Methodenartikel

Basisopname: een techniek voor het analyseren van reacties van smaakneuronen in Drosophila

2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66665

⸱

1 maart 2024

 , 
1Department of Molecular, Cellular and Developmental Biology, Yale University, 2Department of Entomology, The Connecticut Agricultural Experiment Station

In dit artikel

Samenvatting

Een zelden gebruikte methode van elektrofysiologische registratie, basisregistratie, maakt analyse mogelijk van kenmerken van smaakcodering die niet kunnen worden onderzocht met conventionele registratiemethoden. Basisregistratie maakt ook de analyse mogelijk van smaakreacties op hydrofobe stimuli die niet kunnen worden bestudeerd met behulp van traditionele elektrofysiologische methoden.

Samenvatting

Insecten proeven de buitenwereld via smaakharen, of sensilla, die poriën aan hun uiteinden hebben. Wanneer een sensillum in contact komt met een potentiële voedselbron, komen verbindingen van de voedselbron via de porie binnen en activeren ze neuronen binnenin. Al meer dan 50 jaar worden deze reacties geregistreerd met behulp van een techniek die tipregistratie wordt genoemd. Deze methode heeft echter grote beperkingen, waaronder het onvermogen om neurale activiteit voor of na stimuluscontact te meten en de vereiste dat tastanten oplosbaar zijn in waterige oplossingen. We beschrijven hier een techniek die we base recording noemen, die deze beperkingen overwint. Basisregistratie maakt het mogelijk om de activiteit van smaakneuronen voor, tijdens en na de stimulus te meten. Het maakt dus een uitgebreide analyse mogelijk van UIT-reacties die optreden na een smaakstimulus. Het kan worden gebruikt om hydrofobe verbindingen te bestuderen, zoals feromonen met een lange keten die een zeer lage oplosbaarheid in water hebben. Samenvattend biedt basisregistratie de voordelen van single-sensillum elektrofysiologie als middel om neuronale activiteit te meten - hoge ruimtelijke en temporele resolutie, zonder de noodzaak van genetische hulpmiddelen - en overwint het de belangrijkste beperkingen van de traditionele tipregistratietechniek.

Inleiding

Insecten, waaronder drosofifielvliegen, zijn begiftigd met een geavanceerd smaaksysteem waarmee ze complexe chemische informatie uit hun omgeving kunnen halen. Dit systeem stelt hen in staat om de chemische samenstelling van verschillende stoffen te onderscheiden en onderscheid te maken tussen voedzame stoffen en schadelijke 1,2.

De kern van dit systeem wordt gevormd door gespecialiseerde structuren die bekend staan als smaakharen of sensilla, strategisch geplaatst op verschillende lichaamsdelen. Bij drosofielvliegen bevinden deze sensilla zich op het labellum, het belangrijkste smaakorgaan van de vliegenkop 1,2,3,4, evenals op de poten en vleugels 1,2,5,6. Het labellum bevindt zich aan het uiteinde van de proboscis en bevat twee lobben 4,7,8. Elke lob is bedekt met 31 smaakgevoeligen, gecategoriseerd als kort, lang en gemiddeld 4,7,8. Deze sensilla bevatten elk 2-4 smaakneuronen 1,2,9,10. Deze smaakneuronen brengen leden van ten minste vier verschillende genfamilies tot expressie, namelijk de genen Gustatorium receptor (Gr), Ionotrope receptor (Ir), Pickpocket (Ppk) en Transient receptor potential (Trp) 1,2,11,12,13. Deze diversiteit aan receptoren en kanalen stelt insecten in staat om een breed scala aan chemische verbindingen te herkennen, waaronder zowel niet-vluchtige als vluchtige signalen 1,2,14.

Al meer dan 50 jaar hebben wetenschappers de respons van smaakneuronen en hun receptoren gekwantificeerd met behulp van een techniek die tipregistratiewordt genoemd 3,4,6,8,13,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24 ,25,26,27,28,
29,30,31,32,33,34,35. Deze methode heeft echter grote beperkingen. Ten eerste kan neurale activiteit alleen worden gemeten tijdens contact met de stimulus, en niet voor of na contact. Deze beperking sluit het meten van spontane spiking-activiteit uit en voorkomt het meten van OFF-reacties. Ten tweede kunnen alleen smaakstoffen worden getest die oplosbaar zijn in waterige oplossingen.

