We beschrijven een ex vivo geïsoleerd werkend rattenhartprotocol om strategieën voor het behoud van donorharten te testen. Dit artikel beschrijft het protocol voor gebruik bij statische koude opslag van knaagdierdonorharten; Het protocol kan echter ook worden gebruikt voor donorharten die zijn verkregen na donatie na dood van de bloedsomloop en hersendood.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Een geïsoleerd werkend rattenhartmodel gebruiken om strategieën voor het behoud van donorharten te testen
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Optimalisatie van oplossingen voor het behoud van donorharten heeft een sleutelrol gespeeld bij het verminderen van ischemie-reperfusieschade in donorharten tijdens het ophalen, transporteren en transplanteren van organen. Eerder werk van ons laboratorium toonde aan dat de toevoeging van glyceryltrinitraat en erytropoëtine aan oplossingen voor het behoud van donorharten het herstel van de hartfunctie aanzienlijk zou kunnen verbeteren na langdurige koude opslag en bij donatie na dood van de bloedsomloop. Dit suppletieprotocol is in klinisch gebruik geïmplementeerd in transplantatie-eenheden in Australië, België en het Verenigd Koninkrijk. Hier schetsen we een protocol voor het testen van suppletiestrategieën met behulp van een ex vivo geïsoleerd werkend rattenhart (IWRH) perfusiecircuit. Met behulp van deze methodologie kunnen suppletiestrategieën worden getest in de context van langdurige koude statische opslag, donatie na hersendood en donatie na overlijden van de bloedsomloop met behoud van het donorhart. Cardiale functionele herstel, gemeten aan de hand van aortastroom, coronaire stroom, hartminuutvolume, polsdruk en hartslag, kan worden gebruikt om te bepalen of een bepaalde conserveringsstrategie ischemie-reperfusieschade van het donorhart kan minimaliseren.
Inleiding
Het succes van een harttransplantatie kan sterk worden beïnvloed door de conserveringsmethode die voor het donorhart wordt gebruikt. Donorharten worden tijdens het ophalen, transporteren en transplanteren van organen onderworpen aan ischemische beledigingen. De mate van ischemische schade aan het donororgaan kan worden beperkt door een geschikte strategie voor het behoud van het donorhart te selecteren. Koude statische opslag (CSS) blijft de meest haalbare en gebruikelijke methode voor het behoud van donorharten; CSS is echter niet noodzakelijkerwijs de beste optie voor alle hartdonatieroutes. Harten die zijn verkregen via de route voor donatie na dood van de bloedsomloop (DCD) worden bijvoorbeeld onderhouden en beoordeeld op levensvatbaarheid met behulp van normotherme machineperfusie, terwijl harten die zijn verkregen via de route voor donatie na hersendood (DBD) kunnen worden bewaard met behulp van CSS of onderkoelde machineperfusie. Een andere belangrijke bepalende factor voor de gebruikte conserveringsstrategie is de hoeveelheid warme ischemie (voor DCD) of koude ischemie (voor DBD) waaraan het hart wordt blootgesteld tijdens de verkrijging en het transport van organen.
Veel centra gebruiken aanvullende farmacologische suppletie van de oplossing voor het behoud van het hart om de ischemische tolerantie te verhogen en de hartfunctie na transplantatie te verbeteren. Knaagdierstudies uit ons laboratorium toonden aan dat suppletie van cardioplegie met erytropoëtine en glyceryltrinitraat het herstel van de hartfunctie aanzienlijk kon verbeteren na langdurige koude opslag van het donorhart 1,2. Deze onderzoeken gingen vervolgens over op varkensstudies naar het behoud van donorharten en vormden de preklinische basis die leidde tot de opname van erytropoëtine en glyceryltrinitraat in de cardioplegie-oplossing van harten die werd verkregen via een DCD-route met behulp van normotherme machineperfusie 3,4,5. Momenteel wordt suppletie met erytropoëtine en glyceryltrinitraat ook gebruikt in Australische transplantatie-eenheden voor klinische DBD-hartophalen met CSS. Het algemene doel van het hieronder beschreven perfusieprotocol voor geïsoleerd werkend rattenhart (IWRH) is om strategieën voor het behoud van donorharten in een laboratoriumomgeving te testen en hun werkzaamheid te testen voor het behoud van de donorhartfunctie na reperfusie. Het beschreven geïsoleerde werkende rattenhartprotocol wordt al meer dan twee decennia in ons laboratorium gebruikt en is uiterst nuttig gebleken bij het screenen op mogelijke supplementen en/of strategieën die het behoud van het donorhart kunnen verbeteren 2,7,8,9.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle dieren kregen humane zorg in overeenstemming met de richtlijnen van de National Health and Medical Research Council (Australië). Alle dierproeven zijn goedgekeurd door de Animal Ethics Committee van het Garvan Institute of Medical Research (Sydney, Australië).
