Dit artikel biedt een protocol en een begeleidende video voor de retrobulbaire sinusinjectie tot een totaal volume van 150 μL voor postnatale, juveniele en uitgelopen volwassen muizen. Deze procedure is bijzonder geschikt voor de injectie van kleine muizen (15 g) wanneer injectie van de staartader niet haalbaar is.
Methodenartikel
Systemische behandeling voor postnatale, juveniele en gerunde volwassen muizen door retrobulbaire sinusinjectie
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Hoewel injecties met staartaders vaak worden gebruikt als systemische toedieningsroute bij volwassen muizen, zijn retrobulbaire injecties een alternatieve methode voor systemische toediening met minder beperkingen. Ten eerste zijn staartaderinjecties (TVI's) beperkt tot volwassen muizen waarbij de grootte van de staartader geschikt is voor toegang. Beperkt zijn tot het behandelen van volwassen muizen kan problematisch zijn bij het omgaan met muismodellen die de volwassenheid niet overleven. Ten tweede zijn TVI's niet haalbaar voor muismodellen met fenotypes van groeiachterstand waarbij de muizen nooit de grootte bereiken van volwassen wildtype muizen. Daarom kunnen retrobulbaire injecties met succes worden gebruikt om zowel jonge als kleine volwassen muizen te behandelen. Ten slotte worden retrobulbaire injecties uitgevoerd onder anesthesie, wat minder belastend is voor de muizen dan TVI's die gewoonlijk zonder verdoving worden uitgevoerd. Dit artikel presenteert een protocol en gedetailleerde instructies voor retrobulbaire injecties die kunnen worden gebruikt voor systemische toediening aan kleine en jonge muizen.
Inleiding
Muizenmodellen van genetische ziekten worden vaak gebruikt om de werkzaamheid van kleine molecuul-, genetische en celtherapieënaan te tonen. Bij muizen is de meest gebruikte methode om systemische toediening aan mensen na te bootsen de staartaderinjectie (TVI), die meestal wordt uitgevoerd bij volwassen muizen op een leeftijd van ongeveer 6-8 weken om ervoor te zorgen dat de ader groot genoeg is om toegang te krijgen. TVI is met succes gebruikt in tal van preklinische proof-of-principle-studies van genetische ziekten, zoals hemofilie, die klinische proeven bij mensen voor gentherapie hebben ondersteund2. Veel muizenmodellen van genetische ziekten hebben echter groei- en/of vroege letaliteitsfenotypes, waardoor ze niet de leeftijd of grootte van een volwassen muis kunnen bereiken (Figuur 1). Het behandelen van dergelijke muizen via TVI kan uiterst moeilijk, zo niet onmogelijk zijn, afhankelijk van de leeftijd van dodelijkheid en/of de maximale grootte die de dieren kunnen bereiken.
Daarentegen kan systemische toediening van een therapeutisch middel door retrobulbaire (vaak en ten onrechte retro-orbitale genoemd) sinusinjectie vrij gemakkelijk worden gedaan bij muizen, ongeacht leeftijd of grootte3. Retrobulbaire injecties van adeno-geassocieerd virus (AAV) zijn met succes gebruikt in jonge groeiachterlijke muizenmodellen van genetische ziekten, zoals methylmalonzuuracidemie (MMA) en Niemann-Pick type C-ziekte 4,5,6,7,8. (Deze procedure kan ook worden gebruikt om pasgeborenen 3,4,9,10 te injecteren; deze techniek wordt echter niet beschreven in dit protocol of de bijbehorende video.) Zelfs zeer giftige stoffen zoals doxorubicine kunnen veilig worden toegediend door retrobulbaire injectie11,12. In tegenstelling tot TVI worden muizen verdoofd tijdens retrobulbaire sinusinjecties, wat de procedure minder belastend maakt voor de muis en gemakkelijker voor de operator die de muis niet fysiek in bedwang hoeft te houden13,14. Een extra zorg is dat TVI vaak een warmtelamp gebruikt om de staartader te verwijden, wat mogelijk uitdroging zou kunnen veroorzaken bij jonge muizen en problematisch zou kunnen zijn in muizenmodellen van genetische ziekten die meer verdacht zijn van hittegerelateerde stress. Een ander probleem dat zich kan voordoen bij het gebruik van TVI is dat de staartader bijzonder uitdagend kan zijn om te visualiseren op sterk gepigmenteerde muizen. Net als TVI resulteren retrobulbaire sinusinjecties echter in een brede systemische biodistributie 15,16.