Deze beperkingen kunnen worden overwonnen door een zelden gebruikte alternatieve elektrofysiologische techniek die 'basisregistratie' wordt genoemd. Hier beschrijven we deze techniek, die we hebben aangepast van een methode die werd gebruikt door Marion-Poll en collega's24, en laten we de cruciale smaakcoderingskenmerken zien die het nu gemakkelijk kan meten14.

Protocol

Het volgende protocol voldoet aan alle richtlijnen voor dierenverzorging van Yale University.

1. Vliegen

  1. Plaats 10-15 nieuw opgekomen vliegen in verse standaard kweekflesjes bij 25 °C en 60% relatieve vochtigheid in een licht-donkercyclus van 12:12 uur.
  2. Gebruik vliegen als ze 3-7 dagen oud zijn.

2. Chemosensorische prikkels

  1. Verkrijg chemosensorische prikkels van de hoogst beschikbare zuiverheid. Bewaar ze zoals aanbevolen door de verkoper tot gebruik.
  2. Los chemosensorische prikkels op en verdun tot de gewenste concentraties in water of een ander gewenst, niet-toxisch oplosmiddel zoals paraffineolie. Roer de bereide oplossingen gedurende minimaal 1 uur in het geval van opgeloste vaste verbindingen.

3. Glazen stimulus capillair

  1. Trek aan een glazen capillair om de stimulus van een capillair van borosilicaatglas (100 mm lengte, 1 mm buitendiameter, 0,58 mm binnendiameter) vast te houden met behulp van een pipettrekker. Streef naar een tipdiameter tussen 3 μm en 10 μm.
  2. Vul het glazen capillair met de gewenste stimulusoplossing met behulp van een microloader-pipetpunt. Zorg ervoor dat er geen luchtbellen ontstaan, die kunnen worden verwijderd door zachtjes te tikken.
  3. Als de stimulus aan het uiteinde kristalliseert, reinig of vervang dan het glazen stimuluscapillair.

4. Referentie- en registratie-elektroden

  1. Gebruik wolfraamstaven (diameter 127 μm en 76,2 mm lengte) voor zowel referentie- als opname-elektroden. Slijp de referentie- en opname-elektroden tot een diameter van ongeveer 1 μm aan de punt (de vormen van deze elektroden zijn afgebeeld in Delventhal et al.36) door ze herhaaldelijk gedurende enkele seconden onder te dompelen in een 10% KNO3 (~1 M) oplossing of een 10% KOH (1,8 M) oplossing.
    OPMERKING: Deze oplossing heeft stroom (0,3-3 mA) nodig om dit proces te vergemakkelijken.

5. Voorbereiding van de vlieg voor basisopname

  1. Zuig een enkele vlieg uit de injectieflacon in een aspirator. Trek de aspirator terug en vang het dier door een vinger over het uiteinde te plaatsen.
  2. Drijf de vlieg in een plastic pipetpunt van 200 μL. Houd het uiteinde van de aspirator in de pipetpunt en gebruik het uiteinde om de vlieg naar voren te duwen, met de kop naar voren, in de richting van het smalle uiteinde van de pipetpunt.
  3. Snijd de pipetpunt aan elk uiteinde (d.w.z. voor en achter het dier) af met een scheermesje.
  4. Gebruik klei of een klein stukje katoen om de vlieg verder naar voren te duwen, totdat de helft van de kop uit het uiteinde van de bijgesneden pipetpunt steekt. Gebruik een tang om voorzichtig te duwen totdat het labellum aan de voorkant van het hoofd bloot ligt.
  5. Bevestig de bijgesneden pipetpunt met klei op een glazen microscoopglaasje (Figuur 1).
  6. Plaats het labellum onder de stereomicroscoop zijdelings op een afdekglaasje zodat één lob, samen met zijn 31 smaak sensilla, zichtbaar is (Figuur 1). Het afdekglaasje houdt het labellum op zijn plaats.

