Methodenartikel

Beoordeling van structurele kenmerken in Triticum aestivum en Zea mays voor C3 en C4 fotosynthetische differentiatie met behulp van vrije hand en halfdunne secties

2.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66843

⸱

12 juli 2024

 ,  ,  , 
1Institute of Agricultural and Environmental Sciences, Estonian University of Life Sciences, 2Estonian Academy of Sciences

In dit artikel

Samenvatting

Het beoordelen van de anatomische verschillen tussen C3 en C4 bladdoorsneden helpt de efficiëntie van fotosynthese te begrijpen. Dit artikel beschrijft de voorbereiding en het onderzoek van dwarsdoorsneden uit de vrije hand en halfdunne bladeren, samen met de kanttekeningen bij de voorbereiding voor de gewassoorten Triticum aestivum en Zea mays.

Samenvatting

De verbeterde efficiëntie vanC4-fotosynthese , vergeleken met hetC3-mechanisme , komt voort uit het vermogen om CO2 te concentreren in bundelmantelcellen. De effectiviteit vanC4-fotosynthese en de efficiëntie van het intrinsieke watergebruik zijn direct gekoppeld aan het aandeel mesofyl- en bundelbladcellen, de grootte en dichtheid van bundelomhulsels, en de grootte, dichtheid en celwanddikte van bundelschedecellen. Snelle microscopische analyse van deze eigenschappen kan worden uitgevoerd op secties uit de vrije hand en halfdunne secties met behulp van conventionele lichtmicroscopie, wat waardevolle informatie oplevert over de fotosynthese-efficiëntie inC4-gewassen door middel van het identificeren en onderzoeken van specifieke celtypen. Bovendien worden fouten in de voorbereiding van halfdunne secties uit de vrije hand en semi-dunne secties getoond die van invloed zijn op anatomische metingen en celtypediagnoses, evenals hoe deze fouten kunnen worden vermeden. Deze microscopische benadering biedt een efficiënte manier om inzicht te krijgen in fotosynthetische acclimatisatie aan milieuvariatie en helpt bij het snel screenen van gewassen voor toekomstige klimaten.

Inleiding

Fotosynthese is een fundamenteel proces waarbij lichtenergie wordt omgezet in chemische energie, die dient als hoeksteen van terrestrische trofische netwerken. De meeste planten volgen deC3-route van fotosynthese, waarbij het primaire fotosynthetische product de drie-koolstofverbinding glyceraat 3-fosfaat is. C3 fotosynthese evolueerde meer dan 2 miljard jaar geleden in de atmosfeer, rijk aan CO2 en laag in O21. Het belangrijkste fotosynthetische enzym ribulose 1,5-bisfosfaatcarboxylase/oxygenase (Rubisco), dat onder deze omstandigheden is geëvolueerd, is suboptimaal voor de huidige omstandigheden met een laag CO2 hoog O2-gehalte, omdat het competitief reageert met O2, waardoor fotorespiratie wordt geïnitieerd2. Fotorespiratie is een verspillende route die energie verbruikt in plaats van deze te produceren en CO2 als bijproduct vrij te geven. Daarom is het van cruciaal belang om een hoge CO2 -concentratie rond Rubisco in chloroplasten te handhaven om oxygenatie te voorkomen 3,4. Vanwege het onvermogen vanC3-planten om CO2 te concentreren, is er een aanzienlijke CO2 -opname van de omgevingslucht naar chloroplasten, waardoor de fotosynthese wordt afgeremd en de plantengroei en de productie van biomassa worden beïnvloed 2,5,6.

InC3-planten wordt de fotosynthese beperkt door de intrede van CO2 via huidmondjes, de diffusie ervan door het mesofyl en de biochemische activiteit van fotosynthetische enzymen. De opname van CO2 wordt in de eerste plaats beperkt door de stomatale geleiding, die wordt geregeld door omgevingsomstandigheden zoals luchttemperatuur en vochtigheid. Vervolgens diffundeert CO2 door de interne gasvormige en vloeibare fase van het blad naar Rubisco7. In C3-planten vinden alle stadia van fotosynthese plaats in de chloroplasten van mesofylcellen, en planten moeten een constante instroom van CO2 uit de atmosfeer in chloroplasten behouden. De afhankelijkheid van de beschikbaarheid van CO2 in chloroplasten van stomatale openheid, mesofylarchitectuur en individuele cel- en chloroplastkenmerken maakt planten vatbaar voor omgevingsbeperkingen die uiteindelijk de fotosynthese beïnvloeden, zoals een lage beschikbaarheid van water en hoge temperaturen 7,8,9,10, wat met name hun kwetsbaarheid voor klimaatverandering benadrukt11.

Gezien de uitdagingen die worden veroorzaakt door de inefficiënties van deC3-route, evenals beperkingen bij het handhaven van optimale CO2 -niveaus en gevoeligheid voor omgevingsfactoren, is in bepaalde planten een andere route, de C4-fotosyntheseroute, geëvolueerd. Kenmerkend is datC4-planten twee ruimtelijk gescheiden biochemische routes hebben; de initiële CO2 -fixatie vindt plaats in mesofylcellen door fosfoenolpyruvaatcarboxylase, dat een hogere affiniteit heeft voor CO2 dan Rubisco en ook geen oxygenatie-activiteit heeft. Het gevormdeC4-product wordt verder getransporteerd naar bundelmantelcellen, waar het wordt gedecarboxyleerd, en CO2 wordt opnieuw vrijgegeven en gefixeerd door Rubisco (C3-fotosynthese)12,13,14. De grotere affiniteit van PEP-carboxylase voor CO2 en dikke celwanden van bundelschedecellen zorgen voor CO2-concentratie in bundelschedecellen, en zo minimaliserenC4-planten de fotorespiratie door CO 2-fixatie en de Calvin-cyclus ruimtelijk te scheiden. De adoptie van de C4-route toont de adaptieve reactie van de natuur op milieubeperkingen en biedt inzicht in mogelijke strategieën voor het verbeteren van de productiviteit en veerkracht van gewassen in veranderende klimaatomstandigheden15.

