Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Gehyperpolariseerde 129Xe long-MRI en spectroscopie bij mechanisch beademde muizen

1.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66924

⸱

11 oktober 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Pulmonary Imaging Research, Division of Pulmonary Medicine, Cincinnati Children's Hospital Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering, University of Cincinnati, 3Imaging Research Center, Department of Radiology, Cincinnati Children's Hospital Medical Center, 4Analytical Technology Group, Aurorium, 5Division of Pulmonary, Critical Care, and Sleep Medicine, Department of Internal Medicine, University of Kansas Medical Center, 6Department of Bioengineering, University of Kansas, 7Hoglund Biomedical Imaging Center, University of Kansas Medical Center, 8Department of Pediatrics, University of Cincinnati, 9Division of Pulmonary Medicine, Cincinnati Children's Hospital Medical Center

In dit artikel

Samenvatting

Gehyperpolariseerde xenon-MRI kan de regionale longmicrostructuur (luchtruimteafmetingen) en fysiologie (ventilatie en gasuitwisseling) kwantificeren in translationeel onderzoek en klinische zorg. Hoewel het een uitdaging is, kan het vergelijkbare pulmonale inzichten opleveren in preklinische studies. Dit protocol beschrijft de infrastructuur en procedures die nodig zijn om routinematige xenonlong-MRI bij muizen uit te voeren.

Samenvatting

Gehyperpolariseerd (HP) xenon-129 (129Xe) is een inhalatiemiddel voor magnetische resonantiebeeldvorming (MRI) met unieke spectrale en fysische eigenschappen die kunnen worden benut om de longfysiologie te kwantificeren, waaronder ventilatie, beperkte diffusie (alveolaire luchtruimgrootte) en gasuitwisseling. Bij mensen is het gebruikt om de ernst en progressie van de ziekte bij een verscheidenheid aan longaandoeningen te evalueren en is het goedgekeurd voor klinisch gebruik in de Verenigde Staten en het Verenigd Koninkrijk. Naast de klinische toepassingen is het vermogen van 129Xe MRI om pulmonale pathofysiologie niet-invasief te beoordelen en ruimtelijk opgeloste informatie te verstrekken waardevol voor preklinisch onderzoek. Van de diermodellen worden muizen het meest gebruikt vanwege de toegankelijkheid van genetisch gemodificeerde ziektemodellen. Hier is 129Xe MRI veelbelovend als een minimaal invasieve, stralingsvrije en gevoelige techniek om de progressie van longziekte en de therapierespons longitudinaal te volgen (bijv. bij het ontdekken van geneesmiddelen). Deze techniek kan worden uitgebreid tot preklinische toepassingen door een MRI-geactiveerd, vrij ademend apparaat of mechanische ventilator op te nemen om gas af te geven. Hier beschrijven we de stappen en bieden we checklists om robuuste gegevensverzameling en -analyse te garanderen, waaronder het creëren van een thermisch gepolariseerd xenongasfantoom voor kwaliteitscontrole, het optimaliseren van polarisatie, omgang met dieren (sedatie, intubatie, ventilatie en zorg voor muizen) en protocollen voor ventilatie, beperkte diffusie en gasuitwisselingsgegevens. Hoewel preklinische 129Xe MRI kan worden toegepast in verschillende diermodellen (bijv. ratten, varkens, schapen), richt dit protocol zich op muizen vanwege de uitdagingen van hun kleine anatomie, die worden gecompenseerd door hun betaalbaarheid en de beschikbaarheid van veel ziektemodellen.

Inleiding

Hoewel longaandoeningen de belangrijkste oorzaken van wereldwijde morbiditeit en mortaliteit blijven1, zijn de resultaten voor patiënten de afgelopen tien jaar dramatisch verbeterd. Deze verbeteringen worden deels gedreven door twee factoren. Ten eerste geven klinische fase III-onderzoeken nu prioriteit aan veranderingen in de longfunctie als eindpunten in plaats van mortaliteit, waardoor geneesmiddelenonderzoeken worden versneldmet 2,3,4,5. Ten tweede heeft de vooruitgang in verbeterde diermodellen inzicht verschaft in ziektemechanismen en de ontwikkeling van therapieën bevorderd 6,7. Muismodellen hebben vaak de voorkeur voor translationeel onderzoek omdat ze fysiologische parallellen bieden met mensen, betaalbaarheid en snelle ziekteontwikkeling. Genetische manipulatie heeft het bereik en de kwaliteit van de beschikbare modellen uitgebreid, waarbij de International Mouse Strain Resource nu meer dan 32.000 muizenstammen8 telt, vergeleken met slechts 4.218 rattenstammen (Rat Genome Database9). Deze modellen hebben nieuwe wegen geopend voor het onderzoeken van mechanistische drijfveren en therapieresponsen voor een reeks longziekten, waaronder chronische obstructieve longziekte (COPD)10, cystische fibrose (CF)11, longfibrose12,13, pulmonale hypertensie14,15 en astma16.

Helaas wordt longonderzoek met muizen beperkt door de beschikbare technieken om de ziektelast te kwantificeren. Studies zijn vaak gebaseerd op terminale procedures die 1) informatie over de hele long (biochemische testen) of gelokaliseerde informatie (histologie) opleveren en 2) transversale ontwerpen en grote steekproefgroottes vereisen. Ze leggen dus noch de ruimtelijke noch de temporele ziektedynamiek vast. Niet-invasieve, driedimensionale beeldvorming daarentegen kan de structuur, moleculaire processen en functie in de longen in de loop van de tijd beoordelen.

De longstructuur (bijv. luchtwegafwijkingen en interstitiële fibrose) kan worden gevisualiseerd met ultrakorte echotijd (UTE) MRI en microcomputertomografie (μCT) met hoge resolutie. Functionele en mechanistische informatie (bijv. ventilatie, perfusie, tumormetabolisme en ontstekingsprocessen) kan worden verkregen met exogene contrastmiddelen (bijv. xenonversterkte CT en zuurstofversterkte UTE) en ioniserende nucleaire geneeskundebenaderingen (d.w.z. positronemissietomografie [PET] en computertomografie met enkelvoudige fotonemissie [SPECT]). Functionele beeldvorming is echter een uitdaging vanwege het bescheiden contrast-ruisgehalte (met name voor zuurstofversterkte UTE bij de hoge magnetische veldsterktes die worden gebruikt voor preklinische MRI, waarbij T1 wordt verlengd) die beschikbaar is zonder gebruik te maken van ioniserende modaliteiten met hogere dan normale stralingsniveaus. Hoewel beeldvorming met deze modaliteiten goed wordt verdragen in diermodellen met conventionele doses, kan cumulatieve straling de resultaten in onderzoeken naar immunologie, ontsteking en longkanker verwarren17. Hypergepolariseerde (HP) xenon-129 (129Xe) magnetische resonantiebeeldvorming (MRI) biedt echter minimaal invasieve, niet-bestralende en zeer gevoelige structurele en functionele informatie. Hoewel deze techniek in preklinisch onderzoek is gebruikt om aandoeningen te karakteriseren, waaronder emfyseem18,19, fibrose20, longkanker21, COPD22 en door straling geïnduceerd longletsel23 op enkele of meerdere tijdstippen, blijft het onderbenut in de preklinische setting.

Om routinematige, preklinische 129Xe MRI mogelijk te maken, zijn verschillende vereisten vereist, waaronder institutionele regelgevende ondersteuning, een hyperpolarisatieapparaat, een 129Xe-afgestemde radiofrequentie (RF) spoel en een multi-nucleaire scanner. Hoewel geavanceerde applicaties 24,25,26,27,28,29,30,31,32,33 leverancierspecifieke pulsprogrammering vereisen die buiten het bereik van dit protocol valt, kunnen basisapplicaties worden bereikt met bescheiden softwareaanpassingen. Daarom richten we ons op kwaliteitscontrole, magnetisatiebehandeling, gegevensverzameling en procedures voor het omgaan met dieren - inclusief mechanische beademing - die uniek zijn voor preklinische 129Xe MRI (Figuur 1).

Tot op heden heeft de beeldvorming van 129Xe bij kleine dieren gebruik gemaakt van drie MR-veilige gasafgiftebenaderingen, elk met voor- en nadelen: vrije ademhaling, zuigeraandrijving en drukval. Vrije ademhaling maakt spontane inademing mogelijk zonder risico op letsel door intubatie of tracheostomie, maar verbruikt aanzienlijk meer HP-gas en kan bewegingsartefacten introduceren34,35. Commerciële zuigeraangedreven apparaten zijn zelfkalibrerend en gebruiksvriendelijk uit de doos, maar kunnen onbetaalbaar zijn36. De op drukval gebaseerde benadering die hier wordt gebruikt, wordt goed beschreven in de literatuur, modulair, aanpasbaar en uitgevoerd door open-sourcecode 37,38,39,40. Bovendien is het kosteneffectief, meestal in totaal minder dan $ 10k en een paar weken toegewijde bouwtijd. De drukvalventilator levert 129Xe af uit een dosiszak in een bus onder druk terwijl de luchtwegdruk van een geïntubeerde muis wordt bewaakt.

figure-introduction-1
Figuur 1: Overzicht van het protocol voor het verzamelen van routinematige xenon-129 (129Xe) magnetische resonantiebeeldvorming (MRI) bij muizen. (A) Stappen voor de eerste installatie. (Opmerking: de programmering van de scanner is uniek voor elke leverancier en wordt niet beschreven in dit protocol). (B) Stappen om dagelijkse kwaliteitsborging (QA) en diergegevens te verzamelen. (C) Stappen voor een succesvolle afronding van het experiment en gegevensanalyse. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Hier verzamelen en analyseren we de drie gemeenschappelijke klassen van 129Xe MRI-gegevens: ventilatie, diffusiegewogen beeldvorming (alveolaire luchtruimgrootte) en gasuitwisseling. Ventilatiebeelden tonen de verdeling van het ingeademde 129Xe-gas. Delen van de longen met een verminderde luchtstroom lijken donker in HP-gasbeelden en pathologie wordt gekwantificeerd door het volume van defecte ventilatie. Bij mensen heeft het percentage ventilatiedefecten (VDP) een sterke herhaalbaarheid laten zien41,42 en een hoge gevoeligheid voor longobstructie bij ziekten zoals COPD 43,44,45 en astma 46,47.