1. Bereiding van de Krebs-Henseleit (KH) buffer
- Bereid 2 L van een 20x voorraadoplossing van KH-buffer met 2,36 M NaCl, 0,094 M KCl, 0,024 M MgSO4, 0,024 M KH2PO4. Doe in buisjes van 50 ml en bewaar bij -20 °C.
- Bereid voorafgaand aan het experiment twee Erlenmyer-kolven van 2 l met 1x KH-buffer met 1900 ml gedeïoniseerd water, 100 ml 20x voorraad KH-buffer, 4,20 g NaHCO3 (25 mM) en 3,96 g glucose (11 mM).
- Plaats de bufferkolven in een waterbad van 37 °C en begas de oplossing met carbogeen (95% zuurstof, 5% kooldioxide, debiet ingesteld op 2 l/min) via luchtstenen (opsteekbaar inlaatfilter) gedurende 5 minuten en voeg vervolgens 2,8 ml 1 M CaCl2 (1,4 mM) toe. Blijf de oplossing minstens 1 uur voor de start van het experiment borrelen. Het gebruik van een luchtsteen helpt bij een gelijkmatige beluchting van de buffer.
- Plaats een klein volume (~50 ml) buffer in een ronde metalen schaal bij -20 °C om af te koelen en vorm een laag ijsbuffer.
2. Voorbereiding van het perfusiecircuit
- Zorg ervoor dat alle slangen en glaswerk schoon zijn zonder zichtbare groei/vervuiling.
- Stel de hoogte van de glazen kamers zo in dat deze overeenkomt met de vereiste perfusiedrukken op basis van 1 cm H2Ø, wat overeenkomt met 1,36 mmHg: Langendorff-tot-hart 100 cm (ongeveer 75 mmHg), voorbelasting zij-tot-hart werken 15 cm (ongeveer 11 mmHg), hart-tot-nalaadkamer 100 cm (ongeveer 75 mmHg).
- Begin ten minste 10 minuten voor de hartperfusie met het circuleren van heet water rond het circuit.
- Plaats microvezelfilters (1.2 μm) in filterhouders en zet ze stevig vast.
- Vul het circuit met KH-buffer, zorg ervoor dat alle lucht wordt verwijderd, en gebruik een stroomregelslang clamp om de stroom aan de Langendorff-zijde (Figuur 1A, B) aan te passen tot ~50 ml/min. De langzamere doorstroming zorgt voor een gemakkelijke aortacanulatie en voorkomt dat het hart losraakt voordat het wordt vastgebonden. Plaats een thermometer in het circuit via een T-vormige slangconnector om de temperatuur van de buffer op ~37 °C te controleren.
3. Opzetten van Lab Chart (data-analyse) software
- Zorg ervoor dat Powerlab (data-acquisitiesysteem) en flowmeter zijn ingeschakeld en aangesloten op de computer voordat u de data-analysesoftware opent.
- Open een nieuw bestand.
- Stel gegevensverzameling in door het vervolgkeuzemenu Instellingen te selecteren en Kanaalinstellingen te selecteren. Selecteer voor aortadruk, aortastroom en hartslag (Figuur 2A).
- Stel elk kanaal in met de instellingen die worden weergegeven in afbeelding 2B.
4. Voorbereiding van het dier op isolatie van het hart van ratten
OPMERKING: De methodologie voor isolatie en perfusie van rattenharten voor niet-DBD- en niet-DCD-harten voor koude statische opslag wordt hieronder beschreven. De methoden voor hartinstrumentatie op het perfusiecircuit zijn relatief vergelijkbaar, ongeacht welke donatiemethode wordt gebruikt. De verschillen in het protocol voor DBD- en DCD-hartdonatie bij ratten treden voornamelijk op vanaf het moment dat de dierverdoving in werking is getreden tot het moment dat het hart uit het dier wordt weggesneden.