De gespecialiseerde anatomie van de bladstructuur in C4-planten wordt gekenmerkt door aders omgeven door vergrote vaatbundelschedecellen die chloroplasten bevatten en met een radiale rangschikking van mesofylcellen in een buitenste ringpatroon rond bundelschedecellen. De mesofylcellen bevinden zich in de nabijheid van de bundelschedecellen, wat een snel en continu transport van metabolieten tussen de twee celtypen mogelijk maakt. De rangschikking van deze cel is typerend voor C4-planten en wordt aangeduid als Kranz-anatomie16. BijC3-soorten kan de specialisatie en dispositie van mesofylcellen variëren, maar bundelschedecellen zijn duidelijk kleiner en hebben een paar chloroplasten of helemaal geen chloroplasten. Specifieke Kranz-anatomie maakt het mogelijk om CO2 te concentreren in chloroplasten in bundelschedecellen waar hetC3-carboxylerende enzym Rubisco zich bevindt, waardoor de fotorespiratie effectief wordt belemmerd 4,17,18. Ondanks de schijnbaar complexe rangschikking, hebben deze veranderingen zich onafhankelijk meerdere keren voorgedaan in de evolutie van angiospermen, wat aangeeft dat het een relatief haalbare evolutionaire route is 19,20,21, en van verschillende taxa is aangetoond dat ze zich in een tussenstadium bevinden tussen het koolstofmetabolisme van C3 en C 4, aangeduid als C3-C 4 of C2, het vermogen hebben om CO2 te concentreren en opnieuw op te nemen 22,23,24,25.

VeelC3-planten zijn gewassen met een hoog economisch belang, en het genetisch manipuleren vanC3-gewassen, zoals rijst, om hun klimaatbestendigheid te verbeteren en de opbrengst veilig te stellen, is de afgelopen decennia een onderwerp van interesse geweest26,27. De technische inspanningen vragen echter om een gedetailleerd begrip van de gespecialiseerde anatomie van C4 en hoe deze de fotosynthese regelt 2,28.

Het vaststellen van de anatomie van C4 Kranz is een voorwaarde voor het bereiken van het ambitieuze doel om C 4-fotosynthese in C3-gewassen te integreren25. Het huidige begrip van de regulatie van de anatomie van Kranz en methoden voor het snel screenen van de belangrijkste anatomische kenmerken is echter beperkt, waardoor het moeilijk is om hybride soorten te identificeren. Eerdere studies hebben aangetoond dat de belangrijkste eigenschappen die de fotosynthese-efficiëntie in C3- en C4-planten reguleren, de afstand tussen de aders, de diameter van het bundelmantelcomplex en de grootte van de bundelschedecellenzijn 14,29. Deze eigenschappen kunnen gemakkelijk worden gescreend met behulp van secties uit de vrije hand en kwantitatief worden geanalyseerd met behulp van semi-dunne secties. Hier beschrijven we de methode voor het beoordelen van de eigenschappen dieC3- enC4-anatomische differentiatiediagnostiek mogelijk maken door middel van kruis- en lichtmicroscopie uit de vrije hand, namelijk het gebied van de bundelmantel, de interveneuze afstand en de aderfrequentie.

Protocol

1. Omstandigheden voor plantengroei

  1. Selecteer tarwe (Triticum aestivum L. Var. Winter Wheat, "Fredis") en maïs (Zea mays L. Var. Saccharata, "Golden Bantam") als representatieve C3 - en C4-planten . Kweek beide plantensoorten in een omgevingsgecontroleerde groeikamer uit zaden.
  2. Houd de relatieve luchtvochtigheid op 55% met een luchttemperatuur van 25 °C/18 °C (dag/nacht) met een lichtperiode van 12 uur. Handhaaf de fotosynthetische fotonfluxdichtheid (Q) aan het plantoppervlak op 1200 μmol/m2/s om hun natuurlijke groeiomstandigheden weer te geven. Kweek alle planten bij een CO2 -concentratie van 400 μmol/mol.
  3. Geef de planten elke 2edag water met gedestilleerd water en bemest ze 10 dagen na het opkomen van de zaailingen met de oplossing van Hoagland. Laat de planten 60 dagen groeien onder de gegeven omstandigheden en gebruik volledig uitgezette bladeren voor microscopische analyses.

2. Voorbereiding en weergave van secties uit de vrije hand

  1. Selecteer 3 rijpe, niet-senescente bladeren van elke plant en bewaar ze in gedestilleerd water. Maak met een nieuw enkelzijdig scheermesje één nivellerende snede om een rechte hoek te vormen met het bladoppervlak om ervoor te zorgen dat de secties dwarsdoorsneden zijn die loodrecht op het bladoppervlak staan.
  2. Plaats het bladmonster op een glasplaat op een stuk tandwas om het monster te stabiliseren en wegglijden te voorkomen. Snijd door het mes recht naar beneden op het bladmonster te bewegen om netjes door de cellen te snijden. Bewaar de doorsneden in gedestilleerd water.
  3. Monteer de monsters op een glasplaatje door ze op een waterdruppel te plaatsen en ze af te dekken met een glazen dekglaasje voor microscopische weergave en beeldvorming. Vermijd het insluiten van luchtbellen.
  4. Bekijk het objectglaasje onder een samengestelde lichtmicroscoop met een vergroting van 10x en 20x. Sla afbeeldingen op volgens de softwaregids, samen met de relevante schaal.