De beperkte diffusie van de 129Xe-atomen in het luchtruim kan worden gemeten via de schijnbare diffusiecoëfficiënt (ADC) en dient als surrogaat voor de grootte van het luchtruim. De ADC wordt berekend door een basislijnbeeld (b0) te verkrijgen zonder diffusieweging en een of meer beelden die zijn verkregen in aanwezigheid van bipolaire gradiënt-geïnduceerde diffusieweging (bN). Een verhoogde ADC weerspiegelt een toename van de luchtruimgrootte als gevolg van veroudering of emfysemateuze verbouwing 18,48. Verder maakt het gebruik van meerdere afbeeldingen met een b-waarde (≥4) het mogelijk om meer gedetailleerde morfometrische informatie (bijv. gemiddeld lineair snijpunt) te berekenen49,50.

Gasuitwisseling kan worden gekenmerkt door 1) de oplosbaarheid van 129Xe in het capillaire membraanweefsel, plasma en RBC's (rode bloedcellen) en 2) de chemische verschuiving van >200 ppm in het veld van 129Xe wanneer opgelost in deze compartimenten. Zowel spectroscopische als beeldvormende gegevens geven inzicht in cardiopulmonale aandoeningen (bijv. pulmonale hypertensie en linkerhartfalen 51,52,53). Hoewel veel soorten (mensen, honden en ratten) unieke spectrale pieken vertonen die afkomstig zijn van elk compartiment, missen muizen een uniek RBC-signaal vanwege verschillen in interacties tussen hemoglobine en xenon-bindingsplaats. In plaats daarvan worden alle opgeloste componenten gecombineerd tot een enkel signaal in muizen54. Het is echter mogelijk om een duidelijke RBC-resonantie waar te nemen bij transgene muizen die humaan hemoglobine tot expressie brengen, zoals die worden gebruikt in modellen van sikkelcelziekte54. Over het algemeen bieden opgeloste 129Xe-spectroscopie en beeldvorming unieke inzichten in cardiopulmonale pathofysiologie bij muizen55,56.

Voordat u dit protocol probeert, is het noodzakelijk om achtergrondinformatie te begrijpen over de MRI-scanner, mechanische ventilatie en muishanteringstechnieken die nodig zijn voor muisstudies. Voorafgaand aan het starten van dierproeven moeten alle procedures worden goedgekeurd door het lokale Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC)57. Omdat het totale magnetische moment dat beschikbaar is in de muizenlong intrinsiek laag is (d.w.z. teugvolume ~250 μL), moet de voxelgrootte 1000 keer kleiner zijn dan bij mensen om een anatomisch equivalente resolutie te bereiken. De ademhalingsfrequentie van muizen is ook buitengewoon snel (>100 ademhalingen/minuut). Als zodanig zijn de procedures voor het inhouden van de adem die doorgaans worden gebruikt voor menselijke beeldvorming niet haalbaar. In plaats daarvan kunnen slechts een paar RF-excitaties binnen elke ademhaling worden toegepast, dus 129Xe-beelden moeten worden gecodeerd over tientallen tot honderden ademhalingen. Pulsprogrammering kan nodig zijn om externe triggering van acquisities mogelijk te maken en om segmenten, fasecoderingen en/of diffusiegewogen beelden op de juiste manier te lussen, terwijl de signaal-ruisverhouding (SNR), resolutie en scanduur in evenwicht zijn. Hier voert het beademingsapparaat eenmaal per ademhaling een transistor-transistor logische (TTL)-puls uit om gegevensverzameling te activeren (Figuur 2).

figure-introduction-2
Figuur 2: Representatieve timing van mechanische ventilatie en data-acquisitie. (A) Door de gebruiker gecontroleerde ventilatie kan gegevensverzameling activeren bij het einde van de inademing, tijdens het inhouden van de adem of bij het einde van de uitademing. (B) Voor deze 3D radiale ventilatiesequentie definieert de gebruiker het totale aantal verkregen projecties en het aantal projecties per ademhaling. (C) Voor een segmentselectieve, 2D-diffusiegewogen afbeelding definieert de gebruiker de volgorde van segmenten, afbeeldingen met b-waarde en fasecoderingen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Om betrouwbare beademing en 129Xe-toediening mogelijk te maken, zijn robuuste sedatie- en intubatieprocedures vereist. Voor elk onderzoek moeten de stroomafwaartse effecten van elk anestheticum in overweging worden genomen, inclusief veranderingen in minuutventilatie, hartslag (HR) en bloeddruk 58,59,60,61,62,63,64,65,66. Hoewel er een verscheidenheid aan sedativa is gebruikt voor preklinische HP-gas-MRI, gebruiken we een mengsel van ketamine, xylazine en acepromazine vanwege de beschikbaarheid, kosteneffectiviteit, betrouwbaarheid en duur67,68. Eenmaal verdoofd, moeten dieren worden geïntubeerd voor effectieve mechanische ventilatie. Intubatie van muizen is moeilijk vanwege de kleine omvang van hun anatomie, en daarom is het belangrijk om grondig in deze techniek te trainen. We moedigen onderzoekers aan om gepubliceerde videoprotocollen te bekijken 69,70. Omdat de meeste commerciële intubatiecanules roestvrij staal bevatten, introduceren we een techniek om metaalvrije (d.w.z. MRI- en HP-gas-compatibele), wigvormige canules te maken die kunnen worden aangepast aan de luchtwegdiameter om een luchtdichte afsluiting te creëren met de tracheale wand van de muis.

Omdat 129Xe-beelden worden verzameld over vele ademhalingen, zijn de instellingen van de beademingsapparatuur van cruciaal belang. Beschermende ventilatiestrategieën moeten zorgvuldig worden overwogen om longbeschadiging te voorkomen 71,72,73,74. Met name het gebruik van een laag teugvolume (TV), matige positieve eind-expiratoire druk (PEEP) en alveolaire rekruteringsmanoeuvres (RM's) verminderen het risico op door beademing geïnduceerd longletsel bij menselijke patiënten en diermodellen 75,76,77,78,79,80,81. Hier raden we een eenvoudige techniek aan die compatibel is met 129Xe mechanische ventilatie met drukval die beschermend is en voldoende 129Xe-beeld-SNR biedt. Concreet passen we PEEP toe door een commercieel PEEP-ventiel toe te voegen aan de uitademleiding van het beademingsapparaat. Om RM's uit te voeren, moet de uitademlijn worden gesloten, zodat het dier meerdere keren wordt ingeademd zonder uit te ademen totdat een doeldruk en -duur zijn bereikt.

Overal bieden we algemene ventilatie-instellingen, maar het wordt geadviseerd om de literatuur door te nemen om specifieke studiedoelen aan te pakken82,83. Naast het bewaken van de piekinspiratoire druk tijdens mechanische beademing, is het belangrijk om de temperatuur van het dier te controleren, wat kan worden gedaan met behulp van standaard temperatuurbewakingsmethoden bij muizen. Hoewel het niet nodig is voor beeldvorming, kan het monitoren van de hartslag via een elektrocardiogram (ECG) voordelig zijn; ECG kan aangeven of een dier wakker is uit sedatie, een overdosis heeft gekregen of van streek is, zodat de onderzoeker kan ingrijpen.

Het protocol dat we beschrijven is ontworpen om 129Xe 3D radiale ventilatiegegevens61, 2D GRE-diffusiegewogen gegevens76 en dynamische pulsverwervende spectroscopiegasuitwisselingsgegevens te verzamelen. Dit protocol heeft tot doel de kloof te overbruggen tussen preklinisch onderzoek in kleine diermodellen en het potentieel van 129Xe MRI om ons begrip van longaandoeningen te vergroten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle hier beschreven methoden zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van het Cincinnati Children's Hospital Medical Center.

