Dit protocol beschrijft het uitvoeren van een craniectomie met behulp van een pneumatische boor met hoge snelheid op een 3 maanden oud Deens Landras-varken. De toegang wordt gemaakt door het voorhoofdsbeen en onthult de ventrale dura mater en de onderliggende hersenhelften. Deze procedure geeft toegang tot een groot deel van de varkenshersenen.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Toegang tot het varkensbrein via high-speed pneumatische boorcraniectomie
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Het gebruik van varkens als experimenteel diermodel is vooral relevant in neurowetenschappelijk onderzoek, aangezien het centrale zenuwstelsel van varkens en de mens (CZS) veel belangrijke functionele en architecturale eigenschappen delen. De verwachting is dan ook dat varkens een steeds belangrijkere rol zullen spelen in het toekomstige onderzoek naar verschillende neurologische aandoeningen. Hier wordt een methode beschreven om een anterieure craniectomie uit te voeren via het voorhoofdsbot van het varken. Na een incisie in de middellijn en de daaropvolgende blootstelling van het frontale bot van het varken, worden anatomische oriëntatiepunten gebruikt om de optimale locatie van de craniectomie te garanderen. Door het frontale bot voorzichtig en geleidelijk dunner te maken met een afgeronde boor, wordt een rechthoekige opening naar de dura mater en de onderliggende hersenhelften bereikt. De gepresenteerde methode vereist bepaalde chirurgische materialen, waaronder een pneumatische hogesnelheidsboor, en een zekere mate van chirurgische ervaring. Mogelijke complicaties zijn onder meer onbedoelde laesies van de dura mater of dorsale sagittale sinus. De methode is echter eenvoudig, tijdbesparend en biedt een hoge mate van reproduceerbaarheid voor onderzoekers. Als de techniek correct wordt uitgevoerd, wordt een groot deel van de onaangetaste varkenshersenen blootgelegd voor verschillende neuromonitoring of analyses.
Inleiding
Over het algemeen worden diermodellen gebruikt wanneer praktische en/of ethische beperkingen het gebruik van menselijke patiënten om ziekten te onderzoeken of chirurgische methoden te testen, verbieden. Nieuwe diermodellen worden over het algemeen ontwikkeld om nieuwe kennis te leveren met translationele waarde voor menselijke omstandigheden. Knaagdieren worden vaak gebruikt vanwege praktische en financiële overwegingen, maar ze hebben een beperkte translationele waarde voor mensen, vooral vanwege substantiële anatomische verschillen. Varkens bieden echter verschillende voordelen ten opzichte van knaagdieren. Varkens delen niet alleen verschillende belangrijke anatomische, fysiologische, metabole en genetische kenmerken met mensen, maar de grootte van de orgaansystemen van varkens kan op gewicht worden afgestemd om op menselijke organen te lijken. Dit geeft varkens een unieke rol onder chirurgische diermodellen en in procedurele training4. Hoewel het gebruik van varkensmodellen bepaalde praktische en financiële capaciteiten vereist in vergelijking met het gebruik van knaagdieren, bieden varkens zowel een financieel als ethisch meer acceptabele optie in vergelijking met het gebruik van niet-menselijke primaten.
Het varkensbrein is van bijzonder belang in translationeel neurowetenschappelijk onderzoek. Ten eerste is de architectuur van het varkensbrein vergelijkbaar met die van het menselijk brein, aangezien beide overheersend zijn in de witte stof en gyrencephalisch 3,5,6. Ten tweede maakt de grotere hersenomvang bij varkens in vergelijking met knaagdieren het gebruik van chirurgische apparatuur en verschillende beeldvormingsmodaliteiten mogelijk die gelijkwaardig zijn aan die welke in klinische omgevingen worden gebruikt 7,8. Daarom zijn de afgelopen decennia verschillende varkensmodellen op grote schaal gebruikt in neurowetenschappelijk onderzoek9. De meeste van deze CZS-modellen voor varkens vereisen echter een directe analyse van hersenweefsel, die op verschillende manieren kan worden verkregen (bijv. implantatie van katheters of elektroden, weefselbiopten, enz.) 10. Aangezien de meeste van deze modaliteiten een zekere mate van instrumentalisering en directe toegang tot de hersenen vereisen, moeten verschillende benaderingen voor chirurgische toegang worden overwogen.