6. Elektrofysiologie installatie

  1. Selecteer een ruimte voor de opstelling van de installatie met een stabiele temperatuur en relatieve vochtigheid (<70%) en die geïsoleerd is van bronnen van elektrische en mechanische ruis, zoals koelkasten en centrifuges.
  2. Plaats de microscoop in het midden van een antivibratietafel.
  3. Bevestig een handmatige micromanipulator aan de antivibratietafel (Figuur 2).
  4. Bevestig een roestvrijstalen as die de wolfraamreferentie-elektrode vasthoudt aan de handmatige micromanipulator (Figuur 2).
  5. Sluit gemotoriseerde manipulatoren - een met een houder voor de opname-elektrodesonde en een tweede met een houder die is aangesloten op een roestvrijstalen as voor het glazen stimuluscapillair - aan op dezelfde tafel met behulp van standaards (Figuur 2).
  6. Sluit de opname-elektrodester aan op een Intelligent Data Acquisition Controller (IDAC)-systeem of een ander versterker-/digitizersysteem.
  7. Koppel dit IDAC-systeem aan de computer op de werkplek.
  8. Aard de handmatige en gemotoriseerde manipulatoren op dezelfde locatie in de rig.
  9. Installeer de juiste acquisitiesoftware voor het IDAC-systeem op de computer. Zorg ervoor dat de stuurprogramma's voor digitale acquisitie compatibel zijn met het besturingssysteem (bijv. Windows XP-7, -8 of -10) op de computer.

7. Opname van smaaksensilla

  1. Plaats het voorbereidingsglaasje op de microscooptafel met een objectief met een lage vergroting (bijv. 10x) in positie. Verplaats de objecttafel totdat het labellum scherp is in het midden van het gezichtsveld bij zowel objecten met een lage vergroting als met een hoge vergroting (bijv. 50x).
  2. Steek de referentie-elektrode in het oog met behulp van het objectief met lage vergroting. Om de referentie-elektrode in te brengen, richt u het oog op de kant van de vlieg tegenover de kant met de opname-elektrode, bijvoorbeeld als de opname-elektrode van rechts nadert, plaatst u de referentie-elektrode in het linkeroog. Gebruik een handmatige micromanipulator voor nauwkeurig inbrengen.
  3. Breng de punt van het glazen stimuluscapillair in focus in het midden van het gezichtsveld van zowel objecten met een lage vergroting als met een hoge vergroting met behulp van een gemotoriseerde micromanipulator (Figuur 3).
  4. Breng bij lage vergroting de opname-elektrode dicht bij het labellum met behulp van een tweede gemotoriseerde micromanipulator.
  5. Steek onder sterke vergroting de opname-elektrode in de basis van een smaaksensor met behulp van de gemotoriseerde micromanipulator totdat het geluid van neuronale vuuractiviteit van de audio-uitgang van het IDAC-systeem hoorbaar is.
  6. Zodra een stabiel signaal tot stand is gebracht, begint u met het opnemen van het signaal met behulp van de software die bij het IDAC-systeem wordt geleverd (Figuur 4A-D). Om de opname te starten, drukt u op de knop Opname starten.
  7. Breng de punt van het capillair van het stimulusglas naar de punt van de smaaksensor met behulp van de gemotoriseerde manipulator.
  8. Om de stimulus te beëindigen, verwijdert u het glazen stimuluscapillair van het sensillum met behulp van de gemotoriseerde manipulator.
  9. Markeer het begin en einde van de stimulatie handmatig met een pedaal. Het pedaal is verbonden met de IDAC en de communicatie met de software wordt gefaciliteerd via de IDAC om het begin/einde van de stimulus te markeren.

8. Beoordeling

  1. Gebruik de verschillende functies van de software die bij het IDAC-systeem wordt geleverd om piekpopulaties te sorteren op amplitude (indien mogelijk) en de responsdynamiek te analyseren.
    1. Om pieken te tellen, klikt u met de linkermuisknop op de opname van belang, waardoor een venster verschijnt waaruit u kunt kiezen. Kies Naar pieken en start een ander venster met de naam Golven omzetten in pieken. Voer een naam in het veld Nieuw in en druk op de knop OK .
    2. Als u de naam invoert in het veld Nieuw in stap 8.1.1, wordt de weergave Amplitudehistogram weergegeven. Kies de amplitude die u wilt tellen en sluit deze weergave. Klik met de linkermuisknop om een teller toe te voegen.
    3. Onderzoek de spikes handmatig om conclusies te bevestigen op basis van analyse met software.
      OPMERKING: De software maakt het ook mogelijk om gegevens in verschillende formaten te exporteren voor verdere analyse.