1. Eerste voorbereiding van de locatie

  1. Maak en test een thermisch gepolariseerd 129Xe-gasfantoom (Figuur 3).
    1. Zorg voor een vat van borosilicaatglas (~60 ml), een plunjerklep met een O-ring aan de voorkant en een steel van geslepen borosilicaatglas, allemaal met een vermogen tot 150 psig. Zorg ervoor dat er geen magnetische onderdelen zijn. Bevestig een knelfitting aan de glazen steel. Draai vast om een gasdichte afdichting te krijgen.
    2. Sluit het vat aan op een vacuümpomp en zuurstofreservoir volgens afbeelding 3A. Vacuümvat tot minder dan 100 mTorr absolute druk.
    3. Vul het vat met zuurstof tot een druk van 1,5 atm om de 129Xe T1 te verminderen van > 30 minuten tot ~2 s (bij 7 T magnetische veldsterkte; Gebruik voor een scanner van 9,4 T 1,6 atm zuurstof). Zeehond schip.
      OPMERKING: Voor hogere veldsterktes is een iets hogere partiële zuurstofdruk vereist om T1≤ 2 s84 te bereiken.
    4. Vul een gasondoordringbaar reservoir met 400 ml isotopisch verrijkt xenon (85% 129Xe).
      OPMERKING: Xenon met natuurlijke abundantie (26% 129Xe) kan ook worden gebruikt, maar de gemiddelde signaalmiddeling moet worden verhoogd om de ~3-voudige vermindering van SNR te verminderen.
    5. Sluit het vat aan op het reservoir van 129Xe. Vacuümslang tot minder dan 100 mTorr absolute druk.
    6. Vul een benchtop-vloeistof met open mond N2 Dewar tot ~90%. Dompel de bodem van het vat (~5 cm) onder in vloeibare stikstof om O2 te condenseren en een vacuüm te creëren (Figuur 3B). Open onder water de klep zodat 129Xe uit het reservoir in het vat kan stromen (Figuur 3C).
    7. Sluit het plunjerventiel af door langzaam aan de steel te trekken totdat het instroomgat in de plunjer voorbij de O-ring is getrokken. Onmiddellijk nadat het gat de O-ring is gepasseerd, draait u deze met de hand vast om het vat af te dichten. Verwijder het vat van vloeibare stikstof en laat het ontdooien.
      OPMERKING: Eenmaal ontdooid, zal het vat onder druk komen te staan tot ~4,5 atm (2 atm O2 + 2,5 atm 129Xe).
    8. Bescherm glaswerk (plaats het vat bijv. in de gewatteerde buiscontainer van polyvinylchloride (PVC), afbeelding 3D).
      OPMERKING: Als het fantoom goed wordt onderhouden, kan het tien jaar of langer druk volhouden.
    9. Meet de T1 van het fantoom (bijv. met behulp van een spectroscopische inversieherstelsequentie). Bevestig T1 < 2 s voor 7 T scanners. Spoorsein en T1 in de tijd voor kwaliteitsborging (QA).

figure-protocol-1
Figuur 3: Creatie van een thermisch gepolariseerd 129Xe-gasfantoom op basis van het protocol dat in stap 1.1 wordt beschreven. De O2 en 129Xe partiële drukken kunnen worden gewijzigd om de T1 aan te passen om de juiste 129Xe T1 keer en signaalsterkte te verkrijgen bij een bepaalde veldsterkte84. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

  1. Voer kwaliteitsborging uit met het thermisch gepolariseerde gasfantoom (Tabel 1 en Figuur 4).
    1. Plaats de 129Xe-spoel in het isocentrum van de magneet en centreer het 129Xe-gasfantoom in de spoel. Stel in een enkele puls-en-verkrijgingssequentie ("enkele puls") de werkfrequentie in op ongeveer 129Xe-gasfrequentie in het fantoom (~83.07 MHz bij 7T).
    2. Centreer de acquisitie- en excitatiefrequenties op de 129Xe Larmor-frequentie en gebruik deze frequentie voor alle fantoomkalibratie en kwaliteitscontrole 129Xe-scans. Zie Tabel 1 voor experimentele parameters voor alle QA-scans. Controleer of het fantoom is gecentreerd met een fantoomlocalizer (Afbeelding 4A).
    3. Voer een nutatie-experiment uit om de fliphoek te kalibreren: Ervan uitgaande dat SNR voldoende is, gebruikt u enkele RF-pulsen met een afstand tussen de herhalingstijd (TR) > 5 x T1. Verhoog voor elke acquisitie stapsgewijs het RF-vermogen totdat het signaal null wordt en begint om te keren. De standaard die hier wordt gebruikt is: aantal pulsen = 65; TR = 10 s; pulsduur = 125 μs; RF-vermogen = 1-13,8 W, verhoogd met 0,2 W
    4. Fourier transformeert en faseert het eerste spectrum (d.w.z. het spectrum dat wordt verkregen met het laagste RF-vermogen). Pas dezelfde fasering toe voor alle spectra. Zet de werkelijke spectra uit als functie van het RF-pulsvermogen (Figuur 4B).
    5. Het vermogen dat een nulpiek produceert (d.w.z. minimale piekhoogte) komt overeen met de flip-hoek van 180°. Bereik een flip-hoek van 90° door hetzelfde vermogen te gebruiken op de helft van de pulslengte die nodig is om de flip-hoek van 180° te produceren. Ervan uitgaande dat de scannersoftware dit toelaat, stelt u dit referentievermogen en pulslengte van 90° in voor het vervolgens schalen van de flip-hoek.
    6. Gebruik een enkele puls om te vullen door de volledige breedte te minimaliseren tot maximaal de helft van het 129Xe-spectrum (TR ~ 1 s). Centreer indien nodig de frequentie opnieuw na het opvullen. Noteer de volledige breedte van de helft max.
    7. Voer de 129Xe QA-scan uit (Tabel 1 en Afbeelding 4C). Registreer QA-gegevens: SNR, gemiddeld fantoomsignaal en standaarddeviatie van de ruis.

figure-protocol-2
Figuur 4: Kwaliteitsborging vóór het scannen. (A) Een 2D GRE coronale fantoomlocalizer met lage resolutie zorgt ervoor dat het fantoom gecentreerd is in de magneet. (B) Een nutatie-experiment om een puls van 90° in te stellen, toont een nulpiek bij de puls van 180°. (C) Verkrijg na het lokaliseren en kalibreren van de fliphoek een 2D GRE QA-beeld met een hogere resolutie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Protocol Afkorting NaamBeschrijving van de sequentieTR (mevrouw)TE (ms)Gemiddelden / herhalingenFlip hoek (°)Matrixgrootte of NptnGezichtsveld (mm2)RF BW (kHz)Plak / Plaatdikte (mm)Duur van de scan
Enkele pulsPuls verwerven10001 / 1602048101 s
Fantoom localizer2D GRE2003.720 / 14860 × 32120 × 483602 minuten
Kalibratie van de flip-hoekPuls verwerven70001 / 652020485.127,5 minuten
129Xe QA2D GRE50003.38 / 19032232234021 minuten

Tabel 1: Parameters voor de kwaliteitsborgingssequentie van fantoomkalibratie. TR = herhalingstijd, TE = echotijd, Npts = aantal punten, FOV = gezichtsveld, BW = bandbreedte. Klik hier om deze tabel te downloaden.

  1. Plan polarisatie (Figuur 5A, B).
    1. Selecteer gepolariseerd 129Xe-volume en accumulatietijd: 400 ml in 15 minuten is optimaal voor dit protocol (Afbeelding 5), maar kan eenvoudig worden aangepast voor andere toepassingen en apparatuur.
    2. Uitgaande van een bekend dood volume in de hyperpolarisator (bijv. Vdood vol = 80 ml), berekent u het debiet (FXe in SLM) voor een gewenst gedoseerd volume V, 129Xe gasfractie f, en accumulatietijd tacc:
      figure-protocol-3(1)
      OPMERKING: Hoewel langere productietijden doorgaans een hogere polarisatie opleveren, zijn ze misschien niet praktisch voor in vivo beeldvorming. Gebruik een geschikt model voor de hyperpolarisator 85,86,87,88 om een debiet te bepalen dat de productietijd en polarisatie in evenwicht houdt. Hier werd het model van J. W. Plummer et al.89 (Figuur 5A) gebruikt. Dit is van toepassing op polarisatoren met continue stroom en is niet van toepassing op hyperpolarisatoren met gestopte stroom90.
    3. Polariseer gas volgens deze parameters, meet de polarisatie met een commercieel of zelfgebouwd apparaat en vergelijk deze met de voorspelde polarisatie voor QA.
    4. Meet het polarisatieverlies tijdens transport. Als de polarisatie met een voldoende grote hoeveelheid afneemt (bijv. >10%), bouw dan een magnetische draagtas om polarisatie tijdens transport te beschermen. Zie Aanvullend Dossier 1: Omgaan met polarisatie tijdens transport en Aanvullende Figuur 1.

figure-protocol-4
Figuur 5: Polarisatiebeheer. (A) Polarisatie en geproduceerd volume zijn een functie van de accumulatietijd en het debiet. Een zak gas van 400 ml zorgt voor een hoge initiële polarisatie (~35%) gedurende 20 minuten. Hoewel het gebruik van 1 liter gas aantrekkelijk lijkt, zal het een lagere initiële polarisatie hebben (~20%). (B) Na ~15 minuten ventilatie zou een batch van 1 liter HP 129Xe uitgeput raken tot <10% polarisatie, terwijl 600 ml gas116 overbleef. Het gebruik van meerdere zakken van 400 ml 129Xe zorgt dus voor een hogere gemiddelde geleverde polarisatie. C) Locaties waar het primaire veld en het actieve afschermingsveld elkaar kruisen (rood vak op positie (N,N,N)) kunnen een snelle ontspanning van HP 129Xe veroorzaken. Het karakteriseren van het randveld van de magneet helpt bij het identificeren van veilige zones waar reservoirs van HP 129Xe kunnen worden geplaatst zonder snelle ontspanning (groene doos op positie (0,0,n)). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Aanvullend bestand 1: Omgaan met polarisatie tijdens transport. Klik hier om dit bestand te downloaden.