3. Voorbereiding van halfdunne secties

  1. Snijd secties van ongeveer 3 mm x 5 mm groot uit intercostale gebieden langs de hoofdnerf van bladeren van zowel Z. mays als T. aestivum op een glasplaat zoals in stap 2.2. Zorg ervoor dat de lengte van het gesneden gedeelte met de nerf van het blad meeloopt.
  2. Doe het plantmateriaal in een spuit met 1 ml fixatiebuffer (4% glutaaraldehyde in 0,1 M fosfaatbuffer, pH = 6,9, tabel 1).
  3. Houd de spuit verticaal, verwijder de lucht en houd een vinger op de punt om de spuit op te pompen om een vacuüm te creëren. Herhaal dit totdat de monsters op de bodem van de spuit liggen, wat wijst op een succesvolle infiltratie.
  4. Breng de inhoud van de spuit over in een geëtiketteerde glazen injectieflacon en bewaar deze gedurende 48 uur bij 4 °C voordat u de volgende stap uitvoert (tabel 2).
  5. Verwijder voor elke injectieflacon het fixeermiddel voorzichtig met een pipet en voeg de fosfaatbuffer toe totdat het monster bedekt is. Laat 30 minuten intrekken. Herhaal deze stap 3x.
  6. Verwijder de fosfaatbuffer met een pipet en voeg het osmiumtetroxide toe (LET OP) totdat het monster bedekt is. Monsters en ander organisch materiaal worden zwart. Gebruik dubbele handschoenen. Laat 1 uur intrekken.
  7. Verwijder de vorige oplossing met een pipet en bedek de monsters met gedestilleerd water. Laat 30 minuten intrekken Herhaal deze stap 3x en gebruik dubbele handschoenen.
  8. Verwijder de vorige oplossing met een pipet en bedek de monsters met de 50/50 gedestilleerde water-ethanoloplossing. Laat 30 minuten intrekken. Herhaal deze stap met gedestilleerde water-ethanoloplossingen in de volgende series: 30/70, 20/80, 10/90 en 2x bij 100 % ethanol. Monsters in elk van deze oplossingen kunnen een nacht bij 4 °C worden bewaard.
  9. Verwijder de vorige oplossing met een pipet en bedek de monsters met 1/3 hars-ethanoloplossing. Leg de monsters op een mengplaat en laat 2 uur staan. Herhaal deze stap met hars-ethanoloplossingen in de volgende reeksen: 1/2, 1/1, 2/1, 3/1 en 2x bij 100% hars. Monsters in elk van deze oplossingen kunnen een nacht bij 4 °C worden bewaard.
  10. Bedek de holtes van een platte inbeddingsmal (16 holtes, afmetingen holte: 14 L x 4,8 B x 3 D (mm)) met 100% hars en plaats de monsters op het ene uiteinde van de holte. Maak voor elk monster met potlood geschreven papieren etiketten voor en plaats ze aan het andere uiteinde van de holte.
  11. Vul alle holtes volledig met 100% hars en maak de monsters en labels recht als ze zijn verplaatst. Bedek de mal met inbeddingsfilm en polymeriseer in een oven volgens de productrichtlijnen van acrylhars.
  12. Plaats het gepolymeriseerde blok met het monster in de monsterhouder van de ultramicrotoom. Snijd het blok af met een ruw glazen mes totdat het weefsel zichtbaar wordt en overtollige hars is verwijderd.
  13. Snijd halfdunne secties dwars (1 μm) met een glas- of diamantmes. Verzamel de secties met behulp van een metalen inoculatielus van het wateroppervlak en plaats ze op een glasplaatje. Droog de dia op een hete plaat (60 °C) om de secties op het glas te bevestigen.
  14. Kleur de vaste delen gedurende 5 s met toluïdineblauw (1% waterige oplossing) voordat u ze afspoelt met gedestilleerd water en opnieuw droogt op de hete plaat.
    NOTITIE: Zorg ervoor dat het chemische fixatieproces wordt uitgevoerd onder een zuurkast. Glasmessen moeten regelmatig worden vervangen om scherpe sneden te garanderen die secties zonder scheuren of vervormingen mogelijk maken.

4. Beeldvorming van monsters

  1. Beeldvorming van verse bladsecties
    1. Stel de samengestelde lichtmicroscoop in met de bijbehorende software volgens de handleiding.
    2. Plaats de glasplaat op het podium. Stel het oculair af en bekijk de sectie op 10x om een overzicht te krijgen, vervolgens op 20x en 40x objectieven.
    3. Navigeer bij elk doel door het Live-kanaal, stel scherp op het interessegebied en lokaliseer de bundelhulscellen rond de ader.
    4. Zodra de focus is ingesteld, klikt u op de knop Bevriezen en voegt u de schaal toe door op de knop Schaalbalk op het tabblad Extra te drukken. Sla de afbeelding op in . TIF-formaat voor beeldanalyse.
  2. Beeldvorming van met hars geïnfiltreerde secties
    1. Stel de geautomatiseerde lichtmicroscoop in in combinatie met de bijbehorende software op de computer.
    2. Laad het transparante kanaal en plaats het objectglaasje op de microscooptafel. Stel scherp op de sectie met behulp van een objectiefvergroting van 40x en pas de helderheid aan om ervoor te zorgen dat alle celstructuren zichtbaar zijn.
    3. Stel het locatiegebied van de sectie in met behulp van de navigatorfunctie om ervoor te zorgen dat de hele sectie wordt afgebeeld en klik op de knop Steken .
    4. Klik op Gereed en vervolgens op Start om de microscoop de hele sectie te laten afbeelden. Open de beeldanalysesoftware en open de tegels die door de microscoop zijn genomen.
    5. Zorg er met behulp van de functie Uitlijnen voor dat de tegels elkaar niet overlappen. Nadat u de afbeelding hebt gegenereerd, past u de positionering, helderheid en rotatie aan met behulp van het tabblad Aanpassen.
    6. Druk de schaal op de afbeelding af voordat u deze opslaat in . TIF-formaat.
  3. Anatomische metingen met behulp van ImageJ-software
    1. Open de ImageJ-software en laad de afbeelding door deze naar het venster te slepen.
    2. Kalibreer de schaal met behulp van het gereedschap Lijn als volgt: Teken een lijn over de schaalbalk, kies Analyseren > Schaal instellen, wijzig de bekende afstand in de lengte van de schaalbalk en wijzig de lengte-eenheid in de juiste eenheid.
    3. Meet de prospectieve eigenschap door het lijngereedschap te selecteren, een lijn over het interessegebied te trekken en op de M-toets te drukken.
    4. Voor gebiedsmetingen selecteert u het gereedschap voor het selecteren van veelhoeken en tekent u rond het weefsel dat u zoekt. Sluit af door op de M-toets te drukken. De metingen verschijnen als een pop-upvenster, dat kan worden gekopieerd naar een spreadsheet voor verdere gegevensanalyse.

Resultaten

Figuur 1A toont de juiste oriëntatie voor het doorsnijden van het blad voor zowel verse doorsnede als lichtmicroscopie. De methode voor het snijden van verse secties met behulp van een enkelzijdig scheermes en een tandwasvel is te zien in figuur 1B. De resulterende secties zijn weergegeven in figuur 1C.

Figuur 2 toont uit de vrije hand delen van representatieve bladeren van de C3 plant T. aestivum en de C4 plant Z. mays. Bundelschedecellen zijn zichtbaar rond de ader, waarbij maïs rondere en groenere cellen heeft, wat wijst op een hogere aanwezigheid van chloroplasten. Het is mogelijk om uit deze afbeeldingen de bladdikte en het totale oppervlak van de bundelmantel te halen; Verdere karakterisering van het mesofyl is met deze methode echter niet mogelijk.

