 tot 7 psi 19,20,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30,31, 32,33,34,35,36, die vaker voorkomen in militaire trainingsomgevingen 37,38,39,40 en vallen in de buurt van de historische drempel van 4 psi voor veilige blootstelling aan het milieu. Een bredere verspreiding van methoden voor de studie van veelgebruikte piekdrukken van LLB kan dus helpen bij het katalyseren van snelle klinische inzichten voor toepassing op militaire geneeskunde en krachtoptimalisatie.

Een significant verband tussen het beroepsrisico van LLB en diverse klinische diagnoses komt naar voren uit epidemiologisch onderzoek van militaire LLB 41,42,43,44. Deze studies ondersteunen een slecht gedefinieerde dosisafhankelijke relatie, waarbij herhaalde blootstellingen aan LLB verhoogde risico's aantonen41. Dit suggereert dat het verhogen van de cumulatieve blootstelling aan ontploffingen een cruciale rol speelt bij het vormgeven van klinische resultaten in militaire omgevingen.

Eerdere diermodelleringsstudies van LLB onder 10 psi hebben voornamelijk explosieven of schokbuissystemen gebruikt om de effecten van blootstelling te onderzoeken. Hoewel deze modellen doorgaans de effecten van één tot drie blootstellingen onderzoeken, hebben ze niettemin bijgedragen aan een groeiend begrip van de mechanistische 19,20,30,31, neuropathologische29,31,33 en gedragsgevolgen 19,20,23,25,32,34, geassocieerd met blootstelling aan ontploffingen met een lage intensiteit die typerend zijn voor de militaire trainingsomgeving.

Studies die enkele LLB's onderzoeken die worden gegenereerd door explosieven in het open veld, hebben bewijs gerapporteerd van subtiele hersenpathologieën en gedragsveranderingen die vaak verband houden met posttraumatische stress. Woods en collega's24 waren niet in staat om microscopisch hersenletsel te detecteren bij 2,5-5,5 psi, maar ze detecteerden wel kwantitatieve veranderingen in glycosfingolipiden van hersenweefsel door middel van massaspectrometrie. Met behulp van dezelfde piekdrukken en experimenteel ontwerp observeerden Rubovitch en collega's25 gedragsveranderingen na ontploffingen die optraden met een vergelijkbaar gebrek aan hersenpathologie wanneer gemeten met lichtmicroscopie. In daaropvolgend pathologisch onderzoek werd echter ondubbelzinnige ultrastructurele schade aan hersenmyeline, mitochondriën, neuronen en neurovasculatuur geïdentificeerd door elektronenmicroscopie 29,30,31,32,33 bij aan 6,7 psi LLB blootgestelde muizen. Interessant is dat verschillende LLB-onderzoeken met behulp van explosieven in het open veld met een druk van ~10 psi en minder ongeveer 3-8% sterfte rapporteren na een enkele blootstelling25,36.

Vergelijkbare resultaten zijn eerder opgemerkt door verschillende onderzoeken met behulp van laboratoriumschokbuizen. In studies waarbij enkele LLB's werden onderzocht die door schokbuizen werden geproduceerd, is bewijs gevonden van neuraal cytoskeletletsel en veranderingen in neuronale vuurpatronen die zijn ontwikkeld na blootstelling aan een enkele ontploffing van 1,7 psi22. Bij 4 psi werd gemeld dat corpus callosum-disfunctie gepaard ging met neurologische gedragsstoornissen bij aan LLB blootgestelde ratten23. Vergeleken met de duur van de ontploffing gemeten in lucht, ontdekten Chavko en collega's27 dat de positieve faseduur van de ontploffingsoverdruk significant langer was in de hersenen van ratten die werden blootgesteld aan 5,8 psi. Biosignaturen van vergelijkbare letselreacties kunnen worden ondersteund door een studie bij muizen na blootstelling van 7,5 psi, waarin Ahmed en collega's35 detecteerbare veranderingen rapporteren in serumspiegels van specifieke inflammatoire, metabole, vasculaire en neurale letseleiwitten tot een maand na blootstelling. Interessant is dat deze studie ook een sterfte van 4,5% rapporteerde 24 uur na blootstelling.

In onderzoeken waarbij drie schokbuis-LLB's werden onderzocht tijdens een enkele blootstellingssessie van 20 minuten, veroorzaakten LLB's tussen 1,4 en 8,7 psi psi-afhankelijke verhogingen van de intracraniale druk (ICP) bij ratten, waarbij waarneembare ICP-veranderingen langer duurden voor een lagere psi20 en resulteerden in cognitieve veranderingen19,20. Met behulp van varkens stelde dezelfde groep vast dat drie blootstellingen van 4 psi LLB van een verscheidenheid aan militaire apparatuur voldoende waren om histologische neuropathologie te veroorzaken wanneer de dieren in schuttersposities werden geplaatst die menselijk gebruik van de apparatuur simuleerden21.

Deze studies illustreren gezamenlijk de diverse effecten van blootstelling aan LLB die kunnen optreden onder omstandigheden van beperkte blootstelling en herstelperioden. Herhaalde blootstelling aan LLB lijkt aanhoudende cognitieve en gedragsstoornissen te veroorzaken, wat de noodzaak benadrukt van een genuanceerd begrip van de cumulatieve effecten, zodat we beter kunnen bepalen wanneer die effecten klinisch significant kunnen worden; dit is met name relevant voor militaire stagiairs die worden blootgesteld aan hoge niveaus van repetitieve LLB. Om dit te bereiken, zijn nieuwe studies nodig, aangezien de huidige literatuur de klinische ervaringen van routinematige militaire trainingsblootstellingen die in de loop van een paar dagen meer dan één tot een paar ontploffingen bedragen, niet adequaat modelleert.

Special Operations Forces (SOF) kunnen aanzienlijke en zeer repetitieve LLB ondergaan tijdens routinematige blootstellingen. Een recente studie schat de representatieve blootstelling die geanonimiseerd is over alle posities in een explosief entry-doorbrekend team op maar liefst 184 cumulatieve piek psi in de loop van één trainingsweek42. Dit is gedeeltelijk gebaseerd op een conservatieve schatting van 6 doorbraakladingen die per dag worden gebruikt, met elk een gemiddelde piekdruk van 4 psi, zoals gemeten door op het personeel gemonteerde straalmeters; Het houdt geen rekening met flashbangs en andere apparaten45. Een routinematige trainingscyclus kan enkele weken duren. Om de studie van klinische LLB-ervaringen, zoals die van het trainen van SOF-leden, te vergemakkelijken, presenteren we een laboratorium-schokbuismodel van zeer repetitieve LLB-blootstelling. De methode, gebaseerd op gevestigde pneumatische schokbuissystemen 46,47,48, maakt zeer reproduceerbaar onderzoek mogelijk naar drukken van 2 psi en hoger. De procedure is niet afhankelijk van externe factoren zoals het weer, resulteert niet in waargenomen sterfte en is laboratoriumgebaseerd. Als gevolg hiervan maakt de methode aanhoudende, dagelijks repetitieve LLB-blootstellingen mogelijk bij dezelfde proefpersonen voor studies die weken tot maanden duren, waardoor het high-fidelity onderzoek van militaire training wordt vergemakkelijkt.

Protocol

Alle procedures werden uitgevoerd volgens protocol #1588223, goedgekeurd door de Veterans Affairs Puget Sound Health Care System Institutional Animal Care and Use Committee en in overeenstemming met de National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals.

1. Verzorging van dieren

OPMERKING: Diermodellen van LLB worden uitsluitend beperkt door hun beschikbaarheid en de capaciteit van de schokbuis om aan hun grootte te voldoen. De hierin beschreven schokbuis is speciaal ontworpen voor gebruik bij muizen.

