Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Beoordeling van structurele kenmerken in Triticum aestivum en Zea mays voor C3 en C4 fotosynthetische differentiatie met behulp van vrije hand en halfdunne secties

2.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66843

⸱

12 juli 2024

 ,  ,  , 
1Institute of Agricultural and Environmental Sciences, Estonian University of Life Sciences, 2Estonian Academy of Sciences

In dit artikel

Samenvatting

Het beoordelen van de anatomische verschillen tussen C3 en C4 bladdoorsneden helpt de efficiëntie van fotosynthese te begrijpen. Dit artikel beschrijft de voorbereiding en het onderzoek van dwarsdoorsneden uit de vrije hand en halfdunne bladeren, samen met de kanttekeningen bij de voorbereiding voor de gewassoorten Triticum aestivum en Zea mays.

Samenvatting

De verbeterde efficiëntie vanC4-fotosynthese , vergeleken met hetC3-mechanisme , komt voort uit het vermogen om CO2 te concentreren in bundelmantelcellen. De effectiviteit vanC4-fotosynthese en de efficiëntie van het intrinsieke watergebruik zijn direct gekoppeld aan het aandeel mesofyl- en bundelbladcellen, de grootte en dichtheid van bundelomhulsels, en de grootte, dichtheid en celwanddikte van bundelschedecellen. Snelle microscopische analyse van deze eigenschappen kan worden uitgevoerd op secties uit de vrije hand en halfdunne secties met behulp van conventionele lichtmicroscopie, wat waardevolle informatie oplevert over de fotosynthese-efficiëntie inC4-gewassen door middel van het identificeren en onderzoeken van specifieke celtypen. Bovendien worden fouten in de voorbereiding van halfdunne secties uit de vrije hand en semi-dunne secties getoond die van invloed zijn op anatomische metingen en celtypediagnoses, evenals hoe deze fouten kunnen worden vermeden. Deze microscopische benadering biedt een efficiënte manier om inzicht te krijgen in fotosynthetische acclimatisatie aan milieuvariatie en helpt bij het snel screenen van gewassen voor toekomstige klimaten.

Inleiding

Fotosynthese is een fundamenteel proces waarbij lichtenergie wordt omgezet in chemische energie, die dient als hoeksteen van terrestrische trofische netwerken. De meeste planten volgen deC3-route van fotosynthese, waarbij het primaire fotosynthetische product de drie-koolstofverbinding glyceraat 3-fosfaat is. C3 fotosynthese evolueerde meer dan 2 miljard jaar geleden in de atmosfeer, rijk aan CO2 en laag in O21. Het belangrijkste fotosynthetische enzym ribulose 1,5-bisfosfaatcarboxylase/oxygenase (Rubisco), dat onder deze omstandigheden is geëvolueerd, is suboptimaal voor de huidige omstandigheden met een laag CO2 hoog O2-gehalte, omdat het competitief reageert met O2, waardoor fotorespiratie wordt geïnitieerd2. Fotorespiratie is een verspillende route die energie verbruikt in plaats van deze te produceren en CO2 als bijproduct vrij te geven. Daarom is het van cruciaal belang om een hoge CO2 -concentratie rond Rubisco in chloroplasten te handhaven om oxygenatie te voorkomen 3,4. Vanwege het onvermogen vanC3-planten om CO2 te concentreren, is er een aanzienlijke CO2 -opname van de omgevingslucht naar chloroplasten, waardoor de fotosynthese wordt afgeremd en de plantengroei en de productie van biomassa worden beïnvloed 2,5,6.

InC3-planten wordt de fotosynthese beperkt door de intrede van CO2 via huidmondjes, de diffusie ervan door het mesofyl en de biochemische activiteit van fotosynthetische enzymen. De opname van CO2 wordt in de eerste plaats beperkt door de stomatale geleiding, die wordt geregeld door omgevingsomstandigheden zoals luchttemperatuur en vochtigheid. Vervolgens diffundeert CO2 door de interne gasvormige en vloeibare fase van het blad naar Rubisco7. In C3-planten vinden alle stadia van fotosynthese plaats in de chloroplasten van mesofylcellen, en planten moeten een constante instroom van CO2 uit de atmosfeer in chloroplasten behouden. De afhankelijkheid van de beschikbaarheid van CO2 in chloroplasten van stomatale openheid, mesofylarchitectuur en individuele cel- en chloroplastkenmerken maakt planten vatbaar voor omgevingsbeperkingen die uiteindelijk de fotosynthese beïnvloeden, zoals een lage beschikbaarheid van water en hoge temperaturen 7,8,9,10, wat met name hun kwetsbaarheid voor klimaatverandering benadrukt11.