  1. Meet de positieafhankelijke T1 van HP 129Xe binnen het randveld (Figuur 5C).
    1. Maak referentiepunten met bekende afstanden en posities ten opzichte van het magneetisocentrum langs de X-, Y- en Z-dimensies. Label isocentrum en label de andere posities n tot en met N. Het aantal te onderzoeken posities is afhankelijk van de beschikbare ruimte.
    2. Hyperpolariseer een klein volume van 129Xe (~250 ml) en transporteer het naar de MRI-controlekamer. Vul een grote spuit (50-100 ml) met 129Xe en plaats deze in het isocentrum in de magneet (positie 1 in afbeelding 5C). Speel een puls van ~1° flip-hoek af om het signaal te meten.
    3. Laat de spuit ~10 minuten op zijn plaats zitten en neem dan een ander spectrum aan. Meet het signaal elke 10 minuten opnieuw totdat het signaal ten minste 1 T1 is vervallen (d.w.z. het signaal is vervallen tot ~1/3e van de oorspronkelijke waarde).
    4. Start een nieuw T1-experiment met een nieuwe spuit van 129Xe door stap 1.4.2 te herhalen.
    5. Verplaats de spuit naar een nieuwe positie (bijv. positie n in afbeelding 5C) en laat hem daar 10 minuten staan. Breng de spuit terug naar het isocentrum om een extra ~1° flip-hoekspectrum te verkrijgen.
    6. Herhaal dit proces: verplaats de spuit naar positie n, wacht 10 minuten, plaats hem terug naar het isocentrum en meet het signaal opnieuw totdat het ten minste 1 T1 is vervallen.
    7. Herhaal stap 1.4.4 - 1.4.6 voor de resterende referentieposities in de X-, Y- en Z-richtingen.
    8. Het initiële signaal (S0) zal monoexponentieel vervallen over n RF-pulsen met een θ-fliphoek . Plaats het signaal (S) als een functie van de tijd (t) in het randveld om de T1 in elke positie te berekenen:
      figure-protocol-5(2)
    9. Identificeer een positie met voldoende T1 (>20 min) voor plaatsing van het 129Xe-reservoir.
  2. Maak metaalvrije intubatiecanules (Figuur 6).
    1. Zorg voor twee adervormige verblijfskatheters van polytetrafluorethyleen (PTFE) met Luer-connectoren. Gooi de naalden weg in een afvalcontainer voor scherpe voorwerpen.
      OPMERKING: Gebruik voor muizen >25 g katheters van 18 G en 20 G. Gebruik voor kleinere dieren katheters van 20 G en 22 G.
    2. Knip de Luer-connector van de katheters. Voer de kleinere katheter in het bovenste uiteinde van de grotere katheter om een scherper taps toelopende en langere canule te creëren. Snijd de composietcanule af tot ~4,6 cm met een afgeschuind uiteinde, exclusief de Luer-basis (Figuur 6A, B).
    3. Snijd het bredere uiteinde van een pipetpunt van 200 μL af tot een lengte van ~2,6 cm (Figuur 6C).
    4. Smeer de binnenkant van de pipetpunt in met algemeen smeermiddel voor het afgeven van de matrijs. Gebruik een andere pipetpunt die erin is gestoken om het smeermiddel dun te verdelen. Vul de pipetpunt met acetoxy siliconen vulkanisatiepasta epoxy (Figuur 6D, E).
    5. Sluit de canule aan met 22 G-draad die aan beide uiteinden uitsteekt. Voer de canuleslang door de siliconen in de pipetpunt. Verleng de slang ~7 mm voorbij het uiteinde van de pipetpunt (Figuur 6F, G).
    6. Schuif de canuleslang aan de bredere kant van de pipetpunt door een plastic mannelijke slip Luer-connector en lijm de stukken aan elkaar met de epoxy. Trim de slang die voorbij de Luer-connector uitsteekt (Figuur 6H).
    7. Wacht tot de epoxy is opgedroogd (>24 uur) en verwijder vervolgens voorzichtig de siliconen intubatiecanule uit de pipetpuntvorm. Verwijder de draad van de canule en zorg ervoor dat de buis niet is afgesloten (Figuur 6I).
    8. Om een handvat te maken voor eenvoudige intubatie, sluit u de slang (1/16" of 1/8") aan op een vrouwelijke Luer-connector. Als u klaar bent voor intubatie, sluit u deze vrouwelijke Luer-connector aan op de mannelijke Luer-intubatiecanule. Dit stuk kan gemakkelijk worden losgemaakt na intubatie (Figuur 6J).
    9. Ontsmet voor elk gebruik bij dieren: veeg de buitenkant van de canule af met 70% alcohol. Veeg de draad van 20 G af met ontsmettingsmiddel en voer de draad vervolgens door de canule om de binnenkant te ontsmetten en ervoor te zorgen dat er geen verstoppingen ontstaan.

figure-protocol-6
Afbeelding 6: MRI- en HP 129Xe-compatibele muisintubatiecanules maken. Deze canules zijn gemaakt van veneuze katheters, pipetpunten en siliconenkit, zoals beschreven in stap 1.5. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. Dagelijkse gegevensverzameling

OPMERKING: Zie aanvullend dossier 2: Preklinische scan QA-checklist.

Aanvullend Dossier 2: Preklinische scan QA checklist. Klik hier om dit bestand te downloaden.

  1. Volledige dagelijkse kwaliteitscontrole van de scanner en installatieventilator (Afbeelding 4).
    1. Voer met fantomen QA-protocollen uit op de scanner (zie Tabel 1 voor QA-scanparameters en Stap 1.2 voor dagelijkse kwaliteitscontrolestappen).
    2. Kalibreer de ventilator volgens de methode van J. Nouls et al.38. Zie aanvullend dossier 3: kalibratie van de ventilator, aanvullende figuur 2 en aanvullende figuur 3.
    3. Stel de beademingsinstellingen in voor beeldvorming bij eindinspiratie (Tabel 2). Plaats het dierenbed op het scannerrek en de levensondersteunende module (d.w.z. mechanische ventilatoronderdelen) op de tafel naast de scanner.
    4. Activeer het locatiespecifieke dierverwarmingssysteem. Zet een kachel op 35.5 - 40 °C, schakel circulatielucht in en plaats de luchtslang binnen ~5" van waar de kop van het dier zal rusten om de boring van de scanner voor te verwarmen.
Ventilatie instellingAanbeveling voor HP 129Xe MRINotities
Getijdenvolume (TV)8-10 ml/kg ideaal lichaamsgewichtMatige tv; lage tv vereist een hogere BR, wat bewegingsartefacten in afbeeldingen kan veroorzaken
Positieve eind-expiratoire druk (PEEP)2–6 cmH2Ø
Ademfrequentie (BR)80-120 br/min
Rekrutering manoeuvres (RM's)~35 cmH2O voor 6 s om de 5 min
Duur van de ventilatie; Positie< 6 uur; LiggendRugligging om de beweging van de borstkas beter te zien
Fractie ingeademde zuurstof (FIO2)0.3–0.5Voorkom hypoxie bij verdoofde muizen
Inademings- tot expiratoire verhouding (I:E)1:2–1:4
Inspiratoire tot totale cyclusduur0.2–0.4
Minuut ventilatie≥0,57 ml/g-1,-min-1
Onze normen:
BR = 80 br/min, inspiratieduur = 200 ms, FIO2 = 0,3
Beeldvorming bij eindinademing: adem inhouden = 200 ms, triggervertraging = 200 ms na start van de inademing
Beeldvorming tijdens het inhouden van de adem: adem inhouden = 250 ms, triggervertraging = 250 ms na start van de inademing
Beeldvorming aan het einde van de expiratie: adem inhouden = 200 ms, triggervertraging = 650 ms na het begin van de inademing

Tabel 2: Aanbevolen beademingsinstellingen voor 129Xe-beeldvorming. Parameters kunnen worden afgestemd op specifieke studiedoelstellingen en experimentele omstandigheden 117,118,119,120,121,122,123,124. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Aanvullend dossier 3: Kalibratie van ventilatoren. Klik hier om dit bestand te downloaden.

