Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Optimalisatie van de Longa occlusiemethode van de middelste cerebrale slagader voor volledige reperfusie

3.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66720

⸱

22 november 2024

 ,  , 
1Department of Histology and Embryology, University of Zagreb School of Medicine, 2Croatian institute for brain research, University of Zagreb School of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol presenteert een stapsgewijze handleiding voor onderzoekers om de occlusieprocedure van de middelste hersenslagader bij muizen uit te voeren met behulp van de gemodificeerde Longa externe halsslagadermethode. Wijzigingen die in dit artikel worden gepresenteerd, zijn bedoeld om de nauwkeurigheid van de occlusie van de middelste hersenslagader te vergroten en volledige reperfusie te garanderen.

Samenvatting

Het occlusiemodel van de middelste hersenslagader dient als het primaire diermodel voor het bestuderen van ischemische beroerte. Ondanks dat het al meer dan drie decennia in onderzoek wordt gebruikt, blijft de standaardisatie ontoereikend. De procedure wordt voornamelijk uitgevoerd op ratten en muizen en brengt uitdagingen met zich mee vanwege de kleinere en fragielere aard van muizen. In tegenstelling tot de Koizumi-methode voor de gemeenschappelijke halsslagader, is de externe halsslagader van Longa het enige intraluminale filamentslagmodel dat volledige reperfusie na ischemie garandeert. Dit aspect is van cruciaal belang voor studies die reperfusieverschijnselen onderzoeken. De chirurgische aanpassingen die in dit artikel worden gedemonstreerd, zorgen voor een continue bloedstroom vanuit de gemeenschappelijke halsslagader gedurende de ischemische fase en na het begin van de reperfusie. Het doel van deze aanpassingen is om de middelste hersenslagader selectief af te sluiten door de perfusie ononderbroken te houden in takken proximaal van de middelste hersenslagader tijdens de ischemieperiode. Bovendien is het begin van reperfusie plotseling en kan het nauwkeurig worden gecontroleerd, waardoor endovasculaire trombectomie in de menselijke geneeskunde nauwkeuriger wordt gemodelleerd. Ons doel bij het presenteren van dit uitgebreide videoartikel is om de opleiding van nieuwe chirurgen te vergemakkelijken en de standaardisatie van chirurgische procedures binnen de wetenschappelijke gemeenschap te bevorderen.

Inleiding

Beroerte is de tweede belangrijkste doodsoorzaak en de derde belangrijkste doodsoorzaak en invaliditeit samen1. Door de oorzaak kan een beroerte ischemisch of hemorragisch zijn, waarbij ischemische beroerte aanzienlijk vaker voorkomt in de klinische praktijk. Ischemische beroerte ontstaat door een verstopping in een slagader die bloed naar hersenweefsel voert, wat leidt tot ischemie, celdood en ontsteking. Sinds de komst van reperfusietherapieën zoals trombolyse en mechanische trombectomie is er grote vooruitgang geboekt in de behandeling van een beroerte. Alle reperfusietherapieën brengen echter het risico met zich mee dat de toestand van de patiënt verergert door wat gewoonlijk reperfusieletselwordt genoemd2 te veroorzaken. Het exacte mechanisme van reperfusieschade blijft onduidelijk en het is aan preklinische studies om mogelijke oorzaken en preventieve maatregelen te identificeren. Voor dat doel wordt het ontwikkelen van een relevant diermodel voor reperfusieletsel dat volgt op ischemische beroerte cruciaal.