Figuur 3 toont halfdunne doorsneden van T. aestivum en Z. mays. Met deze methode zijn alle weefsels van het blad zichtbaar en meetbaar. De anatomie van Kranz is duidelijk in Z. mays, met mesofylcellen die rond de aderen zijn gerangschikt. Bundelomhulsels zijn vergroot en gevuld met chloroplasten, met name geconcentreerd in de richting van de mesofylcellen. Dit zorgt voor een snelle uitwisseling van metabolieten tussen bundelschedecellen en mesofylcellen. Aan de hand van deze afbeeldingen werden de volgende structurele kenmerken van het blad gemeten: interveinale afstand tussen kleine en grote nerven, diameter van de bundelschede, totale oppervlakte van de bundelschede, adergebied, fractie van het gebied van de bundelmantelcellen, oppervlakte van de bundelschedecellen, aderfrequentie binnen 500 μm en bladdikte. Boxplots in figuur 4 tonen het verschil in dergelijke eigenschappen tussen T. aestivum en Z. mays. Op één na zijn alle kenmerken, de interveinale afstand tussen grote aders, significant verschillend bij een betrouwbaarheidsinterval van 95% met een p-waarde < 0,05.

Figuur 4 toont een verzameling boxplots die de anatomische kenmerken van T . aestivum en Z. mays weergeven, als voorbeeld van de verschillen tussen de C3- en C4-bundelmantelstructuren . Er is een significant onderscheid tussen de interveinale afstanden tussen de gewassoorten, de diameter van de bundelmantel (onder dezelfde groeiomstandigheden), de fractie van bundelschedecellen en niet-fotosynthetisch materiaal (d.w.z. aders) en aderfrequentie in een sectiebreedte van 500 μm - die allemaal een sterke indicatie zijn van wat er wordt verwacht tussen de anatomie van C3 en C4 bladeren.

Figuur 5 toont enkele voorbeelden van fouten die zich kunnen voordoen bij het snijden of voorbereiden van de monsters. De anatomie van het blad in deze afbeeldingen is gemaskeerd of vervormd en is dus niet betrouwbaar voor karakterisering. Overkleuring met toluïdineblauw kan optreden in secties die met de ultramicrotoom zijn gesneden en waarin de vlek te lang blijft zitten, waardoor de celstructuur wordt verduisterd (Figuur 5A,B). Veel voorkomende fouten kunnen optreden tijdens het infiltratieprotocol waarbij de hars niet volledig in het bladweefsel doordringt (Figuur 5C,D). Bladdoorsneden die langs de nerf worden doorgesneden, resulteren in langwerpige cellen waarin de mesofyl- en bundelschedecellen niet kunnen worden gelokaliseerd of correct kunnen worden gemeten (Figuur 5F,G,H).

Statistische analyses werden uitgevoerd in R (versie 4.3.1) om boxplots te maken. Anatomische kenmerken van bladeren werden gemeten in drievoud (3 bladeren per plant, 3 planten per soort).

figure-results-1
Figuur 1: Juiste methode voor het snijden van verse bladdoorsneden. (A) De oriëntatie van de bladsecties om een doorsnede te verkrijgen. (B) Techniek voor het in stukken snijden van bladeren met behulp van een enkelzijdig scheermesje op een stuk platte tandwas. (C) De resulterende doorsneden zien eruit als dunne bladstroken die klaar zijn om op een glasplaatje te worden gemonteerd en onder de microscoop te worden bekeken. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Secties van representatieve bladeren uit de vrije hand. (A) De C3 plant Triticum aestivum (400x vergroting); en (B) de C4-plant die Zea kan uitvoeren (200x vergroting). Het celtype wordt aangegeven met pijlen, waarbij V = ader, BSC = bundelschedecel en MC = mesofylcel. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Halfdunne doorsneden. (A) Zea mays en (B) Triticum aestivum om de verschillen in bundelomhulsels en chloroplastposities te tonen in C4 soorten met Kranz anatomie (A) en C3 soorten zonder Kranz anatomie (B). Afkortingen: Tl = bladdikte, BS = bundelschede, SV = kleine nerf, ID = interveneuze afstand en LV = grote nerf. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 4: Box-plots die het verschil in anatomische kenmerken tussen Triticum aestivum en Zea mays laten zien. (A) interveneuze afstand tussen kleine aders, (B) interveinale afstand tussen grote aders, (C) diameter van de bundelmantel, (D) totale oppervlakte van de bundelmantel, (E) adergebied, (F) fractie van de oppervlakte van de bundelmantelcellen, (G) oppervlakte van de bundelmantelcellen, (H) aderfrequentie binnen 500 μm en (I) dikte van de vleugel. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-5
Figuur 5: Voorbeelden van veelgemaakte fouten die kunnen voorkomen bij weefselverwerking, aangegeven met rode pijlen. Overkleuring in monsters ingebed in LR White acrylhars (A) Triticum aestivum en (B) Zea mays; scheuren in hars in secties ingebed in Spurr's epoxyhars (C) Ceratozamia robusta en (D) Dioon mejiae; T. aestivum profielen uit de vrije hand met (E) doorsnede en (F) langsdoorsnede; vertekening in doorsnede als gevolg van schuine sneden in (G) Annona muricata en (H) Encephalartos villosus. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

OplossingVoorbereidingEinddeel
Basis voor buffer 1Los 7,12 g Na2HPO4 op. 2H2O in 200 ml gedestilleerd water200 ml
Basis voor Buffer 2Los 7,12 g NaH2PO4 op. 2H2O in 200 ml gedestilleerd water200 ml
Fosfaat buffer oplossingMeng 36 ml Base 1, 14 ml Base 2 en 50 ml gedestilleerd water100 ml
Fixerende oplossingMeng 9,25 ml 5% glutaaraldehyde (let op: zie materiaaltabel), 12,5 ml fosfaatbuffer en 28,25 ml gedestilleerd water. Bewaren bij 4 °C.50 ml

Tabel 1: Recept voor de fixeeroplossing.

StapBeschrijvingDuurHerhalen
1Spoelen met bufferVerwijder het fixeermiddel voorzichtig met een pipet en voeg de fosfaatbuffer toe totdat het monster bedekt is. Laat 30 minuten intrekken.30 minuten3x
2Kleuring met 1% osmiumtetroxide(Let op: zie Materiaaltabel): Verwijder de fosfaatbuffer met een pipet en voeg het osmiumtetroxide toe totdat het monster bedekt is. Monsters en ander organisch materiaal worden zwart. Gebruik dubbele handschoenen.60 minuten1
3Spoelen van de monsters met gedestilleerd waterVerwijder de vorige oplossing met een pipet en bedek de monsters met gedestilleerd water. Laat 30 minuten intrekken. Herhaal deze stap 3x. Gebruik dubbele handschoenen.30 minuten3 keer
4Infiltratie van de ethanolserieVerwijder de vorige oplossing met een pipet en bedek de monsters met de 50/50 gedestilleerde water-ethanoloplossing. Laat 30 minuten intrekken. Herhaal deze stap met gedestilleerde water-ethanoloplossingen in de volgende series: 30/70, 20/80, 10/90 en 100% ethanol.30 minuten1
5Hars-ethanol serie infiltratieVerwijder de vorige oplossing met een pipet en bedek de monsters met 1/3 hars-ethanoloplossing. Leg de monsters op een mengplaat en laat 2 uur staan. Herhaal deze stap met hars-ethanoloplossingen in de volgende reeksen: 1/2, 1/1, 2/1, 3/1 en 100% hars.120 minuten1
6Bewaar 72 uur in de koelkast voor polymerisatie
7Polymeriseer geïnfiltreerde bladsecties volgens productspecificaties om in hars ingebedde monsters te verkrijgen.