Resultaten

Figuur 4A toont spontane pieken die ontstaan uit een sensillum. Ze vallen in twee klassen op basis van amplitude, waarbij de grotere spikes afkomstig zijn van het neuron dat gevoelig is voor bittere verbindingen en de kleinere spikes van het neuron dat reageert op suikers. De relatie tussen spike-amplitude en functionele specificiteit is bevestigd door genetische experimenten 4,14,37,38,39 .

Figuur 4B toont de reactie van het bittergevoelige neuron van het S5-sensillum op de geur van DEET; deze reactie vond plaats zonder enig contact tussen de DEET-oplossing en het sensillum. Eén piek lijkt een gemiddelde amplitude te hebben en kan het gevolg zijn van de superpositie van twee kleinere pieken, één van het suikerneuron en één van het mechanosensorische neuron.

Figuur 4C toont de AAN-respons die optreedt na contact tussen een bittere stimulus en het I1-sensillum, gevolgd door een OFF-respons die optreedt na het beëindigen van het contact. Niet dat de omvang van de UIT-respons, gemeten in spikes/s, groter is dan de AAN-respons.

Figuur 4D toont een AAN- en een UIT-respons op de bittere verbinding berberine uit een I1 sensillum van een andere vliegsoort, Drosophila virilis. Een van de voordelen van deze techniek is dat deze kan worden uitgevoerd op andere soorten, waaronder muggen, zonder dat er transgenen in hoeven te worden geïntroduceerd.

Figuur 4E illustreert twee problemen die zich tijdens de opname kunnen voordoen. Ten eerste, als het labellum niet goed is vastgezet, kan het bewegen, waardoor spikes worden geproduceerd vanuit het mechanosensorische neuron van het sensillum. Ten tweede kan de opname-elektrode losraken van het sensillum, vaak als gevolg van beweging van het labellum. In dit geval gaat het contact verloren en moet de elektrode opnieuw worden ingebracht om spikes te registreren.

figure-results-1
Figuur 1: Vliegvoorbereiding voor basisopname. Een bijgesneden pipetpunt met daarin een vrouwtjesvlieg met het labellum stevig op een glazen dekglaasje. (A) Zowel de pipetpunt als het dekglaasje worden stevig vastgehouden op hopen klei. (B) Hogere vergroting van labellum rustend op een dekglaasje. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Opstelling van de elektrofysiologische installatie. (A) Een overzicht van de posities van een handmatige micromanipulator voor de referentie-elektrode, een gemotoriseerde micromanipulator voor het glasstimuluscapillair en een gemotoriseerde micromanipulator voor de opname-elektrode. (B) Overzicht met houders voor de referentie-elektrode, het glasstimuluscapillair en de registratie-elektrode. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Het labellum en sensilla. (A) Het labellum onder een omgekeerde microscoop. Close-up van de labellum die de smaakgevoeligheid van één lob van de labellum toont. Het toont ook het capillair van het stimulusglas in de buurt van een van de grote sensilla die bekend staat als L2 (groot type 2) en een opname-elektrode in de basis van dit sensillum. (B) Toegankelijkheid van labellar sensilla. De labellum met sensilla die gemakkelijk toegankelijk zijn voor basisopname en sensilla die minder toegankelijk zijn vanwege hun positie in het preparaat dat we over het algemeen gebruiken. Afkortingen: A = anterieure; M = mediaal; P = posterieur; L = zijdelings. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 4: Voorbeelden van spontane pieken, bittere neuronenreacties en suboptimale registratie. (A) Voorbeeld van sporen van spontane pieken. De spikes zijn afkomstig van een bittergevoelig neuron (rode stippen) en een suikergevoelig neuron (groene stippen) in een I1-sensillum. In de tekening van het sensillum zijn de bittere, suiker- en mechanosensorische neuronen respectievelijk rood, groen en zwart gekleurd. (B) Voorbeeld van een spoor van de respons van het bittere neuron (rode stippen) in een S5-sensillum op de damp van 1 mM DEET. Merk op dat de kleine amplitudepieken afkomstig zijn van de suikerneuron en mechanosensorische neuronen, die in dit voorbeeld moeilijk te onderscheiden zijn door amplitude. Afkorting: DEET = N,N-diethyl-meta-toluamide. (C) Voorbeeld van een spoor van AAN- en UIT-reacties van een bitter neuron in I1 sensilla op 1 mM denatoniumbenzoaat. Pieken worden waargenomen vóór (spontaan vuren), tijdens (AAN-respons) en na (OFF-respons) contact met de stimulus. Afkorting: DEN = denatoniumbenzoaat. (D) Voorbeeld van een spoor van AAN- en UIT-reacties van een bitter neuron in I1 sensilla van D. virilis op 0,5 mM berberinechloride. Spikes worden waargenomen voor, tijdens en na contact. Afkorting: BER = berberinechloride. (E) Voorbeeld van een spoor van een suboptimale opname. Het contact ging in het midden van het experiment verloren door de beweging van het labellum. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