- Weeg het dier en zorg ervoor dat het gewicht >330 g is. Het ideale gewichtsbereik voor mannelijke ratten is 330-420 g.
- Dien een intraperitoneale injectie van ketamine (80 mg/kg) en xylazine (10 mg/kg) toe. Zorg voor een adequaat chirurgisch anesthesievlak op basis van de afwezigheid van een pedaalreflex (teenknijpreflex) en oogknipperreflex.
- Leg het dier in rugligging en zet de ledematen vast met tape. Dien zuurstof toe aan het dier via een neuskegel.
- Zorg voor de KH-buffer ijsbrij metalen container en een kleine metalen container met ijs bij het snijstation. Week een gaasje van 7,5 cm x 7,5 cm in KH-buffer en leg het op de container met ijs.
- Zodra een adequaat chirurgisch anesthesievlak is bevestigd, scheert u de huid op de plaats van de chirurgische incisie en reinigt u de huid met aseptisch middel zoals betadine of 70% alcohol. Maak een laterale incisie over de buik (laparotomie) en beweeg de maag en darmen opzij om toegang te krijgen tot de linker nierader. Injecteer 1500 IE heparine en oefen druk uit op de injectieplaats totdat het bloeden stopt. Wacht 1-2 minuten om de heparine te laten circuleren voordat u doorgaat met het ophalen van het hart.
- Open de borstholte door aan weerszijden door de ribbenkast door te snijden en over het middenrif te snijden. Houd het hart-longblok voorzichtig vast en til het op terwijl u langs de dalende aorta snijdt, en zorg ervoor dat de aortaboog intact blijft. Hierdoor blijft er voldoende aortalengte over voor canulatie.
- De rat wordt geëuthanaseerd door het hart en de longen te verwijderen terwijl hij onder narcose is. Dompel het hart-longblok onder in de KH-bufferijsbrij om het hart te laten stoppen.
5. Het hart canuleren op het geïsoleerde werkende hartperfusiecircuit
- Breng het hart-longblok over in een gaas op ijs. Ontleed overtollig vet rond de aorta, snijd de aorta bij zodat er 3-5 mm lengte overblijft voor canulatie en maak een kleine incisie ~1-2 mm in de longslagader. Dit zal een pad mogelijk maken voor het coronaire effluent.
- Plaats het bijgesneden hart-longblok (terwijl het nog op ijs ligt) direct onder de canules. Pas de stroom vanaf de Langendorff-zijde aan met behulp van een stroomregelslangklem om de aortacanulatie te vergemakkelijken. Kantel de aorta voorzichtig op de linkercanule, houd deze vast met een zwarte klem en bind deze vast met een 2-0 zijden hechtdraad.
- Verhoog de stroom van de Langendorff-perfusie door de klem van de stroomregelslang volledig te openen. Open de nalaadklem. Zorg ervoor dat er een continue stroom uit de Langendorff-kamer is. Begin met het monitoren van de hartactiviteit met software.
OPMERKING: als de aortastroomwaarde op het display van de flowmeter <10 ml/min is, zorg er dan voor dat de pulmonale arteriotomie voldoende groot is. Een laag spoor/waarde van de aortastroom kan er ook op wijzen dat de aortacanule te ver is ingebracht. - Stel het hart-longblok zo af dat het voorste oppervlak van de longen naar de bediener is gericht. Bind de linker longkwab vast met een 2-0 zijden hechting en snijd overtollig linker longweefsel af. Bind de resterende longlobben in één keer vast met een 2-0 zijden hechtdraad en snijd het weefsel door. Draai het hart zodat de vastgebonden longen naar achteren wijzen.
- Knip met een kleine Vannas-schaar een rand van 2-3 mm van het linker hartoor af en zorg ervoor dat er een kleine opening in de boezems wordt bereikt. Kanunnik het linker hartoor voorzichtig aan de linkercanule, houd het vast met een zwarte klem en bind het vast met een 2-0 zijden hechtdraad. Figuur 3A toont de plaatsing van beide canules.