Tabel 2: Protocol voor infiltratie van hars.

Discussie

In dit artikel bespreken we zowel de kwantitatieve als kwalitatieve methoden voor het meten van de anatomie van bladeren en de manieren waarop deze kunnen worden geoptimaliseerd. Bovendien wordt de methodologie toegepast op representatieve gewassoorten om te bepalen welke anatomische kenmerken het nuttigst zijn om onderscheid te maken tussen C3- en C 4-doorsneden. Het begrijpen van deze eigenschappen is essentieel, aangezien hybride soorten, genaamdC2-fotosynthese, een veelbelovender onderzoeksgebied worden. Op dit moment is slechts één gewassoort, Diplotaxis tenuifolia (rucola), geïdentificeerd dieC2-fotosynthese gebruikt, maar het is waarschijnlijk dat er meer zijn dan wat de huidige gegevens aangeven25. Hoge niveaus van intraspecifieke fotosynthetische diversiteit en plasticiteit zijn aanwezig binnenC2-lijnen. Dit impliceert dat voor het bevestigen van het optreden vanC2-fotosynthese meerdere bewijslijnen nodig zijn, zoals het CO2 -compensatiepunt, ultrastructurele analyses en immunohistochemie30.

Vrije hand en halfdunne secties worden al vele jaren gebruikt bij het identificeren en meten van specifieke plantenweefsels, maar dit artikel is bedoeld om het specifieke gebruik te bespreken van anatomische bladstructuren die de fotosynthetische differentiatie tussen C3 - en C4-gewassen beïnvloeden. Er zijn kanttekeningen bij zowel secties uit de vrije hand als halfdunne secties die moeten worden overwogen. Secties uit de vrije hand, hoewel snel te verkrijgen, zullen waarschijnlijk resulteren in bladsecties met inconsistente diktes, wat kwantitatieve analyses belemmert. Dit kan worden voorkomen door gespecialiseerde apparatuur te gebruiken voor het snijden van vers plantaardig materiaal (bijv. vibratoom of cryostaat). De dikkere delen van handsecties kunnen resulteren in meerdere lagen cellen op elkaar, waardoor de cellen en dus de anatomie vervagen. Als het doel van secties puur kwalitatief is, bieden secties uit de vrije hand het voordeel van chemische verwerking van plantenweefsels (d.w.z. histochemie)31. Dit maakt het mogelijk om de aanwezigheid van bepaalde verbindingen in plantencellen kwalitatief aan te geven. Omgekeerd resulteren halfdunne secties bijna altijd in consistent dikke secties. De processen zijn echter langer, delicaat en dus foutgevoelig. Problemen die zich kunnen voordoen, evenals manieren om ze te vermijden, worden verder besproken.

Vaststelling
Vers materiaal moet worden gebruikt voor zowel uit de vrije hand als halfdunne delen, d.w.z. bladeren van planten die voldoende gehydrateerd zijn. Delen van verwelkte bladeren hebben geen structurele integriteit omdat de cellen een verminderde turgordruk hebben. Bij het verkrijgen van halfdunne secties van in hars ingebed materiaal, is het van cruciaal belang om ervoor te zorgen dat bladsecties onder vacuüm worden bevestigd om de lucht in het blad te vervangen. Dit zorgt voor structurele integriteit en osmose tijdens het infiltratieproces. Als deze stap niet correct wordt uitgevoerd, is de kans groot dat cellen instorten, wat leidt tot doorsneden die de werkelijke bladstructuur niet nauwkeurig weergeven en vervolgens tot onjuiste anatomische metingen32.

Omgekeerd kan hoge vacuümdruk bladeren met zachte weefsels (zoals zaadlobben) beschadigen, wat resulteert in gekrompen cellen of de vernietiging van de monsters. Dit kan worden voorkomen door een geschikte vacuümpompinstelling te gebruiken of door deze helemaal over te slaan en de monsters alleen in de fixeeroplossing te weken. Als dit laatste de voorkeur heeft, kunnen monsters aan alle kanten worden gesneden om de infiltratie van het fixeermiddel in het weefsel te vergemakkelijken.

Pre-infiltratie
Celwanddikte en sclereïde weefsel zijn de meest invloedrijke anatomische eigenschappen voor de permeatie van oplossingen die een optimale fixatie en infiltratie van het monster mogelijk maken. Het doel van sclereïden in plantenweefsel is mechanische ondersteuning en bescherming, wat het infiltratieproces kan beïnvloeden33. Omdat deze weefsels sterk verdikte verhoute celwanden hebben, kan permeatie van oplossingen worden belemmerd. Monsters die infiltratieproblemen hebben, resulteren in halfdunne secties met gebroken cellen en scheuren in de hars (Figuur 5C,D). Longitudinale doorsnede resulteert in vervormde cellen, waardoor vertekeningen ontstaan bij anatomische analyses en het meten van bladkenmerken zoals celgrootte en celdichtheid (Figuur 5F-H).

