Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Neonatale beenmergisolatie bij muizen en bereiding van van beenmerg afgeleide macrofagen

3.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66613

⸱

24 mei 2024

 ,  , 
1Department of Microbiology, Immunology, & Cell Biology, West Virginia University School of Medicine, 2Vaccine Development Center, West Virginia University Health Sciences Center

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een niet-enzymatische en eenvoudige methode voor het isoleren van 7-9 dagen oude neonatale beenmergcellen van muizen en het genereren van gedifferentieerde macrofagen met behulp van een supernatans van L929-cellen als bron van granulocytkoloniestimulerende factor (M-CSF). De van beenmerg afgeleide macrofagen werden verder geanalyseerd op oppervlakteantigenen F4/80, CD206, CD11b en functionele competentie.

Samenvatting

Verschillende technieken voor het isoleren van beenmerg van volwassen muizen zijn goed ingeburgerd. Het isoleren van beenmerg van neonatale muizen is echter uitdagend en tijdrovend, maar voor sommige modellen is het translationeel relevant en noodzakelijk. Dit protocol beschrijft een efficiënte en ongecompliceerde methode voor het bereiden van beenmergcellen van pups van 7-9 dagen oud. Deze cellen kunnen vervolgens verder worden geïsoleerd of gedifferentieerd tot specifieke celtypen die van belang zijn. Macrofagen zijn cruciale immuuncellen die een belangrijke rol spelen bij ontstekingen en infecties. Tijdens de ontwikkeling dragen neonatale macrofagen aanzienlijk bij aan de hermodellering van weefsel. Bovendien verschillen het fenotype en de functies van neonatale macrofagen van die van hun volwassen tegenhangers. Dit protocol schetst ook de differentiatie van neonatale macrofagen van de geïsoleerde beenmergcellen in aanwezigheid van L929-geconditioneerd medium. Oppervlaktemarkers voor gedifferentieerde neonatale macrofagen werden beoordeeld met behulp van flowcytometrische analyse. Om de functionaliteit aan te tonen, werd de fagocytische efficiëntie ook getest met behulp van pH-gevoelige kleurstofgeconjugeerde Escherichia coli.

Inleiding

Beenmerg omsluit zowel hematopoëtische als mesenchymale stamcelpopulaties die zichzelf hernieuwbaar zijn en kunnen worden gedifferentieerd in verschillende cellijnen. Hematopoëtische stamcellen in het beenmerg geven aanleiding tot myeloïde en lymfoïde lijnen1. Mesenchymale stamcellen produceren osteoblasten (bot), adipocyten (vet) of chondrocyten (kraakbeen)2. Deze cellen hebben meerdere toepassingen op het gebied van celbiologie en weefselmanipulatie, waaronder gentherapie 3,4. Voorlopercellen die in het beenmerg aanwezig zijn, differentiëren tot specifieke celtypen in aanwezigheid van afstammingsspecifieke groeifactoren. Erytropoëtine bevordert de proliferatie van erytroïde voorlopercellen, granulocytkoloniestimulerende factor (G-CSF) stimuleert de groei van neutrofielenkolonies en trombopoëtine reguleert de productie van bloedplaatjes als enkele voorbeelden van afstammingsspecifieke groeifactoren5. Celoppervlakteantigeen gelabeld FACS en magnetisch geactiveerde celsortering (MACS) zijn gevestigde methoden voor isolatie en zuivering van de specifieke van beenmerg afgeleide celtypen6.

Hoewel neonatale studies vooruitgang boeken in de richting van het vinden van de oorzaken van neonatale sterfgevallen en het aanpakken van de complicaties tijdens vroeggeboorten, blijft directe therapeutische ontwikkeling een onvervulde medische behoefte. Smith en Davis verklaarden: "Pediatrische patiënten blijven therapeutische weeskinderen"7. Er zijn verschillende uitdagingen, zoals kleine steekproeven, levenslange effecten van de uitkomst en ethische kwesties bij het verkrijgen van toestemming in klinische onderzoeken naar pasgeborenen8. Daarom is er een grote vraag naar in vivo en in vitro onderzoeksmodellen die specifiek zijn voor pasgeborenen om translationele relevantie te bereiken. Vanwege de overeenkomsten tussen anatomische en weefselniveaus, korte zwangerschapsperioden en worpgroottes, zijn knaagdieren het meest bestudeerde zoogdiermodelsysteem.