- Stel de watermantel van de hartkamer zo af dat het hart zich in het midden van de kamer bevindt.
- Open de druktransducer naar lucht en zet de druktransducer op nul in de software door het vervolgkeuzemenu Aortadruk te selecteren > Bridge Amp > Zero. Klik op OK.
- Perfuseer het hart gedurende 10 minuten in de Langendorff-modus. Zorg ervoor dat de Langendoff aortastroom tussen 10-20 ml/min meet (ideaal 20 ml/min).
- Voordat u van werkmodus wisselt, moet u ervoor zorgen dat de luchtsteen (opsteekbaar inlaatfilter) van het Langendorff KH-bufferreservoir in het werkende KH-bufferreservoir is geplaatst.
- Zet het hart in de werkmodus door de grote klem naar de aortacanule te sluiten en de stroom naar het linker hartoor te openen. Open de driewegkraan die leidt van het werken perfusaat. Breng de gemeenschappelijke retourslang (waarbij de KH-buffer terug naar het reservoir wordt gebracht) over van het Langendorff-reservoir naar het werkreservoir.
- Laat het hart gedurende 15 minuten in de werkmodus doordringen. De waarden van de aortastroom moeten idealiter >30 ml/min zijn aan het einde van een perfusie van 15 minuten. Zodra het hart is gestabiliseerd, begint u met het opnemen van gegevens in software voor gegevensanalyse.
- Meet coronair effluent (coronaire stroom) na 1 min, 5 min, 10 min en 15 min.
OPMERKING: Coronaire flowwaarden moeten tussen 10-20 ml/min liggen. Coronaire stroom van meer dan 22 ml/min duidt over het algemeen op een lek dat afkomstig is van een losgemaakt longvat. De hartslag moet tussen de 200-300 slagen per minuut liggen. Coronair effluent kan worden verzameld voor stroomafwaartse analyse van markers voor weefselbeschadiging (bijv. troponine-I, afgifte van lactaatdehydrogenase).
6. Toediening van cardioplegie voor koude statische opslag van het hart
- Vul de cardioplegiekamer (geplaatst op een hoogte van 60 cm om een perfusiedruk van ongeveer 40 mmHg te verkrijgen) met 50 ml aangewezen hartconserveringsoplossing (met of zonder suppletie).
- Laat de watermantel zakken en draai de driewegkraan aan de kant van de werkmodus dicht.
- Stop de stroom naar de linker boezemcanule door de klem te sluiten.
- Open de stroom naar de aortacanule.
- Sluit de klem vanaf de Langendoff-zijde en op de nabelasting.
- Open de klem van de cardioplegielijn en spoel 15 ml cardioplegie uit de drukleiding. Draai de kraan dicht bij de drukleiding.
- Laat het hart via de aortacanule worden gespoeld met cardioplegie en vang het coronaire effluent op. Voer cardioplegie uit gedurende 3 minuten en noteer het volume van de toegediende cardioplegie.
- Stop met het opnemen van gegevens in de software en sla het bestand op.
- Sluit na 3 minuten de cardioplegieklem en de kleine blauwe klem die naar de aortacanule leidt.
- Plaats een bulldogklem op de aortacanule en een tweede bulldogklem op de linkercanule. Koppel het hartcanuleblok los van het circuit en plaats het in een bekerglas met cardioplegie in een ijsbox (Figuur 3B, C).
- Bewaar het hart 6 uur in de koelkast (of de gewenste koude bewaartijd).
7. Hartreperfusie na koude statische opslag
- Bereid de KH-buffer voor volgens sectie 1.
- Bereid het perfusiecircuit voor volgens sectie 2.
- Open het opgeslagen bestand vanaf de basislijnperfusie.
- Verwijder het hartcanuleblok voorzichtig uit de ijsbox en bevestig het op het perfusiecircuit. Voordat u de aortacanule weer aansluit, gebruikt u een stompe spuit van 18 G gevuld met KH-buffer om eventuele lucht uit de canule te verwijderen. Sluit eerst de aortacanule aan, open de slangklem aan de Langendorff-zijde en zorg ervoor dat de nabelastingsslangklem open is.