Hars infiltratie
Kwaliteitssecties zijn van vitaal belang voor de observatie van anatomische weefsels, die rechtstreeks worden beïnvloed door het medium waarin het monster is ingebed. De meest voorkomende inbeddingsmedia die in de histologie van planten worden gebruikt, zijn paraffinewas, epoxy en acrylharsen34,35. Wasinbedding vereist de voorbereiding van monsters door middel van chemisch fixeermiddel en infiltratie met vloeibare was, die bij kamertemperatuur worden uitgehard. Deze sneden resulteren meestal in secties met een dikte van 5-10 μm, die, zoals hier wordt aangetoond, net zo goed met de hand kunnen worden bereikt (Figuur 2) en waarvoor alleen niet-gefixeerd vers weefsel nodig is. In dit geval is de rangschikking van cellen rond de bundelmantel van vitaal belang om onderscheid te maken tussen C3- en C4-planten, wat het gebruik van robuustere en stijvere inbeddingsmedia vereist. Epoxyhars (Spurr's hars36) en acrylhars (LR White) werden in dit onderzoek getest op hardheid, levensduur, monsterinfiltratie en duurzaamheid van de sectie. Epoxyhars wordt al tientallen jaren gebruikt bij het inbedden van biologisch materiaal37. Acrylharsen zijn relatief nieuw en werden aanvankelijk overwogen voor het inbedden van plantenspecimens vanwege hun veerkracht in de loop van de tijd, omdat ze, in tegenstelling tot epoxyharsen, niet verkleuren als gevolg van blootstelling aan UV-straling en minder vatbaar zijn voor krimp38. LR White acrylhars (harde kwaliteit) werd geselecteerd vanwege zijn niet-toxiciteit en UV-stabiele formule. Acrylharsen zijn over het algemeen aanzienlijk minder stroperig dan epoxyharsen, wat een snellere infiltratie van het monster mogelijk maakt, en de hardheid van het materiaal maakt schoner snijden met een microtoommogelijk 39. Figuur 5C,D toont de resultaten van epoxyhars in bladmonsters met een grote hoeveelheid structureel weefsel, waarbij scheuren onvermijdelijk zijn vanwege de zachtheid van epoxyhars, in vergelijking met acrylhars (Figuur 3).

Ultramicrotomie
Als u overtollige hars wegsnijdt, kunnen er scheuren in de hars ontstaan die in het monster doordringen. Om dit te voorkomen, is het van vitaal belang om rekening te houden met de dichtheid en broosheid van de hars die voor inbedding is gekozen. Door dieper in de sectie te snijden, moet u artefacten vermijden die worden veroorzaakt door het bijsnijden van de hand of ruw mes. Het monster moet loodrecht op de monsterhouder worden uitgelijnd en worden gevalideerd door de vergroting door het oculair te vergroten en door een vast en gekleurd gedeelte te bekijken. Plantencellen die niet in een perfect rechte hoek zijn gesneden, verschijnen als taps toelopende cellen waarvan het ene uiteinde groter is dan het andere40.

Na het kleuren
Toluïdineblauw (1% in waterige oplossing) werd gebruikt om halfdunne secties te kleuren die op de ultramicrotoom waren gesneden. Als de vlek te lang op de sectie blijft drogen, resulteert dit in overkleuring, waardoor de sectie oververzadigd raakt wanneer deze wordt afgebeeld (Figuur 5A). Wanneer de vlek niet goed wordt gefilterd, drogen onopgeloste deeltjes op de sectie, waardoor de visualisatie van de anatomische structuren wordt belemmerd (Figuur 5B). Dit probleem kan worden voorkomen door een fijnfilter te gebruiken bij het maken van toluïdine-blauwoplossing en door de blootstelling van het gedeelte aan de vlek te beperken. Monsters worden vóór het kleuren op een hete plaat bij 60 °C gedroogd om ervoor te zorgen dat het gedeelte hecht aan het glasmicroscoopglaasje, maar mag niet langer dan 10 s worden blootgesteld aan toluïdineblauw voordat ze worden afgespoeld en opnieuw worden gedroogd41.

Overwegingen bij anatomische metingen
De metingen die in dit artikel worden getoond, zijn slechts een voorbeeld van de vele anatomische kenmerken die kwantitatief kunnen worden beoordeeld met behulp van halfdunne secties, waaronder een fractie van het intercellulaire luchtruim, de gemiddelde mesofyldikte (zonder vasculair weefsel) en het mesofyloppervlak dat wordt blootgesteld aan intercellulaire luchtruimten per eenheid bladoppervlak42. Hoewel de celgrootte van de bundelmantel een belangrijke indicator is om onderscheid te maken tussen hetC3- en C4-metabolisme, is de dikte van de bundelmantelcelwand een andere belangrijke eigenschap die niet alleen op basis van lichtmicroscopie kan worden bekeken, omdat het de mate van lekheid van bundelmantelcellen bepaalt, d.w.z. de hoeveelheid CO2 die terugdiffundeert in mesofylcellen42, 43. okt. Hoge lekkage vermindert de fotosynthese-efficiëntie, aangezien een groot deel van de energie die wordt gebruikt voor CO2 -fixatie door PEP-carboxylase verloren gaat 44,45,46. Voor dergelijke ultrastructurele analyses zijn transmissie-elektronenmicroscopie en beeldanalyses vereist. Hoewel voor de huidige studie alleen lichtmicroscopie werd overwogen, omvat het protocol de behandeling met osmiumtetroxide, een contrast- en fixeermiddel dat een hoeksteen is voor TEM-microscopie. Gepolymeriseerde monsters kunnen dus nog steeds worden gebruikt voor TEM-analyse wanneer dat nodig is, zelfs als ze niet in overweging worden genomen op het moment van voorbereiding.

Hoewel anatomische diagnose gemakkelijk Kranz-achtige structuren kan detecteren, kan de aanwezigheid van C4 verder worden gediagnosticeerd door gasuitwisselingsmetingen die een typischeC4-fysiologie kunnen aantonen, d.w.z. een laag CO2-compensatiepunt, beperkteO2-remming van fotosynthese en verschillende koolstofisotopensamenstelling 2,4,47.

Er moet ook worden opgemerkt dat de anatomie van Kranz niet nodig is voor de ontwikkeling vanC4-fotosynthese, zoals blijkt uit de ontdekking van eencelligeC4-planten 48,49,50. Anatomische analyse alleen is daarom mogelijk niet voldoende omC4-fysiologie te detecteren in minder bestudeerde taxa. De koppeling van anatomische karakterisering met fysiologische analyse biedt krachtige hulpmiddelen voor het onderzoeken van bladkenmerken en hun structuur-functierelatie in zowel gewassen als wilde planten.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen belangenconflicten.