Protocol
Dit protocol en de bijbehorende video zijn voor de retrobulbaire injectieruimte van postnatale, juveniele en gerunde volwassen muizen door retrobulbaire sinusinjectie; het protocol is goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (ACUC) van het National Human Genome Research Institute onder protocolnummer G-03-4. Andere instellingen kunnen andere vereisten en beperkingen hebben, en dit protocol moet mogelijk worden gewijzigd voor goedkeuring in uw instituut. Verkrijg goedkeuring van de ACUC van uw instelling voordat u deze of een andere dierprocedure uitvoert.
1. Voorbereiding vóór de injectie
- Verdun de AAV tot het gewenste injectievolume en de gewenste concentratie met steriele fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) in een steriele microcentrifugebuis van 1,5 ml voor elke injectie. Voeg een extra volume van 50% toe voor elke injectie om een nauwkeurige vulling van de steriele spuit voor eenmalig gebruik mogelijk te maken.
OPMERKING: Hier verdunnen we een AAV8-CAG-eGFP-reporter om een dosis van 1 × 1013virale genomen per kg lichaamsgewicht (vg/kg) af te geven in een volume van 50 μL. De hoeveelheid AAV in de te injecteren 50 μL wordt berekend aan de hand van het gewicht van het dier op het moment van injectie. In deze video wordt AAV geïnjecteerd via de retrobulbaire route om systemische toediening bij mensen na te bootsen. Andere gentherapievectoren (d.w.z. lentivirus, adenovirus), RNA-therapieën en kleine moleculen kunnen systemisch worden toegediend met behulp van deze procedure. - Zorg ervoor dat het tafelmodel anesthesiesysteem voor proefdieren (LAAS) correct is ingesteld en correct functioneert in overeenstemming met de instructies van de fabrikant.
OPMERKING: Als een alternatieve anesthesiemethode wordt gebruikt, zorg er dan voor dat de verdoving is voorbereid voordat met de injecties wordt begonnen. De retrobulbaire injectieprocedure moet compatibel zijn met de meeste anesthesieën (bijv. een injecteerbare chemische fixatie zoals ketamine en xylazine). - Voordat u de steriele spuit voor eenmalig gebruik vult (in dit geval een insulinespuit, 31 G, 8 mm lang, 3/10 ml inhoud), beweegt u de zuiger meerdere keren op en neer om ervoor te zorgen dat de zuiger soepel kan worden ingedrukt. Vul vervolgens de spuit tot het gewenste volume en zorg ervoor dat er geen luchtbellen zijn.
OPMERKING: Volumes tot 150 μL kunnen worden geïnjecteerd; ons laboratorium injecteert doorgaans een volume van 50 μL.
2. Sedatie bij muizen via toediening van isofluraangas met een anesthesiesysteem voor proefdieren (LAAS)
- Zorg ervoor dat het gas alleen naar de inductiekamer stroomt. Draai de tweewegkraan naar het niet-rebreathing-circuit (NRB) dicht.
- Draai de groene zuurstofstroomknop aan de voorkant van de debietmeter aan zodat er een debiet van 1 l/min is.
- Draai isofluraan naar ≤4% door de hendel aan de bovenkant van de verdamper in te drukken en de draaiknop naar de gewenste concentratie te draaien.
- Plaats de muis in de doorzichtige inductiekamer. Let goed op de ademhaling en beweging van het dier. Zodra het dier ligt, draai je de verdamperknop naar beneden tot 2-2,5% isofluraan.
- Open de tweewegkraan naar het NRB-circuit dat aan het gezichtsmasker is bevestigd en sluit de gastoevoer naar de inductiebox.
- Verwijder het dier en plaats het in het mondmasker van het NRB-circuit.
- Verlaag de instelling van de isofluraanconcentratie naar 1,5%-1,75%, afhankelijk van de reactie op stimuli (bijv. teenknijpen of pootknijpen).