Bij opnames van sommige soorten sensilla kan het een uitdaging zijn om de spikes van verschillende neuronen te onderscheiden. De suikerneuronen en mechanosensorische neuronen van S en I sensilla produceren bijvoorbeeld pieken met vergelijkbare amplitudes, waardoor het moeilijk is om ze te onderscheiden 4,14. We stellen vast dat het gebruik van een zeer scherpe wolfraamopname-elektrode het afvuren van het mechanosensorische neuron vermindert, evenals de oordeelkundige plaatsing van de opname-elektrode. Het inbrengen van de opname-elektrode in de kraag van de sensillum-koker (d.w.z. in de basis maar niet diep) leidt vaak tot verminderde mechanosensorische stimulatie. Bovendien vinden we dat als een opname een hoog niveau van afvuren van het mechanosensorische neuron heeft, het terugtrekken van de opname-elektrode en het plaatsen ervan in een andere positie ten opzichte van het sensillum vaak leidt tot een lager niveau van afvuren.

Het waarborgen van de stabiliteit van de opname-elektrode tijdens experimenten is een ander cruciaal punt (zie figuur 4E). Mechanische storingen of verschuivingen in de positie van de elektrode kunnen de kwaliteit van de opnamen nadelig beïnvloeden. Het investeren van tijd en moeite in een grondige voorbereiding, zoals gespecificeerd in het hierboven beschreven protocol, is de sleutel tot het voorkomen van frustratie die het gevolg kan zijn van labellumbeweging.

We merken nog een ander probleem op dat we hebben waargenomen met bepaalde verbindingen die zowel AAN- als UIT-reacties produceren van I sensilla van de I-a klasse14. Soms lokt een tweede afgifte van een stimulus de UIT-reactie uit, maar niet de AAN-reactie. De reden voor deze vermindering van de AAN-respons is onbekend.

Een andere uitdaging bij basisopname is dat niet alle sensilla gemakkelijk toegankelijk zijn voor opname vanwege hun positie op het labellum. Van de 31 labelaire sensilla zijn er slechts 26 geschikt om op te nemen, wat een beperking van de techniek vormt, zoals geïllustreerd in figuur 3B. In principe kunnen deze sensilla (I8, I9, I10, L9 en S10) echter toegankelijk worden gemaakt door rotatie van de mechanische XY-tafel van de Olympus-microscoop.

Tot slot benadrukken we het belang van het investeren in de voorbereiding van vliegen. Een goed voorbereide vlieg heeft veel meer kans om in de loop van het experiment betrouwbare en hoogwaardige opnames op te leveren. Bovendien kan sucrose worden gebruikt als positieve controle om de kwaliteit van de opname te waarborgen; Het lokt een reactie uit van alle labellar sensilla.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten om bekend te maken.

Dankbetuigingen

We danken Zina Berman voor haar steun, Lisa Baik voor haar commentaar op het manuscript en andere leden van het Carlson-laboratorium voor de bespreking. Dit werk werd ondersteund NIH-subsidie K01 DC020145 aan H.K.M.D; en NIH verleent R01 DC02174, R01 DC04729 en R01 DC011697 aan JRC