Gezien de uitdagingen die worden veroorzaakt door de inefficiënties van deC3-route, evenals beperkingen bij het handhaven van optimale CO2 -niveaus en gevoeligheid voor omgevingsfactoren, is in bepaalde planten een andere route, de C4-fotosyntheseroute, geëvolueerd. Kenmerkend is datC4-planten twee ruimtelijk gescheiden biochemische routes hebben; de initiële CO2 -fixatie vindt plaats in mesofylcellen door fosfoenolpyruvaatcarboxylase, dat een hogere affiniteit heeft voor CO2 dan Rubisco en ook geen oxygenatie-activiteit heeft. Het gevormdeC4-product wordt verder getransporteerd naar bundelmantelcellen, waar het wordt gedecarboxyleerd, en CO2 wordt opnieuw vrijgegeven en gefixeerd door Rubisco (C3-fotosynthese)12,13,14. De grotere affiniteit van PEP-carboxylase voor CO2 en dikke celwanden van bundelschedecellen zorgen voor CO2-concentratie in bundelschedecellen, en zo minimaliserenC4-planten de fotorespiratie door CO 2-fixatie en de Calvin-cyclus ruimtelijk te scheiden. De adoptie van de C4-route toont de adaptieve reactie van de natuur op milieubeperkingen en biedt inzicht in mogelijke strategieën voor het verbeteren van de productiviteit en veerkracht van gewassen in veranderende klimaatomstandigheden15.

De gespecialiseerde anatomie van de bladstructuur in C4-planten wordt gekenmerkt door aders omgeven door vergrote vaatbundelschedecellen die chloroplasten bevatten en met een radiale rangschikking van mesofylcellen in een buitenste ringpatroon rond bundelschedecellen. De mesofylcellen bevinden zich in de nabijheid van de bundelschedecellen, wat een snel en continu transport van metabolieten tussen de twee celtypen mogelijk maakt. De rangschikking van deze cel is typerend voor C4-planten en wordt aangeduid als Kranz-anatomie16. BijC3-soorten kan de specialisatie en dispositie van mesofylcellen variëren, maar bundelschedecellen zijn duidelijk kleiner en hebben een paar chloroplasten of helemaal geen chloroplasten. Specifieke Kranz-anatomie maakt het mogelijk om CO2 te concentreren in chloroplasten in bundelschedecellen waar hetC3-carboxylerende enzym Rubisco zich bevindt, waardoor de fotorespiratie effectief wordt belemmerd 4,17,18. Ondanks de schijnbaar complexe rangschikking, hebben deze veranderingen zich onafhankelijk meerdere keren voorgedaan in de evolutie van angiospermen, wat aangeeft dat het een relatief haalbare evolutionaire route is 19,20,21, en van verschillende taxa is aangetoond dat ze zich in een tussenstadium bevinden tussen het koolstofmetabolisme van C3 en C 4, aangeduid als C3-C 4 of C2, het vermogen hebben om CO2 te concentreren en opnieuw op te nemen 22,23,24,25.

VeelC3-planten zijn gewassen met een hoog economisch belang, en het genetisch manipuleren vanC3-gewassen, zoals rijst, om hun klimaatbestendigheid te verbeteren en de opbrengst veilig te stellen, is de afgelopen decennia een onderwerp van interesse geweest26,27. De technische inspanningen vragen echter om een gedetailleerd begrip van de gespecialiseerde anatomie van C4 en hoe deze de fotosynthese regelt 2,28.

