Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Spanningsvrij gewichtdragend model van steroïde-geïnduceerde osteonecrose van de heupkop bij ratten

1.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66883

⸱

27 september 2024

 ,  ,  ,  , 
1Graduate School, Beijing University of Chinese Medicine, 2Beijing Key Lab of Immune-Mediated Inflammatory Diseases, China-Japan Friendship Hospital, 3Department of Orthopedic and Joint Surgery, China-Japan Friendship Hospital

In dit artikel

Samenvatting

Het protocol toont het bouwen van een eenvoudig en kosteneffectief gewichtsdragend trainingsmodel voor ratten voor steroïde-geïnduceerde osteonecrose van de heupkop met behulp van elastische therapeutische tape.

Samenvatting

In tegenstelling tot mensen zijn ratten dieren die op handen en voeten lopen, terwijl mensen tweevoetige dieren zijn die staan en de heupen worden blootgesteld aan enorme druk bij het lopen en staan. In modellen voor steroïde-geïnduceerde femurkopnecrose bij ratten moeten de biomechanische kenmerken van de menselijke heup onder hogere druk vaak worden gesimuleerd. Sommige geleerden proberen de toestand van menselijke heupdruk na te bootsen door ratten een bepaald gewicht te laten dragen, maar het is moeilijk om het gewichtdragende object op de rat te bevestigen. Ratten kunnen gemakkelijk loskomen van immobilisatie en door het gewicht met plakband op de ratten te plakken, zullen de ratten stikken of sterven aan darmobstructie. Onze onderzoeksgroep gebruikte elastische therapeutische tape om spanningsvrije immobilisatie van gewichtdragende voorwerpen bij ratten uit te voeren, zodat de ratten vrij konden ademen en niet konden loskomen van de immobilisatie onder gewichtdragende omstandigheden. Vergeleken met het gebruikelijke steroïde-geïnduceerde femurkopnecrose bij ratten, ontdekten we dat deze gewichtdragende interventie de progressie van femurkopnecrose bij ratten kan verergeren.

Inleiding

De toediening van glucocorticoïden is de meest voorkomende risicofactor voor niet-traumatische osteonecrose van de heupkop (ONFH)1. Talrijke bewijzen suggereren dat, naast glucocorticoïden, ook de drukbelasting op het heupgewricht bij patiënten in verband wordt gebracht met het optreden van ONFH. Factoren zoals lichaamsgewicht en fysieke arbeidsintensiteit worden erkend als risicofactoren voor ONFH2. Meerdere klinische onderzoeken hebben een nauw verband aangetoond tussen de belasting van het heupgewricht en de timing en incidentie van gewrichtsvervanging 3,4,5,6. Daarom is het belangrijk om een model op te stellen dat de relatie tussen dragende en door steroïden geïnduceerde osteonecrose van de heupkop (SONFH) weerspiegelt voor een uitgebreid onderzoek van deze aandoening.

Grote tweevoetige vogels, zoals struisvogels en emoes, dienen als goede modellen om de belasting van het heupgewricht te simuleren, en lijken op menselijke beenbelastingen 7,8. Het in stand houden van grote vogelsoorten is echter een uitdaging en de daarmee gepaard gaande onderzoekskosten zijn hoog. Spontane hypertensieve rattenmodellen 9,10 kunnen hogere percentages ONFH vertonen, maar de drukbelasting in het compartiment in het beenmerg die wordt gegenereerd door spontane hypertensie verschilt aanzienlijk van mechanische druk en is ongeschikt voor het bestuderen van de impact van mechanische druk op SONFH.

Modellen van kleine dieren worden vaak gebruikt in onderzoek naar SONFH. Viervoetige reptielen hebben echter een lagere belasting van het heupgewricht en hun heupmodellen kunnen de biomechanische omgeving van menselijke heupgewrichten tijdens tweevoetig lopen niet simuleren. Immobilisatiemodellen11 met één ledemaat en modellen voor gedeeltelijk lossen12 komen vaak voor, maar beide verminderen de belasting van de ledematen. Aangezien mensen tweevoetige organismen zijn met een aanzienlijke belasting van de onderste ledematen tijdens het staan en lopen, vermindert het verminderen van de belasting in deze modellen het verband tussen diermodellen en menselijke ziekten.