  1. Kalm en intuber dier.
    1. Zet de broedstoof aan op 27,7 °C en/of het elektrische verwarmingskussen op 37,7 °C. Meet en registreer de lichaamsgewicht van het dier. Bereken de dosering van het kalmerende middel op basis van massa. Zie Tabel 3 voor een typisch doseringsschema.
    2. Injecteer het kalmerende middel intraperitoneaal. Noteer het tijdstip van injectie en stel de timer in voor de volgende dosis kalmerend middel.
      OPMERKING: Voltooi de resterende stappen in Rubriek 2 (Dagelijkse gegevensverzameling) zo snel mogelijk om de tijd onder sedatie en het risico op overdosering te minimaliseren.
    3. Breng oogglijmiddel aan op de ogen van het dier en plaats het dier in een kooi op het verwarmingskussen of in een couveuse om onderkoeling te voorkomen.
    4. Controleer of het dier volledig verdoofd is door 10-15 minuten na de sedatieve injectie68 een teenknijptest uit te voeren. Intuberen volgens de procedures beschreven in Das et al.69.
      OPMERKING: Het artikel van Das et al.69 gaat vergezeld van een uitgebreide videodemonstratie van de techniek. De stappen zijn als volgt:
    5. Hang het dier in rugligging aan de tanden aan een schuine plank. Gebruik een tongspatel voor knaagdieren om de tong naar buiten te trekken.
    6. Om ervoor te zorgen dat stembanden zichtbaar zijn, levert u wit licht via een glasvezelkabel in de intubatiecanule of een fel licht aan de buitenkant van de keel. Breng de canule minder dan 5 mm voorbij de stembanden in.
    7. Zorg ervoor dat de canule zich in de luchtpijp bevindt, niet in de slokdarm, door deze aan te sluiten op een stuk slang met een klein druppeltje water erin. Als de waterdruppel op tijd beweegt met de ademhaling van het dier, is de positionering waarschijnlijk correct.

AgentDosisRouteDuurOpmerkingen
Inhalatiemiddelen
IsofluraanInductie: 4%-5%
Onderhoud: 1%–
3% of tot effect		IngeademdTijdens continue stroom• Vereist het gebruik van een gekalibreerde verdamper
Injecteerbare middelen
Aanbevolen: Ketamine + xylazine + acepromazine90 + 9 + 3 mg/kgIntraperitoneaal20–60 minuten• Creëert vatbaarheid voor onderkoeling
• Voor herhaalde dosering wordt aanbevolen om over te schakelen op een ketamine + xylazine-mengsel om overdosering te voorkomen
• Veroorzaakt schudden als het verdwijnt. Houd u voor beeldvorming strikt aan het doseringsschema
• Kan bradycardie veroorzaken
Ketamine + xylazine90 + 9 mg/kgIntraperitoneaal20–40 minuten• Zie hierboven (Ketamine + xylazine + acepromazine)
Pentobarbital50 - 70 mg/kgIntraperitoneaal20–60 minuten• Verlaagt de ademhalingsfrequentie en beweging
• Kosten kunnen onbetaalbaar zijn
• Farmaceutische kwaliteit is mogelijk niet beschikbaar
Disclaimer: Dit zijn algemene richtlijnen. Raadpleeg een dierenarts voor meer informatie voordat u het implementeert.

Tabel 3: Gemeenschappelijk anesthesieformularium voor muizen. Klik hier om deze tabel te downloaden.

  1. Ventileer het dier (Tabel 2).
    1. Bevestig het dier aan de beademing via de Luer-connector op de intubatiecanule. Bewaak de middenrifbeweging en de maximale inspiratoire druk (~10-12 cm H2O voor een ademvolume van 10 ml/kg lichaamsgewicht). Als de druk of ademhalingsbeweging abnormaal is, pas dan indien nodig de hoek van de nek en de diepte van de canule zorgvuldig aan.
    2. Zorg ervoor dat de intubatiecanule luchtdicht is door een rekruteringsmanoeuvre uit te voeren: voorkom uitademing (blokkeer bijvoorbeeld met een vinger de uitademingspoort) zodat het dier meerdere keren inademt zonder uit te ademen.
      OPMERKING: Als de luchtwegdruk 35 cmH2O piek inspiratoire druk bereikt over ~6 s, is de luchtwegafdichting voldoende strak. Als dit niet het geval is, raadpleegt u de discussie voor het oplossen van problemen.
    3. Laat de normale uitademing hervatten. Voer rekruteringsmanoeuvres uit tussen scans en elke ~5 minuten wanneer er niet wordt gescand om de longcompliantie te behouden en atelectase te voorkomen. Sluit het PEEP-ventiel aan op de uitademleiding. Stel PEEP in op 4 cmH2O. Kijk hoe de piek inspiratoire druk met die hoeveelheid toeneemt.
    4. Plan en initialiseer na succesvolle intubatie de productie van HP 129Xe rond het sedatieve herdoseringsschema om te voorkomen dat het dier wakker wordt tijdens een scan. Bewaak de lichaamstemperatuur tijdens het experiment.
  2. Gegevensverzameling: Verzamel ventilatiebeelden.
    OPMERKING: Stappen 2.4, 2.5 en 2.6 voor gegevensverzameling kunnen in willekeurige volgorde worden uitgevoerd
    1. Stel de ventilator in volgens tabel 2 voor beeldvorming bij eindinspiratie.
    2. Laad de volgende installatieprotocollen: proton animal localizer, single pulse to centrer on gas frequency in the mouse lungs en 129Xe animal localizer. Zie Tabel 4 voor scanparameters.
    3. Plaats het dier in het isocentrum en bevestig dat de borstholte zich in het midden van het gezichtsveld bevindt met protonlokalisatie. Als u spoelen met één frequentie gebruikt, vervangt u de protonspoel door een 129Xe-afgestemde RF-spoel.
    4. Registreer 129Xe-polarisatie en transporteer deze naar de MRI-scanner. Zie aanvullend bestand 4: QA-checklist voor xenonpolarisatie.
    5. Plaats een zak met 129Xe in de beademingsbus en sluit deze af. Sluit de bus aan op lijn met de ventilator en laat de bus op druk komen (3 - 6 psig).
    6. Start de mechanische ventilatie van 129Xe. Elke keer dat 129Xe-ventilatie wordt geactiveerd, laat het dier ~5 ademhalingen voltooien voordat u met een scan begint om de functionele restcapaciteit van de longen om te draaien.
      OPMERKING: Schakel over naar het N2/O2-mengsel tussen 129Xe-scans om hypergepolariseerd gas te besparen.
    7. Pas met behulp van een enkele puls de werkfrequentie aan zodat deze overeenkomt met de in vivo resonantiefrequentie van gasvormig 129Xe (~83.07 MHz bij 7 T). Kopieer de frequentie naar alle volgende gasfase 129Xe-scans. Voer 129Xe-lokalisatie uit om te bevestigen dat de longen zich in het isocentrum bevinden.
    8. Laad en voer de 129Xe radiale ventilatiereeks uit. Bewaak de piek inademingsdruk.
      OPMERKING: Als het 129Xe-gas op is voordat het protocol is voltooid, zal de piekinspiratoire druk snel afnemen. Een zak van 400 ml 129Xe kan een muis van 30 g gedurende ~24 minuten ventileren bij ventilatie met 70% 129Xe bij 80 ademhalingen per minuut met een ademvolume van 10 ml/kg ideaal lichaamsgewicht.
    9. Wanneer de scan is voltooid, schakelt u over op beluchten met het N2/O2-mengsel en verwijdert u de lege zak met 129Xe.
    10. Voor beeldvorming aan het einde van de expiratie, wijzigt u de duur van het inhouden van de adem en de triggervertraging volgens tabel 2 en herhaalt u de stappen 2.4.2 - 2.4.9.
    11. Exporteer de onbewerkte gegevens van de scanner.
Protocol Afkorting NaamBeschrijving van de sequentieTrekkerTR (mevrouw)TE (ms)HerhalingenFlip hoek (°)Matrixgrootte of NptnGezichtsveld (mm2)RF BW (kHz)Dikte plak/plaat (mm)Duur van de scan
Enkele pulsPuls verwerven (gasfase)Facultatief10001602048101 s
Dieren localizer2D GREJa501.7160642322325jaren 60
Radiale ventilatie3D Multi-echo radiaalJa20Zie bijschrift13061322332.053016 minuten
Opgeloste fase enkele pulsPuls verwerven (opgeloste fase)Nee8019051210.3580 ms
Opgeloste fase dynamische specificatie.Puls verwerven (opgeloste fase)Nee5010009051210.5jaren 50
Diffusie gewogen2D GREJa12.28.144564232231.518 minuten


Tabel 4: In vivo sequentieparameters. De eerder beschreven 3D multi-echo radiale ventilatiesequentie39 verwerft beelden met 6 echo-keren. De resultaten worden getoond voor het eerste echobeeld (TE = 1,12 ms, figuur 7). Klik hier om deze tabel te downloaden.

Aanvullend bestand 4: QA-checklist voor xenonpolarisatie. Klik hier om dit bestand te downloaden.

  1. Gegevensverzameling: voer dynamische spectroscopie in opgeloste fase uit.
    1. Stel de ventilator in volgens tabel 2 voor beeldvorming tijdens het inhouden van de adem. Stel de BR in op 100 ademhalingen/min. Bereid je voor op een nieuwe zak 129Xe zoals in de stappen 2.4.2 - 2.4.5.
    2. Start de mechanische ventilatie van 129Xe. Laad en voer een enkele puls uit om de werkfrequentie aan te passen aan de opgeloste frequentie (~83.084 MHz bij 7 T). Kopieer de werkfrequentie naar de dynamische spectroscopie van de opgeloste fase.
      OPMERKING: Dit zal een enkele piek zijn bij muizen met wild-type hemoglobine54.
    3. Laad en voer de dynamische spectroscopiereeks uit, gecentreerd op de opgeloste frequentie in de longen van dieren. Wanneer de scan is voltooid, schakelt u over op beluchten met het N2/O2-mengsel en verwijdert u de lege zak met 129Xe. Exporteer de onbewerkte gegevens van de scanner.
  2. Gegevensverzameling: Verzamel diffusiegewogen afbeeldingen.
    1. Stel de ventilator in volgens tabel 2 voor beeldvorming tijdens het inhouden van de adem. Bereid je voor op een nieuwe zak 129Xe zoals in de stappen 2.4.2 - 2.4.7.
    2. Laad en voer de diffusiegewogen reeks uit. Wanneer de scan is voltooid, schakelt u over op beluchten met het N2/O2-mengsel en verwijdert u de lege zak met 129Xe. Exporteer de onbewerkte gegevens van de scanner.