Hier beschrijven we een gedetailleerde, zeer haalbare en reproduceerbare procedure voor het isoleren van beenmerg van 7-9 dagen oude muizenpups en hun vermogen om te differentiëren in macrofagen. Een verscheidenheid aan cellijnen kan echter worden bereikt met behulp van verschillende differentiatiesignalen. We tonen ook de aanwezigheid aan van merkers op het celoppervlak en de aanwezigheid van in vitro fagocytische activiteit die wordt verwacht voor van beenmerg afgeleide macrofagen (BMDM's).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures werden goedgekeurd door de West Virginia Institutional Animal Care and Use Committees en werden uitgevoerd volgens de aanbevelingen van de Guide for the Care and Use of Laboratory Animals van de National Research Council. Voor dit onderzoek werden C57BL/6J muizenpups gebruikt. De details van alle gebruikte reagentia en apparatuur staan vermeld in de Tabel met materialen.

1. Voorbereiding van de media

  1. Bereid 3 ml MEM-kweekmedia aangevuld met 10% FBS, 2 mM glutamine, 25 mM HEPES en penicilline (100 E/ml)/streptomycine (100 μg/ml) in een centrifugebuis van 5 ml en bewaar het op ijs.
  2. Indien nodig voor het bewaren van beenmergvoorlopercellen in vloeibare stikstof, bereid dan vriesmedia voor die 10% DMEM, 80% FBS en 10% DMSO bevatten.
  3. Voor volledige DMEM bereidt u DMEM aangevuld met 10% FBS, 2 mM glutamine, 25 mM HEPES en penicilline (100 E/ml)/streptomycine (100 μg/ml).
  4. Voor macrofaagdifferentiatie bereidt u DMEM aangevuld met 10% FBS, 2 mM glutamine, penicilline (100 E/ml)/streptomycine (100 μg/ml) en 10% L929-cel supernatans 9,10,11.

2. Bovendrijvend preparaat met L929-cellen

  1. Ontdooi L929-cellen die zijn opgeslagen in vloeibare stikstof en breng ze over naar een centrifugebuis van 15 ml met 5 ml volledige DMEM. Centrifugeer op 350 x g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur.
  2. Resuspendeer de cellen in 5 ml volledige DMEM-media en zaai ze in een T25-weefselkweekkolf met een dichtheid van 2×105 cellen. Tel de cellen met een geautomatiseerde cellenteller met 0,4% trypanblauw. Incubeer bij 37 °C met 5% CO2 tot ze 70% confluentie bereiken.
  3. Om de cellen los te maken, wast u ze eerst met 5 ml fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS). Zuig de PBS op en vervang deze door 2,5 ml 0,05% trypsine-EDTA.
  4. Incubeer bij 37 °C met 5% CO2 gedurende 5 minuten en voeg 5 ml volledige DMEM toe.
  5. Verzamel de cellen en centrifugeer op 350 x g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur.
  6. Resuspendeer de celpellet in 15 ml volledig DMEM-medium en breng het over in een T75-kolf.
  7. Incubeer bij 37 °C met 5% CO2 tot de cellen 90% confluentie bereiken, verzamel vervolgens het medium en centrifugeer bij 500 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C. Filtreer de media die M-CSF bevatten door een filter van 0,45 μm en vries in bij -80 °C in aliquots van 5 ml.

3. Voorbereiding van dieren

  1. Scheid onder een bioveiligheidskast de 7-9 dagen oude C57BL/6J muizenpups (een nest van 6 pups) voorzichtig van de moeder en plaats ze in een aparte kooi.
  2. Week een watje in 2 ml isofluraan van veterinaire kwaliteit in een stolp of een andere insluitingskamer.
  3. Plaats een pup in de kamer en sluit het deksel. Houd de pasgeborene ongeveer 90 seconden in de gaten om ervoor te zorgen dat deze onbeweeglijk en bewusteloos wordt.
  4. Verwijder de pup snel en onthoofd hem met een scherpe schaar (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen) voordat de pup weer bij bewustzijn kan komen.
    OPMERKING: Pasgeborenen ademen niet diep genoeg voor euthanasie door inhalatie van isofluraan alleen.
  5. Zorg ervoor dat u het deksel van de container sluit nadat elke pup is verwijderd. Hetzelfde watje kan worden gebruikt voor 5-7 pups.