  1. Gebruik mannelijke of vrouwelijke C57BL/6J-muizen van 3-4 maanden oud of andere goedgekeurde muizenstammen/-lijnen in overeenstemming met de experimentele behoeften. Houd de muizen op een donker-lichtcyclus van 12 uur in specifieke pathogeenvrije faciliteiten met ad libitum toegang tot voedsel en water. Muizen zijn meestal sociaal gehuisvest met 4 of 5 in een kooi. Houd de temperatuur van de faciliteit op 20-22 °C.
  2. Breng kooien met ontploffings- en schijnmuizen naar een nabijgelegen wachtruimte. Neem aparte lege kooien mee voor het verplaatsen van individuele muizen van en naar de straalkamer.

2. Voorbereiding van de schokbuis

  1. (Veiligheidscontrole) Controleer of de nodige veiligheidscontroles voor het specifieke systeem zijn voltooid. Zorg ervoor dat de gastoevoer (helium) en de hoofdstroom zijn uitgeschakeld/losgekoppeld.
  2. Bereid de membranen zo nodig voor op het specifieke aantal ontploffingen met lage intensiteit dat moet worden uitgevoerd (figuur 1.1). Snijd de membraanafmetingen zoals vereist voor de specifieke schokbuis die in dit protocol wordt gebruikt:
    1. Snijd een vel plastic huishoudfolie in een vierkant van 5.5 "x 5.5" om de spoel af te dichten, zodat deze onder druk kan komen.
    2. Snijd één vel standaard kopieerpapier van 8,5 x 11 inch (75 g/m2 gewicht) tot 5,5 x 11 inch; Vouw het resulterende vel papier dubbel om een vierkant van 5.5 "x 5.5" te vormen.
    3. Verkrijg een vel mylar-membraan van 500 G (dikte van 125 μm).
      OPMERKING: Deze platen zijn niet gescheurd of aanzienlijk vervormd door standaard stralen met lage intensiteit en kunnen worden hergebruikt voor de duur van de procedure van een dag.
  3. Neem een vierkant huishoudfolie en een vierkant gevouwen papier en leg ze op een vlakke ondergrond (Figuur 1.2). Leg het gevouwen papier op de huishoudfolie en lijn de twee zo goed mogelijk met elkaar uit (Figuur 1.3). Om repetitieve ontploffingen te versnellen, rangschikt u nu alle membraanstapels.
  4. Plaats het mylar-membraan tussen de driver en de spoel door het op te rollen tot een kleine buis (ongeveer zo groot als iemands wijsvinger; Figuur 1.4,1.5). Steek het volledig in het mechanisme en laat het los om het te laten uitrollen tegen de rubberen afdichting die het drivergedeelte van de spoel scheidt. Duw de spoel in de richting van de driver om het mylar-vel op zijn plaats te bevestigen; Hierdoor wordt de spoel losgemaakt van het aangedreven gedeelte van de schokbuis.
  5. Plaats de vingers onder de bovenste helft van de huishoudfolie en rol zowel de huishoudfolie als het papier voorzichtig naar u toe, zorg ervoor dat ze samen oprollen zonder verkeerd uitgelijnd te raken (Figuur 1.6).
  6. Plaats de membraanstapel tussen de spoel en de aangedreven delen van de schokbuis (Figuur 1.7).
  7. Laat de membraanstapel uitrollen zodat de plastic afdichting naar de spoel wijst en het papier naar het aangedreven deel van de buis (Figuur 1.8).
    NOTITIE: Deze oriëntatie zorgt voor een luchtdichte afdichting zodat het systeem onder druk kan worden gezet.
  8. Sluit de spoeleenheid (Figuur 1.9,1.10). Draai de bouten indien nodig met de hand of hydraulisch vast en zet de driver-spoel-schokbuisconstructie vast zodat het systeem onder druk kan worden gezet. (Veiligheidscontrole; Figuur 1.10)
    NOTITIE: Zorg er voor hydraulische systemen voor dat de doeldruk van de sluiting wordt bereikt om misfires te voorkomen, die vervanging van het membraan kunnen vereisen en het blootstellingsproces van LLB kunnen vertragen. We gebruiken hydrauliek om onze assemblage af te sluiten bij 500 psi.

3. Voorbereiding van dieren

  1. Schakel het verwarmingskussen voor circulerend water onder de anesthesiekamer in en stel de temperatuur in op 37 °C (Figuur 1.11). Plaats een absorberend medisch verband op het warmtekussen.
  2. Haal in de wachtkamer een muis uit zijn thuiskooi en plaats deze in een lege transferkooi. Breng de gekooide muis naar de ontploffingskamer.
  3. Zet het zuurstofdebiet op 1.0 l/min (lpm) en schakel het vacuümsavonteringssysteem in (Figuur 1.12).
  4. Zet de isofluraan aan op 5% (om snelle bewusteloosheid te induceren) en leid de stroom naar de anesthesiekamer voor knaagdieren (figuur 1.13).
  5. Plaats de muis in de kamer om anesthesie op te wekken (Figuur 1.14).
  6. Zodra de muis volledig is verdoofd en nog 30 seconden een stabiele ademhaling vertoont, reikt u in de kamer en slaat u de muis in de oor voor ondubbelzinnige identificatie op lange termijn van de muis gedurende de rest van het onderzoek. Het is noodzakelijk om deze stap nu uit te voeren om te voorkomen dat de hersteltijden na de ontploffing worden verstoord. Breng vervolgens steriel oogheelkundig glijmiddel aan op beide ogen om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen.
  7. Haal de muis uit de kamer en plaats zijn neus in de neuskegel (Figuur 1.15). Verander de stroom van anesthesie (bijv. isofluraan) van de inductiekamer naar de neuskegel.
  8. Gebruik kleine stukjes laboratoriumtape om de ledematen van de muis lichtjes tegen de brancard te houden (Figuur 1.16).
  9. Nadat u de muis in bedwang hebt gehouden, plaatst u een draadband om elke ledemaat en draait u deze stevig vast, waarbij u de muis aan de brancard bij de polsen en enkels vastmaakt (Figuur 1.17). Plaats een grotere stropdas om de borst en bind deze heel losjes vast, zodat de ademhaling van de muis niet wordt beperkt. Dit zal dienen als een secundair fixatiemechanisme voor het geval een van de ledemaatbeperkingen losraakt.
  10. Til de staart van de muis op en plaats deze onder de linkervoet om ervoor te zorgen dat deze niet bekneld raakt wanneer de brancard in de schokbuis wordt gestoken (Figuur 1.18).