- Sluit de linker boezemcanule weer aan en zorg ervoor dat er lucht uit de canule is verwijderd voordat u deze op het perfusiecircuit aansluit. Houd de werkzijde clamp gesloten totdat het tijd is om over te schakelen van Langendorff naar de werkmodus.
- Perfuseer het hart in de Langendorff-modus gedurende 15 minuten. Zorg ervoor dat u begint met het registreren van gegevens aan het begin van de Langendorff-reperfusie.
- Voordat u overschakelt naar de werkmodus, plaatst u beide borrelstenen in de KH-buffer, opent u de 3-wegkraan aan de werkzijde en brengt u de gemeenschappelijke retourslang over naar het werkreservoir.
- Sluit de witte Langendorff-klem, open de witte klem aan de werkzijde en laat het hart 30 minuten perfuseren. Meet en verzamel coronair effluent op aangewezen tijdstippen voor stroomafwaartse analyse (bijv. markers voor hartletsel). Zorg ervoor dat u de software-opname stopt en opnieuw start om een nieuw segment te starten (of voeg een opmerking toe).
- Sluit na ongeveer 15 minuten reperfusie in de werkmodus de driewegkraan.
- Sla aan het einde van de reperfusie het gegevensbestand op, stop de stroom door het circuit en koppel het hartblok los. Verzamel monsters van de linkerventrikel voor histologische verwerking en/of klik ze in voor toekomstige onderzoeken (bijv. eiwitextractie voor western blot-onderzoeken).
- Verwijder de filters uit de filterhouders, laat de buffer uit het circuit lopen en spoel twee keer met 5 L gedestilleerd water.
OPMERKING: Hoewel het niet noodzakelijk is, helpt het wel om het gedestilleerde water voor te verwarmen in een grote bak in het waterbad.
8. Analyse van functioneel herstel
- Open het LabChart-bestand.
- Markeer een gebied van ten minste 30 seconden opname en klik vervolgens op Command > Gegevensselectie toevoegen OF Meerdere toevoegen aan gegevens. Hiermee worden de gewenste parameters toegevoegd aan een DataPad-bestand in de software.
- Selecteer het vervolgkeuzemenu Venster > DataPad.
- Markeer en kopieer de herstelwaarden van DataPad naar een spreadsheet voor functionele herstelanalyse. Bereken functioneel herstel als een percentage van de respectieve basiswaarde 1,6,7.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
De resultaten van de baseline-perfusie zullen bepalen of het eerste experiment (pre-opslag) succesvol was. De aortastroom die tijdens de Langendorff-modus wordt weergegeven, moet tussen 14 - 22 ml/min liggen. De Langendorff-stroom wordt weergegeven als een negatieve waarde op de debietmeter als gevolg van de retrograde perfusie van de aorta. Een voorbeeld van een acceptabel Langendorff-spoor is weergegeven in figuur 4A.
Eenmaal ov...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Gezien de gevoelige aard van de basisfunctie van het hart, moet ervoor worden gezorgd dat de perfusie-installatie schoon en met compatibele componenten wordt onderhouden. Zo moet bijvoorbeeld de juiste PVC-slang worden gebruikt. Sommige slangmaterialen, zoals siliconen, kunnen bijdragen aan een lagere aortastroom en contractiliteit, wat te wijten kan zijn aan zuurstofverlies via de slang. Hoewel er geïsoleerde werkende hartperfusiecircuits voor ratten in de handel verkrijgbaar zijn, word...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben geen belangenconflicten bekend te maken.