4. Isolatie van neonataal beenmerg

  1. Steriliseer het lichaam van de pasgeborene met 70% ethanol.
  2. "Maak met een tang en een chirurgische schaar met fijne punt een incisie tussen de
    buik en achterpoten. Verwijder de huid door naar de voet van de achterpoten te trekken.
  3. Schraap het bindweefsel en de spier die aan de botten vastzit met een tang met scherpe randen.
  4. Knip het scheenbeen en het dijbeen, zoals weergegeven in afbeelding 1, af met een schaar om ze los te maken en te verwijderen. Plaats deze botten met een tang in de mediabuis op ijs. Herhaal het proces voor elke pup.
  5. Breng de botten met behulp van een tang over in een zeef van 40 μm met een verzamelbuis. Plet de botten en laat het merg los door met een zuiger van 3 ml tegen de zeef te drukken.
  6. Centrifugeer de celsuspensie bij 350 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C.
  7. Aspireer het supernatans op en resuspendeer de cellen door voorzichtig pipetteren in 0,2% NaCl, een hypotone oplossing voor de lysis van erytrocyten. Voeg onmiddellijk een gelijk volume van 1,6% NaCl toe om de oplossing isotoon te maken.
  8. Centrifugeer bij 350 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C en verwijder de lysisoplossing.
  9. Resuspendeer in volledige DMEM voor onmiddellijk gebruik of vriesmedia voor opslag en tel de cellen met behulp van een hemocytometer of geautomatiseerde celteller.
    OPMERKING: Voor de huidige studie leverde deze methode 6,55 (± 1,44) × 106 beenmergcellen/pup op (Figuur 1E).
  10. Bewaar de cellen bij -80 °C in vriesmedia of gebruik ze onmiddellijk zoals hieronder beschreven.
    OPMERKING: Vanwege de ouderdom zijn botten transparant en helder genoeg om het merg erdoorheen te visualiseren. Het is belangrijk om voorzichtig te zijn bij het trekken aan de botten, omdat het uitoefenen van lichte druk erop voldoende kan zijn om het merg los te laten. Het merg in de neonatale botten heeft de vorm van vloeistof in plaats van een intacte draad die wordt aangetroffen in volwassen botten. Het is moeilijk om het merg te verzamelen als het ontsnapt tijdens het verzamelen van de botten.

5. Differentiatie van neonatale beenmerg-afgeleide macrofagen

  1. Zaad 2 × 107 beenmergcellen per T75-kolf in 10 ml volledige DMEM die 10% L929-celsupernatans (2,5 ml) bevat als bron van M-CSF. Incubeer de kweekschalen bij 37 °C met 5% CO2 gedurende 5 dagen. Voeg 2 ml L929-geconditioneerde media toe op dag 3 van de differentiatie.
  2. Bekijk de cellen dagelijks onder de microscoop met behulp van een omgekeerde microscoop en een beeldvormingssysteem met een vergroting van 20x. Bij differentiatie zouden macrofagen aanhangend, langwerpig en heterogeen moeten lijken (Figuur 2).
  3. Om de macrofagen te oogsten voor stroomafwaartse tests, zuigt u de differentiatiemedia op.
  4. Was de cellen met 5 ml PBS om niet-klevende cellen en serumeiwitten te verwijderen die de loslating verstoren. Zuig de PBS op.
  5. Oogst de cellen door 5 ml 0,05% trypsine-EDTA aan de kolf toe te voegen. Zet de kweekkolf gedurende 5 minuten op 37 °C met 5% CO2 -incubator en voeg 5 ml DMEM toe.
  6. Pipeteer de cellen om ze los te maken en centrifugeer ze gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur bij 350 x g .
  7. Dissocieer de celpellet in 1 ml volledige DMEM en tel en controleer de levensvatbaarheid van de cel met behulp van trypan blue. BMDM's geïsoleerd met deze methode zijn 7,05 (± 2,52) ×105 cellen/pup (Figuur 1E).
    OPMERKING: Let op de aanwezigheid van spoelvormige cellen die op dag twee van de differentiatie beginnen te verschijnen (Figuur 1B, rode pijlen). Als de kleur van de media geel wordt, wat aangeeft dat ze op zijn, voeg dan meer L929-geconditioneerde media toe op dag 4 van differentiatie; Volledige vervanging van media wordt niet aanbevolen.