Het vaststellen van de anatomie van C4 Kranz is een voorwaarde voor het bereiken van het ambitieuze doel om C 4-fotosynthese in C3-gewassen te integreren25. Het huidige begrip van de regulatie van de anatomie van Kranz en methoden voor het snel screenen van de belangrijkste anatomische kenmerken is echter beperkt, waardoor het moeilijk is om hybride soorten te identificeren. Eerdere studies hebben aangetoond dat de belangrijkste eigenschappen die de fotosynthese-efficiëntie in C3- en C4-planten reguleren, de afstand tussen de aders, de diameter van het bundelmantelcomplex en de grootte van de bundelschedecellenzijn 14,29. Deze eigenschappen kunnen gemakkelijk worden gescreend met behulp van secties uit de vrije hand en kwantitatief worden geanalyseerd met behulp van semi-dunne secties. Hier beschrijven we de methode voor het beoordelen van de eigenschappen dieC3- enC4-anatomische differentiatiediagnostiek mogelijk maken door middel van kruis- en lichtmicroscopie uit de vrije hand, namelijk het gebied van de bundelmantel, de interveneuze afstand en de aderfrequentie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Omstandigheden voor plantengroei

  1. Selecteer tarwe (Triticum aestivum L. Var. Winter Wheat, "Fredis") en maïs (Zea mays L. Var. Saccharata, "Golden Bantam") als representatieve C3 - en C4-planten . Kweek beide plantensoorten in een omgevingsgecontroleerde groeikamer uit zaden.
  2. Houd de relatieve luchtvochtigheid op 55% met een luchttemperatuur van 25 °C/18 °C (dag/nacht) met een lichtperiode van 12 uur. Handhaaf de fotosynthetische fotonfluxdichtheid (Q) aan het plantoppervlak op 1200 μmol/m2/s om hun natuurlijke groeiomstandigheden weer te geven. Kweek alle planten bij een CO2 -concentratie van 400 μmol/mol.
  3. Geef de planten elke 2edag water met gedestilleerd water en bemest ze 10 dagen na het opkomen van de zaailingen met de oplossing van Hoagland. Laat de planten 60 dagen groeien onder de gegeven omstandigheden en gebruik volledig uitgezette bladeren voor microscopische analyses.

2. Voorbereiding en weergave van secties uit de vrije hand

  1. Selecteer 3 rijpe, niet-senescente bladeren van elke plant en bewaar ze in gedestilleerd water. Maak met een nieuw enkelzijdig scheermesje één nivellerende snede om een rechte hoek te vormen met het bladoppervlak om ervoor te zorgen dat de secties dwarsdoorsneden zijn die loodrecht op het bladoppervlak staan.
  2. Plaats het bladmonster op een glasplaat op een stuk tandwas om het monster te stabiliseren en wegglijden te voorkomen. Snijd door het mes recht naar beneden op het bladmonster te bewegen om netjes door de cellen te snijden. Bewaar de doorsneden in gedestilleerd water.
  3. Monteer de monsters op een glasplaatje door ze op een waterdruppel te plaatsen en ze af te dekken met een glazen dekglaasje voor microscopische weergave en beeldvorming. Vermijd het insluiten van luchtbellen.
  4. Bekijk het objectglaasje onder een samengestelde lichtmicroscoop met een vergroting van 10x en 20x. Sla afbeeldingen op volgens de softwaregids, samen met de relevante schaal.