- Controleer altijd continu de ademhaling en de kleur van de slijmvliezen van de muis (indien mogelijk). Als de ademhaling van het dier moeizaam wordt of de kleur van de slijmvliezen niet roze is, verlaag dan de verdovingsconcentratie.
- Houd het dier gedurende de hele procedure warm. Gebruik een handwarmer gewikkeld in een papieren handdoek die onder de onderlegger wordt geplaatst en zich direct onder de muis bevindt.
- Schakel de zuurstof en de verdamper uit na voltooiing van de procedure.
3. Injectie van het dier
- Als u rechtshandig bent, injecteert u het rechteroog van de muis en plaatst u de muis op de linkerzij met de snuit naar de rechterhand gericht. Als u linkshandig bent, injecteert u het linkeroog van de muis en plaatst u de muis op de rechterkant met de snuit naar de linkerhand gericht.
- Breng een of twee druppels oogheelkundige verdoving aan op de oogbol, die moet worden geïnjecteerd. Verwijder vervolgens een teveel aan oogheelkundige anesthesieoplossing met behulp van een steriel absorberend gaasje. Oefen lichte druk uit met de vingertoppen op de huid dorsaal en ventrale op het oog om de oogbol van de muis gedeeltelijk uit de oogkas te steken (Figuur 2A,B).
OPMERKING: Zorg ervoor dat u geen overmatige druk uitoefent op de omliggende halsvaten wanneer u het oog uitsteekt, omdat dit de bloedstroom en injectie belemmert. Bovendien kan het uitoefenen van druk op de luchtpijp voorkomen dat de muis ademt. Zorg ervoor dat de muis tijdens de procedure kan ademen. - Houd de naald in een afgeschuinde positie in een hoek van ongeveer 30° en plaats deze in de mediale canthus (Figuur 2C).
OPMERKING: De diepte van de plaatsing van de naald om de retrobulbaire sinus te bereiken, is afhankelijk van de grootte van het dier. Door de naald tijdens de injectie in de afgeschuinde positie te houden, wordt het risico op oogbeschadiging verkleind. Pas op dat u de naald niet te diep plaatst en de oogkas doorboort. De injectie duurt minder dan een minuut. - Oefen langzaam en soepel druk uit op de zuiger van de spuit om de injectie toe te dienen. Dit verkleint de kans op extravasatie.
- Verwijder de naald langzaam en soepel.
- Verwijder het gezichtsmasker van de muis om herstel van de anesthesie mogelijk te maken.
4. Na injectie
- Schakel de zuurstof en de verdamper uit na voltooiing van de procedure.
- Gebruik een steriel gaasje om bloed te verwijderen als er nog een bloeding optreedt.
- Zorg ervoor dat de muis zich in een warme ruimte bevindt (ongeveer 37 °C), maar niet te heet, om onderkoeling tijdens het herstel van de anesthesie te voorkomen.
- Observeer de muis geïsoleerd totdat deze volledig hersteld is voordat u de muis terugplaatst in de kooi en het rek.
OPMERKING: Het isoleren van de muis tijdens het herstel voorkomt dat kooigenoten de verdoofde muis verwonden tijdens het herstel.
Resultaten
Retrobulbaire sinusinjectie is met succes gebruikt om kleine moleculen, antilichamen en adeno-geassocieerd virus (AAV) systemisch af te leveren4,5,9,15,16. In figuur 3 worden de lever van een met PBS (vehiculum) behandelde muis en een met AAV8 behandelde muizenlever weergegeven als voorbeeld van AAV-injectie en -expressie na een retrobulbaire injectie. AAV8 is, net als veel natuurlijk voorkomende AAV-vectoren, levertrofisch. Daarom wordt substantiële levertransductie verwacht bij een muis die een systemische dosis van 5 × 1012vg/kg17 kreeg. Het grote aantal hepatocyten dat methylmalonyl-CoA-mutase (MMUT) RNA tot expressie brengt in figuur 3 en dat tot expressie wordt gebracht door het AAV-transgen, duidt op een succesvolle retroorbitale injectie.