4. LLB-procedure

  1. Open het gedeelte voor de blootstelling van dieren van de schokbuis en richt de muis zo dat deze naar de naderende ontploffingsgolf is gericht (Figuur 1.19).
  2. Zet de brancard vast/hang ze op in het gedeelte over blootstelling van dieren (Figuur 1.20).
  3. Sluit de deur goed voor het gedeelte over blootstelling van dieren en zorg ervoor dat de verdovingsbuis niet bekneld raakt door de deur (Figuur 1.21).
  4. Verminder de anesthesie tot 2,5-3% isofluraan, 1 lpm voor de rest van de sessie.
  5. Voorzie het systeem indien nodig van stroom (Figuur 1.22).
  6. Lokaliseer en sluit de toevoerleiding voor het gecomprimeerde heliumgas aan (Figuur 1.23,1.24).
  7. Verlaat de straalkamer om toegang te krijgen tot de bedieningsconsole van de straalbuis in een aangrenzende kamer en zorg ervoor dat er geen personeel of dieren in de straalkamer achterblijven.
    OPMERKING: Gehoorbescherming kan vereist zijn door de instelling of door operationele omstandigheden. Dergelijke omstandigheden kunnen schokbuisopstellingen omvatten waarbij de bedieningsconsole zich in dezelfde open ruimte bevindt als de schokbuis.
  8. Schakel vanaf de console de acquisitiesoftware in om de ontploffingsgebeurtenis op te nemen (zie het groene vak in figuur 1.25).
    OPMERKING: Voor deze procedures verzamelen we sensorgegevens met een bemonsteringsfrequentie van 20 kilo hertz (kHz), die vervolgens worden verwerkt met behulp van LabView-software. We raden aan om sensorbemonstering bij ≥10 kHz te verkrijgen om tijd- versus drukcurves van hoge kwaliteit te bereiken.
  9. Schakel eventuele veiligheidsvergrendelingen uit (bijv. stroombedieningssleutels, die worden weergegeven door een groene pijl in figuur 1.26).
  10. Sluit beide gasopeningen en zet de spoel passief onder druk (Figuur 1.27). Gebruik de bestuurderszijde niet. Ga door met vullen totdat het membraan vanzelf scheurt bij de beoogde piek psi, zoals bepaald door het aantal gebruikte membraanvellen.
  11. Noteer de piekdruk, de positieve faseduur en de impuls op de locatie van het dier. (Figuur 1.28). Schakel het vulmechanisme uit.
  12. Keer terug naar de schokbuis, koppel de heliumtoevoerleiding los en schakel de stroomtoevoer naar het ontploffingsregelcircuit uit (Figuur 1.29).
  13. Om herhaalde LLB-blootstellingen op hetzelfde dier uit te voeren, opent u de spoel, verwijdert u de stapel spoelmembranen en rolt u vervolgens en plaatst u een andere stapel spoelmembranen (Figuur 1.30, 1.31, 1.32). Maak de membraanstapel plat en sluit het geheel opnieuw.
    OPMERKING: Om de klinische ervaring van blootstelling aan lage blasten tijdens empirisch gedefinieerde SOF-training te modelleren, stellen we muizen bloot aan 5-6 LLB's per dag, waarbij de dagelijkse blootstelling wordt beperkt tot een conservatieve ~20 cumulatieve totale psi45. Studies die de nadruk leggen op mechanistische en dosis-responsrelaties, kunnen er ook voor kiezen om een consistent aantal LLB-blootstellingen te gebruiken met gedefinieerde overdrukparameters per sessie.
  14. Na de laatste LLB voor het huidige dier, verwijdert u deze uit de schokbuis en laat u de anesthesie aan (Figuur 1.33).
  15. Maak het dier los terwijl het onder narcose is. Verwijder het uit de neuskegel van de anesthesie en plaats het op zijn rug op het verwarmde waterkussen (Figuur 1.34).
  16. Zodra het dier op het waterkussen is geplaatst, start u een timer en registreert u de tijd totdat de muis uit zichzelf op zijn buikzijde (d.w.z. zijn maag) omdraait (Figuur 1.35). Noteer deze tijd als de oprichttijd. Zodra de muis hersteld is, plaatst u hem terug in de thuiskooi en gaat u zo nodig door met monitoren.

5. Meerdaagse procedures

  1. Om routinematige LLB-blootstellingen te modelleren van doorbraakladingen die worden gebruikt tijdens SOF Close Quarter Battle-training, voert u 5 dagen per week (maandag tot en met vrijdag) herhaalde dagelijkse blootstellingen uit op de muizen gedurende in totaal 15 dagen gedurende 3 standaard werkweken.

6. Wijzigen van piekdruk van LLB

  1. Verhoog de piekdruk door het gebruik van sterkere membraanmaterialen of door simpelweg extra membranen te stapelen. Gebruik bijvoorbeeld Mylar Roll Clear 0.005 (500 G) membraan om ~20 psi piekdruk te produceren (bij gebruik als zowel driver- als spoelmembraan) of Mylar Roll Clear 0.002 (200 G) membraan om ~10 psi piekdruk te produceren.
  2. Pas de parameters voor de positieve faseduur en impuls van de ontploffing aan om aan de experimentele behoeften te voldoen. Om de duur en impulsen van positieve fasen aan te passen, moet u empirisch de doelomstandigheden bepalen door gecomprimeerde gasbronnen47,49 te vervangen of de lengte van de driver waar mogelijk te wijzigen. Het bovenstaande protocol gebruikt helium om een scherpe piekdruk en golfvorm te creëren die vergelijkbaar is met een geïdealiseerde Friedlander-curve.

7. Afname van weefsel

OPMERKING: Weefselverzamelingspraktijken kunnen worden aangepast aan de experimentele behoeften.

  1. Verdoof de muis via intraperitoneale injectie met 210 mg/kg pentobarbital.
  2. Plaats de muis in een muizen- of rattenkooi met tralies of een vooraf gemaakt gaas; Plaats de gekooide muis in een zuurkast.
  3. Zodra de muis niet meer reageert, plaatst u hem op zijn rug op de tralies bovenop de kooi en sluit u zijn mond rond een van de spijlen om hem tijdens de perfusie op zijn plaats te houden.
  4. Pak de huid van de maag vast, trek deze omhoog en gebruik een grote schaar om een gat in de buikholte te knippen, zorg ervoor dat u geen van de organen snijdt. Blijf verder naar beneden snijden langs de basis van de ribben om een vrijere articulatie van de ribbenkast mogelijk te maken.
  5. Benader de muis met behulp van een hemostaat vanaf de zijkant en pak het weefsel direct op de ribbenkast vast, waarbij u de hemostaat naar achteren rolt om de basis van de ribbenkast schuin in een gemakkelijk toegankelijke positie te houden. Gebruik een pincet of iets dergelijks om de hemostaat op zijn plaats te houden.
  6. Knip met een kleine chirurgische schaar voorzichtig het middenrif af om toegang tot het hart te krijgen. Gebruik een pincet om het hart voorzichtig te kantelen, zodat de onderkant recht uit de open basis van de ribbenkast wijst. Werk snel, zodat het hart nog steeds klopt tijdens de perfusie.
  7. Als u bloed verzamelt, houdt u het hart vast met een pincet en doorboort u voorzichtig de rechterventrikel met een spuit van 3 ml met een naald van 0,5 "25 G. Breng het in vanaf de onderkant van het ventrikel en ga in de lengte naar binnen, zorg ervoor dat u de andere kant van het ventrikel niet doorboort. Trek voorzichtig aan de spuit totdat 0,5-1,0 ml bloed is verzameld of de stroom stopt, en verwijder vervolgens de spuit.
  8. Gebruik een chirurgische schaar om een kleine incisie in het rechteratrium te knippen om bloed en perfusaat te laten wegvloeien. Houd het hart vast met een pincet en steek voorzichtig een vlindernaald van 25 G in de linker hartkamer, vanaf de onderkant inbrengend. Houd de vlindernaald op zijn plaats met een klem of met de hand.
  9. Doordrenk het dier.
    1. Sluit een spuit met 50 ml fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) aan op een vlindernaald en doorbloed met een snelheid van ongeveer 10 ml/min. Zoek naar blancheren van de lever als een teken van een goede perfusie. Nadat de spuit is geleegd, koppelt u deze los van de vlindernaald.
    2. Voor de voorbereiding van weefsels voor microscopie vervangt u de lege PBS-spuit door een spuit met 50 ml 10% neutraal gebufferde formaline (NBF) of 4% formaldehyde-oplossing. Herhaal de bovenstaande stappen om te doordrenken met formaline.
      OPMERKING: Er moet worden waargenomen dat de geperfuseerde muis trilt tijdens de perfusie; Dit zou moeten resulteren in strengheid of stijfheid van het hele lichaam nadat de procedure is voltooid.
  10. Verwijder de vlindernaald uit het hart en haal de muis uit de tralies van de kooi voor het verzamelen van weefsel.
  11. Verwijder en subontleed de doelorganen naar behoefte; Wees voorzichtig met het uitvoeren van procedures op ijs wanneer verse, niet-gefixeerde materialen worden verzameld.
  12. Vries alle niet-gefixeerde weefsels die in vloeibare stikstof zijn verzameld snel in en bewaar ze bij -80 °C totdat ze worden gebruikt in protocollen voor het bepalen van eiwit- of RNA-doelen.
  13. Voor vaste weefsels, verwijder in een gelabelde conische buis van 50 ml gevuld met formaline (één buis per orgaan).