Occlusie van de middelste hersenslagader (MCAO) is het meest gebruikte diermodel voor het bestuderen van ischemische beroerte. Het wordt voornamelijk uitgevoerd bij knaagdieren en heeft tot nu toe veel verschillende varianten beschreven in de wetenschappelijke literatuur 3,4. De twee belangrijkste typen, Koizumi en Longa, bekend als varianten van de gemeenschappelijke halsslagader (CCA) en de externe halsslagader (ECA), verschillen technisch gezien door de arteriotomieplaats voor het inbrengen van filamenten 5,6. In ons recente artikel, door in vivo monitoring van vasculaire perfusie, toonden we aan dat alleen de Longa-methode echt kan worden beschouwd als een hersenischemie/reperfusiemodel7. De procedure omvat het inbrengen van het filament in de ECA, het door de ICA leiden en het vastzetten op het vertakkingspunt van de middelste hersenslagader (MCA) om ischemie van het hersenweefsel te induceren. Na een vooraf bepaalde periode van ischemie maakt terugtrekking van het filament reperfusie mogelijk, waarbij voorbijgaande hersenischemie wordt gesimuleerd. Na het begin van de beroerte is de primaire uitkomstvariabele die in onderzoek wordt gebruikt meestal het volume van de infarctlaesie, die kan worden gemeten met behulp van ex vivo histologie of in vivo hersenscans. Uitdagingen in MCAO-modellen draaien om een lage reproduceerbaarheid die wordt toegeschreven aan intervariante, inter-operator en inter-subject varianties, waarbij de laatste een significante beperking vormt in preklinisch onderzoek naar beroertes4.

Bovendien zijn infarctgebieden na MCAO bij knaagdieren enorm in verhouding tot de grootte van de hersenen van knaagdieren. Bovendien worden hippocampale achterste hersengebieden vaak gerekruteerd in het infarctvolume, ondanks dat die regio's voornamelijk afhankelijk zijn van de bloedstroom uit de achterste hersenslagader (PCA), en niet van MCA8. Zoals in zowel de Koizumi- als de Longa-methode die in de literatuur wordt beschreven, wordt de CCA tijdens de ischemieperiode geligeerd gehouden vanwege de onvolledige doorgankelijkheid van de Willis-cirkel bij muizen, wat leidt tot ischemie-inductie in een veel groter gebied dan bedoeld 5,6,9. Zelfs bij methoden waarbij de CCA wordt heropend of gerepareerd na de ischemieperiode, resulteert de gebruikelijke 30-60 minuten ischemie in onomkeerbare weefselbeschadiging in niet-MCA-regio's10. Bovendien bleek uit eerder onderzoek, in tegenstelling tot de verwachtingen, dat de lengte van de siliconencoating van een filament geen invloed heeft op de laesiegrootte11. De keuze van de lengte van de siliciumcoating van het filament werd echter alleen aangepakt bij modellen met geligeerd CCA tijdens de occlusieperiode.

Het doel van deze methode was om de Longa MCAO-methode bij muizen aan te passen om een ononderbroken bloedstroom uit de CCA tijdens de ischemieperiode mogelijk te maken, waardoor de selectiviteit van MCAO werd verhoogd en volledige reperfusie van het infarctgebied na de procedure werd gegarandeerd. Deze aanpassingen zouden longitudinale studies die ischemie-reperfusieschade bij muizen onderzoeken, enorm ten goede komen door het sterftecijfer te verlagen en de variantie tussen proefpersonen te verminderen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle handelingen en procedures voor dieren zijn goedgekeurd door de Ethische Licentiecommissie van de Medische School van de Universiteit van Zagreb en de Ethische Commissie voor de bescherming van dieren die voor wetenschappelijke doeleinden worden gebruikt van het Ministerie van Landbouw van de Republiek Kroatië. Experimentele procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de Kroatische wet op de dierenbescherming (NN 102/17, 32/19), wijzigingen van de dierenbeschermingswet (NN 37/13) en de richtsnoeren voor de bescherming van dieren die voor wetenschappelijke doeleinden worden gebruikt (NN 55/13), die in overeenstemming zijn met de Europese gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren (Richtlijn 2010/63/EU).