3. Voorbereiding van halfdunne secties

  1. Snijd secties van ongeveer 3 mm x 5 mm groot uit intercostale gebieden langs de hoofdnerf van bladeren van zowel Z. mays als T. aestivum op een glasplaat zoals in stap 2.2. Zorg ervoor dat de lengte van het gesneden gedeelte met de nerf van het blad meeloopt.
  2. Doe het plantmateriaal in een spuit met 1 ml fixatiebuffer (4% glutaaraldehyde in 0,1 M fosfaatbuffer, pH = 6,9, tabel 1).
  3. Houd de spuit verticaal, verwijder de lucht en houd een vinger op de punt om de spuit op te pompen om een vacuüm te creëren. Herhaal dit totdat de monsters op de bodem van de spuit liggen, wat wijst op een succesvolle infiltratie.
  4. Breng de inhoud van de spuit over in een geëtiketteerde glazen injectieflacon en bewaar deze gedurende 48 uur bij 4 °C voordat u de volgende stap uitvoert (tabel 2).
  5. Verwijder voor elke injectieflacon het fixeermiddel voorzichtig met een pipet en voeg de fosfaatbuffer toe totdat het monster bedekt is. Laat 30 minuten intrekken. Herhaal deze stap 3x.
  6. Verwijder de fosfaatbuffer met een pipet en voeg het osmiumtetroxide toe (LET OP) totdat het monster bedekt is. Monsters en ander organisch materiaal worden zwart. Gebruik dubbele handschoenen. Laat 1 uur intrekken.
  7. Verwijder de vorige oplossing met een pipet en bedek de monsters met gedestilleerd water. Laat 30 minuten intrekken Herhaal deze stap 3x en gebruik dubbele handschoenen.
  8. Verwijder de vorige oplossing met een pipet en bedek de monsters met de 50/50 gedestilleerde water-ethanoloplossing. Laat 30 minuten intrekken. Herhaal deze stap met gedestilleerde water-ethanoloplossingen in de volgende series: 30/70, 20/80, 10/90 en 2x bij 100 % ethanol. Monsters in elk van deze oplossingen kunnen een nacht bij 4 °C worden bewaard.
  9. Verwijder de vorige oplossing met een pipet en bedek de monsters met 1/3 hars-ethanoloplossing. Leg de monsters op een mengplaat en laat 2 uur staan. Herhaal deze stap met hars-ethanoloplossingen in de volgende reeksen: 1/2, 1/1, 2/1, 3/1 en 2x bij 100% hars. Monsters in elk van deze oplossingen kunnen een nacht bij 4 °C worden bewaard.
  10. Bedek de holtes van een platte inbeddingsmal (16 holtes, afmetingen holte: 14 L x 4,8 B x 3 D (mm)) met 100% hars en plaats de monsters op het ene uiteinde van de holte. Maak voor elk monster met potlood geschreven papieren etiketten voor en plaats ze aan het andere uiteinde van de holte.
  11. Vul alle holtes volledig met 100% hars en maak de monsters en labels recht als ze zijn verplaatst. Bedek de mal met inbeddingsfilm en polymeriseer in een oven volgens de productrichtlijnen van acrylhars.
  12. Plaats het gepolymeriseerde blok met het monster in de monsterhouder van de ultramicrotoom. Snijd het blok af met een ruw glazen mes totdat het weefsel zichtbaar wordt en overtollige hars is verwijderd.
  13. Snijd halfdunne secties dwars (1 μm) met een glas- of diamantmes. Verzamel de secties met behulp van een metalen inoculatielus van het wateroppervlak en plaats ze op een glasplaatje. Droog de dia op een hete plaat (60 °C) om de secties op het glas te bevestigen.
  14. Kleur de vaste delen gedurende 5 s met toluïdineblauw (1% waterige oplossing) voordat u ze afspoelt met gedestilleerd water en opnieuw droogt op de hete plaat.
    NOTITIE: Zorg ervoor dat het chemische fixatieproces wordt uitgevoerd onder een zuurkast. Glasmessen moeten regelmatig worden vervangen om scherpe sneden te garanderen die secties zonder scheuren of vervormingen mogelijk maken.