Resultaten

Bij het onderzoeken van experimentele resultaten bij muizen na blootstelling aan explosieve ontploffingskrachten, is het registreren en karakteriseren van de gebeurtenis door middel van druk- versus tijdanalyse cruciaal voor het evalueren van het succes van het experiment. Deze methode, waarbij de dynamische drukveranderingen tijdens de ontploffing worden gemeten, helpt onderzoekers de effecten van ontploffingen op biologische systemen te begrijpen.

In succesvolle experimenten vertonen drukopnames een goed gedefinieerd en gecontroleerd golfpatroon. De drukstijging is scherp en bereikt piekwaarden binnen de verwachte tijden (figuur 2). De daaropvolgende drukafname volgt een voorspelbare curve, geïllustreerd door de Friedlander-golfvorm, die wijst op efficiënte dissipatie van energie. Wat de beoordeling van letsel betreft, zijn er geen openlijke tekenen van letsel aanwezig in LLB-experimenten, zelfs niet bij het uitvoeren van zeer herhaalde LLB-blootstelling met maximaal zes ontploffingen die binnen 15-20 minuten plaatsvinden (Figuur 3). Een analyse van de oprichttijden na herhaalde blootstelling aan LLB geeft echter aan dat blastmuizen sneller bij bewustzijn komen dan nepmuizen (Figuur 4). Repetitieve LLB resulteert dus in reproduceerbare veranderingen in acute neurologische opwindingsreacties na blootstelling.

Suboptimale experimenten kunnen onregelmatige drukprofielen vertonen. Gevallen waarin de piekdruk onverwacht wordt ingedrukt, kunnen duiden op een voortijdige of langzame afgifte van gas, waardoor de scherpe afgifte van gasuitzetting over de lengte van het aangedreven schokbuisgedeelte wordt voorkomen om het dier in het doelgebied tegen te komen. Voortijdig verlies van gasdruk is vaak het gevolg van onjuist afgedichte driver- of spoelsecties. Dit kan het gevolg zijn van gebreken in het membraan of onvoldoende aanscherping van de driver-spoel-schokbuisconstructie. In dergelijke gevallen kunnen biologische monsters verminderde tekenen van trauma vertonen.

Data-interpretatie omvat het koppelen van druk-tijdprofielen aan waargenomen biologische reacties. Succesvolle experimenten tonen aan dat de gekozen ontploffingsparameters, zoals piekdruk en duur, de verwachte of vastgestelde biologische reacties uitlokken die worden onderzocht. Correlaties tussen specifieke drukkenmerken en biologische uitkomsten helpen bij het vaststellen van causale verbanden. Longitudinale studies worden mogelijk gemaakt door dit protocol vanwege het ontbreken van waargenomen dierverlies voor studiepunten tot 6 maanden na de laatste LLB (Figuur 5).

Het scala aan klinische resultaten na blootstelling aan LLB is subtiel en wordt slecht begrepen. Herhaalde blootstelling aan LLB's wordt van oudsher als schadelijk beschouwd voor zowel mensen als muizen. Dit wordt ondersteund door een snelle terugkeer naar normaal lopen, gedrag en fysieke activiteit na blootstellingen bij 2-5 psi. Het ontbreken van overweldigende acute neurosensorische symptomen of gedragsveranderingen sluit het bestaan van negatieve verraderlijke effecten echter niet uit. Omdat LLB-gerelateerde fenotypes op zijn best subtiel zijn, is het volledige scala aan effecten een gebied van actief onderzoek en kan het veel tijd of herhaling vergen om klinisch significante resultaten uit te lokken.

figure-results-1
Figuur 1: Procedurele stappen voor het schokbuismodel van herhaalde muizen LLB. Na zowel de voorbereiding van de schokbuis (stappen 1-10) als de voorbereidingsfasen van het dier (stappen 11-18), worden muizen blootgesteld aan een of meer LLB's (stappen 19-32), voordat ze uit de buis worden verwijderd (stap 33). Muizen worden vervolgens op hun rug op een verwarmd verwarmingskussen geplaatst (stap 34). De hoeveelheid tijd die het dier nodig heeft om op zijn buikzijde te kantelen, wordt geregistreerd als de oprichttijd (stap 35). Afkorting: LLB = Low-level blast. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Representatieve druk-tijdcurves voor blootstellingen in de buurt van 4 psi. (A) Additieve stapels bieden lineaire piekdrukken over het bereik van 2-4,5 piek psi. Representatieve druk- versus tijdprofielen (milliseconden) gemiddeld van 3-6 schokbuisontploffingen (rood) in vergelijking met de geïdealiseerde Friedlander-curven (blauw) voor (B) 1 vel, (C) 2 vellen, (D) 3 vellen en (E) 4 vellen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Intervakinterval. Het instellen en uitvoeren van een enkele ontploffing vereist gemiddeld 9,8 ± 1,9 min (gemiddelde ± standaardfout van het gemiddelde (sem)). Voor extra blootstelling aan ontploffingen is een extra 1,7 ± 0,4 min per gebeurtenis nodig (gemiddelde ± sem). Stippen staan voor de resultaten van individuele dieren. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 4: Dagelijkse oprichttijden gedurende 3 weken van zeer repetitieve LLB-blootstellingen. De grafiek geeft de schijn-genormaliseerde oprichttijden weer gedurende 3 weken blootstelling aan LLB. LLB-muizen werden onderworpen aan 6 dagelijkse blootstellingen aan blasten voor een totaal van 90 totale LLB-blootstellingen gedurende 15 dagen. De gemiddelde overdrukkarakteristieken waren (± sem) 3,05 ± 0,07 piek psi, 0,94 ± 0,04 positieve faseduur en 2 ± 0,1 psi * msec impuls. p-waarden weerspiegelen de resultaten van 2-weg ANOVA. Afkorting: LLB = Low-level blast. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-5
Figuur 5: Effecten van het LLB-model met schokbuis in het laboratorium op het verloop van dieren na zeer herhaalde blootstelling aan LLB. Uitvalpercentages voor schijnmuizen (N = 24) en LLB-muizen (N = 32) vanaf de eerste LLB-blootstelling (dag 1) tot en met alle onderzoeksblootstellingen (eindigend op dag 19) en na een herstelperiode van 6 maanden (dag 199). Er was geen significant verschil tussen de uitvalpercentages van sham- en LLB-groepen gedurende de geobserveerde periode. LLB-muizen ervoeren gemiddeld 62 blootstellingen bij een gemiddelde van 4,78 ± 0,01 piek psi en 3,16 ± 0,023 psi∙ms impuls. Blootstellingen werden 5 dagen per week (d.w.z. maandag-vrijdag) gedurende 3 opeenvolgende weken aan muizen toegediend om recent gerapporteerde SOF-overdrukblootstellingen te modelleren tijdens routinematige doorbraaktraining45. Afkorting: LLB = Low-level blast; SOF = Special Operations Forces. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

We kunnen niet adequaat behandelen wat we onvoldoende begrijpen, en we begrijpen de letselmechanismen die verband houden met zeer repetitieve blootstelling aan LLB nog niet. Veel SOF-personeel meldt de ontwikkeling van gezondheidsgerelateerde stoornissen waarvan wordt aangenomen dat ze verband houden met zeer herhaalde blootstelling aan LLB binnen vijf tot tien jaar na operationele dienst 50,51. Sommige SOF-medewerkers ontwikkelen acuut traumatisch hersenletsel (TBI)-achtige neurocognitieve effecten onmiddellijk na blootstelling aan LLB39. Bovendien melden clinici dat symptomen als gevolg van blootstelling aan explosies vaak ongevoelig zijn voor traditionele behandelingen, wat SOF en clinici ertoe kan aanzetten om naar alternatieve behandelingen te kijken52,53. Ondanks de frequente blootstelling van SOF aan LLB en overdrukmechanismen45, de ernst en behandelingsresistentie van de resulterende symptomen en het gedocumenteerde patroon van blastgerelateerde astrogliale littekens51, blijven de gezondheidsresultaten op de lange termijn relatief onbekend. Clinici en militaire leiders vertrouwen op modelleringsonderzoek om letselmechanismen en pathofysiologie bloot te leggen. Deze modellen zijn van cruciaal belang voor het ontwikkelen van beleid en strategieën om het pathologieproces vroegtijdig te identificeren, te onderbreken, te voorkomen en te behandelen.