1. Voorbereiding van het dier en de operatieplaats

  1. Plaats het dier in een knock-out box en induceer anesthesie met 5% volume isofluraan in een zuurstof/stikstofmengsel (verhouding 1:2).
  2. Nadat u de bewustzijnsstatus en ademhalingsfrequentie van het dier visueel hebt geïnspecteerd, brengt u het naar een laboratoriumweegschaal en weegt u het.
  3. Controleer de reflex door in de interdigitale huid van een onderste ledemaat te knijpen om een goede anesthesiediepte te garanderen.
  4. Plaats het dier op de verwarmde operatietafel en breng zijn neus in het anesthesiemasker. Stel de initiële temperatuur van de operatietafel in op 36 °C en stel deze in om de lichaamstemperatuur van het dier op 37 °C te houden (gemeten via een rectale sonde die in latere stappen wordt geïntroduceerd). Pas tijdens alle volgende stappen de volumefractie van isofluraan aan om de ademhalingsfrequentie van het dier op 100 ademhalingen per minuut te houden.
    NOTITIE: Alle oppervlakken en materialen die in direct contact komen met het dier moeten vóór de procedure grondig worden gedesinfecteerd.
  5. Breng oogzalf aan op de ogen van het dier om ze te beschermen tegen uitdroging en isofluraangas.
  6. Draai het dier op zijn rug en strek zijn nek uit door er een klein kussentje van chirurgisch plakband onder te leggen.
  7. Zet de ledematen van het dier op hun plaats vast met chirurgische tape. Zorg ervoor dat u de voorpoten niet te veel uitstrekt om niet per ongeluk een ontwrichting van het schoudergewricht te veroorzaken.
  8. Smeer de rectale sonde in met vaseline en steek deze in het rectum voor continue meting van de lichaamstemperatuur. Zet de sonde samen met de staart op zijn plaats vast met behulp van chirurgische tape.
  9. Breng een preoperatieve injectie van zoutoplossing en buprenorfine (0,5 mg/kg) intraperitoneaal aan om het dier tijdens de procedure goed gehydrateerd en onder analgesie te houden.
  10. Scheer de vacht van het dier in de nek met behulp van een draadloze tondeuse. Verzamel alle geschoren vacht met behulp van stukjes chirurgische tape. Scheer bovendien het gebied met een scheermes om het volledig vrij van vacht te maken.
  11. Kies een MCAO filament op basis van het gewicht en/of de leeftijd van het gemeten dier. Haal het uit de container en doe het in een petrischaaltje op een zichtbare plaats. Doe een druppel zoutoplossing op het siliconen gedeelte van het filament om het schoon en stofvrij te houden.
    OPMERKING: De dikte van de siliconencoating van het filament moet worden gekozen volgens de officiële aanbevelingen van de fabrikant in het geval van een muis van 12-16 weken oud. Bovendien moet de lengte van de siliconencoating van tevoren zorgvuldig worden gepland, afhankelijk van de grootte van het af te sluiten irrigatiegebied (zie Discussie).
  12. Leg een schoon chirurgisch laken over de operatietafel.
  13. Breng een druppel Betadine aan op de geschoren huid van het dier. Gebruik een wattenstaafje om het ontsmettingsmiddel van binnenuit cirkelvormig in de huid te wrijven. Doe daarna hetzelfde met een in ethanol gedrenkt wattenstaafje. Herhaal deze stap 3 keer met een vers paar steriele wattenstaafjes voor elke herhaling.
  14. Breng een beetje lidocaïnegel aan op het gedesinfecteerde gebied van de toekomstige incisieplaats voor lokale wondanalgesie.