Deze studie heeft tot doel een eenvoudig en kosteneffectief model voor gewichtdragende training op te zetten om de impact van gewichtdragende training op steroïde-geïnduceerde osteonecrose van de heupkop bij ratten te onderzoeken. Momenteel zijn rattenmodellen gebruikt om steroïde-geïnduceerde osteonecrose van de heupkop te bestuderen 13,14, maar er is nog steeds geen model dat langdurige, veilige fixatie kan bieden met minimale verstoring van de beweging, wat ook relatief eenvoudig en goedkoop is. In deze studie wordt een hoogklevend fixatiemateriaal aangebracht, waarbij een spanningsvrije fixatie wordt aangenomen, die de mobiliteit van de ratten behoudt en het lijden en zelfs de dood veroorzaakt door onjuiste fixatie vermindert.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het protocol voldoet aan de ethische richtlijnen die zijn opgesteld door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de Beijing University of Chinese Medicine, protocolnummer BUCM-4-2022062001-2109. Het protocol maakt gebruik van Sprague Dawley (SD) ratten (SCXK(Jing)2019-0008), 8-10 weken oud en met een gewicht van 200 g-250 g.

1. Aanpassing training

  1. Albinoratten hebben over het algemeen een gezichtsveld van minder dan 60 cm15. Plaats de ratten tijdens het modelleerproces in ondoorzichtige kooien en houd ze zo ver mogelijk uit de buurt van niet-gemodelleerde ratten (andere ratten moeten zich in ieder geval buiten het maximale visuele bereik van de gemodelleerde ratten bevinden) om te voorkomen dat ze traumatische stress ervaren.
  2. Schakel het vermogen in en stel de loopband in op 10 m/min met een helling van 0°. Plaats de ratten op de loopband en zorg ervoor dat de bewegingen zo zacht mogelijk zijn om stress te voorkomen. Gebruik geen extra stimulatie; De ratten zullen vanzelf naar voren kruipen omdat ze niet bekend zijn met de omgeving.
  3. De training duurt 15 min. Ruim na de training de uitwerpselen en urine op die door de ratten zijn achtergelaten en spuit alcohol om de dierengeur te elimineren. Bereid vervolgens de volgende rat voor op training.
    OPMERKING: Als een rat weigert 5 minuten op de loopband te lopen, sluit hem dan uit van het onderzoek.
  4. Ga door met adaptieve training tot het einde van de1e week.

2. Het meten van het maximale draagvermogen bij ratten

  1. Bereid twee reageerbuisjes, een haak en een lussluiting van ongeveer 80 cm lang voor. Plaats stalen kogels in de reageerbuizen en zorg ervoor dat het aanvankelijke gecombineerde gewicht van de reageerbuisjes, de haak en de lussluiting 150 g bedraagt. Bereid reageerbuisjes voor met verschillende totaalgewichten in stappen van 10 g, met een maximaal gewicht van 350 g.
  2. Een onderzoeker gebruikt beide handen om ratten met handschoenen vast te maken (Figuur 1). Een andere onderzoeker plaatst de reageerbuis op de rug van de rat, ongeveer 1 cm van de middellijn van de rug. Aangezien deze stap geen beweging van de rat vereist, voert u de fixatie uit door simpelweg de klittenbandsluiting om de rat te wikkelen zonder extra maatregelen te nemen om de buis vast te zetten.
  3. Vervang de buis totdat het maximale gewicht van de rat is bereikt. Wanneer de rat het maximale gewicht bereikt, kan hij niet staan wanneer hij wordt gepord of de onderzoeker vertrekt. Verminder het gewicht met 10 g om de rat te laten staan. Dit gewicht staat voor het maximale draagvermogen van de rat.