6. Immunolabeling en flowcytometrische analyse

  1. Blokkeer niet-specifieke antilichaamlabeling van de BMDM's (2x105/label) door behandeling met 10 μL/107 cellen FcR-blokkerend reagens volgens de aanbevelingen van de fabrikant in een volume van 100 μL/label flowcytometriebuffer (PBS aangevuld met 2 mM EDTA en 0,5% runderserumalbumine). Blijf 10 minuten op het ijs staan.
    OPMERKING: De cellen kunnen in bulk of in individuele putjes of buizen worden geblokkeerd. Alle volgende stappen geven hoeveelheden en volumes aan per individueel celmarkerlabel bij een eindvolume van 100 μL.
  2. Was de cellen door 200 μL flowcytometriebuffer toe te voegen en centrifugeer op 525 x g gedurende 7 minuten bij kamertemperatuur.
  3. Verwijder het supernatans en zaai de cellen in een U-bodem 96 putjes met een dichtheid van 5 × 105 cellen per putje. Kleurcellen door FVS780-Live/Dead cell-telling kleurstof verdund tot 3,000-voudig en 0.625 μL BV786-CD11b, PE-F4/80 en AlexaFluor488-CD206 toe te voegen in 100 μL flowcytometriebuffer hetzij afzonderlijk of in combinatie 12,13,14,15. Incubeer de cellen gedurende 45 minuten op ijs bedekt met folie.
  4. Voeg 100 μL flowcytometriebuffer toe en was de cellen door 7 minuten bij kamertemperatuur te centrifugeren op 525 x g .
  5. Zuig het supernatans op en draai de celpellet voorzichtig rond. Voeg 100 μl 0,4% paraformaldehyde toe aan elk putje en incubeer een nacht bij 4 °C.
  6. Was de cellen door 100 μL flowcytometriebuffer en pellet toe te voegen door centrifugatie op 525 x g gedurende 7 minuten bij kamertemperatuur.
  7. Resuspendeer de cellen in 400 μL flowcytometriebuffer en analyseer met behulp van een flowcytometer.