2. Ischemie inductie chirurgie

  1. Maak met een scalpel een eerste incisie op de gedesinfecteerde huid. Beperk het aantal incisiebewegingen van de huid tot een minimum om de chirurgische wond gemakkelijker te laten genezen.
    OPMERKING: Alle instrumenten moeten eerder zijn gesteriliseerd. De lezer dient hun institutionele richtlijnen voor het gebruik van steriele of chirurgische handschoenen te raadplegen.
  2. Scheur met een pincet type 7 en 5 de oppervlakkige fascia weg en maak de speekselklieren los van het onderliggende weefsel.
    NOTITIE: Ga altijd vooruit met een gesloten tang en strek deze uit terwijl u wegbeweegt om het weefsel weg te duwen. Op deze manier kunnen anatomische ruimtes worden doorkruist met minimaal weefseltrauma.
  3. Plaats het draadoprolmechanisme in de beginpositie en zorg ervoor dat de speekselklieren de volgende stappen niet hinderen.
  4. Verwijder de diepe nekfascia met behulp van een pincet van type 7 en maak de sternocleidomastoïde spieren los van het halsslagadergebied om het oprolmechanisme te herpositioneren.
  5. Verplaats de retractor om onder de sternocleidomastoïde spieren te komen om toegang tot het halsslagadergebied mogelijk te maken.
  6. Reseceer de omohyoïde spier om een duidelijk visueel en gemakkelijkere benadering van het halsslagadergebied mogelijk te maken.
  7. Maak de halsslagader en zijn vertakkingen los van de halsslagader en de nervus vagus, die bij elkaar worden gehouden in de halsslagaderfascia.
    OPMERKING: Deze fascia moet voorzichtig worden verwijderd om te voorkomen dat de nervus vagus wordt beschadigd of dat er significante bloedingen worden veroorzaakt.
    1. Knijp in de halsslagaderfascia aan de laterale zijde van de halsslagadertriade en trek deze voorzichtig zijwaarts om de slagader, zenuw, ader en alle omliggende bloedvattakken visueel te identificeren.
    2. Terwijl u zijdelings aan de fascia trekt, met behulp van een pincet van type 5, scheidt u de CCA van de aangrenzende zenuw en ader tot aan het vertakkingspunt en de superieure schildklierader, die de CCA kruist.
    3. Maak het onderste deel van CCA volledig los van het onderliggende weefsel en de fascia, met behulp van een gebogen pincet van type 7, en zorg ervoor dat het klaar is om in toekomstige stappen te worden vastgeklemd.
    4. Ga craniaal verder in het gebied boven het CCA-vertakkingspunt en scheur de halsslagaderfascia open met behulp van twee tangen.
    5. Trek op dezelfde manier mediaal en lateraal aan het losse uiteinde van de halsslagader om de ECA en de interne halsslagader (ICA) nauwkeurig los te maken van respectievelijk de fascia en het omliggende weefsel.
    6. Maak de ECA en ICA los van het onderliggende weefsel met behulp van een gebogen Type 7-pincet.
  8. Terwijl de CCA zorgvuldig is voorbereid met zijn twee respectievelijke takken, tilt u de ECA op met behulp van een gebogen pincet van het type 7 en klemt u deze vast met een zelfsluitende pincet van het type N0.
  9. Laat de zelfsluitende pincet van het type N0 voorzichtig op de operatietafel zakken.
    OPMERKING: Om het klempunt van ECA te verplaatsen, is het soms nodig om de handgreep iets los te laten en het ECA-vertakkingspunt caudaal in te drukken. Op dit punt is het belangrijk om ervoor te zorgen dat er meer dan 1 mm ECA overblijft tussen de ECA-klemming en het vertakkingspunt.
  10. Terwijl de ECA is vastgeklemd en stevig wordt vastgehouden met een pincet van het type N0, plaatst u twee gevlochten zijden draden achter de ECA.
    NOTITIE: De craniale draad zorgt voor de ligatieknoop en moet craniaal vanaf de klemplaats worden geplaatst.
  11. Bind de schedeldraad volledig vast, want deze is permanent, en knip de overtollige draad weg met een schaar.
  12. Bind de staartdraad in een losse bevestigingsknoop.
    OPMERKING: Het moet dicht bij het ECA-vertakkingspunt worden geplaatst en los worden gehouden om het MCAO-filament erdoorheen te laten gaan.
  13. Klem met behulp van vasculaire microclips de CCA en de ICA dicht om bloedingen na de arteriotomie te voorkomen.
    OPMERKING: Het is van cruciaal belang om ervoor te zorgen dat de microclip die op de CCA is aangebracht voldoende grip heeft, aangezien de CCA een pulserende slagader met hoge doorvoer is, en als u dit niet doet, kan dit leiden tot hevige bloedingen en de dood van het dier in de latere stappen.
  14. Maak met een microveerschaar een kleine arteriotomie direct onder de ECA-klemplaats.
    OPMERKING: De arteriotomie moet groot genoeg zijn om het siliciumgedeelte van het filament naar binnen te laten gaan, maar niet groter dan de helft van de ECA-omtrek om de spanning die door de pincet van het type N0 wordt vastgehouden, niet in gevaar te brengen.
  15. Met een hoek die overeenkomt met die van de ECA, steekt u het filament in de arteriotomieplaats in proximale richting van de CCA, passeert u de losse bevestigingsknoop op de vertakkingsplaats van de ECA en steekt u met het filament in het lumen van de CCA.
  16. Draai de bevestigingsknoop rond het siliconen deel van het filament vast.
    OPMERKING: Op dit punt is grote voorzichtigheid geboden, aangezien het filament de neiging heeft om halverwege de laatste manoeuvre uit de ECA te glippen en het erg moeilijk is om het op dat moment weer terug te plaatsen.
  17. Open de ICA-microclip voorzichtig en verwijder deze.
  18. Met het filament gedeeltelijk in ECA ingebracht en vastgezet, maakt u een volledige arteriotomie waarbij de ECA-stronk wordt losgemaakt met het MCAO-filament erin. Laat nu de zelfsluitende pincet van het type N0 los en verwijder deze.
  19. Knijp met een set pincetten van type 5 stevig in de ECA-stomp en til deze iets op. Terwijl u het gedeeltelijk ingebrachte filament met een andere pincet vasthoudt, laat u de ECA-stomp zakken en trekt u er voorzichtig aan om het binnenste uiteinde van het filament naar de ICA te oriënteren. Knijp nooit in het siliconen gedeelte van het filament.
  20. Met een tang die het filament vasthoudt, beweegt u het filament langzaam door de ICA in de richting van de cirkel van Wills.
    OPMERKING: Het eerste vertakkingspunt van de ICA is ook het enige waar de operator het gewenste MCA-vertakkingspunt kan missen. Daarom is een lichte zijwaartse voortgangshoek nodig om het filament naar het MCA-vertakkingspunt te leiden. Met de lichte laterale voortgangshoek buigt het filament weg van de pterygopalatine-slagader (PPA) en maakt het waarschijnlijker dat het voortschrijdende uiteinde de cirkel van Willis binnengaat (Figuur 1).