Dankbetuigingen
De hier beschreven studies zijn gefinancierd door subsidies die zijn toegekend aan PS Macdonald van de National Health and Medical Research Council Australia, de St Vincent's Clinic Foundation en de NSW Health Cardiovascular Research Capacity Senior Investigator Grant.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 1.5 mL kleurloze Eppendorff buis, 1000 per doos | Bio Strategy Pty Ltd | 0030.125.150 | |
| 15 mL cent/buizen (S) Sleeve/25 PP ctn/500 | Sigma-aldrich Pty Ltd | CLS430791-500ea | |
| BP Transducer/Kabel kit | ADInstruments | MLT1199 | Data Acquisition |
| Bridge Amp | ADInstruments | FE221 | Data Acquisition |
| Carbogen 555G2 | BOC | BOC002 | |
| Checktemp1 thermometer | Hanna Instruments | HI98509 | Rig Construction |
| Clamp Pinch 1/4-7/16 PK 12 | Thomas Scientific | 2848Y40 | Rig Construction |
| Clamp W/Extension Stem Med. | Thomas Scientific | 8847T08 | Rig Construction |
| Clamp W/Extension Stem Sm. | Thomas Scientific | 8847T02 | Rig Construction |
| Clips, Vaat, 60 g Druk | Coherent Scientific | 14121 | Chirurgische apparatuur |
| Closed Connector | Thomas Scientific | 8847E25 | Rig Construction |
| Covidien Sofsilk 2-0 zwart voorgesneden 45 cm doos van 24 | Specialist Medical Supplies | S195 | Chirurgische verbruiksartikelen |
| Custom Made 250 mL Jacketed Degasser | Custom Blown Glassware Pty Ltd | N/A | Rig Construction |
| Custom Made 750 mL Reservoir | Custom Blown Glassware Pty Ltd | N/A | Rig Construction |
| D-(+)-Glucose Anhydrous SigmaUltra | Sigma-aldrich Pty Ltd | G7528-1Kg | Om Krebs Buffer te maken |
| Dual Channel Console | ADInstruments | TS402 | Data Acquisition |
| Erlenmyer kolven 2 L | |||
| Filter Microfibre type GF/C glasvezel 47 mm, 100 | Bio-strategy Pty Ltd | 1822047 | |
| Forceps, 15 cm, 0.3 mm, CRVD | Coherent Scientific | 14114 | Chirurgische apparatuur |
| Four Prong Clamps with 9 mm x 115 mm lange arm voor het houden van objecten met een diameter van 2-70 mm. Vinyl gecoat | Met-App Australia Pty Ltd | 1352 | Rig Construction |
| Heater Circulator. Digital Solid State Control. (1020 Watts/240 Volts) | Thermoline Scientific | TU3 | Rig Construction |
| Heparine 5000 U/5 mL doos 50 Pfizer 02112115 | Clffird Hallam Healthcare Pty Ltd | 1258693 | Geneesmiddelen |
| Ilium Xylazil 20 Inj 50 mL | Cenvet Australia Pty Ltd | X5010 | Anesthesie |
| Johns Hopkins Bulldog Clamp | Coherent Scientific | CS-WPI-14117 | |
| Ketamine 100 mg/50 mL | Provet (NSW) Pty Ltd | KETAI1 | Anesthesie |
| Magnesium Sulfaat heptahydraat AR 500 g Chemsupply | Bio Strategy Pty Ltd | MA048-500g | Om Krebs Buffer te maken |
| Male/Female Scharnierende Adapter | Thomas Scientific | 8847V08 | Rig Construction |
| Masterflex L/S Easy-Load Head voor Precision Tubing, PPS, CRS Rotor | John Morris | 1015164 | Rig Construction |
| Metzenbaum schaar, 11.5 cm gebogen | Coherent Scientific | WPI-501748 | Chirurgische apparatuur |
| Metzenbaum schaar, 14.5 cm recht | Coherent Scientific | WPI-501252 | Chirurgische apparatuur |
| Mounting Hardware F/2-HEADS SS | John Morris | 1014414 | Montageschroeven voor pompkoppen |
| Open-sided connector | Thomas Scientific | 8847E05 | Rig Construction |
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | P6148-500G | Sample processing |
| Kaliumchloride (AnalaR NORMAPUR) 500 g | VWR Chemicals | 26764.26 | Om Krebs Buffer te maken |
| Kaliumfosfaat monobasisch | Sigma-Aldrich Pty Ltd | P5379-500g | Om Krebs Buffer te maken |
| Powerlab 2/26, 2 kanaals recorder + Labchart software | ADInstruments | ML826 | Computer Hardware and Software |
| Precision XN Inline Flowsensor, 3.2 mm (1/8")ID ME4PXN-KR37 XF | ADInstruments | ME4PXN | Rig Construction |