3. Afsluiting van het experiment

  1. Dier herstellen.
    1. Trek de intubatiecanule recht uit de bek van het dier. Als het dier niet onmiddellijk spontaan begint te ademen, dien dan lichte borstcompressies toe. Indien beschikbaar, dien dan een lichte stroom zuurstof van medische kwaliteit toe in de buurt van het gezicht van het dier om het herstel van de sedatie te ondersteunen.
    2. Zodra het dier gestaag zelfstandig ademt en als het dier >2 uur verdoofd was, dien dan subcutaan 0,5 - 1 ml normale zoutoplossing toe om uitdroging te voorkomen.
    3. Zet het dier zelf terug in een kooi. Plaats de kooi in een broedmachine of op een verwarmingskussen.
      OPMERKING: Verdoofde dieren zijn kwetsbaar voor kannibalisme en kunnen niet in een kooi met kooigenoten worden geplaatst totdat ze volledig hersteld zijn (d.w.z. zelfstandig lopen). Verdoofde dieren kunnen hun lichaamstemperatuur niet regelen. Gebruik de rug van de hand om om de paar minuten de temperatuur van het dier te voelen.
    4. Houd het dier nauwlettend in de gaten totdat zijn oprichtreflex is teruggekeerd (d.w.z. het kan zelfstandig van rugligging naar buikligging gaan).
    5. Haal het dier uit de warmtesteun zodra het zelfstandig kan lopen. Breng het dier terug naar een kooi met zijn kooigenoten.
      LET OP: als het dier geen kooigenoten heeft, is het vatbaarder voor door sedatie veroorzaakte onderkoeling. Geef het dier extra strooisel en laat het dier, indien beschikbaar, een nacht in een couveuse staan.
    6. Noteer het gewicht van het dier eenmaal per week gedurende 2 weken om zijn gezondheid te controleren.
      OPMERKING: Als het dier door intubatie een verwonding aan de mond of slokdarm heeft opgelopen, kan het stoppen met eten. Als het dier >20% van zijn oorspronkelijke lichaamsgewicht verliest, raadpleeg dan een dierenarts over euthanasie.
  2. Analyseer ventilatiebeelden (Figuur 7).
    1. Laad onbewerkte gegevens in een programmeerplatform. Download het open-source reconstructiekader voor niet-cartesiaanse afbeeldingen91.
    2. Reconstrueer afbeeldingen volgens de instructies van het open-source framework. Normaliseer het eerste punt op elke radiale projectie39.
    3. Segmenteer het longparenchym in de afbeeldingen, inclusief voxels met een laag of geen 129Xe-signaal. Neem geen grote luchtwegen mee. Segmenteer het achtergrondgeluid in de afbeelding, met uitzondering van longen, luchtwegen en beeldvormingsartefacten.
      OPMERKING: Het beeld van de protonlokalisator kan helpen bij het bepalen van parenchymale grenzen.
    4. Bereken de SNR met behulp van de formule:
      figure-protocol-7(3)
    5. Kwantificeer defecte ventilatie.
      OPMERKING: Er zijn verschillende methoden voorgesteld om verminderde ventilatie in modellen met kleine dieren te kwantificeren. Analysemethoden blijven een open onderzoeksgebied, maar eenvoudig te implementeren benaderingen zijn onder meer: (i) Semi-kwantitatieve handmatige segmentatie92, (ii) Histogrambenadering waarbij het signaal van de luchtpijp wordt gebruikt om parenchymaal signaal47 te normaliseren, en (iii) Segmentatie van het totale longvolume (TLV) en het definiëren van een signaaldrempel (bijv. <60% van het hele longgemiddelde) om de longen te verdelen in defect volume en geventileerd longvolume (VV). Kwantificeer VDP 93,94 volgens:
      figure-protocol-8(4)
  3. Analyseer dynamische spectroscopie in opgeloste fase (Figuur 8).
    1. Laad onbewerkte gegevens in een programmeerplatform. Voer een snelle Fouriertransformatie uit en faseer de spectra (gelijktijdige handmatige, nul-orde fasering van spectra is voldoende voor deze toepassing.)
    2. Bereken standaard nucleaire magnetische resonantie (NMR) gegevens95,96: SNR, volledige breedte half max, geïntegreerd gebied, chemische verschuiving en fase van beide pieken.
    3. Deel uit de magnitudegegevens de signaalamplitude van het opgeloste spectrum door die van het gasspectrum voor elke herhaling om de verhouding tussen opgelost gas en gas in de loop van de tijd te vinden.
  4. Analyseer diffusiegewogen afbeeldingen (Figuur 9).
    1. Laad onbewerkte gegevens in een programmeerplatform. Segmenteer het longparenchym van het b0-beeld zoals in stap 3.2.3. Bereken de SNR voor elk beeld met een b-waarde.
    2. Bereken de signaalwaarde-ruisverhouding, SVNR0, door het signaal in elke voxel van het b0-beeld te delen door de standaarddeviatie van de beeldruis. Sluit voxels met SVNR0 < 2,5 keer de beeldruis97 uit.
      OPMERKING: De SVNR0 is een individuele voxelmetriek, terwijl de parenchymale SNR een metriek voor de hele long is.
    3. Bereken ADC door het signaalverval over de b-waarden (bi) te passen volgens vergelijking 598,99:
      figure-protocol-9(5)

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Ventilatie Afbeeldingen

Als de voorbereidings- en ventilatieprocedures voor dieren op de juiste manier worden geïmplementeerd, kan 3D radiale beeldvorming met succes ventilatiepatronen vastleggen wanneer gegevensverzameling wordt uitgevoerd bij inspiratie of expiratie (Figuur 7). Hoewel deze beelden over vele ademhalingen worden verzameld, is de hier beschreven methode vergelijkbaar met de beeldvormingsmethode met...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Hypergepolariseerde 129Xe MRI is in opkomst als een geavanceerde en krachtige techniek om de microstructuur en functie van de longen te bestuderen in kleine diermodellen. Dit protocol is bedoeld als leidraad voor de eerste voorbereiding van de locatie en om experimentele procedures te beschrijven die nodig zijn om ventilatie, diffusie en gasuitwisseling in muizenlongen met HP 129Xe te kwantificeren. Belangrijke voorwaarden voor experimenten zijn onder meer het vasts...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Peter Niedbalski is een consultant voor Polarean Imaging, Plc.

Dankbetuigingen

De auteurs betuigen hun oprechte dankbaarheid aan Jerry Dalke voor het feit dat hij een leidend licht is in de bouw van ventilatoren. We willen Carter McMaster bedanken voor het brouwen van HP 129Xe-gas. We willen ook Dr. Matthew Willmering en Dr. Juan Parra-Robles bedanken voor hun tot nadenken stemmende wetenschappelijke discussies. Figuren gemaakt met BioRender.com. Dit werk werd gefinancierd door de National Institutes of Health (Grant Nos: NHLBI R01HL143011, R01HL151588)