Deze methode omvat het uitvoeren van een anterieure craniectomie door het frontale bot bij een verdoofd vrouwelijk Deens landrasvarken van 3 maanden oud. Het algemene doel van dit manuscript is om een methode te beschrijven voor het blootleggen van een groot deel van de ventrale varkenshersenen door middel van een craniectomie met behulp van een pneumatische hogesnelheidsboor. De eerste stap is om het onderwerp in een geschikte positie te plaatsen met een opgeheven hoofd. Omdat de varkensschedel heel anders is dan die van mensen, omvat de tweede stap het plannen van de plaatsing van de craniectomie met behulp van verschillende anatomische oriëntatiepunten. De derde stap is om toegang te krijgen tot de onderliggende dura mater die beide hemisferen bedekt zonder deze te beschadigen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle beschreven dierproeven zijn uitgevoerd in het Universitair Ziekenhuis van Aalborg, Denemarken, in overeenstemming met de bestaande wetgeving en met goedkeuring van de Deense inspectie voor dierproeven (licentienr. 2020-15-0201-00401). Voor dit onderzoek werden gedomesticeerde varkens, vrouwtjes, ongeveer 40 kg en 3 maanden oud, gebruikt. De details met betrekking tot de gebruikte reagentia en apparatuur staan vermeld in de Tabel met materialen.
1. Onderwerp huisvesting
- Plaats proefpersonen in groepen met licht-/donkercycli van 12 uur in goedgekeurde pennen gedurende ten minste 7 dagen vóór de chirurgische ingreep om acclimatisatie te garanderen.
2. Anesthesie en monitoring
- Verdedig het dier met een intramusculaire injectie van 2 ml/10 kg van een mengsel met Tiletamine 6,25 mg/ml, ketamine 6,25 mg/ml, zolazepam 6,25 mg/ml, butorfanol 1,25 mg/ml en xylazine 6,25 mg/ml.
- Leg het dier in rugligging op een verwarmingsdeken om een optimale thermoregulatie te garanderen.
- Intubeer de proefpersoon met een maat 6.5 buis7 en ventileer deze mechanisch met niet-bevochtigde lucht, een ademvolume van 8 ml/kg en een ademhalingsfrequentie van 16-20 ademhalingen/min volgens de expiratoire CO2 -concentraties aan het einde van het getij <6.0 kPa.
OPMERKING: Dit zorgt ook voor een correcte plaatsing van de buis in de luchtpijp. - Handhaaf de anesthesie door inhalatie van 1% tot 2% sevofluraan.
- Breng oogzalf voorzichtig aan op beide ogen van de proefpersoon om uitdroging tijdens de anesthesie te voorkomen.
- Zorg voor de mate van anesthesie door te controleren op ciliaire reflexen en de sevofluraan dienovereenkomstig aan te passen.
- Breng een blaaskatheter met een thermometer via de urethra in de blaas van de patiënt om de temperatuur te controleren en urine op te vangen in een katheterzak.
- Bewaak de vitale functies van het dier tijdens de procedure.
OPMERKING: Vitale functies zijn onder meer pols, continue arteriële bloeddruk, temperatuur en CO2 aan het einde van het getij. - Breng een centraal veneuze katheter (6 Fr-schede) in de rechter halsader in door middel van percutane punctie en gebruik deze voor continue infusie met zoutoplossing (NaCl, 0,9%) infusie, geneesmiddelinfusie en euthanasie aan het einde van het onderzoek.
3. Positionering van dieren
- Plaats het onderwerp in buikligging met het hoofd omhoog en gestabiliseerd met zandzakken totdat het voorhoofdsbeen bijna horizontaal is om een optimale positionering te garanderen.
NOTITIE: Zorg ervoor dat het hoofd enigszins geïmmobiliseerd is om ongewenste bewegingen te voorkomen. - Scheer het haar van de operatieplaats met een trimmer of scheermes.
4. Voorbereiding van chirurgische apparatuur
- Bereid de chirurgische apparatuur voor zoals vermeld in de Tabel met materialen.