Cruciaal is dat muismodellering van veelvoorkomende militaire LLB-blootstellingen naar verwachting gezondheidsvoorspellingsmodellen zal informeren. De klinische praktijk zou baat hebben bij LLB-voorspellende modellen die identificeren wie het grootste risico loopt op blastgerelateerde pathologie, welke blasteigenschappen de ernstigste gevolgen veroorzaken en hoe het ziekteproces kan evolueren op basis van de chroniciteit, dosering of specificiteit van de blootstelling aan blasten. Het modelleren van herhaalde LLB-blootstelling is dus essentieel bij het ontwikkelen van hypothesen en voorspellingen over hoe blootstellingen de gezondheidsresultaten van SOF en andere leden van de dienst zullen beïnvloeden. Voorspellings- en letselmechanismemodellen zouden de diagnose en behandeling informeren, evenals beslissingen over terugkeer naar het werk op basis van symptomen en blootstelling.

De studie van blast-geïnduceerde TBI (bTBI) bij muizen heeft de afgelopen jaren aanzienlijke vooruitgang geboekt, met name met de ontwikkeling van modellen die de resultaten voorspellen na chronische repetitieve milde bTBI bij mensen54,55. Terwijl de studie van blootstelling aan ontploffingen op gemiddeld tot hoog niveau met behulp van schokbuizen goed ontwikkeld is met honderden door PubMed geïndexeerde artikelen 46,56,57,58, is het gebruik van schokbuizen in onderzoeken naar ontploffingen in de buurt van routinematige overdrukken van militaire training (<6 psi piekdruk40) minder ontwikkeld, met minder dan tien artikelen geïdentificeerd in een recente PubMed-zoekopdracht 19,20, 22,23,26,27,28. Om de ontwikkeling van dit onderbelichte veld te vergemakkelijken, richt het gepresenteerde model zich op de belangrijkste overwegingen voor consistente LLB-overdrukken bij muizen, herstel na ontploffing en monitoring, terwijl het verschillende duidelijke voordelen van dit model opmerkt ten opzichte van het gebruik van explosieven in het open veld. We stellen inderdaad dat het beschreven laboratorium-LLB-model de ontwikkeling van voorspellende modellen van klinische uitkomsten na chronisch repetitief LLB mogelijk kan maken.

Het LLB-model biedt cruciale voordelen ten opzichte van modellen voor explosieve ontploffingen in het open veld, met name op het gebied van dierenwelzijn. Open-veldmodellen kunnen resulteren in 3-8% sterftecijfers25,36, terwijl dit laboratoriumgebaseerde LLB-model geen verlies vertoont. Dit onderscheid is cruciaal, vooral bij het simuleren van de hoge cumulatieve blootstellingen die typisch zijn voor militaire training, waarbij vrijwel geen enkele stagiair fatale gevolgen ondervindt van blootstelling aan LLB. De schijnbare afwezigheid van apneu of andere doodsoorzaken, zoals dodelijk longtrauma, zorgt voor de betrouwbaarheid en consistentie van het model, waardoor het wordt gepositioneerd als een voorkeurskeuze voor onderzoeken naar de klinisch relevante effecten van repetitieve LLB.

Dit protocol is specifiek voor een "open-ended" schokbuis met een driedelig ontwerp, bestaande uit driver-, spoel- en aangedreven secties. Zeer repetitieve LLB's kunnen haalbaar zijn met andere schokbuisontwerpen met de juiste aanpassingen aan het protocol. Open-ended schokbuisontwerpen worden vaak gebruikt voor de studie van door ontploffing geïnduceerd neurotrauma 46,47,48. De schokbuis met open uiteinde, met een open uitgangsuiteinde, zorgt ervoor dat de gegenereerde schokgolf zich vrij kan voortplanten over de lengte van de buis waar deze zijn doelwit (bijv. het dier) tegenkomt voordat hij het andere uiteinde van de buis verlaat. Dit ontwerp vergemakkelijkt de reproductie en studie van relatief zuivere primaire ontploffingsoverdrukken die de eigenschappen van ontploffingsexplosies benaderen zoals ze zouden optreden in het open veld48. Als gevolg hiervan wordt de natuurgetrouwheid van de empirisch gemeten ontploffingsoverdrukgolf vergeleken met een geïdealiseerde Friedlander-golf; Dit maakt het mogelijk om de prestaties van de buis te evalueren om een specifieke overdrukgebeurtenis te produceren. Om de blootstelling aan LLB te modelleren, gebruiken we een eerder beschreven48, op maat gemaakte, open ontploffingsbuis die oorspronkelijk is ontworpen om de effecten van HLB-ontploffingen van meer dan 200+ lbs trinitrotolueen (TNT) te reproduceren op een afstandsafstand van ~ 25 voet. Om hoge piekoverdrukken mogelijk te maken, wordt een gas onder druk gezet in de driver, die door een membraan van de spoel wordt gescheiden, waardoor het gas in de driver wordt afgesloten. De spoel wordt op zijn beurt ook gescheiden van het open gedeelte door een ander membraan. Dit tweede membraan maakt het mogelijk om de spoel afzonderlijk onder druk te zetten. Het tweekamersysteem zorgt ervoor dat de gassen in de driver onder druk worden gezet voorbij het normale breukpunt van het membraan. Dit gebeurt omdat de onder druk staande spoel als een buffer fungeert en het membraan ondersteunt op het raakvlak van de driver en de spoel, waardoor scheuren wordt voorkomen. Wanneer de bediener van de schokbuis een schokgolf bij de doeldruk wil genereren, blaast een elektronische klep gas uit de spoel, waardoor de druk in de spoel snel daalt en het overdrukgas in het aandrijfgedeelte zowel de aandrijf- als de spoelmembranen kan scheuren en snel over de lengte van de buis kan uitzetten waar het het dier in de doelzone tegenkomt. De belangrijkste aanpassing die de studie van LLB in high-performance buizen van dit ontwerp mogelijk maakt, is dat we de driver blokkeren en de spoel alleen gebruiken in combinatie met laagdrempelige membranen.