figure-protocol-1
Figuur 1: Een illustratie van de voortgang van het occlusiefilament van de middelste hersenslagader voorbij het vertakkingspunt van de pterygopalatineslagader. Een goede filamentvoortplanting (aan de linkerkant) wordt bereikt door het MCAO-filament zo te oriënteren dat het tegen de zijwand van de ICA leunt en weg buigt van het PPA-vertakkingspunt. Als u dit niet doet (aan de rechterkant), kan dit ertoe leiden dat filament de PPA binnendringt en geen beroerte veroorzaakt. In het laatste geval kan het filament niet zo ver vooruitgaan als zou moeten en moet de chirurg het filament terugtrekken totdat het uiteinde zichtbaar wordt op het ICA-vertakkingspunt en het filament weer beginnen te verplaatsen. Groengekleurde slagaders vertegenwoordigen posterieure communicerende slagaders (PcomA), meestal niet-patent bij muizen. Gemaakt met BioRender.com. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

  1. Beweeg het MCAO-filament langzaam door de cirkel van Willis totdat een plotselinge toename van de weerstand wordt gevoeld.
    OPMERKING: Op dit punt is het belangrijk om de resterende lengte van het filament te observeren. Het filament moet bij een volwassen muis moeiteloos op minimaal 7 mm van het ICA-vertakkingspunt komen.
  2. Draai de bevestigingsknoop vast om ervoor te zorgen dat het filament niet wordt verplaatst tijdens ischemie.
  3. Verwijder de CCA-clip en noteer de tijd.
    OPMERKING: Dit markeert het begin van het begin van de ischemie.
  4. Verpak het losse uiteinde van het MCAO-filament in de groef tussen de halsslagaderdriehoek en de ipsilaterale sternocleidomastoïde spier, zodat het niet uit de operatiewond steekt.
  5. Verwijder het draadoprolmechanisme en breng de randen van de operatiewond dichter bij elkaar. Laat de operatieplaats een paar seconden bezinken om het weefsel terug te brengen naar zijn anatomische positie.
  6. Sluit de operatiewond met behulp van tape-wondsluitingen om een snellere heropening van de wond na de ischemieperiode mogelijk te maken.
    OPMERKING: Als een onderzoeker het dier tijdens de ischemieperiode wil laten ontwaken, wordt aanbevolen de wond te hechten om te voorkomen dat de wond voortijdig opnieuw wordt geopend.