5. Het blootleggen van het voorhoofdsbeen
- Identificeer de nekplooi en het caudale aspect van elke superieure orbitale kam (Figuur 1) om de verwachte sagittale middellijn te definiëren.
- Begin met een incisie in de middellijn met scalpel nr. 24 om zowel de huid als de galea aponeurotica op het periosteum van het voorhoofdsbeen door te snijden.
- Veeg het bloed weg met chirurgische wattenstaafjes.
- Scheid geleidelijk de galea aponeurotica van het onderliggende voorhoofdsbeen rond de incisie met behulp van een afgeplatte rongeur van 12 mm.
- Gebruik een chirurgische retractor om de galea aponeurotica te scheiden en het onderliggende voorhoofdsbot bloot te leggen (Figuur 2).
6. Identificatie van anatomische oriëntatiepunten van het blootgestelde frontale bot
- Identificeer de sagittale hechting als referentie voor de anatomische middellijn en de coronale hechting (Figuur 2).
- Identificeer de drie botstructuren door middel van handmatige palpatie: het nekplooiprominentie en het caudale aspect van beide superieure orbitale toppen (Figuur 1 en Figuur 3).
OPMERKING: Deze herkenningspunten vormen een driehoek waarbinnen de craniectomie wordt uitgevoerd (Figuur 1 en Figuur 4A).
7. Toegang tot de dura mater
- Gebruik een pneumatische boormachine met hoge snelheid en een afgeronde, met diamant beklede braam (Figuur 3A), definieer elke hoek van een rechthoek binnen de grenzen van de eerder gedefinieerde driehoek.
- Verbind elke hoek met een afgeronde diamantbraam van 4 mm om de juiste locatie van de opening te garanderen (Figuur 4B).
- Dun het voorhoofdsbeen geleidelijk uit met de 4 mm afgeronde diamantbraam totdat de dura mater bloot komt te liggen.
OPMERKING: Vermijd het eerste contactpunt met de dura mater in de middellijn, overeenkomend met de sagittale hechting (Figuur 1), aangezien de grote dorsale sagittale sinus zich hier bevindt. Perforatie op dit punt kan een aanzienlijke veneuze bloeding veroorzaken. - Gebruik het eerste contactpunt met de dura om de dikte van het resterende frontale bot visueel te beoordelen.
- Ga voorzichtig door met het dunnen van het voorhoofdsbeen in de gedefinieerde rechthoek met behulp van de 4 mm afgeronde diamantbraam.
OPMERKING: Bewaar het botstof voor latere hemostase van bloedingen uit aderen of blootgestelde spongiose van het frontale bot. - Schuif een dissector van 3 mm onder het voldoende verdunde bot rond de botplaat en breek deze met lichte handmatige druk af om de opening naar de dura mater uit te zetten.
NOTITIE: Wissel af tussen boren en afbikken van het bot totdat meerdere punten van de dura mater rond de botplaat zichtbaar zijn. - Breng steriele zoutoplossing aan met een spuit om het zicht vrij te maken.
8. Verwijdering van de botplaat
- Plaats de dissector van 3 mm onder de botplaat en oefen geleidelijke neerwaartse druk uit op het handvat om de botplaat af te breken.
OPMERKING: De onderliggende dura mater moet nu worden blootgesteld, waardoor de contouren van beide hersenhelften zichtbaar worden (Figuur 5 en Figuur 6). - Beoordeel de integriteit van de dura mater door visueel te inspecteren op lekkage van cerebrospinale vloeistof (CSF).
OPMERKING: Beide hemisferen zullen in synchrone pulsatie omhoog gaan als er geen significante defecten in de dura mater zijn. - Stop kleine veneuze bloedingen met behulp van opgeslagen botstof of door voorzichtig monopolaire of bipolaire coagulatie toe te passen met een cauterisatie op lage spanning.
OPMERKING: Kleine veneuze bloedingen van afgezanten of diploïsche aderen worden verwacht.
9. Bescherming van blootgestelde dura mater
- Bedek de blootgestelde dura mater met een steriel chirurgisch wattenstaafje gedrenkt in steriele zoutoplossing om uitdroging van het onderliggende weefsel te voorkomen.