3. Voorbereiding van de gewichtsbelasting

  1. Aangezien veilige fixatie tijdens de training vereist is, zet u de objecten vast met 1-1,5 m elastische therapeutische tape op basis van de grootte van de rat, die een sterke hechting heeft. Gebruik klei om het gewicht van de reageerbuizen aan te passen om het slingeren van de last te verminderen.
  2. Voeg na het wegen van het gewicht van de reageerbuizen en de fixatieobjecten een geschikte hoeveelheid klei toe aan de reageerbuizen om ze aan te passen aan het doelgewicht. Gebruik een glazen roerstaaf om de klei gelijkmatig in de reageerbuisjes te verdelen. Klei geconcentreerd aan het ene uiteinde van de reageerbuis kan ervoor zorgen dat deze tijdens de training gemakkelijk loskomt.
  3. Stel het totale gewicht van de aangepaste reageerbuizen en klei in op 50% van het maximale draagvermogen van de rat (Figuur 1A). Overschrijding van dit gewicht maakt het voor de rat moeilijk om de training te voltooien. Pas het gewicht van de lading pas aan het einde van het experiment weer aan.

4. Vaststelling van steroïde-geïnduceerde osteonecrose van het femurkopmodel

  1. Gebruik de methylprednisolon in combinatie met lipopolysaccharide (LPS+MPS) methode voor het vaststellen van het SONFH-model16,17. Voer eenmaal per 24 uur intraperitoneale injectie van LPS (20 μg/kg) uit met behulp van een standaardnaald op de middellijn van de buik van de rat, voor een totaal van 2 injecties.
  2. Injecteer na de laatste LPS-injectie MPS (40 mg/kg) in de unilaterale bilspier 24 uur na de normale voeding en ga door met injecties om de 24 uur, afwisselend tussen de twee bilspieren, voor een totaal van drie injecties.