4. Beeldvorming van monsters

  1. Beeldvorming van verse bladsecties
    1. Stel de samengestelde lichtmicroscoop in met de bijbehorende software volgens de handleiding.
    2. Plaats de glasplaat op het podium. Stel het oculair af en bekijk de sectie op 10x om een overzicht te krijgen, vervolgens op 20x en 40x objectieven.
    3. Navigeer bij elk doel door het Live-kanaal, stel scherp op het interessegebied en lokaliseer de bundelhulscellen rond de ader.
    4. Zodra de focus is ingesteld, klikt u op de knop Bevriezen en voegt u de schaal toe door op de knop Schaalbalk op het tabblad Extra te drukken. Sla de afbeelding op in . TIF-formaat voor beeldanalyse.
  2. Beeldvorming van met hars geïnfiltreerde secties
    1. Stel de geautomatiseerde lichtmicroscoop in in combinatie met de bijbehorende software op de computer.
    2. Laad het transparante kanaal en plaats het objectglaasje op de microscooptafel. Stel scherp op de sectie met behulp van een objectiefvergroting van 40x en pas de helderheid aan om ervoor te zorgen dat alle celstructuren zichtbaar zijn.
    3. Stel het locatiegebied van de sectie in met behulp van de navigatorfunctie om ervoor te zorgen dat de hele sectie wordt afgebeeld en klik op de knop Steken .
    4. Klik op Gereed en vervolgens op Start om de microscoop de hele sectie te laten afbeelden. Open de beeldanalysesoftware en open de tegels die door de microscoop zijn genomen.
    5. Zorg er met behulp van de functie Uitlijnen voor dat de tegels elkaar niet overlappen. Nadat u de afbeelding hebt gegenereerd, past u de positionering, helderheid en rotatie aan met behulp van het tabblad Aanpassen.
    6. Druk de schaal op de afbeelding af voordat u deze opslaat in . TIF-formaat.
  3. Anatomische metingen met behulp van ImageJ-software
    1. Open de ImageJ-software en laad de afbeelding door deze naar het venster te slepen.
    2. Kalibreer de schaal met behulp van het gereedschap Lijn als volgt: Teken een lijn over de schaalbalk, kies Analyseren > Schaal instellen, wijzig de bekende afstand in de lengte van de schaalbalk en wijzig de lengte-eenheid in de juiste eenheid.
    3. Meet de prospectieve eigenschap door het lijngereedschap te selecteren, een lijn over het interessegebied te trekken en op de M-toets te drukken.
    4. Voor gebiedsmetingen selecteert u het gereedschap voor het selecteren van veelhoeken en tekent u rond het weefsel dat u zoekt. Sluit af door op de M-toets te drukken. De metingen verschijnen als een pop-upvenster, dat kan worden gekopieerd naar een spreadsheet voor verdere gegevensanalyse.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Figuur 1A toont de juiste oriëntatie voor het doorsnijden van het blad voor zowel verse doorsnede als lichtmicroscopie. De methode voor het snijden van verse secties met behulp van een enkelzijdig scheermes en een tandwasvel is te zien in figuur 1B. De resulterende secties zijn weergegeven in figuur 1C.

Figuur 2 toont uit de vrije hand delen van representatieve bladeren van d...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

In dit artikel bespreken we zowel de kwantitatieve als kwalitatieve methoden voor het meten van de anatomie van bladeren en de manieren waarop deze kunnen worden geoptimaliseerd. Bovendien wordt de methodologie toegepast op representatieve gewassoorten om te bepalen welke anatomische kenmerken het nuttigst zijn om onderscheid te maken tussen C3- en C 4-doorsneden. Het begrijpen van deze eigenschappen is essentieel, aangezien hybride soorten, genaamdC2-fotosynthese, een veelbelovender onde...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen belangenconflicten.