Om de betrouwbaarheid en reproduceerbaarheid van LLB-experimenten te garanderen, moeten tijdens de opzet bepaalde acties worden ondernomen. Het stevig vastzetten van de armen en benen bij de polsen en enkels is cruciaal. Dit minimaliseert variabiliteit in lichaamsbeweging en blootstelling aan ontploffingen en voorkomt onbedoelde verwondingen die de resultaten zouden kunnen verstoren. Bovendien helpt het naar binnen draaien van polsen en enkels de beweging van de aanhangsels naar de middellijn van het dier te sturen, waardoor het risico op distale verwondingen wordt verminderd die van invloed kunnen zijn op latere beoordelingen van motorische prestaties. Het rechttrekken van het hoofd en de kromming van de wervelkolom is een andere essentiële factor bij het garanderen van een uniforme blootstelling aan ontploffingen bij alle onderwerpen, omdat het helpt om mogelijke verschillen in bewegingsbereik te verminderen. Het verhogen van het percentage isofluraan dat wordt gebruikt voor anesthesie wordt aanbevolen voor protocollen die meerdere dagen of weken beslaan. Deze aanpassing helpt bij het handhaven van een consistente anesthesiediepte gedurende de verlengde experimentele duur. Onze ervaring is dat een verhoging van 0,5% isofluraan voldoende is om een adequate anesthesie te behouden.

Het is echter mogelijk dat anesthesietoediening via neuskegel niet mogelijk is voor alle ontwerpen van straalbuizen, vooral niet voor ontwerpen met volledige behuizingen die het niet mogelijk maken om de slang in het aangedreven gedeelte te plaatsen. In dergelijke gevallen kunnen injecteerbare anesthetica de voorkeur hebben. We raden aan om te bepalen hoeveel tijd nodig is voor de toediening van de herhaalde opeenvolgende ontploffingen en vervolgens voldoende verdoving toe te dienen om de bewusteloosheid tijdens de procedure te behouden. Tijdens de ontwikkeling van deze aangepaste methode kunnen aanvullende dierenwelzijnscontroles nodig zijn om een goed onderhoud van de anesthesie te garanderen. Bovendien kan het gebruik van injectables postacute responsmonitoring, zoals het verzamelen van oprichttijdmetingen, onmogelijk maken.

Ethische overwegingen zijn van het grootste belang bij dieronderzoek, en dit laboratoriumgebaseerde LLB-model bevat uitgebreide herstel- en monitoringprotocollen na de ontploffing. Humane eindpunten na blootstelling aan een ontploffing, waaronder ademhalingsmoeilijkheden, onvermogen om zichzelf recht te zetten, niet-ambulante status na een observatieperiode van 2 uur, epileptische bewegingen, onhandige bewegingen, slechtziendheid en tekenen van inwendige bloedingen of gebroken ledematen, worden nauwlettend geobserveerd. Met name LLB-blastmuizen hebben geen van deze aandoeningen vertoond in onze experimenten. Tijdens HLB's kunnen echter ledemaatfracturen optreden, vaak als gevolg van een bedieningsfout. Om dit risico te beperken, moeten de handen en voeten tijdens het vastzetten van de brancard naar de middellijn van het dier worden gedraaid. Deze techniek voorkomt dat de windvlaag de aanhangsels naar achteren veegt en de bijbehorende botten breekt.

De voordelen van dit repetitieve LLB-model reiken verder dan ethische overwegingen en omvatten praktische en methodologische aspecten. Het laboratoriumgebaseerde ontwerp elimineert de noodzaak om met explosieven om te gaan, waardoor de veiligheid en toegankelijkheid worden verbeterd. Het model is in hoge mate reproduceerbaar en aanpasbaar, waardoor onderzoekers blootstellingsparameters kunnen beïnvloeden door het gebruik van verschillende gassoorten, apparaatinstellingen en membraansterktes. Helium, dat hier is gekozen vanwege zijn vermogen om explosiekinetiek in het open veld te reproduceren49, kan een betrouwbare basislijn bieden 47,59,60. Het aanpassen van de piekdruk wordt empirisch bereikt door de dikte of sterkte van het retentiemembraan aan te passen, waardoor fijnafstemming voor specifieke experimentele vereisten mogelijk is. Ten slotte elimineert het LLB-model de impact van seizoens- of weersvariaties op gegevens, blootstelling van dieren en andere experimentele factoren. Deze consistentie zorgt voor robuuste en betrouwbare resultaten, waardoor dit repetitieve LLB-model een hulpmiddel van onschatbare waarde is voor longitudinaal en zeer repetitief explosieonderzoek.

Het begrijpen van ontploffingsgerelateerd neurotrauma vereist het ophelderen van letselmechanismen, ontploffingsintensiteitsmetrieken en drempelwaarden. Er zijn echter onzekerheden rond mechanismen voor menselijk hersenletsel in ontploffingsscenario's. Eerder voorgestelde criteria voor menselijk letsel na blootstelling aan ontploffingen waren gebaseerd op dierstudies, maar het is een uitdaging om deze studies rechtstreeks op mensen toe te passen vanwege onvolledige schaalcriteria bij soorten61. Schaling van longletsel op basis van de lichaamsgewicht van het dier is een uitzondering, gezien de aanwezigheid van geaccepteerde criteria62,63. Voorgestelde schalingswetten voor herseneffecten, gebaseerd op lichaam64,65 of hersenmassa66, zien echter bekende en onbekende anatomische verschillen over het hoofd, vooral met betrekking tot de beschermende structuren in en rond de hersenen. Massale schaling voorspelt hogere letselrisico's bij kleinere soorten, die worden tegengesproken door studies bij zowel vogels 67,68,69 als mensen 70. Het ontwikkelen van nauwkeurige schalingswetten vereist daarom een empirisch begrip van de relatie tussen de intensiteit van externe ontploffingen en interne herseneffecten tussen soorten. In het geval van LLB's is er heel weinig bekend over eenmalige of chronische blootstelling bij diermodellen of mensen. Als gevolg hiervan kunnen de empirische studies die nodig zijn om de ontwikkeling van toekomstige schalingswetten in het LLB-intensiteitsbereik te informeren, door onze methode worden gekatalyseerd.

Samenvattend vertegenwoordigt dit laboratoriumgebaseerde schokbuismodel een aanzienlijke vooruitgang in de studie van de chronische effecten van blootstelling aan LLB bij muizen. Door procedures op te nemen voor het modelleren van consistente overdrukken, prioriteit te geven aan herstel en monitoring na de ontploffing, en duidelijke voordelen ten opzichte van alternatieve modellen te benadrukken, kan dit laboratoriumgebaseerde LLB-model een betrouwbare en ethische keuze bieden voor het bevorderen van ons begrip van verwondingen die verband houden met chronische blootstelling aan LLB.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen financiële belangen om bekend te maken.

Dankbetuigingen

JSM ontving financiering van het Office of Biomedical Laboratory Research & Development (JSM, I01BX004896) van het Amerikaanse Department of Veterans Affairs (VA) en het VA Northwest Mental Illness Research Education and Clinical Center, een door het Congres gemandateerde VA-entiteit die onderzoek doet naar door ontploffing veroorzaakt hersenletsel en comorbide posttraumatische stress. JSM rapporteert niet-gerelateerde financiering van de FY22 Traumatic Brain Injury and Psychological Health Research Program Translational Research Award (W81XWH-22-TBIPHRPTRA, Award-nummer HT94252310755). De auteurs danken Andrew Shutes-David voor zijn redactionele hulp.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Adroit Thermal Recirculating Heat Pump (120 V)Parkland ScientificHTP-1500
Kopieerpapier, 75 g/m2 gewichtStaples897804
Wegwerp absorberende blauwe padsVWR82020-845
Forane inhalatieoplossingMedLine10019-360-60
HeliumLindeUN1046
Laboratoriumtape (1")VWR89098-076
LabView softwareEmersonV 2011
Medische zuurstofCentral Welding SupplyUN1072
Mylar, 0,005 dikteTapp Plastics22934
Kunststof huishoudfolieSanta Cruz Biotechnologysc-3687
Kunststof twist-tiesVWR11215-940
Pneumatische Shocktube (met driver- en spoelsecties; doelgebied afgestemd op muizen, 20 kHz bemonsteringssnelheidsdruksensoren, besturings- en acquisitiesoftware)BakerRisk, San Antonio, TXcustom
Herbruikbaar zwaar verwarmingskussen (12" x 18")Parkland Scientific121218
Rodent Ear Punch in schaarstijlKent ScientificINS750076-2
Schuifdeksel voor traditionele verdampersKent ScientificVetFlo-0530SM
VetFlo Isofluraan VerdamperKent ScientificVetFlo-1210S