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
MicroscopeOlympusBX51WIuitgerust met een 50X objectief (LMPLFLN 50X, Olympus) en 10X oculairs. 
Antivibration TableTMC63-7590E
gemotoriseerde MicromanipulatorsHarvard Apparatus en Märzhäuser MicromanipulatorsMicromanipulator PM 10 Piezo Micromanipulator
manuele MicromanipulatorsMärzhäuser MicromanipulatorsMM33 Micromanipulator
Magnetische standsENCOModel #625-0930
Referentie  en opname Electrode HouderOckenfels Syntech GmbH
Stimulus glas capillair HouderOckenfels Syntech GmbH
Universele Single Ended ProbeOckenfels Syntech GmbH
4-CHANNEL USB ACQUISITION CONTROLLER, IDAC-4Ockenfels Syntech GmbH
Stimulus ControllersOckenfels Syntech GmbHStimulus Controller CS 55
Personal ComputerDellVostroControleer op compatibiliteit met digitaal acquisitiesysteem en software
WolfraamstaafA-M SystemsCat#716000
Aluminiumfolie en/of Faraday kooiElektromagnetische ruisbescherming
Borosilikatieglas capillairenWorld Precision Instruments1B100F-4
Pipette PullerSutter Instrument CompanyModel P-97 Flaming/Brown Micropipette Puller
StereomicroscoopOlympusVMZ 1x-4xVoor vliegvoorbereiding
p200 Pipette TipsGeneric
Microloader tips EppendorfE5242956003
1 ml SpuitGeneric
Krokodillenklemmen
StroomtransformatorenSTACO ENERGY PRODUCTSSTACO 3PN221BGeassembleerd uit P1000 pipette tips, flexibele plastic buis en gaas
ModelkleiGeneric
PincetGeneric
KunststofbuisSaint GobainTygon S3™ E-3603
Standaard kweekbuisjesArchon ScientificSmalle 1-oz polystyreen buisjes, elk met 10 mL glucose medium, voorgeladen met cellulose acetaat pluggen
Berberine chloride (BER)Sigma-AldrichCat# Y0001149
Denatonium benzoaat (DEN)Sigma-AldrichCat# D5765
N,N-Diethyl-m- toluamide (DEET)Sigma-AldrichCat# 36542