5. Spanningsvrije gewichtdragende immobilisatie met behulp van elastische therapeutische tape en loopbandtraining

  1. Markeer de rugmiddellijn van de rat op 1-2 cm aan beide kanten; Dit is het referentiepunt voor de gewichtsbelasting. Zorg ervoor dat de markeringen op de juiste manier zijn geplaatst om te voorkomen dat de rat kantelt of de beweging belemmert tijdens de training op de loopband.
  2. Terwijl een onderzoeker de rat met handschoenen vastmaakt, plaats je een hand onder de oksel van de rat om de voorpoot en kaak vast te zetten, terwijl de andere hand de achterpoten en staart vastzet. Vermijd overmatige kracht om stress of verstikking te voorkomen (Figuur 1B).
  3. Plak de elastische therapeutische tape op de reageerbuis zonder spanning uit te oefenen om de last op de rug van de rat vast te zetten. Rek tijdens het opwinden de elastische therapeutische tape niet uit om een spanningsvrije fixatie te bereiken.
    OPMERKING: De elastische therapeutische tape die in dit model wordt gebruikt, is ontworpen voor tapen tijdens intensieve fysieke activiteiten en biedt een hoge hechting en elasticiteit18. Door zijn hoge elasticiteit vermindert het de impact op de beweging van de rat tijdens het kruipen aanzienlijk.
  4. Vraag de tweede onderzoeker om de reageerbuis op de rug van de rat te bevestigen, evenwijdig aan de ruggengraat van de rat, met de fixatiepositie op basis van de gemaakte markeringen, d.w.z. 1-2 cm afstand van de middellijn aan beide zijden van de rug van de rat.
  5. Om het lijden van de rat tot een minimum te beperken, de impact op de beweging van de rat te verminderen en de sterfte door fixatie te verminderen, voert u fixatie uit zonder spanning uit te oefenen. Plak de reageerbuis met aangepast gewicht op de elastische therapeutische tape en wikkel de reageerbuis vervolgens om het lichaam van de rat met behulp van een spanningsvrije techniek.
  6. Zorg voor spanningsvrije immobilisatie en behoud de oorspronkelijke lengte van de elastische therapeutische tape zonder uit te rekken om nadelige effecten op de ademhaling en beweging van ratten te voorkomen (Figuur 1C).
  7. Nadat u de reageerbuis om het lichaam van de rat hebt gewikkeld, plaatst u de rat in een open ruimte of een enkele kooi, waarbij u de ademhaling en richting in de gaten houdt. Als er tekenen van snelle ademhaling of mondopening verschijnen, laat de rat dan onmiddellijk los om verstikking te voorkomen.
    1. Ideale immobilisatie stelt de rat in staat om vrij te bewegen en activiteiten uit te voeren zoals drinken, voorpoten optillen en eten (Figuur 1D). Als de immobilisatie niet bevredigend is, laat dan tijdelijk los en immobiliseer na 20 minuten opnieuw om stress bij de rat als gevolg van herhaalde immobilisatieprikkels te minimaliseren.
  8. Schakel het vermogen in en stel de loopband in op 1 m/min met een helling van 0°. De trainingstijd op de loopband is 30 minuten. Zet de rat voorzichtig op de loopband en start de timer.
  9. Geef de rat geen extra stimulatie. Als de rat de training van 30 minuten niet kan voltooien, plaats hem dan in een kooi voor een rustpauze van 10 minuten zonder de fixatie te verwijderen.
    OPMERKING: De elastische therapeutische tape die in dit onderzoek is gebruikt, heeft een uitstekende rekbaarheid en kleefkracht. Als het goed en zonder spanning wordt vastgezet, zal langdurige fixatie er niet toe leiden dat de reageerbuis losraakt of leidt tot verstikking en de dood van de rat.
  10. Ruim na de training de uitwerpselen en urine op die door de ratten zijn achtergelaten en spuit alcohol om de dierengeur te elimineren.
  11. Vermijd dat de bovenstaande stappen door andere ratten worden gezien en behandel de dieren zo voorzichtig mogelijk om te voorkomen dat dieren vocaliseren, waardoor andere ratten traumatische stress veroorzaken.
  12. Laat de rat onmiddellijk los van de fixatie na het voltooien van de training (Figuur 1E). Gebruik tijdens het vrijlaten de vingers om op de vacht van de rat te drukken om deze te beschermen, zodat het vachtverlies tijdens het vrijlaten tot een minimum wordt beperkt (Figuur 1F).

6. Groepering van dieren

  1. Om de impact van gewichtdragende training op SONFH te bestuderen, verdeel je 60 ratten willekeurig in vier groepen.
  2. Stel in de controlegroep niet de gebruikelijke steroïde-geïnduceerde osteonecrose van het femurkopmodel (SONFH) vast en voer geen gewichtdragende training uit. Voer in de Control+Load-groep alleen gewichtdragende training uit, zonder de door steroïden geïnduceerde osteonecrose van het femurkopmodel vast te stellen. Stel in de modelgroep alleen de door steroïden geïnduceerde osteonecrose van het femurkopmodel vast. Voer in de Model+Load-groep gewichtdragende training uit na het vaststellen van de door steroïden geïnduceerde osteonecrose van het femurkopmodel.

7. Euthanasie en monsterverzameling

  1. Plaats de ratten in een euthanasiekamer voor kleine dieren en injecteer voldoende koolstofdioxide om een concentratie van meer dan 5% te bereiken. Zodra de ratten het bewustzijn verliezen, dient u via een intracardiale injectie een dosis van 0,3 ml/kg lichaamsgewicht van een 20% kaliumchloride-oplossing toe, in totaal 20 ml.
  2. Houd de ademhaling en hartslag van de ratten in de gaten om er zeker van te zijn dat ze geen pijn of ongemak ervaren tijdens euthanasie. Bevestig de dood door te controleren op de afwezigheid van ademhaling en hartslag. Spuit alcohol om eventuele geur te verwijderen.
  3. Ontleed na euthanasie het heupgebied van de rat en verwijder de heupkop terwijl het dijbeen intact blijft. Voer een microCT-scan uit na de voorbehandeling, gevolgd door hematoxyline-eosine (HE)-kleuring.