10. Inbrengen van microdialysekatheters (MDC)
- Gebruik de dorsale sagittale sinus als referentie voor de middellijn. Plaats een microdialysekatheter (MDC) in het lumen van een wegwerpnaald van 18 G. Penetreer de dura mater 10 mm lateraal vanaf de dorsale sagittale sinus met de naald in een hoek van 10°-15° in craniaal-rostrale richting totdat 20 mm van de naald zich in het weefsel bevindt.
- Trek de naald langzaam terug en zorg ervoor dat de MDC op dezelfde locatie blijft binnen de oppervlakkige hersenschors.
- Bevestig de katheter stevig aan de nabijgelegen huid om ontwrichting van de MDC te voorkomen.
NOTITIE: Zorg ervoor dat de punt van de MDC niet in contact komt met de scherpe punt van de naald om schade te voorkomen. - Herhaal de procedure met behulp van de dorsale sagittale sinus als middellijnreferentie. Plaats een MDC in een naald zoals hierboven beschreven en penetreer de dura mater op de contralaterale hemisfeer 15 mm van de middellijn met de naald loodrecht (hoek van 90°).
- Steek de naald 20 mm in voordat u deze langzaam terugtrekt zoals beschreven, waarbij u de MDC in het subcorticale hersenweefsel laat. Zet de MDC vast zoals hierboven beschreven.
- Bereid een plastic wegwerpspuit van 2 ml voor met een wegwerpnaald van 18 G. Vul de spuit met 0,5 ml steriele zoutoplossing.
- Penetreer de dura mater 20 mm zijdelings vanaf de middellijn terwijl u de naald in een hoek van 45° naar de middellijn gericht houdt. Breng de naald langzaam 1 mm per keer in terwijl u bij elke stap van het inbrengen voorzichtig opzuigt.
- Observeer de spuit tijdens elke aspiratie totdat cerebrospinale vloeistof (CSF) is verkregen.
- Scheid de naald van de spuit terwijl u de naald op dezelfde anatomische plaats houdt. Steek een MDC door de naald in het laterale ventrikel totdat er weerstand wordt gevoeld.
- Bevestig de MDC stevig met chirurgische tape zoals hierboven beschreven.
11. Microdialyse (MD)
- Sluit elke microdialysekatheter (MDC) aan op een aparte microdialysepomp.
- Start het microdialyseproces door steriele zoutoplossing door de MDC te pompen en deze in een geschikt monster te verzamelen. Zorg voor doorstroming door elke MDC door de zoutoplossing in elk monster te observeren.
- Start een weefselkalibratieperiode van 30 minuten continue microdialyse met een debiet van 1 μL/min.
12. Euthanatiek
- Dien een bolus intraveneus pentobarbital (50 mg/kg) toe via de centraal veneuze katheter (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen).
- Let op de pols, bloeddruk en end-tidal CO2 - curves op het ademhalingsapparaat voor een flatline als bevestiging van een hartstilstand.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
De buikligging van de varkenskop zorgt voor optimale toegang voor de chirurg tijdens de procedure, en het gebruik van stabiliserende zandzakken vermindert het risico op onbedoelde verschuivingen in de positie van de varkenskop tijdens het boren.
Tijdens deze demonstratie werden de oppervlakkige anatomische oriëntatiepunten van de bovenste schedel van het varken (zowel de bovenste orbitale kammen als de nekkam) (Figuur 1 en Figuur 3) g...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
De gedemonstreerde procedure omvat verschillende kritieke stappen. Ten eerste is de nauwkeurige planning van de locatie van de craniectomie cruciaal vanwege de samenstelling van de varkensschedel. Aangezien de dikte van het voorhoofdsbeen van het varken aan de zijranden toeneemt, kan het te zijdelings plaatsen van de opening11 het moeilijk maken om de dura mater te bereiken tijdens het boren. Bovendien is het belangrijk om de opening correct binnen de middellijn te lokaliseren om het risico op onb...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.