Referenties

  1. Dal Cengio Leonardi, A., et al. Head orientation affects the intracranial pressure response resulting from shock wave loading in the rat. J Biomech. 45 (15), 2595-2602 (2012).
  2. Leonardi, A. D., Bir, C. A., Ritzel, D. V., VandeVord, P. J. Intracranial pressure increases during exposure to a shock wave. J Neurotrauma. 28 (1), 85-94 (2011).
  3. Li, Y., et al. Low-level primary blast induces neuroinflammation and neurodegeneration in rats. Mil Med. 184, Suppl 1 265-272 (2019).
  4. Ravula, A. R., et al. Animal model of repeated low-level blast traumatic brain injury displays acute and chronic neurobehavioral and neuropathological changes. Exp Neurol. 349, 113938(2022).
  5. Dickstein, D. L., et al. Brain and blood biomarkers of tauopathy and neuronal injury in humans and rats with neurobehavioral syndromes following blast exposure. Mol Psychiatry. 26 (10), 5940-5954 (2021).
  6. Perez-Garcia, G., et al. Chronic post-traumatic stress disorder-related traits in a rat model of low-level blast exposure. Behav Brain Res. 340, 117-125 (2018).
  7. Perez-Garcia, G., et al. Exposure to a predator scent induces chronic behavioral changes in rats previously exposed to low-level blast: implications for the relationship of blast-related TBI to PTSD. Front Neurol. 7, 176(2016).
  8. Perez Garcia, G., et al. Laterality and region-specific tau phosphorylation correlate with PTSD-related behavioral traits in rats exposed to repetitive low-level blast. Acta Neuropathol Commun. 9 (1), 33(2021).
  9. Perez Garcia, G., et al. Progressive cognitive and post-traumatic stress disorder-related behavioral traits in rats exposed to repetitive low-level blast. J Neurotrauma. 38 (14), 2030-2045 (2021).
  10. Perez-Garcia, G., et al. PTSD-related behavioral traits in a rat model of blast-induced mTBI are reversed by the mGluR2/3 receptor antagonist BCI-838. eNeuro. 5 (1), (2018).
  11. Gasperi, R., et al. Progressive transcriptional changes in the amygdala implicate neuroinflammation in the effects of repetitive low-level blast exposure in male rats. J Neurotrauma. 40 (5-6), 561-577 (2023).
  12. De Gasperi, R., et al. Metabotropic glutamate receptor 2 expression is chronically elevated in male rats with post-traumatic stress disorder related behavioral traits following repetitive low-level blast exposure. J Neurotrauma. , (2023).
  13. Gama Sosa, M. A., et al. Lack of chronic neuroinflammation in the absence of focal hemorrhage in a rat model of low-energy blast-induced TBI. Acta Neuropathol Commun. 5 (1), 80(2017).
  14. Gama Sosa, M. A., et al. Late chronic local inflammation, synaptic alterations, vascular remodeling and arteriovenous malformations in the brains of male rats exposed to repetitive low-level blast overpressures. Acta Neuropathol Commun. 11 (1), 81(2023).
  15. Gama Sosa, M. A., et al. Low-level blast exposure induces chronic vascular remodeling, perivascular astrocytic degeneration and vascular-associated neuroinflammation. Acta Neuropathol Commun. 9 (1), 167(2021).
  16. Hubbard, W. B., et al. Mitochondrial dysfunction after repeated mild blast traumatic brain injury is attenuated by a mild mitochondrial uncoupling prodrug. J Neurotrauma. 40 (21-22), 2396-2409 (2023).
  17. Hubbard, W. B., Velmurugan, G. V., Brown, E. P., Sullivan, P. G. Resilience of females to acute blood-brain barrier damage and anxiety behavior following mild blast traumatic brain injury. Acta Neuropathol Commun. 10 (1), 93(2022).
  18. Chen, M., et al. Proteomic profiling of mouse brains exposed to blast-induced mild traumatic brain injury reveals changes in axonal proteins and phosphorylated Tau. J Alzheimers Dis. 66 (2), 751-773 (2018).
  19. Saljo, A., Bolouri, H., Mayorga, M., Svensson, B., Hamberger, A. Low-level blast raises intracranial pressure and impairs cognitive function in rats: prophylaxis with processed cereal feed. J Neurotrauma. 27 (2), 383-389 (2010).
  20. Saljo, A., Svensson, B., Mayorga, M., Hamberger, A., Bolouri, H. Low-level blasts raise intracranial pressure and impair cognitive function in rats. J Neurotrauma. 26 (8), 1345-1352 (2009).
  21. Saljo, A., Arrhen, F., Bolouri, H., Mayorga, M., Hamberger, A. Neuropathology and pressure in the pig brain resulting from low-impulse noise exposure. J Neurotrauma. 25 (12), 1397-1406 (2008).
  22. Park, E., Gottlieb, J. J., Cheung, B., Shek, P. N., Baker, A. J. A model of low-level primary blast brain trauma results in cytoskeletal proteolysis and chronic functional impairment in the absence of lung barotrauma. J Neurotrauma. 28 (3), 343-357 (2011).
  23. Park, E., Eisen, R., Kinio, A., Baker, A. J. Electrophysiological white matter dysfunction and association with neurobehavioral deficits following low-level primary blast trauma. Neurobiol Dis. 52, 150-159 (2013).
  24. Woods, A. S., et al. Gangliosides and ceramides change in a mouse model of blast induced traumatic brain injury. ACS Chem Neurosci. 4 (4), 594-600 (2013).
  25. Rubovitch, V., et al. A mouse model of blast-induced mild traumatic brain injury. Exp Neurol. 232 (2), 280-289 (2011).
  26. Perez Garcia, G., et al. Repetitive low-level blast exposure improves behavioral deficits and chronically lowers Abeta42 in an Alzheimer disease transgenic mouse model. J Neurotrauma. 38 (22), 3146-3173 (2021).
  27. Chavko, M., Koller, W. A., Prusaczyk, W. K., McCarron, R. M. Measurement of blast wave by a miniature fiber optic pressure transducer in the rat brain. J Neurosci Methods. 159 (2), 277-281 (2007).
  28. Chavko, M., et al. Relationship between orientation to a blast and pressure wave propagation inside the rat brain. J Neurosci Methods. 195 (1), 61-66 (2011).
  29. Song, H., et al. Ultrastructural brain abnormalities and associated behavioral changes in mice after low-intensity blast exposure. Behav Brain Res. 347, 148-157 (2018).
  30. Song, H., et al. Proteomic analysis and biochemical correlates of mitochondrial dysfunction after low-intensity primary blast exposure. J Neurotrauma. 36 (10), 1591-1605 (2019).
  31. Konan, L. M., et al. Multi-focal neuronal ultrastructural abnormalities and synaptic alterations in mice after low-intensity blast exposure. J Neurotrauma. 36 (13), 2117-2128 (2019).
  32. Chen, S., et al. Low-intensity blast induces acute glutamatergic hyperexcitability in mouse hippocampus leading to long-term learning deficits and altered expression of proteins involved in synaptic plasticity and serine protease inhibitors. Neurobiol Dis. 165, 105634(2022).
  33. Li, C., et al. Low-intensity open-field blast exposure effects on neurovascular unit ultrastructure in mice. Acta Neuropathol Commun. 11 (1), 144(2023).
  34. Siedhoff, H. R., et al. Long-term effects of low-intensity blast non-inertial brain injury on anxiety-like behaviors in mice: home-cage monitoring assessments. Neurotrauma Rep. 3 (1), 27-38 (2022).