3. Ischemie periode

  1. Valideer het succes van de operatie met behulp van MRI of een andere kwantitatieve perfusiemeetmethode.
    OPMERKING: In het geval van het uitvoeren van een MRI-scan, moet perfusiegewogen beeldvorming (PWI) kritieke ischemie in het brede MCA-gebied aantonen en diffusiegewogen beeldvorming (DWI) moet de plaats van verminderde schijnbare diffusiecoëfficiënt (ADC) als gevolg van celoedeem schetsen.
  2. Plaats het dier in een schone kooi totdat de ischemieperiode eindigt.

4. Operatie voor het terugtrekken van filamenten

  1. Ongeveer 5 minuten voor het einde van de toegewezen ischemietijd plaatst u het dier en zet u het weer vast op de operatietafel.
  2. Verwijder de tape-wondsluitingen en open de operatiewond opnieuw met het draadoprolmechanisme.
  3. Maak het losse uiteinde van het MCAO-filament los van het omringende weefsel en de uiteinden van de borgdraad.
  4. Knijp en trek met een pincet van het type N0 ventraal aan de rand van de ECA-stomp om er spanning op te zetten. Laat de knijptang voorzichtig naar beneden zakken, vergelijkbaar met de eerste chirurgische ingreep.
    NOTITIE: De bediener moet voorkomen dat de bevestigingsknoop bekneld raakt, omdat de knoop dan niet kan worden losgemaakt.
  5. Klem de CCA opnieuw vast met een microvasculaire clip.
  6. Maak met een pincet van het type 5 de bevestigingsknoop los om het filament terug te trekken.
    NOTITIE: De beste manier om te beginnen met het losmaken van de knoop is door hem te blijven knijpen totdat deze in afzonderlijke delen loskomt en vervolgens de draaduiteinden in de richting van de knoop te duwen.
  7. Trek het MCAO-filament langzaam terug totdat het siliconen gedeelte uit de ECA-stronk begint te steken. Draai de bevestigingsknoop iets aan om u voor te bereiden op volledige terugtrekking van het filament.
  8. Wanneer u zich dicht bij het siliconenuiteinde van het filament bevindt, draait u de bevestigingsknoop vast zodat deze het MCAO-filament naar buiten duwt en de ECA-stomp in één manoeuvre sluit. Draai de knoop volledig vast nadat het filament eruit is gegleden.
  9. Open en verwijder de knijptang samen met de CCA-clip.
    OPMERKING: Dit markeert het einde van de ischemieperiode en het begin van het reperfusieproces.
  10. Verwijder het draadoprolmechanisme en breng de randen van de operatiewond weer bij elkaar.
  11. Hecht de operatiewond vanaf de periferie vast en sluit de wond volledig zonder dat er onderliggend weefsel zichtbaar is.
    OPMERKING: Het aantal benodigde hechtingen is afhankelijk van de grootte van de operatiewond.
  12. Reinig en desinfecteer de operatieplaats met ontsmettingsalcoholdoekjes.

5. Postoperatieve zorg

  1. Plaats het dier in een schone kooi en laat het spontaan ontwaken uit de narcose.
  2. Leg gepelleteerd voer op de bodem van de kooi zodat je er gemakkelijker bij kunt. Maak de voedselkorrels zacht met drinkwater. Vul een klein petrischaaltje met drinkwater en breng het ook naar de bodem van de kooi.
  3. Injecteer in de volgende 48 uur 0,25 ml zoutoplossing met buprenorfine (0,5 mg/kg) elke 24 uur intraperitoneaal.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Intraoperatieve of postoperatieve MRI-scans, met name perfusiegewogen beeldvorming (PWI) en/of diffusiegewogen beeldvorming (DWI) scans (Figuur 2) kunnen definitief bewijs leveren van een succesvolle procedure. Intraoperatieve PWI toont kritieke ischemie in het ipsilaterale MCA-gebied, wat bevestigt dat de plaatsing van het filament resulteerde in volledige occlusie. Postoperatieve PWI van een succesvolle procedure vertoont hyperperfusie in de laesiekern, ev...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