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1 mL spuitfisher scientificCatalog No.14-955-464https://www.fishersci.com/shop/products/sterile-syringes-single-use-12/14955464
10 mL graduaalcilinderCole-Parmer UX-34502-69https://www.coleparmer.com/i/cole-parmer-essentials-graduated-cylinder-glass-hexagonal-base-10-ml-2-pk/3450269?PubID=UX&persist=true&ip=no&
gad_source=1&gclid=CjwKCAi
A6KWvBhAREiwAFPZM7h3do
-ssjascARuVviKd7V7kC5ztdIB6
_70DnMr-K3qk9RKeJ7-IrhoCeT
0QAvD_BwE
18 G - veneuze PFTE katheters (niet steriel)Terumo SurfloSROX1832CAhttps://www.shopmedvet.com/product/iv-catheter-18-x-1-25inch?r=GSS17&p=GSS17&utm_source=
google&utm_medium=google_
shopping&gad_source=1&gclid=
CjwKCAiA0bWvBhBjEiwAtEsoW
4oTvZkAgWQCda6ocVtQlulVrG
2536FNbu5soMVSFN8xK_g1Uh
pXIRoCGwoQAvD_BwE
20 G - veneuze PFTE katheters (niet steriel)Terumo SurfloSROX2051CAhttps://www.shopmedvet.com/product/iv-catheter-20-x-2inch?r=GSS17&p=GSS17&utm_source
=google&utm_medium=google_
shopping&gad_source=1&gclid=
CjwKCAiA0bWvBhBjEiwAtEsoW
87ggCkgToD_XF_UgpQBTpmN
dgSNfCml6TkDKlW8k27Dq_daR
itPuhoCnBQQAvD_BwE
22 G - veneuze PFTE katheters (niet steriel)Terumo SurfloSROX2225CAhttps://www.shopmedvet.com/product/iv-catheter-22-x-1inch?r=GSS17&p=GSS17&utm_source=
google&utm_medium=google_
shopping&gad_source=1&gclid
=CjwKCAiA0bWvBhBjEiwAtEso
W9IM6mpee6m7e-lBfR8dZhSN
KYbMUs7qgEU4gYCRTW_rJAs
W_lGkthoCm30QAvD_BwE
400 mL Tedlar-zakkenJensen Inert ProductsGST-001S-3507TJCNA
60 mL spuitfisher scientificCatalog No.14-955-461https://www.fishersci.com/shop/products/sterile-syringes-single-use-12/14955461
70% alcoholCole-ParmerUX-80024-34https://www.coleparmer.com/i/labchem-isopropyl-alcohol-70-v-v-500-ml/8002434?PubID=UX&persist=true&ip=
no&gad_source=1&gclid=CjwKC
AiA6KWvBhAREiwAFPZM7gGh
p8g7MBHBBKadaRCAwfEMgV
gna5fhYRsuXIuqoqOiToCC4fem
nhoCGMEQAvD_BwE
Dewar voor vloeibare stikstofTerra Universal4LDBhttps://www.laboratory-equipment.com/tw-4ldb-liquid-nitrogen-dewar-ic-biomedical.html?srsltid=AfmBOooxwMtOA1Z2TweR
P8V5Iy5EvYT3alZuzoiY
3UF3Ib9RgFnDxVTfWP0
OogsmeerRefresh REFRESH P.M.https://www.refreshbrand.com/Products/refresh-pm
Vezeloptische verlichtingAmScopeHL250-AYhttps://amscope.com/products/hl250-ay?tw_source=google
&tw_adid=&tw_campaign=
16705014684&gad_source=
1&gclid=CjwKCAiA6KWvBhA
REiwAFPZM7p-DpyvHJaGxR
pAD1385hzGf1oPdKHHLFDR
Sp8yrtxry11SNJeJnKxoCtAoQ
AvD_BwE
GaussmeterApex MagnetsGMHT201https://www.apexmagnets.com/magnets/accessories/ht-digital-gaussmeter-with-peak-hold-can-display-gauss-or-tesla
Glasvat (phantom)Ace Glass8648-24https://aceglass.com/results.php?t=8648-24&t=8648-24
VerwarmingskussenOffice Depot9206211    Pure Enrichment PureRelief Express Designer Series Heating Pad 12 x 15 Palm Aqua - Office Depot
HyperpolarisatorPolarean9820https://polarean.com/xenon-mri-platform/
IntubatieblokHallowell EMC000A3467https://hallowell.com/product/rodent-tilting-workstand/
IntubatiemateriaalDe onderdelenlijst is elders gepubliceerdNAhttps://app.jove.com/t/50318/a-simple-method-of-mouse-lung-intubation
Isotopenverrijkte xenoncylinderLinde Isotopes XE-129(1%)N2(10%)HE CGMP 302SZNA
Vloeibare stikstofLindeNI LC160-22https://www.lindedirect.com/store/product-detail/nitrogen_n2_nitrogen_liquid
_lc160_22_psi_ni_lc160_22
/ni-lc160-22?cat_id=shop&node=b89
Mannelijke slip luer