Referenties

  1. Joseph, R. M., Carlson, J. R. Drosophila chemoreceptors: a molecular interface between the chemical world and the brain. Trends Genet. 31 (12), 683-695 (2015).
  2. Montell, C. Drosophila sensory receptors-a set of molecular Swiss Army Knives. Genetics. 217 (1), 1-34 (2021).
  3. Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Molecular logic and evolution of bitter taste in Drosophila. Curr Biol. 30 (1), 17-30 (2020).
  4. Weiss, L. A., Dahanukar, A., Kwon, J. Y., Banerjee, D., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of bitter taste in Drosophila. Neuron. 69 (2), 258-272 (2011).
  5. He, Z., Luo, Y., Shang, X., Sun, J. S., Carlson, J. R. Chemosensory sensilla of the Drosophila wing express a candidate ionotropic pheromone receptor. PLoS Biol. 17 (5), e2006619(2019).
  6. Ling, F., Dahanukar, A., Weiss, L. A., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of taste coding in the legs of Drosophila. J Neurosci. 34 (21), 7148-7164 (2014).
  7. Falk, R., Bleiser-Avivi, N., Atidia, J. Labellar taste organs of Drosophila melanogaster. J Morphol. 150 (2), 327-341 (1976).
  8. Hiroi, M., Meunier, N., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Two antagonistic gustatory receptor neurons responding to sweet-salty and bitter taste in Drosophila. J Neurobiol. 61 (3), 333-342 (2004).
  9. Shanbhag, S. R., Park, S. K., Pikielny, C. W., Steinbrecht, R. A. Gustatory organs of Drosophila melanogaster: fine structure and expression of the putative odorant-binding protein PBPRP2. Cell Tissue Res. 304 (3), 423-437 (2001).
  10. Siddiqi, O., Rodrigues, V. Genetic analysis of a complex chemoreceptor. Basic Life Sci. 16, 347-359 (1980).
  11. Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R. Candidate taste receptors in Drosophila. Science. 287 (5459), 1830-1834 (2000).
  12. Koh, T. W., et al. The Drosophila IR20a clade of ionotropic receptors are candidate taste and pheromone receptors. Neuron. 83 (4), 850-865 (2014).
  13. Sánchez-Alcañiz, J. A., et al. An expression atlas of variant ionotropic glutamate receptors identifies a molecular basis of carbonation sensing. Nat Commun. 9 (1), 4252(2018).
  14. Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Diverse mechanisms of taste coding in Drosophila. Sci Adv. 9 (46), (2023).
  15. Chyb, S., Dahanukar, A., Wickens, A., Carlson, J. R. Drosophila Gr5a encodes a taste receptor tuned to trehalose. Proc Natl Acad Sci U S A. 100, Suppl 2 14526-14530 (2003).
  16. Dahanukar, A., Lei, Y. T., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. Two Gr genes underlie sugar reception in Drosophila. Neuron. 56 (3), 503-516 (2007).
  17. Delventhal, R., Carlson, J. R. Bitter taste receptors confer diverse functions to neurons. Elife. 5, e11181(2016).
  18. Dweck, H. K. M., Talross, G. J. S., Luo, Y., Ebrahim, S. A. M., Carlson, J. R. Ir56b is an atypical ionotropic receptor that underlies appetitive salt response in Drosophila. Curr Biol. 32 (8), 1776-1787 (2022).
  19. Hiroi, M., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Differentiated response to sugars among labellar chemosensilla in Drosophila. Zoolog Sci. 19 (9), 1009-1018 (2002).
  20. Jeong, Y. T., et al. An odorant-binding protein required for suppression of sweet taste by bitter chemicals. Neuron. 79 (4), 725-737 (2013).
  21. Jiao, Y., Moon, S. J., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for the responses to sucrose, glucose, and maltose identified by mRNA tagging. Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (35), 14110-14115 (2007).
  22. Jiao, Y., Moon, S. J., Wang, X., Ren, Q., Montell, C. Gr64f is required in combination with other gustatory receptors for sugar detection in Drosophila. Curr Biol. 18 (22), 1797-1801 (2008).
  23. Kim, S. H., et al. Drosophila TRPA1 channel mediates chemical avoidance in gustatory receptor neurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (18), 8440-8445 (2010).
  24. Lacaille, F., et al. An inhibitory sex pheromone tastes bitter for Drosophila males. PLoS One. 2 (7), e661(2007).
  25. Lee, Y., et al. Gustatory receptors required for avoiding the insecticide L-canavanine. J Neurosci. 32 (4), 1429-1435 (2012).
  26. Lee, Y., Kim, S. H., Montell, C. Avoiding DEET through insect gustatory receptors. Neuron. 67 (4), 555-561 (2010).
  27. Lee, Y., Moon, S. J., Montell, C. Multiple gustatory receptors required for the caffeine response in Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (11), 4495-4500 (2009).
  28. Lee, Y., Moon, S. J., Wang, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for strychnine sensation. Chem Senses. 40 (7), 525-533 (2015).
  29. Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. Peripheral coding of bitter taste in Drosophila. J Neurobiol. 56 (2), 139-152 (2003).
  30. Moon, S. J., Köttgen, M., Jiao, Y., Xu, H., Montell, C. A taste receptor required for the caffeine response in vivo. Curr Biol. 16 (18), 1812-1817 (2006).
  31. Moon, S. J., Lee, Y., Jiao, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor essential for aversive taste and inhibiting male-to-male courtship. Current Biology. 19, 1623-1627 (2009).
  32. Rimal, S., et al. Mechanism of acetic acid gustatory repulsion in Drosophila. Cell Rep. 26 (6), 1432-1442 (2019).
  33. Shim, J., et al. The full repertoire of Drosophila gustatory receptors for detecting an aversive compound. Nat Commun. 6, 8867(2015).
  34. Xiao, S., Baik, L. S., Shang, X., Carlson, J. R. Meeting a threat of the Anthropocene: Taste avoidance of metal ions by Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (25), e2204238119(2022).
  35. Zhang, Y. V., Ni, J., Montell, C. The molecular basis for attractive salt-taste coding in Drosophila. Science. 340 (6138), 1334-1338 (2013).
  36. Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla. J Vis Exp. (84), e51355(2014).
  37. Marella, S., et al. Imaging taste responses in the fly brain reveals a functional map of taste category and behavior. Neuron. 49 (2), 285-295 (2006).
  38. Thorne, N., Amrein, H. Atypical expression of Drosophila gustatory receptor genes in sensory and central neurons. J Comp Neurol. 506 (4), 548-568 (2008).
  39. Wang, Z., Singhvi, A., Kong, P., Scott, K. Taste representations in the Drosophila brain. Cell. 117 (7), 981-991 (2004).

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Drosophila sensillaelektrofysiologie van enkelvoudige sensillatip registratiemeting van neuronale activiteithydrofobe verbindingenferomoondetectieglazen capillaire elektrodebittergevoelig neuron

Gerelateerde artikelen