MCAO is een zeer veeleisende procedure voor de operator en een slopende procedure voor het dier. Om deze reden is het van het grootste belang voor onderzoekers om een standaardprocedure te hebben die de ernst van de beroerte minimaliseert, procedurele fouten vermindert en het welzijn van het dier na de procedure verbetert. Dit MCAO-protocol belicht enkele van de belangrijkste aspecten die in overweging moeten worden genomen bij het uitvoeren van deze procedure op een muis.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Auteurs hoeven geen belangenconflicten bekend te maken. Auteurs hebben geen banden met commerciële namen en handelsmerken die in dit werk worden genoemd.

Dankbetuigingen

Dit werk werd gefinancierd door het project BRADISCHEMIA van de Kroatische Stichting voor Wetenschap (UIP-2017-05-8082); GA KK01.1.1.01.0007 gefinancierd door de Europese Unie via het Europees Fonds voor Regionale Ontwikkeling en door de Europese Unie via het Europees Fonds voor Regionale Ontwikkeling onder subsidieovereenkomst nr. KK.01.1.1.07.0071, project "SineMozak. Het werk van de promovendi Rok Ister en Marta Pongrac wordt volledig ondersteund door het "Loopbaanontwikkelingsproject voor jonge onderzoekers - opleiding van promovendi" van de Kroatische Stichting voor Wetenschappen, dat door de Europese Unie wordt gefinancierd uit het Europees Sociaal Fonds. De procedure werd gefilmd met behulp van een Android-smartphone die op een chirurgische microscoop was gemonteerd met behulp van een generieke camerabevestiging. Videomateriaal werd bewerkt en de voice-over werd opgenomen met behulp van de Wondershare Filmora-video-editor.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html
Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Betadine cutane oplossing 10g/100mlAlkaloid SkopjeN/A
Gevlochten zijden hechtdraadFine Science Tools18020-60
Dafilon hechtdraad 5/0 DS16B. BraunC0936154
Dolokain 20 mg/g gelJadran-Galenski LaboratorijN/A
Dumont #5 pincetFine Science Tools11251-202 stuks
Dumont #7 pincetFine Science Tools11271-30
Dumont N0 zelfdichtend pincetFine Science Tools11480-11
Durapore chirurgisch tape 1,25cm x 9,1m3M7100057169
Durapore chirurgisch tape 2,5cm x 9,1m3M7100057168
Externe thermostaatPetnap1012536
Halsey naaldhoudersFine Science Tools12500-12
Hete bead sterilisatorFine Science Tools18000-50
Iris schaarFine Science Tools14060-10
Isofluraan USPPiramal critical careN/A
Laser Doppler MonitorMoorMOORVMS-LDF2
Metaal Pet verwarmingspadPetnap1012525
Micro Vannas veerschaarFine Science Tools15000-00
Mini-kolibrie retractorFine Science Tools17000-01
Recugel oogzalfBausch&LombN/A
S&T B-1 vat micro klem Fine Science Tools00396-012 stuks
S&T micro klem aanbrengpincetFine Science Tools00071-14
Schwartz micro klemFine Science Tools18052-01
Stemi DV4 Spot stereo microscoopZeiss000000-1018-453
Steri-Strip versterkte zelfklevende huidsluitingen 3 mm x 75 mm3M7100236545
Rechte weefselpincetFine Science Tools11023-10
SZX Stand ArmOlympusSZ2-STS
Tec III 300 serie gekalibreerd verdamperVaporizer Sales and Service inc.N/A
Universele Stand Type 2OlympusSZ2-STU2
VetFlo Zes kanaals anesthesie standKent ScientificVetFlo-1225Gewijzigd voor O2/N2 menging
```

Referenties

  1. Feigin, V. L., et al. regional, and national burden of stroke and its risk factors, 1990-2019: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2019. The Lancet. Neurology. 20 (10), 1-26 (2021).