| Scalpel met handvat wegwerpbaar #11 pkt/10 | BSN Medical (Aust) Pty Ltd | 73252-36 | |
| Siliconen pakking voor Swinnex 47 mm 5/PK | Merck Millipore | SX0004701 | Rig Construction |
| Siliconen O-Ring 5-329 10/PK | Merck Millipore | XX1104707 | Rig Construction |
| Single Buret Clamp | Thomas Scientific | 8847T32 | Rig Construction |
| Slip-on inlaat Filter poriegrootte 10 µm (bubbeler) | Sigma-aldrich | 59277 | Rig Construction |
| Sm. 360 Rotatie Connector | Thomas Scientific | 8847E35 | Rig Construction |
| Natriumbicarbonaat | Sigma-Aldrich Pty Ltd | S6297 - 250g | Om Krebs Buffer te maken |
| Swinnex Filter Holder, 47 mm | Merck Millipore | SX0004700 | Rig Construction |
| Spuiten 1 mL doos/100 | Becton Dickinson Pty Ltd | 302100 | |
| Three Prong Clamps with 9 mm diameter x 125 mm lange arm en dubbele schroef voor het houden van 5-80 mm | Met-App Australia Pty Ltd | 1356 | Rig Construction |
| Tubing Flowmeter Module TS410 | ADInstruments | TS410 | Data Acquisition |
| Tubing PVC 6.35 mm ID x 9.52 mm OD 50ft Rol 15.24m, helder, DEHP ftalaatvrij, voedingskwaliteit voldoet aan REAC | Thermo Fisher | NAL 8701-0600 | Rig Construction |
| Tubing PVC 7.94mm ID x 11.1mm OD 50ft Rol 15.24 m, helder, DEHP ftalaatvrij, voedingskwaliteit voldoet aan REAC | Thermo Fisher | NAL 8701-0900 | Rig Construction |
| Tubing PVC 9.52 mm ID x 12.7 mm OD 100ft Rol | Thermo Fisher |
Referenties
- Kwan, J. C., Gao, L., Macdonald, P. S., Hicks, M. Cardio-protective signalling by glyceryl trinitrate and cariporide in a model of donor heart preservation. Heart Lung Circ. 24 (3), 306-318 (2015).
- Watson, A. J., et al. Enhanced preservation of the rat heart after prolonged hypothermic ischemia with erythropoietin-supplemented Celsior solution. J Heart Lung Transplant. 32 (6), 633-640 (2013).
- Chew, H. C., et al. Outcomes of donation after circulatory death heart transplantation in Australia. J Am Coll Cardiol. 73 (12), 1447-1459 (2019).
- Dhital, K. K., et al. Adult heart transplantation with distant procurement and ex-vivo preservation of donor hearts after circulatory death: a case series. Lancet. 385 (9987), 2585-2591 (2015).
- Joshi, Y., et al. Heart transplantation from DCD donors in Australia: Lessons learned from the first 74 cases. Transplantation. 107 (2), 361-371 (2023).
- Villanueva, J. E., et al. Functional recovery after dantrolene-supplementation of cold stored hearts using an ex vivo isolated working rat heart model. PLoS One. 13 (10), e205850(2018).
- Villanueva, J. E., et al. The cardioprotective potential of the sodium-glucose cotransporter 2 inhibitor empagliflozin in donor heart preservation. J Heart Lung Transplant. 39 (10), 1151-1153 (2020).
- Gao, L., et al. Critical role of the STAT3 pathway in the cardioprotective efficacy of zoniporide in a model of myocardial preservation - the rat isolated working heart. Br J Pharmacol. 162 (3), 633-647 (2011).
- Cropper, J. R., Hicks, M., Ryan, J. B., Macdonald, P. S. Cardioprotection by cariporide after prolonged hypothermic storage of the isolated working rat heart. J Heart Lung Transplant. 22 (8), 929-936 (2003).
- Gao, L., et al. Enhanced functional recovery of the heart donated after circulatory death determination with antemortem heparin. J Heart Lung Transplant. 39 (6), 607-609 (2020).
- Villanueva, J. E., et al. The effect of increasing donor age on myocardial ischemic tolerance in a rodent model of donation after circulatory death. Transplant Direct. 7 (6), e699(2021).
- Kumarasinghe, G., et al. Improved heart function from older donors using pharmacologic conditioning strategies. J Heart Lung Transplant. 35 (5), 636-646 (2016).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