Dankbetuigingen
De auteurs willen onze dank uitspreken voor de steun en technische ervaring die wordt gedeeld door het personeel van het Biomedisch Laboratorium, Universitair Ziekenhuis van Aalborg, Denemarken.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 10 mL plastic syrringes | Becton, Dickinson and Company | 303219 | |
| 107 Microdialysis pump | M Dialysis | P000127 | 107 Microdialysis Pump |
| 2 mL plastic syrringes | Becton, Dickinson and Company | 300928 | |
| 25 mm, 18 G needles | Becton, Dickinson and Company | 304100 | |
| Bair Hugger heater | 3M | B5005241003 | |
| Bair Hugger heating blanket | 3M | B5005241003 | |
| Battery for microdialysis pump | M Dialysis | 8001788 | Battery 6V, 106 & MD Pump |
| Dissector | Karl Storz | 223535 | Flattended 3 mm dissector |
| Endotracheal tube size 6.5 | DVMed | DVM-107860 | Cuffed endotracheal tube |
| Euthasol Vet | Dechra Veterinary Products A/S | 380019 | phentobarbital for euthanazia, 400 mg/mL |
| Farabeuf Rougine | Mahr Surgical | Flat headed rougine (12 mm) | |
| Foley Catheter 12 F | Becton, Dickinson and Company | D175812E | Catheter with in-built thermosensor |
| Intravenous sheath | Coris Avanti | Avanti Cordis Femoral Sheath 6 F | |
| Microdialysis brain catheters | M Dialysis | P000050 | membrane length 10 mm -shaft 100 mm 4/pkg |
| Microdialysis syringe | M Dialysis | 8010191 | 106 Pump Syringe 20/pkg |
| Microvials for microdialysis sampling | M Dialysis | P000001 | Microvials 250/pkg |
| Operating table | |||
| Pneumatic high-speed drill | Medtronic | Medtronic Midas Rex 7 drill | |
| Primus respirator | Drä̈ger | Respirator with in-built vaporizer for supplementary Sevofluran anesthesia | |
| Rounded diamond drill | Medtronic | 7BA40D-MN | |
| Self-retaining retractor | World Precision Instruments | 501722 | Weitlander retractor, self-retaining, 14 cm blunt |
| Sterile Saline | Fresnius Kabi | 805541 | 1000 mL |
| Sterile surgical swaps | |||
| Surgical scalpel no 24 | Swann Morton | 5.03396E+12 | Swann Morton Sterile Disposable Scalpel No. 24 |
| Zoletil Vet | Virbac | Medical mixture for induction of anesthesia |
Referenties
- Mariager, T., Bjarkam, C., Nielsen, H., Bodilsen, J. Experimental animal models for brain abscess: a systematic review. Br J Neurosurg. , 1-8 (2022).
- Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clin Appl. 8, 715-731 (2014).
- Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. The pig: A model for human infectious diseases. Trends Microbiol. 20 (1), 50-57 (2012).
- Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Vet Pathol. 49 (2), 344-356 (2012).
- Lind, N. M., et al. The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders. Neurosci Biobehav Rev. 31 (5), 728-751 (2007).
- Hoffe, B., Holahan, M. R. The use of pigs as a translational model for studying neurodegenerative diseases. Front Physiol. 10, 838(2019).
- Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the göttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. J Vis Exp. (52), e2652(2011).
- Bjarkam, C. R., Glud, A. N., Orlowski, D., Sørensen, J. C. H., Palomero-Gallagher, N. The telencephalon of the Göttingen minipig, cytoarchitecture and cortical surface anatomy. Brain Struct Funct. 222 (5), 2093-2114 (2017).
- Hou, N., Du, X., Wu, S. Advances in pig models of human diseases. Animal Model Exp Med. 5 (2), 141-152 (2022).
- Munk, M., Poulsen, F. R., Larsen, L., Nordström, C. H., Nielsen, T. H. Cerebral metabolic changes related to oxidative metabolism in a model of bacterial meningitis induced by lipopolysaccharide. Neurocrit Care. 29 (3), 496-503 (2018).
- Kyllar, M., et al. Radiography, computed tomography and magnetic resonance imaging of craniofacial structures in pig. J Vet Med C: Anat Histol Embryol. 43 (6), 435-452 (2014).
- Mariager, T., et al. Continuous evaluation of single-dose moxifloxacin concentrations in brain extracellular fluid, cerebrospinal fluid, and plasma: A novel porcine model. J Antimicrobial Chemother. , (2024).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