8. Hematoxyline-eosine-kleuring

  1. Nadat het modelleren is voltooid, euthanaseert u de ratten. Verwijder de dijbenen voor HE-kleuring.
  2. Week de dijbenen van de rat gedurende 24 uur in 4% paraformaldehyde om biologische weefsels als monsters te bewaren. Week de dijbeenmonsters van de rat gedurende 5 dagen in 5% mierenzuur voor ontkalking.
  3. Verdeel de monsters in plakjes van 5 μm voor HE-kleuring.
    OPMERKING: Lege lacunes verwijzen naar de situatie in botweefsel19 waar de lacunes, die normaal gesproken osteocyten zouden moeten bevatten, verstoken zijn van deze cellen. Het is een belangrijke indicator voor het beoordelen van de gezondheid van botweefsel. In het pathologische proces van botnecrose kan onvoldoende bloedtoevoer de dood van osteocyten veroorzaken, wat leidt tot lege lacunes. Bij de diagnose en evaluatie van botnecrose zijn het aantal en de verdeling van lege lacunes belangrijke parameters voor het meten van de ernst van de ziekte 20,21.
    1. Plaats de femurmonsters van ratten in gesmolten paraffine (56-60 °C), week ze eerst in paraffine met een laag smeltpunt, indien nodig, en breng ze vervolgens geleidelijk over naar paraffine met een hoger smeltpunt, telkens gedurende ongeveer 1 uur, om een grondige infiltratie van het weefsel met paraffine te garanderen.
    2. Bereid inbeddingsvormen voor en giet gesmolten paraffine in de vormen tot de juiste diepte. Haal de weefselmonsters na het weken met een tang uit de paraffine, verwijder overtollige paraffine en plaats ze in mallen. Koel af tot kamertemperatuur om de paraffine te laten stollen en paraffineblokken te vormen.
    3. Snijd met behulp van een paraffinemicrotoom de ingebedde paraffineblokken in secties van 5 μm dik.
  4. Bak de femurmonsters van de rat met aangehechte plakjes gedurende 1 uur in een diawarmer om de hechting tussen de plakjes en het dekglaasje te verbeteren en het drijven tijdens daaropvolgende kleuringsprocessen te verminderen.
  5. Dompel de gebakken plakjes achtereenvolgens onder in puur xyleen om paraffine te verwijderen, gevolgd door een reeks uitdroging door absolute ethanol, gradiëntethanol (100%, 95%, 80%, 70%) en water, elk gedurende 2 minuten, waarbij het deparaffineisatie- en rehydratatieproces wordt voltooid.
  6. Dompel de gedeparaffiniseerde plakjes onder in een hematoxylinekleuringsoplossing en kleur ze gedurende 10 minuten. Spoel af met stromend water om ongebonden hematoxyline te verwijderen.
  7. Dompel de met hematoxyline gekleurde secties onder in eosinekleuringsoplossing en kleur gedurende 2 minuten om het cytoplasma en het bindweefsel te kleuren. Gespoeld met een 1% azijnzuuroplossing om het vlekkeneffect te verhelpen.
  8. Dompel de plakjes van het dijbeenbot van de rat achtereenvolgens onder in 70%, 80%, 90%, 95% en 100% ethanol, met elke gradiënt gedurende 2 minuten, waarbij het vocht geleidelijk wordt verwijderd.
  9. Dompel de plakjes dijbeenderen van de rat onder in puur xyleen voor transparantie, gevolgd door spoelen met stromend water om het xyleen te verwijderen. Breng neutrale montagehars aan, bedek de geleiders, tik zachtjes om luchtbellen te verwijderen en laat het montagemedium stollen om het montageproces te voltooien.
  10. Selecteer met behulp van het randomizr-pakket in R 30 HE-gekleurdeglaasjes voor elke groep en wijs 15 objectglaasjes toe aan twee onderzoekers. Zonder hen op de hoogte te stellen van de groeperingen, vraagt u de onderzoekers om het lege lacunepercentage van de objectglaasjes te berekenen en de resultaten te verzamelen voor statistische analyse.