Dankbetuigingen

De auteurs erkennen het H2020-programma van de Europese Unie (project GAIN4CROPS, GA nr. 862087). Het Centre of Excellence AgroCropFuture Agroecology and new crops in future climates wordt gefinancierd door het Ministerie van Onderwijs en Onderzoek, Estland. We willen professor Evelin Loit-Harro bedanken voor het leveren van zaden van T. aestivum en Z. mays, Paula Palmet en Vaiko Vainola voor hun hulp bij het voorbereiden van bladdoorsneden, en João Paulo de Silva Souza voor hulp bij de analyse. Alle beelden zijn verkregen van de microscopie-eenheid van de Estse Universiteit voor Levenswetenschappen in het kader van verschillende projecten.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Disodium hydrogen phosphate dihydrate (Na2HPO42H2O) purePENTA, CZ10028-24-7
Embedding Film, 7.8 mil Thick, 8 x 12.5, (203 x 318mm)ACLAR, US10501-10
Ethanol, abs. 100% a.r.Chem-Lab NV, BECL00.0505.1000Gevaar: Zeer ontvlambare vloeistof en damp.
EVOS Invitrogen FL Auto 2 Imaging SystemThermo Fisher Scientific, US
Flat Embedding PTFE Mold with Metal Frame, 16 cavitiesPELCO, US10501
Glass vial 2 mlVWR Life Science, US548-0045
Glutaraldehyde 50% solutionVWR Life Science, US23H2856331Gevaar: Dodelijk bij inslikken. Giftig bij inslikking. Veroorzaakt ernstige huidbrandwonden en oogbeschadiging. Kan irritatie van de luchtwegen veroorzaken. Draag beschermende handschoenen, beschermende kleding, ogen en gezichtsbescherming.
Histo diamond knifeDiatome, US
LEICA EM UC7Leica Vienna, AT
LR White resin hard gradeElectron Microscopy Sciences, US14383Gevaar: Veroorzaakt huidirritatie. Ernstige irritatie van de ogen. Kan irritatie van de luchtwegen veroorzaken. Kan slaperigheid of duizeligheid veroorzaken. Draag beschermende handschoenen, beschermende kleding, ogen en gezichtsbescherming.
Microscope slidesNormax, PT5470308A
Nikon Eclipse E600 and Nikon DS0Fi1 5 MPNikon Corporation, JP
Osmium Tetroxide (OsO4)Agar Scientific Ltd, GBR1019Gevaar: Dodelijk bij inslikking, in contact met de huid of bij inademing. Veroorzaakt ernstige huidbrandwonden en oogbeschadiging. Draag dubbele beschermende handschoenen, beschermende kleding, ogen en gezichtsbescherming.
Pipette and pipette tipsThermo Scientific, FIKJ16047
Sodium dihydrogen phosphate dihydrate (NaH2PO4. 2H2O) purePENTA, CZ13472-35-0
Syringe 10 mlEcoject, DE20010
Toluidine blue, general purpose gradeFisher Scientific, GB2045836