Figuur 1: Een muis met groeiachterstand en propionzuuracidemie. Dit is een voorbeeld van de extreme groeiachterstand die kan optreden in muizenmodellen van genetische ziekten. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Afbeeldingen en diagram van retrobulbaire sinusinjectie. (A) Afbeelding van de plaatsing van de vinger op de vacht om de oogbol uit te steken (aangegeven met een witte pijl). (B) Afbeelding van het uitsteeksel van de oogbol (aangegeven met een witte pijl) na toepassing van neerwaartse druk op de vacht voorafgaand aan het plaatsen van de naald en injectie. (C) Diagram van de oriëntatie van de naaldafschuining (afschuining naar beneden ten opzichte van de oogbol), naaldhoek (30°) en plaatsing van de retrobulbaire sinusnaald. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: RNA in situ hybridisatie na injectie van retrobulbaire sinus met AAV8. Afbeeldingen van (A) 10x met een voertuig behandelde lever, (B) 10x met AAV8 behandelde lever, (C) 20x met een voertuig behandelde lever en (D) 20x met AAV8 behandelde lever gekleurd voor MMUT RNA. Muizen met methylmalonzuuracidemie werden behandeld met een dosis van 5 ×10 12 vg/kg AAV8-LPS-MMUT of een voertuigcontrole (PBS) op de leeftijd van 1 maand. Leverweefsel werd 1 maand na de behandeling verzameld. MMUT RNA bruin gekleurd (zwarte pijlen geven gebieden met positieve kleuring aan). Lever tegengekleurd met hematoxyline. Schaalbalken = 100 μm 10x voor afbeeldingen, 50 μm voor 20x afbeeldingen (B). Afkortingen: AAV = adeno-geassocieerd virus; LPS = leverspecifieke promotor; MMUT = methylmalonyl-CoA-mutase. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Discussie
Hoewel retrobulbaire injectie een betrouwbare methode is om kleine moleculen, eiwitten en genomische therapieën toe te dienen, is het oefenen van de techniek met een kleurstof noodzakelijk om ervoor te zorgen dat een betrouwbare en reproduceerbare systemische toediening wordt bereikt. Het gebruik van een kleurstof wordt ten zeerste aanbevolen voor het oefenen van retrobulbaire injecties bij muizen voordat deze toedieningsroute in experimenten wordt gebruikt. Kleurstoffen kunnen visueel worden gecontroleerd in de muizenweefsels om een consistente systemische afgifte te garanderen.
In onze demonstratie van de retrobulbaire injectietechniek werd isofluraangas gebruikt om de muizen voorafgaand aan de procedure te verdoven. Andere vormen van anesthesie kunnen voorafgaand aan de procedure worden gebruikt, maar het is belangrijk ervoor te zorgen dat de muis niet herstelt van de sedatie voordat de injectie is voltooid. Gelukkig duurt de daadwerkelijke injectie meestal minder dan een minuut en is de tijd waarin de muis volledig verdoofd moet worden kort. De muis moet tijdens de injectie volledig worden verdoofd en de anesthesie moet opnieuw worden toegediend als de muis vóór de injectie bij bewustzijn komt. Aangezien er risico's verbonden zijn aan het gebruik van anesthesie, moet de tijdsduur dat de muis wordt verdoofd tot een minimum worden beperkt. We hebben geen problemen gehad met het gebruik van isofluraan om kleine zieke muizen met methylmalonzuur- en propionzuuracidemie te verdoven. Sommige muismodellen kunnen echter gevoeliger zijn voor sedatie en bepaalde anesthesie. Dit mogelijke probleem moet in overweging worden genomen voordat wordt geprobeerd sedatie in een onderzoek te gebruiken. Ten slotte vermindert het gebruik van sedatie in combinatie met de retrobulbaire injectie het schijnbare leed dat de muis tijdens het injectieproces vertoont aanzienlijk in vergelijking met TVI, waar sedatie niet vaak wordt gebruikt.
We hebben geen problemen na injectie waargenomen, hoewel infectie een potentieel risico is bij elke injectie. Om de kans op infectie te verkleinen, worden een steriele wegwerpspuit voor eenmalig gebruik en steriele PBS gebruikt om de gezuiverde AAV te verdunnen. Alle muizen in onze dierenfaciliteit worden dagelijks gecontroleerd op tekenen van mogelijke gezondheidsproblemen en krijgen veterinaire zorg om eventuele gezondheidsproblemen aan te pakken wanneer dat gerechtvaardigd is.