9. MicroCT-analyse

  1. Nadat het modelleren is voltooid, euthanaseert u de ratten. Verwijder de dijbenen voor Hematoxyline-Eosine-kleuring.
  2. Week de dijbenen van de rat gedurende 24 uur in 4% paraformaldehyde om biologische weefsels als monsters te bewaren. Plaats de dijbenen van de rat in het kleine dierspecifieke microCT-apparaat.
  3. Stel de microCT-scancondities als volgt in: Röntgenspanning: 80 kV, Stroom: 100 μA, Eenmalige belichtingstijd: 50 ms, Scanresolutie: 25 μm. Voer scans uit met tussenpozen van 0,5°, waarbij u zich concentreert op het trabeculaire bot van onder het kraakbeen tot het bovenste deel van de epifyse als het interessegebied.
  4. Definieer het gebied boven de femurnek van de rat als het interessegebied.
  5. Voer een reconstructie van het coronale vlak uit van de scanresultaten met behulp van een microCT-apparaat en verzamel botmorfometrische metingen die zijn gegenereerd door de ingebouwde software van het microCT-apparaat. Noteer de volgende waargenomen indices: Totaal Volume (TV), Percentage Botvolume (BV/TV), Botoppervlakte/Volumeverhouding (BS/BV), Structuurdikte (Tb.Th), Structuurscheiding (Tb.Sp), Aantal bot (Tb.N), Botdichtheid (BD).

10. Statistische analyse

  1. Presenteer de gegevens als het gemiddelde ± standaarddeviatie (SD). Voer statistische analyses uit voor micro-CT en kwantitatieve histologische evaluaties met behulp van de onafhankelijke steekproef t-toets. Beschouw een p-waarde < 0,05 als statistisch significant.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Histopathologische analyse
Hematoxyline- en eosinekleuring onthulden dat in de controlegroep en de controle+belastingsgroep de bottrabeculae intact waren en regelmatig waren gerangschikt. Endotheelcellen van bloedvaten waren aanwezig in kuiltjes in het bot en de celmorfologie leek mollig. Daarentegen vertoonden de Modelgroep en de Model+Load-groep gebroken en ongeordende bottrabeculae, samen met een significant hoger aantal lege lacunes. De Model+Load-groep had meer l...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Momenteel kunnen verschillende dieren, zoals konijnen25, ratten26, muizen27, varkens28, vleeskuikens29, struisvogels8 en emoes30 worden gebruikt om modellen van femurkopnecrose op te stellen. Onder hen zijn ratten, muizen en konijnen de meest gebruikte soorten. De rat, als model voor femurkopnecrose, biedt tal van voordele...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteur verklaart geen belangenconflicten, affiliaties of samenwerkingen die mogelijk de objectiviteit of resultaten van dit onderzoek zouden kunnen beïnvloeden.

Dankbetuigingen

Dit onderzoek is een onafhankelijk onderzoek en heeft geen financiering ontvangen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
15ml centrifuge tubeCorning,USA430791
5mm roestvrijstalen kraalGelisen,China5mm
AzijnzuurMerck KGaA, Germany64-19-7
Watervrij alcoholMerck KGaA, Germany64-17-5
KleiMincai papierwaren,China102
DekglasServicebio,ChinaWMWD-1818
Vlakke drukfles 10mlBEHNCKE,ChinaMD10ml
MierenzuurMacklin Biochemical ,China64-18-6
HE-kleuringskitSolarbio,ChinaG1120
HistoCore AUTOCUTLeica, Germany149AUTO00C1
Kinesio tape (elastisch therapeutisch tape)Fuluo medicine,ChinaCL1819
LipopolysacharideSolarbio,ChinaL8880
Lipopolysacchariden (LPS)Selleck,USAS7850 
Handmatige kooldioxide euthanisatieboxYuyan,ChinaLC-500-S1
Methylprednisolon natriumsuccinaat,MPSAbMole,ChinaM25573
MicroCT Hiscan,China Hiscan VM Pro
Neutrale harsBeijing Zhongshan Golden Bridge Biotechnology l ,ChinaZLI-9555
ParaffineServicebio,ChinaWGHB-319213129
ParaformaldehydeServicebio,ChinaG1101-500ML
KaliumchlorideMacklin Biochemical ,China 7447-40-7
GlijmiddelServicebio,ChinaWG6012
Loopband voor ratten en  muizenLitc Life Science,USA801
XYleenMacklin Biochemical ,China 1330-20-7