Dankbetuigingen

De auteurs erkennen het H2020-programma van de Europese Unie (project GAIN4CROPS, GA nr. 862087). Het Centre of Excellence AgroCropFuture Agroecology and new crops in future climates wordt gefinancierd door het Ministerie van Onderwijs en Onderzoek, Estland. We willen professor Evelin Loit-Harro bedanken voor het leveren van zaden van T. aestivum en Z. mays, Paula Palmet en Vaiko Vainola voor hun hulp bij het voorbereiden van bladdoorsneden, en João Paulo de Silva Souza voor hulp bij de analyse. Alle beelden zijn verkregen van de microscopie-eenheid van de Estse Universiteit voor Levenswetenschappen in het kader van verschillende projecten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Disodium hydrogen phosphate dihydrate (Na2HPO42H2O) purePENTA, CZ10028-24-7
Embedding Film, 7.8 mil Thick, 8 x 12.5, (203 x 318mm)ACLAR, US10501-10
Ethanol, abs. 100% a.r.Chem-Lab NV, BECL00.0505.1000Gevaar: Zeer ontvlambare vloeistof en damp.
EVOS Invitrogen FL Auto 2 Imaging SystemThermo Fisher Scientific, US
Flat Embedding PTFE Mold with Metal Frame, 16 cavitiesPELCO, US10501
Glass vial 2 mlVWR Life Science, US548-0045
Glutaraldehyde 50% solutionVWR Life Science, US23H2856331Gevaar: Dodelijk bij inslikken. Giftig bij inslikking. Veroorzaakt ernstige huidbrandwonden en oogbeschadiging. Kan irritatie van de luchtwegen veroorzaken. Draag beschermende handschoenen, beschermende kleding, ogen en gezichtsbescherming.
Histo diamond knifeDiatome, US
LEICA EM UC7Leica Vienna, AT
LR White resin hard gradeElectron Microscopy Sciences, US14383Gevaar: Veroorzaakt huidirritatie. Ernstige irritatie van de ogen. Kan irritatie van de luchtwegen veroorzaken. Kan slaperigheid of duizeligheid veroorzaken. Draag beschermende handschoenen, beschermende kleding, ogen en gezichtsbescherming.
Microscope slidesNormax, PT5470308A
Nikon Eclipse E600 and Nikon DS0Fi1 5 MPNikon Corporation, JP
Osmium Tetroxide (OsO4)Agar Scientific Ltd, GBR1019Gevaar: Dodelijk bij inslikking, in contact met de huid of bij inademing. Veroorzaakt ernstige huidbrandwonden en oogbeschadiging. Draag dubbele beschermende handschoenen, beschermende kleding, ogen en gezichtsbescherming.
Pipette and pipette tipsThermo Scientific, FIKJ16047
Sodium dihydrogen phosphate dihydrate (NaH2PO4. 2H2O) purePENTA, CZ13472-35-0
Syringe 10 mlEcoject, DE20010
Toluidine blue, general purpose gradeFisher Scientific, GB2045836