Het alternatief voor retrobulbaire sinusinjectie en de meer algemeen gebruikte methode van systemische toediening aan juveniele en volwassen muizen is TVI. TVI en retrobulbaire sinusinjectie resulteren in een vergelijkbare biodistributie in het geval van kleine moleculen en antilichamen, en door extrapolatie zou hetzelfde worden verwacht voor virale vectoren15,16. In de literatuur zijn echter geen voorbeelden te vinden waarin de systemische afgifte van gentherapievectoren door TVI en retrobulbaire sinusinjectie wordt vergeleken. Naar onze mening zijn retrobulbaire sinusinjecties gemakkelijker uit te voeren bij muizen met een verminderd groeifenotype en/of vroege letaliteit.
TVI wordt vaak beschouwd als meer analoog aan systemische bevalling bij mensen, ondanks dat mensen een retrobulbaire sinus hebben maar geen staart. In één opzicht lijkt de retrobulbaire sinusinjectie op menselijke systemische toediening, in die zin dat de injectant het bovenste veneuze systeem binnenkomt op dezelfde manier als wanneer een injecterend middel aan een mens wordt toegediend door een perifeer ingebrachte centrale katheter (PICC-lijn) of een intraveneuze katheter die in de arm wordt geplaatst. Omgekeerd komt de injectant na injectie van de staartader in het onderste veneuze systeem van een muis. Helaas repliceert geen van deze methoden precies de methode(n) die worden gebruikt voor systemische toediening bij mensen, maar beide zijn effectieve methoden voor systemische toediening bij muizen.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets relevants voor deze publicatie te onthullen.
Dankbetuigingen
We waarderen de hulp van het personeel van de NHGRI-muisfaciliteit, het NCI Molecular Pathology Lab en vooral Andrew Warner. R.J.C. wordt ondersteund door het Intramural Research Program van de NHGRI via 1ZIAHG200318-16 en dit werk werd gedeeltelijk gefinancierd door het National Center for Advancing Translational Sciences (NCATS). Figuur 2C is gemaakt met BioRender.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| AAV8-CAG-eGFP | Univ. Penn. Vector Core | Speciale bestelling | alternatieve bronnen van AAV-reporters en alternatieve AAV-reporters zijn beschikbaar |
| Barrier (Filter) Tips, 20 μL maat | ThermoFisher | AM12645 | voor het verdunnen van AAV naar gewenste injectievolume en concentratie |
| Barrier (Filter) Tips, 100 μL maat (sterieel) | ThermoFisher | AM12648 | voor het verdunnen van AAV naar gewenste injectievolume en concentratie |
| Dual Prodedure Circuit | VetEquip | 921400 | alternatieve anesthesiemethode kan worden gebruikt |
| Gilsen PIPETTEMAN Classic P20 pipet | Gilson | F123600 | voor het verdunnen van AAV naar gewenste injectievolume en concentratie |
| Gilsen PIPETTEMAN Classic P100 pipet | Gilson | F123615 | voor het verdunnen van AAV naar gewenste injectievolume en concentratie |
| Hand warmers (HOTHANDS) | ULINE | S-1497B | om de muis warm te houden tijdens anesthesie |
| Insulinespuiten, 31 G, 8 mm lengte, 3/10 mL capaciteit | Becton Dickson | 328438 | gebruikt in video; een spuit per injectie |
| Isofluraan (Fluriso) | VETONE | 502017 | alternatieve anesthesie kan worden gebruikt |
| Medline Protection Plus Wegwerp Onderleggers | ThermoFisher | 23-666-062 | om de muis op te plaatsen tijdens injectie |
| Oak Ridge Phlebotomy Sharps Container Met Transparant Deksel | ThermoFisher | 22-730-434 | voor de verwijdering van naalden |
| Fosfaat gebufferde zoutoplossing PBS, pH 7.4 | Gibco | 10010023 | Om AAV te verdunnen tot gewenste concentratie en volume |
| Snap Cap Low Retention Microcentrifugebuizen (sterieel) | ThermoFisher | 3451 | voor het verdunnen van AAV naar gewenste injectievolume en concentratie |
| Steriele gaasverband 4"x"4 | Covidien | 3033 | |
| Trecaine Hydrochloride Oogzalf (0,5%) | Ocenanside Pharmaceuticals | AK102D5DS | lokaal anesthetisch |
| Tuberculina spuit met een 27,0 G (of kleiner) | Alle | N/A | alternatief voor insulinespuit gebruikt in video |
| VetEquip’s Gebruikershandleiding en Gebruiksaanwijzing voor tafelblad en mobiele Laboratoriumdier Anesthesie Systeem. | VetEquip | chrome-extension://efaidnbmnnnibpcajpcglclefindmkaj/https://www.vetequip.com/pdfs/LAAS%20Manual.pdf | link naar gebruikershandleiding en handleiding |
Referenties
- Perlman, R. L. Mouse models of human disease: An evolutionary perspective. Evol Med Public Health. 2016 (1), 170-176 (2016).