Referenties

  1. Konarski, W., et al. Avascular necrosis of femoral head-overview and current state of the art. Inl J Environ Res Public Health. 19 (12), 7348(2022).
  2. Tan, B., et al. Epidemiological study based on China osteonecrosis of the femoral head database. Ortho Surg. 13 (1), 153-160 (2020).
  3. Algarni, A. D., Al Moallem, H. M. Clinical and radiological outcomes of extracorporeal shock wave therapy in early-stage femoral head osteonecrosis. Adv Ortho. 2018, 7410246(2018).
  4. Huang, Z., et al. Chinese herbal Huo-Gu formula for the treatment of steroid-associated osteonecrosis of femoral head: A 14-year follow-up of convalescent SARS patients. J Ortho Transl. 23, 122-131 (2020).
  5. Tomaru, Y., et al. Concentrated autologous bone marrow aspirate transplantation versus conservative treatment for corticosteroid-associated osteonecrosis of the femoral head in systemic lupus erythematosus. J Rural Med. 16 (1), 1-7 (2021).
  6. Wu, W., et al. Prognostic analysis of different morphology of the necrotic-viable interface in osteonecrosis of the femoral head. Int Ortho. 42 (1), 133-139 (2018).
  7. Troy, K. L. R., Lundberg, H. J., Conzemius, M. G., Brown, T. D. Habitual hip joint activity level of the penned EMU (Dromaius novaehollandie). Iowa Ortho J. 27, 17(2007).
  8. Jiang, W., Wang, P., Wan, Y., Xin, D., Fan, M. A simple method for establishing an ostrich model of femoral head osteonecrosis and collapse. J Ortho Surg Res. 10, 1-10 (2015).
  9. Murata, M., Kumagai, K., Miyata, N., Osaki, M., Shindo, H. Osteonecrosis in stroke-prone spontaneously hypertensive rats: effect of glucocorticoid. J Ortho Sci. 12 (3), 289-295 (2007).
  10. Drescher, W., et al. Enhanced constriction of supplying arteries-A mechanism of femoral head Necrosis in Wistar rats. Ann Anat. 192 (1), 58-61 (2010).
  11. Friedman, M. A., Zhang, Y., Wayne, J. S., Farber, C. R., Donahue, H. J. Single limb immobilization model for bone loss from unloading. J Biomech. 83, 181-189 (2019).
  12. Gadomski, B. C., et al. Partial gravity unloading inhibits bone healing responses in a large animal model. J Biomech. 47 (12), 2836-2842 (2014).
  13. Peng, P., Nie, Z., Sun, F., Peng, H. Glucocorticoids induce femoral head necrosis in rats through the ROS/JNK/c-Jun pathway. FEBS Open bio. 11 (1), 312-321 (2021).
  14. Yan, Y. Q., Pang, Q. J., Xu, R. J. Effects of erythropoietin for precaution of steroid-induced femoral head necrosis in rats. BMC Musculoskel Dis. 19, 1-7 (2018).
  15. Dean, P. Are rats short-sighted? Effects of stimulus distance and size on visual detection. Quat J Exp Psychol Sec B. 33 (2), 69-76 (1981).
  16. Fu, D., et al. Proper mechanical stress promotes femoral head recovery from steroid-induced osteonecrosis in rats through the OPG/RANK/RANKL system. BMC Musculoskel Dis. 21, 281(2020).
  17. Wan, F., et al. Effect of glucocorticoids on miRNA expression spectrum of rat femoral head microcirculation endothelial cells. Gene. 651, 126-133 (2018).
  18. Alahmari, K. A., et al. The effect of Kinesio taping on cervical proprioception in athletes with mechanical neck pain-a placebo-controlled trial. BMC Musculoskel Dis. 21, 1-9 (2020).