  35. Ahmed, F., Plantman, S., Cernak, I., Agoston, D. V. The temporal pattern of changes in serum biomarker levels reveals complex and dynamically changing pathologies after exposure to a single low-intensity blast in mice. Front Neurol. 6, 114(2015).
  36. Pun, P. B., et al. Low level primary blast injury in rodent brain. Front Neurol. 2, 19(2011).
  37. Lang, M., et al. Shooter-experienced blast overpressure in .50-caliber rifles. J Spec Oper Med. 18 (4), 87-91 (2018).
  38. Wiri, S., et al. Significant mitigation of blast overpressure exposure during training by adjustment of body position as demonstrated with field data. Mil Med. , (2023).
  39. Woodall, J. L. A., et al. Repetitive low-level blast exposure and neurocognitive effects in army ranger mortarmen. Mil Med. 188 (3-4), e771-e779 (2023).
  40. Wiri, S., et al. Dynamic monitoring of service members to quantify blast exposure levels during combat training using BlackBox Biometrics Blast Gauges: explosive breaching, shoulder-fired weapons, artillery, mortars, and 0.50 caliber guns. Front Neurol. 14, 1175671(2023).
  41. Belding, J. N., Englert, R., Bonkowski, J., Thomsen, C. J. Occupational risk of low-level blast exposure and TBI-related medical diagnoses: a population-based epidemiological investigation (2005-2015). Int J Environ Res Public Health. 18 (24), 12925(2021).
  42. Belding, J. N., Kolaja, C. A., Rull, R. P., Trone, D. W. Single and repeated high-level blast, low-level blast, and new-onset self-reported health conditions in the U.S. Millennium Cohort Study: An exploratory investigation. Front Neurol. 14, 1110717(2023).
  43. Belding, J. N., et al. Self-reported concussion symptomology during deployment: differences as a function of injury mechanism and low-level blast exposure. J Neurotrauma. 37 (20), 2219-2226 (2020).
  44. Belding, J. N., Khokhar, B., Englert, R. M., Fitzmaurice, S., Thomsen, C. J. The persistence of blast- versus impact-induced concussion symptomology following deployment. J Head Trauma Rehabil. 36 (6), E397-E405 (2021).
  45. McEvoy, C. B., Crabtree, A., Powell, J. R., Meabon, J. S., Mihalik, J. P. Cumulative blast exposure estimate model for Special Operations Forces combat soldiers. J Neurotrauma. 40 (3-4), 318-325 (2023).
  46. Long, J. B., et al. Blast overpressure in rats: recreating a battlefield injury in the laboratory. J Neurotrauma. 26 (6), 827-840 (2009).
  47. Reneer, D. V., et al. A multi-mode shock tube for investigation of blast-induced traumatic brain injury. J Neurotrauma. 28 (1), 95-104 (2011).
  48. Huber, B. R., et al. Blast exposure causes early and persistent aberrant phospho- and cleaved-tau expression in a murine model of mild blast-induced traumatic brain injury. J Alzheimers Dis. 37 (2), 309-323 (2013).
  49. Reeder, E. L., et al. Effect of driver gas composition on production of scaled Friedlander waveforms in an open-ended shock tube model. Biomed Phys Eng Express. 8 (6), (2022).
  50. Frueh, B. C., et al. 34;Operator syndrome": A unique constellation of medical and behavioral health-care needs of military special operation forces. Int J Psychiatry Med. 55 (4), 281-295 (2020).
  51. Stewart, W., Trujillo, K. Modern warfare destroys brains: Creating awareness and educating the force on the effects of blast traumatic brain injury. Harvard Kennedy School, Belfer Center for Science and International Affairs. , https://www.belfercenter.org/sites/default/files/2020-07/ModernWarfareDestroysBrains.pdf 1-69 (2020).
  52. Lipov, E., Sethi, Z., Nandra, G., Frueh, C. Efficacy of combined subanesthetic ketamine infusion and cervical sympathetic blockade as a symptomatic treatment of PTSD/TBI in a special forces patient with a 1-year follow-up: A case report. Heliyon. 9 (4), e14891(2023).
  53. Ivory, H. R. Stellate ganglion block as treatment for risk taking behaviors among Naval Special Warfare operators and Veterans. DNA Reporter. 48 (3), 9(2023).
  54. Schindler, A. G., et al. Repetitive blast mild traumatic brain injury increases ethanol sensitivity in male mice and risky drinking behavior in male combat veterans. Alcohol Clin Exp Res. 45 (5), 1051-1064 (2021).
  55. Meabon, J. S., et al. Repetitive blast exposure in mice and combat veterans causes persistent cerebellar dysfunction. Sci Transl Med. 8 (321), 326(2016).
  56. Garman, R. H., et al. Blast exposure in rats with body shielding is characterized primarily by diffuse axonal injury. J Neurotrauma. 28 (6), 947-959 (2011).
  57. Vu, P. A., et al. Transient disruption of mouse home cage activities and assessment of orexin immunoreactivity following concussive- or blast-induced brain injury. Brain Res. 1700, 138-151 (2018).
  58. Logsdon, A. F., et al. Low-intensity blast wave model for preclinical assessment of closed-head mild traumatic brain injury in rodents. J Vis Exp. (165), (2020).
  59. Panzer, M. B., et al. A multiscale approach to blast neurotrauma modeling: Part I - Development of novel test devices for in vivo and in vitro blast injury models. Front Neurol. 3, 46(2012).
  60. Kumar, R., Nedungadi, A. Using gas-driven shock tubes to produce blast wave signatures. Front Neurol. 11, 90(2020).
  61. Panzer, M. B., Wood, G. W., Bass, C. R. Scaling in neurotrauma: how do we apply animal experiments to people. Exp Neurol. 261, 120-126 (2014).
  62. Bowen, I. G., Fletcher, E. R., Richmond, D. R., Hirsch, F. G., White, C. S. Biophysical mechanisms and scaling procedures applicable in assessing responses of the thorax energized by air-blast overpressures or by nonpenetrating missiles. Ann N Y Acad Sci. 152 (1), 122-146 (1968).
  63. Bass, C. R., Rafaels, K. A., Salzar, R. S. Pulmonary injury risk assessment for short-duration blasts. J Trauma. 65 (3), 604-615 (2008).
  64. Bass, C. R., et al. Brain injuries from blast. Ann Biomed Eng. 40 (1), 185-202 (2012).
  65. Rafaels, K., et al. Survival risk assessment for primary blast exposures to the head. J Neurotrauma. 28 (11), 2319-2328 (2011).
  66. Wood, G. W., et al. Scaling in blast neurotrauma. Injury Biomechanics Res: Proceedings of the 40th International Workshop. , 549-558 (2013).
  67. Wang, L., et al. Why do woodpeckers resist head impact injury: a biomechanical investigation. PLoS One. 6 (10), e26490(2011).
  68. Van Wassenbergh, S., et al. Woodpeckers minimize cranial absorption of shocks. Curr Biol. 32 (14), 3189-3194 (2022).
  69. Gibson, L. Woodpecker pecking: how woodpeckers avoid brain injury. J Zool. 270 (3), 462-465 (2006).
  70. Jean, A., et al. An animal-to-human scaling law for blast-induced traumatic brain injury risk assessment. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (43), 15310-15315 (2014).

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Muizen met blootstelling aan blastgolvenrepetitief blastmodelpneumatische schokbuisblastletselparadigmaelektronenmicroscopieneurobehaviorale beoordelingdruk tijdanalysechronische blootstelling aan blastgolvenmilitair hersentrauma

Gerelateerde artikelen