Referenties

  1. Erb, T. J., Zarzycki, J. A short history of RubisCO: the rise and fall (?) of Nature's predominant CO2 fixing enzyme. Curr Opinion Biotechnol. 49, 100-107 (2018).
  2. Smith, E. N., et al. Improving photosynthetic efficiency toward food security: Strategies, advances, and perspectives. Mol Plant. 16 (10), 1547-1563 (2023).
  3. Nisbet, E. G., et al. The age of Rubisco: the evolution of oxygenic photosynthesis. Geobiology. 5 (4), 311-335 (2007).
  4. Boretti, A., Florentine, S. Atmospheric CO2 concentration and other limiting factors in the growth of C3 and C4 plants. Plants. 8 (4), 92(2019).
  5. Elferjani, R., et al. A meta-analysis of mesophyll conductance to CO2 in relation to major abiotic stresses in poplar species. J Exp Botany. 72 (12), 4384-4400 (2021).
  6. Knauer, J., et al. Contrasting anatomical and biochemical controls on mesophyll conductance across plant functional types. New Phytol. 236 (2), 357-368 (2022).
  7. Tosens, T., Niinemets, Ü, Westoby, M., Wright, I. J. Anatomical basis of variation in mesophyll resistance in eastern Australian sclerophylls: news of a long and winding path. J Exp Botany. 63 (14), 5105-5119 (2012).
  8. Ehleringer, J. R., Monson, R. K. Evolutionary and ecological aspects of photosynthetic pathway variation. Ann Rev Ecol Syst. 24 (1), 411-439 (1993).
  9. Niinemets, Ü, Díaz-Espejo, A., Flexas, J., Galmés, J., Warren, C. R. Role of mesophyll diffusion conductance in constraining potential photosynthetic productivity in the field. J Exp Botany. 60 (8), 2249-2270 (2009).
  10. Flexas, J., et al. Mesophyll diffusion conductance to CO2: An unappreciated central player in photosynthesis. Plant Sci. 193 - 194, 70-84 (2012).
  11. Walker, B. J., VanLoocke, A., Bernacchi, C. J., Ort, D. R. The costs of photorespiration to food production now and in the future. Ann Rev Plant Biol. 67 (1), 107-129 (2016).
  12. Kanai, R., Edwards, G. E. The biochemistry of C 4 photosynthesis. C4 Plant Biol. , 49-87 (1999).
  13. Sage, R. F., Sage, T. L., Kocacinar, F. Photorespiration and the evolution of C4 photosynthesis. Ann Rev Plant Biol. 63 (1), 19-47 (2012).
  14. Lundgren, M. R., Osborne, C. P., Christin, P. A. Deconstructing Kranz anatomy to understand C4 evolution. J Exp Botany. 65 (13), 3357-3369 (2014).
  15. Furbank, R., Kelly, S., Von Caemmerer, S. Photosynthesis and food security: the evolving story of C4 rice. Photosyn Res. 158 (2), 121-130 (2023).
  16. Dengler, N. G., Nelson, T. Leaf structure and development in C4 plants. C4 Plant Biol. , 133-172 (1999).
  17. Leegood, R. C. Roles of the bundle sheath cells in leaves of C3 plants. J Exp Botany. 59 (7), 1663-1673 (2007).
  18. Mallmann, J., et al. The role of photorespiration during the evolution of C4 photosynthesis in the genus Flaveria. eLife. 3, e02478(2014).
  19. Edwards, E. J., et al. The origins of C4 grasslands: Integrating evolutionary and ecosystem science. Science. 328 (5978), 587-591 (2010).
  20. Sage, R. F. The evolution of C 4 photosynthesis. New Phytol. 161 (2), 341-370 (2004).
  21. Ludwig, M., Busch, F. A., Khoshravesh, R., Covshoff, S. Editorial: Understanding C4 evolution and function. Fron Plant Sci. 12, 774818(2021).
  22. Stata, M., Sage, T. L., Sage, R. F. Mind the gap: the evolutionary engagement of the C4 metabolic cycle in support of net carbon assimilation. Curr Opinion Plant Biol. 49, 27-34 (2019).
  23. Sage, R. F., Khoshravesh, R., Sage, T. L. From proto-Kranz to C4 Kranz: building the bridge to C4 photosynthesis. J Exp Botany. 65 (13), 3341-3356 (2014).
  24. Lyu, M. J. A., et al. The coordination of major events in C4 photosynthesis evolution in the genus Flaveria. Sci Rep. 11 (1), 15618(2021).
  25. Lundgren, M. R. C2 photosynthesis: a promising route towards crop improvement. New Phytol. 228 (6), 1734-1740 (2020).
  26. Ermakova, M., Danila, F. R., Furbank, R. T., Von Caemmerer, S. On the road to C4 rice: advances and perspectives. Plant J. 101 (4), 940-950 (2020).
  27. Yadav, S., Mishra, A. Ectopic expression of C4 photosynthetic pathway genes improves carbon assimilation and alleviate stress tolerance for future climate change. Physiol Mol Biol Plants. 26 (2), 195-209 (2020).
  28. Schuler, M. L., Mantegazza, O., Weber, A. P. M. Engineering C4 photosynthesis into C3 chassis in the synthetic biology age. Plant J. 87 (1), 51-65 (2016).
  29. Simpson, C. J. C., Singh, P., Sogbohossou, D. E. O., Eric Schranz, M., Hibberd, J. M. A rapid method to quantify vein density in C4 plants using starch staining. Plant, Cell Environ. 46 (9), 2928-2938 (2023).