  19. Shidara, K., et al. Strain-specific differences in the development of bone loss and incidence of osteonecrosis following glucocorticoid treatment in two different mouse strains. J Ortho Transl. 16, 91-101 (2019).
  20. Lv, Y., et al. A novel model of traumatic femoral head necrosis in rats developed by microsurgical technique. BMC Musculoskel Dis. 23 (1), 374(2022).
  21. Yu, H., et al. Icariin promotes angiogenesis in glucocorticoid-induced osteonecrosis of femoral heads: In vitro and in vivo studies. J Cell Mol Med. 23 (11), 7320-7330 (2019).
  22. Kim, H. K., Morgan Bagley, S., Kostenuik, P. RANKL inhibition: a novel strategy to decrease femoral head deformity after ischemic osteonecrosis. J Bone Mine Res. 21 (12), 1946-1954 (2006).
  23. Weinstein, R. S., Jilka, R. L., Parfitt, A. M., Manolagas, S. C. Inhibition of osteoblastogenesis and promotion of apoptosis of osteoblasts and osteocytes by glucocorticoids. Potential mechanisms of their deleterious effects on bone. J Clin Invest. 102 (2), 274-282 (1998).
  24. Kapfer, S. A. The effects of hyperbaric exposure on bone cell activity in the rat: implications for the pathogenesis of dysbaric osteonecrosis. , Yale University. (1995).
  25. Jiang, X., et al. Puerarin facilitates osteogenesis in steroid-induced necrosis of rabbit femoral head and osteogenesis of steroid-induced osteocytes via miR-34a upregulation. Cytokine. 143, 155512(2021).
  26. Peng, P., Nie, Z., Sun, F., Peng, H. Glucocorticoids induce femoral head necrosis in rats through the ROS/JNK/c-Jun pathway. FEBS Open bio. 11 (1), 312-321 (2021).
  27. Chen, C. Y., et al. Glucocorticoid-induced loss of beneficial gut bacterial extracellular vesicles is associated with the pathogenesis of osteonecrosis. Sci Adv. 8 (15), 8335(2022).
  28. Gorios Filho, A., et al. Experimental model study of ischemic necrosis induction of the growing femoral head. Acta Ortop Bras. 30 (2), e247996(2022).
  29. Wilson, F. D., et al. A field study of histologic and bacteriologic characterization of femoral head separation and femoral head necrosis. Avian Dis. 64 (4), 571-581 (2020).
  30. Fan, M., et al. Comparisons of emu necrotic femoral head micro structure repaired in two different methods. Acta Acad Med Sinicae. 38 (1), 16-21 (2016).
  31. Naito, S., et al. Femoral head necrosis and osteopenia in stroke-prone spontaneously hypertensive rats (SHRSPs). Bone. 14 (5), 745-753 (1993).
  32. Omokawa, S., Tamai, S., Ohneda, Y., Mizumoto, S., Yamamoto, S. A histopathological study on the femoral head necrosis in spontaneously hypertensive rats (SHR). Nihon Seikeigeka Gakkai Zasshi. 66 (1), 69-82 (1992).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Necrose van de femorkopbelastingmodel bij rattenspanningsvrije immobilisatieelastische therapeutische tapeloopbandtraininglipopolysacharide-injectiemethylprednisolon-injectiemaximale belastingscapaciteitheupbiomechanica bij ratten
Spanningsvrij gewichtdragend model van steroïde-geïnduceerde osteonecrose van de heupkop bij ratten
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.