  2. Bai, J., Lyden, P. D. Revisiting cerebral postischemic reperfusion injury: New insights in understanding reperfusion failure, hemorrhage, and edema. Int J Stroke. 10 (2), 143-152 (2015).
  3. Sommer, C. J. Ischemic stroke: experimental models and reality. Acta Neuropathol. 133 (2), 245-261 (2017).
  4. Hill, J. W., Nemoto, E. M. Transient middle cerebral artery occlusion with complete reperfusion in spontaneously hypertensive rats. MethodsX. 1, 283-291 (2014).
  5. Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. Experimental studies of ischemic brain edema. Nosotchu. 8 (1), 1-8 (1986).
  6. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  7. Justić, H., et al. Redefining the Koizumi model of mouse cerebral ischemia: A comparative longitudinal study of cerebral and retinal ischemia in the Koizumi and Longa middle cerebral artery occlusion models. J Cereb Blood Flow and Metab. 42 (11), 2080-2094 (2022).
  8. El Amki, M., et al. Hypothalamic, thalamic and hippocampal lesions in the mouse MCAO model: Potential involvement of deep cerebral arteries. J of Neurosci Methods. 254, 80-85 (2015).
  9. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling Stroke in Mice - Middle Cerebral Artery Occlusion with the Filament Model. J Vis Exp. (47), e2423(2011).
  10. Trotman-Lucas, M., Kelly, M. E., Janus, J., Gibson, C. L. Middle cerebral artery occlusion allowing reperfusion via common carotid artery repair in mice. J Vis Exp. (143), e58191(2019).
  11. Morris, G. P., et al. A comparative study of variables influencing ischemic injury in the longa and koizumi methods of intraluminal filament middle cerebral artery occlusion in mice. PLoS One. 11 (2), e0148503(2016).
  12. Shimamura, N., Matchett, G., Tsubokawa, T., Ohkuma, H., Zhang, J. Comparison of silicon-coated nylon suture to plain nylon suture in the rat middle cerebral artery occlusion model. J Neurosci Methods. 156 (1-2), 161-165 (2006).
  13. Guan, Y., et al. Effect of suture properties on stability of middle cerebral artery occlusion evaluated by synchrotron radiation angiography. Stroke. 43 (3), 888-891 (2012).
  14. Yuan, F., et al. Optimizing suture middle cerebral artery occlusion model in C57BL/6 mice circumvents posterior communicating artery dysplasia. J Neurotrauma. 29 (7), 1499-1505 (2012).
  15. Kitagawa, K., et al. Cerebral ischemia after bilateral carotid artery occlusion and intraluminal suture occlusion in mice: Evaluation of the patency of the posterior communicating artery. J Cereb Blood Flow and Metab. 18 (5), 570-579 (1998).
  16. McColl, B. W., Carswell, H. V., McCulloch, J., Horsburgh, K. Extension of cerebral hypoperfusion and ischaemic pathology beyond MCA territory after intraluminal filament occlusion in C57Bl/6J mice. Brain Res. 997 (1), 15-23 (2004).
  17. Li, Y., et al. Distinctions between the Koizumi and Zea Longa methods for middle cerebral artery occlusion (MCAO) model: a systematic review and meta-analysis of rodent data. Sci Rep. 13 (1), 10247(2023).
  18. Trueman, R. C., et al. A critical re-examination of the intraluminal filament mcao model: impact of external carotid artery transection. Transl Stroke Res. 2 (4), 651-661 (2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Ischemisch BerotemodelArteria Carotis ExternaIntraluminaal FilamentmodelKnaagdier BerotemodelChirurgische StandaardisatiePerfusiegewogen BeeldvormingSchijnbare Diffusiecoëfficiënt
Optimalisatie van de Longa occlusiemethode van de middelste cerebrale slagader voor volledige reperfusie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.