Referenties

  1. Erb, T. J., Zarzycki, J. A short history of RubisCO: the rise and fall (?) of Nature's predominant CO2 fixing enzyme. Curr Opinion Biotechnol. 49, 100-107 (2018).
  2. Smith, E. N., et al. Improving photosynthetic efficiency toward food security: Strategies, advances, and perspectives. Mol Plant. 16 (10), 1547-1563 (2023).
  3. Nisbet, E. G., et al. The age of Rubisco: the evolution of oxygenic photosynthesis. Geobiology. 5 (4), 311-335 (2007).
  4. Boretti, A., Florentine, S. Atmospheric CO2 concentration and other limiting factors in the growth of C3 and C4 plants. Plants. 8 (4), 92(2019).
  5. Elferjani, R., et al. A meta-analysis of mesophyll conductance to CO2 in relation to major abiotic stresses in poplar species. J Exp Botany. 72 (12), 4384-4400 (2021).
  6. Knauer, J., et al. Contrasting anatomical and biochemical controls on mesophyll conductance across plant functional types. New Phytol. 236 (2), 357-368 (2022).
  7. Tosens, T., Niinemets, Ü, Westoby, M., Wright, I. J. Anatomical basis of variation in mesophyll resistance in eastern Australian sclerophylls: news of a long and winding path. J Exp Botany. 63 (14), 5105-5119 (2012).
  8. Ehleringer, J. R., Monson, R. K. Evolutionary and ecological aspects of photosynthetic pathway variation. Ann Rev Ecol Syst. 24 (1), 411-439 (1993).
  9. Niinemets, Ü, Díaz-Espejo, A., Flexas, J., Galmés, J., Warren, C. R. Role of mesophyll diffusion conductance in constraining potential photosynthetic productivity in the field. J Exp Botany. 60 (8), 2249-2270 (2009).
  10. Flexas, J., et al. Mesophyll diffusion conductance to CO2: An unappreciated central player in photosynthesis. Plant Sci. 193 - 194, 70-84 (2012).
  11. Walker, B. J., VanLoocke, A., Bernacchi, C. J., Ort, D. R. The costs of photorespiration to food production now and in the future. Ann Rev Plant Biol. 67 (1), 107-129 (2016).
  12. Kanai, R., Edwards, G. E. The biochemistry of C 4 photosynthesis. C4 Plant Biol. , 49-87 (1999).
  13. Sage, R. F., Sage, T. L., Kocacinar, F. Photorespiration and the evolution of C4 photosynthesis. Ann Rev Plant Biol. 63 (1), 19-47 (2012).
  14. Lundgren, M. R., Osborne, C. P., Christin, P. A. Deconstructing Kranz anatomy to understand C4 evolution. J Exp Botany. 65 (13), 3357-3369 (2014).
  15. Furbank, R., Kelly, S., Von Caemmerer, S. Photosynthesis and food security: the evolving story of C4 rice. Photosyn Res. 158 (2), 121-130 (2023).
  16. Dengler, N. G., Nelson, T. Leaf structure and development in C4 plants. C4 Plant Biol. , 133-172 (1999).
  17. Leegood, R. C. Roles of the bundle sheath cells in leaves of C3 plants. J Exp Botany. 59 (7), 1663-1673 (2007).
  18. Mallmann, J., et al. The role of photorespiration during the evolution of C4 photosynthesis in the genus Flaveria. eLife. 3, e02478(2014).
  19. Edwards, E. J., et al. The origins of C4 grasslands: Integrating evolutionary and ecosystem science. Science. 328 (5978), 587-591 (2010).
  20. Sage, R. F. The evolution of C 4 photosynthesis. New Phytol. 161 (2), 341-370 (2004).
  21. Ludwig, M., Busch, F. A., Khoshravesh, R., Covshoff, S. Editorial: Understanding C4 evolution and function. Fron Plant Sci. 12, 774818(2021).
  22. Stata, M., Sage, T. L., Sage, R. F. Mind the gap: the evolutionary engagement of the C4 metabolic cycle in support of net carbon assimilation. Curr Opinion Plant Biol. 49, 27-34 (2019).
  23. Sage, R. F., Khoshravesh, R., Sage, T. L. From proto-Kranz to C4 Kranz: building the bridge to C4 photosynthesis. J Exp Botany. 65 (13), 3341-3356 (2014).
  24. Lyu, M. J. A., et al. The coordination of major events in C4 photosynthesis evolution in the genus Flaveria. Sci Rep. 11 (1), 15618(2021).
  25. Lundgren, M. R. C2 photosynthesis: a promising route towards crop improvement. New Phytol. 228 (6), 1734-1740 (2020).
  26. Ermakova, M., Danila, F. R., Furbank, R. T., Von Caemmerer, S. On the road to C4 rice: advances and perspectives. Plant J. 101 (4), 940-950 (2020).
  27. Yadav, S., Mishra, A. Ectopic expression of C4 photosynthetic pathway genes improves carbon assimilation and alleviate stress tolerance for future climate change. Physiol Mol Biol Plants. 26 (2), 195-209 (2020).
  28. Schuler, M. L., Mantegazza, O., Weber, A. P. M. Engineering C4 photosynthesis into C3 chassis in the synthetic biology age. Plant J. 87 (1), 51-65 (2016).
  29. Simpson, C. J. C., Singh, P., Sogbohossou, D. E. O., Eric Schranz, M., Hibberd, J. M. A rapid method to quantify vein density in C4 plants using starch staining. Plant, Cell Environ. 46 (9), 2928-2938 (2023).
  30. Upadhyay, P., Agrawal, N., Yadav, P. K., Patel, R. The evolutionary path from C3 to C4 photosynthesis: A review. Int J Curr Microbiol Appl Sci. 9 (1), 748-762 (2020).
  31. Hewitson, T. D., Wigg, B., Becker, G. J. Tissue preparation for histochemistry: Fixation, embedding, and antigen retrieval for light microscopy. Histol Prot. 611, 3-18 (2010).
  32. Kalve, S., Saini, K., Vissenberg, K., Beeckman, T., Beemster, G. Transverse sectioning of Arabidopsis thaliana leaves using resin embedding. Bio Prot. 5 (18), 1592(2015).
  33. Whitehill, J. G. A., et al. Histology and cell wall biochemistry of stone cells in the physical defence of conifers against insects. Plant, Cell Environ. 39 (8), 1646-1661 (2016).
  34. Yeung, E. C. The use of histology in the study of plant tissue culture systems-Some practical comments. In Vitro Cell Dev Biol- Plant. 35 (2), 137-143 (1999).
  35. Lee, K. J. D., Knox, J. P. Resin embedding, sectioning, and immunocytochemical analyses of plant cell walls in hard tissues. Plant Cell Morpho. 1080, 41-52 (2014).
  36. Spurr, A. R. A low-viscosity epoxy resin embedding medium for electron microscopy. J Ultrastr Res. 26 (1-2), 31-43 (1969).
  37. Coste, R., et al. Unveiling the impact of embedding resins on the physicochemical traits of wood cell walls with subcellular functional probing. Compos Sci Technol. 201, 108485(2021).
  38. De Smet, I., et al. An easy and versatile embedding method for transverse sections. J Microsc. 213 (1), 76-80 (2004).
  39. Khoshravesh, R., Lundsgaard-Nielsen, V., Sultmanis, S., Sage, T. L. Light microscopy, transmission electron microscopy, and immunohistochemistry protocols for studying photorespiration. Photorespiration. 1653, 243-270 (2017).
  40. Verhertbruggen, Y., Walker, J. L., Guillon, F., Scheller, H. V. A comparative study of sample preparation for staining and immunodetection of plant cell walls by light microscopy. Front Plant Sci. 8, 1505(2017).
  41. Rodríguez, J. R., Turégano-López, M., DeFelipe, J., Merchán-Pérez, A. Neuroanatomy from mesoscopic to nanoscopic scales: An improved method for the observation of semithin sections by high-resolution scanning electron microscopy. Front in Neuroanat. 12, 14(2018).
  42. Veromann-Jürgenson, L. L., Brodribb, T. J., Niinemets, Ü, Tosens, T. Variability in the chloroplast area lining the intercellular airspace and cell walls drives mesophyll conductance in gymnosperms. J Exp Botany. 71 (16), 4958-4971 (2020).
  43. Sonawane, B. V., Koteyeva, N. K., Johnson, D. M., Cousins, A. B. Differences in leaf anatomy determines temperature response of leaf hydraulic and mesophyll CO2 conductance in phylogenetically related C4 and C3 grass species. New Phytol. 230 (5), 1802-1814 (2021).
  44. Hatch, M. D., Agostino, A., Jenkins, C. Measurement of the leakage of CO2 from bundle-sheath cells of leaves during C4 photosynthesis. Plant Physiol. 108 (1), 173-181 (1995).
  45. Kromdijk, J., Ubierna, N., Cousins, A. B., Griffiths, H. Bundle-sheath leakiness in C4 photosynthesis: a careful balancing act between CO2 concentration and assimilation. J Exp Botany. 65 (13), 3443-3457 (2014).
  46. Wang, Y., et al. Increased bundle-sheath leakiness of CO2 during photosynthetic induction shows a lack of coordination between the C4 and C3 cycles. New Phytol. 236 (5), 1661-1675 (2022).
  47. Johnson, J. E., Field, C. B., Berry, J. A. The limiting factors and regulatory processes that control the environmental responses of C3, C3-C4 intermediate, and C4 photosynthesis. Oecologia. 197 (4), 841-866 (2021).
  48. Sage, R. F. C4 photosynthesis in terrestrial plants does not require Kranz anatomy. Trend Plant Sci. 7 (7), 283-285 (2002).
  49. Voznesenskaya, E. V., et al. Proof of C4 photosynthesis without Kranz anatomy in Bienertia cycloptera (Chenopodiaceae). Plant J. 31 (5), 649-662 (2002).
  50. Koteyeva, N. K., Voznesenskaya, E. V., Berry, J. O., Cousins, A. B., Edwards, G. E. The unique structural and biochemical development of single cell C4 photosynthesis along longitudinal leaf gradients in Bienertia sinuspersici and Suaeda aralocaspica (Chenopodiaceae). J Exp Botany. 67 (9), 2587-2601 (2016).

Herprints en machtigingen

Tags

C3 fotosyntheseC4 fotosynthesescheenvormige cellenvrije handdoorsnedenlichtmicroscopieKranz anatomieImageJ analyse
Beoordeling van structurele kenmerken in Triticum aestivum en Zea mays voor C3 en C4 fotosynthetische differentiatie met behulp van vrije hand en halfdunne secties
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.