  30. Upadhyay, P., Agrawal, N., Yadav, P. K., Patel, R. The evolutionary path from C3 to C4 photosynthesis: A review. Int J Curr Microbiol Appl Sci. 9 (1), 748-762 (2020).
  31. Hewitson, T. D., Wigg, B., Becker, G. J. Tissue preparation for histochemistry: Fixation, embedding, and antigen retrieval for light microscopy. Histol Prot. 611, 3-18 (2010).
  32. Kalve, S., Saini, K., Vissenberg, K., Beeckman, T., Beemster, G. Transverse sectioning of Arabidopsis thaliana leaves using resin embedding. Bio Prot. 5 (18), 1592(2015).
  33. Whitehill, J. G. A., et al. Histology and cell wall biochemistry of stone cells in the physical defence of conifers against insects. Plant, Cell Environ. 39 (8), 1646-1661 (2016).
  34. Yeung, E. C. The use of histology in the study of plant tissue culture systems-Some practical comments. In Vitro Cell Dev Biol- Plant. 35 (2), 137-143 (1999).
  35. Lee, K. J. D., Knox, J. P. Resin embedding, sectioning, and immunocytochemical analyses of plant cell walls in hard tissues. Plant Cell Morpho. 1080, 41-52 (2014).
  36. Spurr, A. R. A low-viscosity epoxy resin embedding medium for electron microscopy. J Ultrastr Res. 26 (1-2), 31-43 (1969).
  37. Coste, R., et al. Unveiling the impact of embedding resins on the physicochemical traits of wood cell walls with subcellular functional probing. Compos Sci Technol. 201, 108485(2021).
  38. De Smet, I., et al. An easy and versatile embedding method for transverse sections. J Microsc. 213 (1), 76-80 (2004).
  39. Khoshravesh, R., Lundsgaard-Nielsen, V., Sultmanis, S., Sage, T. L. Light microscopy, transmission electron microscopy, and immunohistochemistry protocols for studying photorespiration. Photorespiration. 1653, 243-270 (2017).
  40. Verhertbruggen, Y., Walker, J. L., Guillon, F., Scheller, H. V. A comparative study of sample preparation for staining and immunodetection of plant cell walls by light microscopy. Front Plant Sci. 8, 1505(2017).
  41. Rodríguez, J. R., Turégano-López, M., DeFelipe, J., Merchán-Pérez, A. Neuroanatomy from mesoscopic to nanoscopic scales: An improved method for the observation of semithin sections by high-resolution scanning electron microscopy. Front in Neuroanat. 12, 14(2018).
  42. Veromann-Jürgenson, L. L., Brodribb, T. J., Niinemets, Ü, Tosens, T. Variability in the chloroplast area lining the intercellular airspace and cell walls drives mesophyll conductance in gymnosperms. J Exp Botany. 71 (16), 4958-4971 (2020).
  43. Sonawane, B. V., Koteyeva, N. K., Johnson, D. M., Cousins, A. B. Differences in leaf anatomy determines temperature response of leaf hydraulic and mesophyll CO2 conductance in phylogenetically related C4 and C3 grass species. New Phytol. 230 (5), 1802-1814 (2021).
  44. Hatch, M. D., Agostino, A., Jenkins, C. Measurement of the leakage of CO2 from bundle-sheath cells of leaves during C4 photosynthesis. Plant Physiol. 108 (1), 173-181 (1995).
  45. Kromdijk, J., Ubierna, N., Cousins, A. B., Griffiths, H. Bundle-sheath leakiness in C4 photosynthesis: a careful balancing act between CO2 concentration and assimilation. J Exp Botany. 65 (13), 3443-3457 (2014).
  46. Wang, Y., et al. Increased bundle-sheath leakiness of CO2 during photosynthetic induction shows a lack of coordination between the C4 and C3 cycles. New Phytol. 236 (5), 1661-1675 (2022).
  47. Johnson, J. E., Field, C. B., Berry, J. A. The limiting factors and regulatory processes that control the environmental responses of C3, C3-C4 intermediate, and C4 photosynthesis. Oecologia. 197 (4), 841-866 (2021).
  48. Sage, R. F. C4 photosynthesis in terrestrial plants does not require Kranz anatomy. Trend Plant Sci. 7 (7), 283-285 (2002).
  49. Voznesenskaya, E. V., et al. Proof of C4 photosynthesis without Kranz anatomy in Bienertia cycloptera (Chenopodiaceae). Plant J. 31 (5), 649-662 (2002).
  50. Koteyeva, N. K., Voznesenskaya, E. V., Berry, J. O., Cousins, A. B., Edwards, G. E. The unique structural and biochemical development of single cell C4 photosynthesis along longitudinal leaf gradients in Bienertia sinuspersici and Suaeda aralocaspica (Chenopodiaceae). J Exp Botany. 67 (9), 2587-2601 (2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

C3-fotosyntheseC4-fotosynthesescheenvormige cellenvrije handdoorsnedenlichtmicroscopieKranz-anatomieImageJ-analyse
Beoordeling van structurele kenmerken in Triticum aestivum en Zea mays voor C3 en C4 fotosynthetische differentiatie met behulp van vrije hand en halfdunne secties
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.