- Samelson-Jones, B. J., George, L. A. Adeno-associated virus gene therapy for hemophilia. Annu Rev Med. 74, 231-247 (2023).
- Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. Retrobulbar injections in mice. Lab Anim (NY). 40 (5), 155-160 (2011).
- Chandler, R. J., et al. Systemic gene therapy for methylmalonic acidemia using the novel adeno-associated viral vector 44.9. Mol Ther Methods Clin Dev. 27, 61-72 (2022).
- Chandler, R. J., et al. Systemic aav9 gene therapy improves the lifespan of mice with niemann-pick disease, type c1. Hum Mol Genet. 26 (1), 52-64 (2017).
- Venturoni, L. E., et al. Growth advantage of corrected hepatocytes in a juvenile model of methylmalonic acidemia following liver directed adeno-associated viral mediated nuclease-free genome editing. Mol Genet Metab. 137 (1-2), 1-8 (2022).
- Ilyinskii, P. O., et al. Immtor nanoparticles enhance aav transgene expression after initial and repeat dosing in a mouse model of methylmalonic acidemia. Mol Ther Methods Clin Dev. 22, 279-292 (2021).
- Davidson, C. D., et al. Improved systemic aav gene therapy with a neurotrophic capsid in niemann-pick disease type c1 mice. Life Sci Alliance. 4 (10), e202101040(2021).
- Chandler, R. J., et al. Systemic gene therapy using an aav44.9 vector rescues a neonatal lethal mouse model of propionic acidemia. Mol Ther Methods Clin Dev. 30, 181-190 (2023).
- Rocha-Ferreira, E., et al. A neonatal rodent model of retroorbital vein injection. J Vis Exp. (204), e65386(2024).
- Bohnert, B. N., Artunc, F. Induction of nephrotic syndrome in mice by retrobulbar injection of doxorubicin and prevention of volume retention by sustained release aprotinin. J Vis Exp. (135), e57642(2018).
- Bohnert, B. N., et al. Retrobulbar sinus injection of doxorubicin is more efficient than lateral tail vein injection at inducing experimental nephrotic syndrome in mice: A pilot study. Lab Anim. 53 (6), 564-576 (2019).
- Meijer, M. K., Spruijt, B. M., Van Zutphen, L. F., Baumans, V. Effect of restraint and injection methods on heart rate and body temperature in mice. Lab Anim. 40 (4), 382-391 (2006).
- Nohara, M., Tohei, A., Sato, T., Amao, H. Evaluation of response to restraint stress by salivary corticosterone levels in adult male mice. J Vet Med Sci. 78 (5), 775-780 (2016).
- Schoch, A., Thorey, I. S., Engert, J., Winter, G., Emrich, T. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital venous sinus routes of antibody administration in pharmacokinetic studies. Lab Anim (NY). 43 (3), 95-99 (2014).
- Steel, C. D., Stephens, A. L., Hahto, S. M., Singletary, S. J., Ciavarra, R. P. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital venous sinus as routes of intravenous drug delivery in a transgenic mouse model. Lab Anim (NY). 37 (1), 26-32 (2008).
- Zincarelli, C., Soltys, S., Rengo, G., Rabinowitz, J. E. Analysis of aav serotypes 1-9 mediated gene expression and tropism in mice after systemic injection. Mol Ther. 16 (6), 1073-1080 (2008).
Herprints en machtigingen