7. In-vitrotest om de fagocytische werkzaamheid van neonatale beenmerg-afgeleide macrofagen te evalueren

  1. Resuspendeer de BMDM's in volledige DMEM zonder fenolrood of antibiotica en zaai ze met een dichtheid van 2 × 105/ kwadrant in een 35 mm quad schaal met een volume van 500 μL.
  2. Om het bacteriële inoculum te bereiden bij een multipliciteit van infectie (MOI) van 25 of een ander gewenst MOI, verwijdert u een vooraf berekende voorraad Escherichia coli O1:K1:H7 die bij -80 °C is bewaard.
  3. Aliquot het gewenste volume bacteriën in een microcentrifugebuisje van 1,7 ml. Was de bacteriën door PBS toe te voegen aan een totaal volume van 1 ml. Pelleteer de bacteriën door centrifugeren bij 2.000 x g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur. Herhaal de wasstap.
  4. Resuspendeer de bacteriekorrel in 50 μL PBS en voeg groene fluorescerende pH-gevoelige kleurstof toe tot een eindconcentratie van 500 μM. Dit is een pH-gevoelige kleurstof zonder fluorescerend signaal bij neutrale pH en fluoresceert helder in zure omgevingen, zoals aangezuurde fagosomen, tijdens het proces van fagocytose.
  5. Incubeer de bacteriecellen 20 minuten in het donker voor kleurstofconjugatie.
  6. Was de bacteriën vier keer met 1 ml PBS door centrifugeren bij 1000 × g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur.
  7. Resuspendeer de bacteriën in 500 μL volledige DMEM zonder fenolrood en voeg toe aan de BMDM-culturen.
  8. Incubeer de BMDM's bij 37 °C in 5% CO2 -incubator gedurende 4 uur en voeg vervolgens 200 ng van een celdoorlatende rode fluorescerende kleurstof toe die de lysosomen kleurt.
    OPMERKING: Fagocytaire bacteriën kunnen worden gevisualiseerd door fluorescerende microscopie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Met behulp van de methode die in deze studie wordt beschreven, kunnen 25 tot 37 miljoen beenmergcellen met succes worden geïsoleerd uit een worpgrootte van vijf C57BL/6 muizenjongen. Deze methode is gevalideerd met worpgroottes variërend van 5 tot 7 pups. De minimumleeftijd voor isolatie in onze experimenten is 7 dagen oud. Afhankelijk van de worpgrootte en het aantal cellen dat nodig is voor het experiment van minder dan een miljoen, kunnen onderzoekers dit protocol proberen voor muizen jonger dan 7 dagen oud. In aanwez...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Onderzoek met neonatale muismodellen kan een aantal uitdagingen met zich meebrengen. Pasgeborenen hebben een zich ontwikkelend immuunsysteem dat uniek is in vergelijking met volwassenen8. Als zodanig mogen gegevens die zijn gegenereerd uit volwassen diermodellen niet worden verondersteld van toepassing te zijn op pasgeborenen, en verschillende gepubliceerde werken hebben dit idee goed verwoord18,19. Daarom zijn neonatale-specifieke modelle...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten die relevant zijn voor dit artikel.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de National Institutes of Health [R01 AI163333] aan CMR. We erkennen aanvullende financiële steun die wordt verleend aan de West Virginia University Flow Cytometry and Single Cell Core Facility door de volgende subsidies: WV CTSI-subsidie GM104942, Tumor Microenvironment CoBRE-subsidie GM121322 en NIH-subsidie OD016165.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
40 µm strainerGreiner542040Celcultuur
96 well round (U) bottom plateThermo Scientific12-565-65Celcultuur
Anti-mouse CD11b-BV786BD Biosciences740861FACS-analyse
Anti-mouse CD206-Alexa Fluor488BD Biosciences141709FACS-analyse
Anti-mouse F4/80-PEBD Biosciences565410FACS-analyse
Countess3Thermo ScientificTSI-C3ACCAutomatische celteller
DMEMHycloneSH30022.01Celcultuur
DMSOVWRWN182Celcultuur
DPBS, 1xCorning21-031-CVCelcultuur
Escherichia coli O1:K1:H7ATCC11775Infectie
EVOS FL Invitrogen12-563-649Celbeeldingssysteem 
FBSAvantor 76419-584Celcultuur
FluoroBright BMDMThermo fisher ScientificA1896701Kleurstofvrije kweekmedia
GlutamineCytivaSH30034.01Celcultuur
HEPESCytivaSH30237.01Celcultuur
L-929ATCCDifferentiatie
LSRFortessaBecton DickinsonFlowcytometer
Lysotracker red DND 99InvitrogenL7528Fluorescente kleurstof
MEMCorning15-010-CVCelcultuur
Penicilline /streptomycine HycloneSV30010Celcultuur
pHrodo green STP ester InvitrogenP35369Fluorescente kleurstof
T75 flaconCell star658170Celcultuur
Trypsine-EDTAGibco25300120Celcultuur
Zeiss 710 ZeissP20GM103434Confocaal

Referenties

  1. Lucas, D. Structural organization of the bone marrow and its role in hematopoiesis. Curr Opin Hematol. 28 (1), 36-42 (2021).
  2. Deb, A. How stem cells turn into bone and fat. N Engl J Med. 380 (23), 2268-2270 (2019).
  3. Lin, H., Sohn, J., Shen, H., Langhans, M. T., Tuan, R. S. Bone marrow mesenchymal stem cells: Aging and tissue engineering applications to enhance bone healing. Biomaterials. 203, 96-110 (2019).
  4. Soleimani, M., Nadri, S. A protocol for isolation and culture of mesenchymal stem cells from mouse bone marrow. Nat Protoc. 4 (1), 102-106 (2009).
  5. Kaushansky, K. Lineage-specific hematopoietic growth factors. N Engl J Med. 354 (19), 2034-2045 (2006).
  6. Huang, S., et al. An improved protocol for isolation and culture of mesenchymal stem cells from mouse bone marrow. J Orthop Translat. 3 (1), 26-33 (2015).
  7. Smith, A. M., Davis, J. M. Challenges and opportunities to enhance global drug development in neonates. Curr Opin Pediatr. 29 (2), 149-152 (2017).
  8. Lagler, F. B., Hirschfeld, S., Kindblom, J. M. Challenges in clinical trials for children and young people. Arch Dis Child. 106 (4), 321-325 (2021).
  9. Heap, R. E., et al. Proteomics characterization of the L929 cell supernatant and its role in BMDM differentiation. Life Sci Alliance. 4 (6), 202000957(2021).
  10. Weischenfeldt, J., Bone Porse, B. marrow-derived macrophages (BMM): Isolation and Applications. CSH Protoc. 2008, pub prot5080 (2008).
  11. Goncalves, R., Kaliff Teofilo Murta, G., Aparecidade de Souza, I., Mosser, D. M. Isolation and culture of bone marrow-derived macrophages from mice. J Vis Exp. (196), e64566(2023).
  12. Perfetto, S. P., et al. Amine reactive dyes: An effective tool to discriminate live and dead cells in polychromatic flow cytometry. J Immunol Methods. 313 (1-2), 199-208 (2006).
  13. Springer, T., Galfre, G., Secher, D. S., Milstein, C. Mac-1: A macrophage differentiation antigen identified by monoclonal antibody. Eur J Immunol. 9 (4), 301-306 (1979).
  14. Austyn, J. M., Gordon, S. F4/80, a monoclonal antibody directed specifically against the mouse macrophage. Eur J Immunol. 11 (10), 805-815 (1981).
  15. Akbarshahi, H., Menzel, M., Posaric Bauden, M., Rosendahl, A., Andersson, R. Enrichment of murine CD68+ CCR2+ and CD68+ CD206+ lung macrophages in acute pancreatitis-associated acute lung injury. PLoS One. 7 (10), e42654(2012).
  16. Yao, Y., Xu, X. H., Jin, L. Macrophage polarization in physiological and pathological pregnancy. Front Immunol. 10, 792(2019).
  17. Lu, L., et al. Differential expression of CD11c defines two types of tissue-resident macrophages with different origins in steady-state salivary glands. Sci Rep. 12 (1), 931(2022).
  18. Harbeson, D., Ben-Othman, R., Amenyogbe, N., Kollmann, T. R. Outgrowing the immaturity myth: The cost of defending from neonatal infectious disease. Front Immunol. 9, 1077(2018).
  19. Kollmann, T. R., Kampmann, B., Mazmanian, S. K., Marchant, A., Levy, O. Protecting the newborn and young infant from infectious diseases: Lessons from immune ontogeny. Immunity. 46 (3), 350-363 (2017).
  20. Loopmans, S., Stockmans, I., Carmeliet, G., Stegen, S. Isolation and in vitro characterization of murine young-adult long bone skeletal progenitors. Front Endocrinol (Lausanne). 13, 930358(2022).
  21. Winterberg, T., et al. Distinct phenotypic features of neonatal murine macrophages). Eur J Immunol. 45 (1), 214-224 (2015).
  22. de Brito Monteiro, L., et al. M-CSF- and L929-derived macrophages present distinct metabolic profiles with similar inflammatory outcomes. Immunobiology. 225 (3), 151935(2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Neonataal beenmergmacrofaagdifferentiatieflowcytometriefagocytose-assayL929-geconditioneerd mediumhypotone oplossingEscherichia coli-infectiecelteller
Neonatale beenmergisolatie bij muizen en bereiding van van beenmerg afgeleide macrofagen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.