Referenties

  1. World Health Organization. Global health estimates 2020: Deaths by cause, age, sex, by country and by region, 2000-2019. World Health Organization. , Geneva. (2020).
  2. Middleton, P. G., et al. Elexacaftor-Tezacaftor-Ivacaftor for cystic fibrosis with a single Phe508del allele. N Engl J Med. 381 (19), 1809-1819 (2019).
  3. Taylor-Cousar, J. L., et al. Tezacaftor-Ivacaftor in patients with cystic fibrosis homozygous for Phe508del. N Engl J Med. 377 (21), 2013-2023 (2017).
  4. Richeldi, L., et al. Efficacy and safety of nintedanib in idiopathic pulmonary fibrosis. N Engl J Med. 370 (22), 2071-2082 (2014).
  5. King, T. E., et al. A phase 3 trial of pirfenidone in patients with idiopathic pulmonary fibrosis. N Engl J Med. 370 (22), 2083-2092 (2014).
  6. Yong, K. S. M., Her, Z., Chen, Q. Humanized mice as unique tools for human-specific studies. Arch Immunol Ther Exp (Warsz. 66 (4), 245-266 (2018).
  7. Li, H., Auwerx, J. Mouse systems genetics as a prelude to precision medicine. Trends Genet. 36 (4), 259-272 (2020).
  8. Eppig, J. T., Motenko, H., Richardson, J. E., Richards-Smith, B., Smith, C. L. The International Mouse Strain Resource (IMSR): cataloging worldwide mouse and ES cell line resources. Mamm Genome. 26 (9-10), 448-455 (2015).
  9. Vedi, M., et al. 2022 updates to the rat genome database: A Findable, Accessible, Interoperable, and Reusable (FAIR) resource. Genetics. 224 (1), 042(2023).
  10. Ghorani, V., Boskabady, M. H., Khazdair, M. R., Kianmeher, M. Experimental animal models for COPD: a methodological review. Tob Induc Dis. 15, 25(2017).
  11. Semaniakou, A., Croll, R. P., Chappe, V. Animal models in the pathophysiology of cystic fibrosis. Front Pharmacol. 9, 1475(2018).
  12. Moore, B. B., et al. Animal models of fibrotic lung disease. Am J Respir Cell Mol Biol. 49 (2), 167-179 (2013).
  13. Jenkins, R. G., et al. An official American thoracic society workshop report: Use of animal models for the preclinical assessment of potential therapies for pulmonary fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 56 (5), 667-679 (2017).
  14. Gomez-Arroyo, J., et al. A brief overview of mouse models of pulmonary arterial hypertension: problems and prospects. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (10), L977-L991 (2012).
  15. Dignam, J. P., Scott, T. E., Kemp-Harper, B. K., Hobbs, A. J. Animal models of pulmonary hypertension: Getting to the heart of the problem. Br J Pharmacol. 179 (5), 811-837 (2022).
  16. Woodrow, J. S., Sheats, M. K., Cooper, B., Bayless, R. Asthma: The use of animal models and their translational utility. Cells. 12 (7), 1091(2023).
  17. Van de Velde, G., et al. Longitudinal in vivo microcomputed tomography of mouse lungs: No evidence for radiotoxicity. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 309 (3), L271-L279 (2015).
  18. Mata, J. F., et al. Evaluation of emphysema severity and progression in a rabbit model: comparison of hyperpolarized 3He and 129Xe diffusion MRI with lung morphometry. J Appl Physiol (1985). 102 (1985), 1273-1280 (2007).
  19. Boudreau, M., Xu, X., Santyr, G. E. Measurement of 129Xe gas apparent diffusion coefficient anisotropy in an elastase-instilled rat model of emphysema. Magn Reson Med. 69 (1), 211-220 (2013).
  20. Cleveland, Z. I., et al. 3D MRI of impaired hyperpolarized 129Xe uptake in a rat model of pulmonary fibrosis. NMR Biomed. 27 (12), 1502-1514 (2014).
  21. Kimura, A., et al. Inflammation during lung cancer progression and ethyl pyruvate treatment observed by pulmonary functional hyperpolarized 129Xe MRI in mice. Contrast Media Mol Imaging. 2021, 9918702(2021).
  22. Kimura, A., et al. Treatment response of ethyl pyruvate in a mouse model of chronic obstructive pulmonary disease studied by hyperpolarized 129Xe MRI. Magn Reson Med. 78 (2), 721-729 (2017).
  23. Ouriadov, A., et al. Early stage radiation-induced lung injury detected using hyperpolarized 129Xe Morphometry: Proof-of-concept demonstration in a rat model. Magn Reson Med. 75 (6), 2421-2431 (2016).
  24. Willmering, M. M., et al. Improved pulmonary 129Xe ventilation imaging via 3D-spiral UTE MRI. Magn Reson Med. 84 (1), 312-320 (2020).
  25. Kaushik, S. S., et al. Single-breath clinical imaging of hyperpolarized 129Xe in the airspaces, barrier, and red blood cells using an interleaved 3D radial 1-point Dixon acquisition. Magn Reson Med. 75 (4), 1434-1443 (2016).
  26. Zanette, B., Munidasa, S., Friedlander, Y., Ratjen, F., Santyr, G. A 3D stack-of-spirals approach for rapid hyperpolarized 129Xe ventilation mapping in pediatric cystic fibrosis lung disease. Magn Reson Med. 89 (3), 1083-1091 (2023).
  27. Zanette, B., Stirrat, E., Jelveh, S., Hope, A., Santyr, G. Physiological gas exchange mapping of hyperpolarized 129Xe using spiral-IDEAL and MOXE in a model of regional radiation-induced lung injury. Med Phys. 45 (2), 803-816 (2018).
  28. Collier, G. J., et al. Dissolved 129Xe lung MRI with four-echo 3D radial spectroscopic imaging: Quantification of regional gas transfer in idiopathic pulmonary fibrosis. Magn Reson Med. 85 (5), 2622-2633 (2021).
  29. Qing, K., et al. Assessment of lung function in asthma and COPD using hyperpolarized 129Xe chemical shift saturation recovery spectroscopy and dissolved-phase MRI. NMR Biomed. 27 (12), 1490-1501 (2014).
  30. Ruppert, K., Brookeman, J. R., Hagspiel, K. D., Mugler, J. P. Probing lung physiology with xenon polarization transfer contrast (XTC). Magn Reson Med. 44 (3), 349-357 (2000).
  31. Kern, A. L., et al. Investigating short-time diffusion of hyperpolarized 129Xe in lung air spaces and tissue: A feasibility study in chronic obstructive pulmonary disease patients. Magn Reson Med. 84 (4), 2133-2146 (2020).
  32. Amzajerdian, F., et al. Simultaneous quantification of hyperpolarized xenon-129 ventilation and gas exchange with multi-breath xenon-polarization transfer contrast (XTC) MRI. Magn Reson Med. 90 (6), 2334-2347 (2023).
  33. Perron, S., et al. Application of a 2D frequency encoding sectoral approach to hyperpolarized 129Xe MRI at low field. J Magn Reson. 336, 107159(2022).
  34. Loza, L. A., et al. Quantification of ventilation and gas uptake in free-breathing mice with hyperpolarized 129Xe MRI. IEEE Trans Med Imaging. 38 (9), 2081-2091 (2019).
  35. Imai, H., et al. Regional fractional ventilation mapping in spontaneously breathing mice using hyperpolarized 129Xe MRI. NMR Biomed. 28 (1), 24-29 (2015).
  36. Friedlander, Y., et al. Effect of inhaled oxygen concentration on 129Xe chemical shift of red blood cells in rat lungs. Magn Reson Med. 86 (3), 1187-1193 (2021).
  37. Virgincar, R. S., et al. A portable ventilator with integrated physiologic monitoring for hyperpolarized 129Xe MRI in rodents. J Magn Reson. 295, 63-71 (2018).
  38. Nouls, J., Fanarjian, M., Hedlund, L., Driehuys, B. A constant-volume ventilator and gas recapture system for hyperpolarized gas MRI of mouse and rat lungs. Concepts Magn Reson Part B Magn Reson Eng. 39B (2), 78-88 (2011).
  39. Niedbalski, P. J., et al. Preclinical hyperpolarized 129Xe MRI: ventilation and T2* mapping in mouse lungs at 7 T using multi-echo flyback UTE. NMR Biomed. 33 (7), e4302(2020).
  40. Akinyi, T. G. An Affordable Open-Source Small Animal MR and Hyperpolarized Gas Compatible Ventilator: Feasibility in Preclinical Imaging. , University of Cincinnati. Master's thesis (2017).
  41. Smith, L. J., et al. The assessment of short and long term changes in lung function in CF using 129Xe MRI. Eur Respir J. 6, 2000441(2020).
  42. Svenningsen, S., et al. Reproducibility of hyperpolarized 129Xe MRI ventilation defect percent in severe asthma to evaluate clinical trial feasibility. Acad Radiol. 28 (6), 817-826 (2021).
  43. Kirby, M., et al. Hyperpolarized 3He and 129Xe MR imaging in healthy volunteers and patients with chronic obstructive pulmonary disease. Radiology. 265 (2), 600-610 (2012).
  44. Virgincar, R. S., et al. Quantitative analysis of hyperpolarized 129Xe ventilation imaging in healthy volunteers and subjects with chronic obstructive pulmonary disease. NMR Biomed. 26 (4), 424-435 (2013).
  45. Ebner, L., et al. Multireader determination of clinically significant obstruction using hyperpolarized 129Xe-ventilation MRI. AJR Am J Roentgenol. 212 (4), 758-765 (2019).
  46. Driehuys, B., et al. 3He MRI in mouse models of asthma. Magn Reson Med. 58 (5), 893-900 (2007).
  47. Mistry, N. N., Thomas, A., Kaushik, S. S., Johnson, G. A., Driehuys, B. Quantitative analysis of hyperpolarized 3He ventilation changes in mice challenged with methacholine. Magn Reson Med. 63 (3), 658-666 (2010).
  48. Costa, M., et al. Noninvasive assessment of in vivo mouse lung microstructural changes due to aging and PEEP. Am J Respir Crit Care Med. 207, A4713(2023).
  49. Sukstanskii, A. L., Yablonskiy, D. A. Lung morphometry with hyperpolarized 129Xe: theoretical background. Magn Reson Med. 67 (3), 856-866 (2012).
  50. Chan, H. F., Stewart, N. J., Norquay, G., Collier, G. J., Wild, J. M. 3D diffusion-weighted 129Xe MRI for whole lung morphometry. Magn Reson Med. 79 (6), 2986-2995 (2018).
  51. Bier, E. A., et al. Noninvasive diagnosis of pulmonary hypertension with hyperpolarised 129Xe magnetic resonance imaging and spectroscopy. ERJ Open Res. 8 (2), 00035(2022).
  52. Bier, E. A., et al. A protocol for quantifying cardiogenic oscillations in dynamic 129Xe gas exchange spectroscopy: The effects of idiopathic pulmonary fibrosis. NMR Biomed. 32 (1), e4029(2019).
  53. Wang, Z., et al. Diverse cardiopulmonary diseases are associated with distinct xenon magnetic resonance imaging signatures. Eur Respir J. 54 (6), 1900831(2019).
  54. Freeman, M. S., Cleveland, Z. I., Qi, Y., Driehuys, B. Enabling hyperpolarized 129Xe MR spectroscopy and imaging of pulmonary gas transfer to the red blood cells in transgenic mice expressing human hemoglobin. Magn Reson Med. 70 (5), 1192-1199 (2013).
  55. Iguchi, S., et al. Direct imaging of hyperpolarized 129Xe alveolar gas uptake in a mouse model of emphysema. Magn Reson Med. 70 (1), 207-215 (2013).
  56. Imai, H., et al. Noninvasive detection of pulmonary tissue destruction in a mouse model of emphysema using hyperpolarized 129Xe MRS under spontaneous respiration. Magn Reson Med. 64 (4), 929-938 (2010).
  57. Silk, S. B., Hampton, L. L., Brown, P. A. What investigators need to know about the use of animals. ILAR J. 54 (3), 324-328 (2014).
  58. Cereda, M., et al. Mild loss of lung aeration augments stretch in healthy lung regions. J Appl Physiol. 120 (1985), 444-454 (2016).
  59. Constantinides, C., Murphy, K. Molecular and integrative physiological effects of isoflurane anesthesia: The paradigm of cardiovascular studies in rodents using magnetic resonance imaging. Front Cardiovasc Med. 3, 23(2016).
  60. Irwin, M. R., Curay, C. M., Choi, S., Kiyatkin, E. A. Basic physiological effects of ketamine-xylazine mixture as a general anesthetic preparation for rodent surgeries. Brain Res. 1804, 148251(2023).
  61. Roth, D. M., Swaney, J. S., Dalton, N. D., Gilpin, E. A., John Ross, J. Impact of anesthesia on cardiac function during echocardiography in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 282 (6), H2134-H2140 (2002).
  62. Massey, C. A., Richerson, G. B. Isoflurane, ketamine-xylazine, and urethane markedly alter breathing even at subtherapeutic doses. J Neurophysiol. 118 (4), 2389-2401 (2017).
  63. Janssen, B. J. A., et al. Effects of anesthetics on systemic hemodynamics in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287 (4), H1618-H1624 (2004).
  64. Lenzarini, F., Di Lascio, N., Stea, F., Kusmic, C., Faita, F. Time course of isoflurane-induced vasodilation: A Doppler ultrasound study of the left coronary artery in mice. Ultrasound Med Biol. 42 (4), 999-1009 (2016).
  65. Mondonedo, J. R., et al. Volatile anesthetics and the treatment of severe bronchospasm: A concept of targeted delivery. Drug Discov Today Dis Models. 15, 43-50 (2015).
  66. Nolan, J. P. Anaesthesia and Neuromuscular Block. Clinical Pharmacology. , Churchill Livingstone. 295-310 (2012).
  67. Arras, M., Autenried, P., Rettich, A., Spaeni, D., Rülicke, T. Optimization of intraperitoneal injection anesthesia in mice: drugs, dosages, adverse effects, and anesthesia depth. Comp Med. 51 (5), 443-456 (2001).
  68. Navarro, K. L., et al. Mouse anesthesia: The art and science. ILAR J. 62 (1-2), 238-273 (2021).
  69. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. J Vis Exp. (73), e50318(2013).
  70. Thomas, J. L., et al. Endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope. J Vis Exp. (86), e50269(2014).
  71. Slutsky, A. S., Ranieri, V. M. Ventilator-induced lung injury. N Engl J Med. 369 (22), 2126-2136 (2013).
  72. Matute-Bello, G., et al. An official American thoracic society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. Am J Respir Cell Mol Biol. 44 (5), 725-738 (2011).
  73. Kulkarni, H. S., et al. Update on the features and measurements of experimental acute lung injury in animals: An official American thoracic society workshop report. Am J Respir Cell Mol Biol. 66 (2), e1-e14 (2022).
  74. Tsuchida, S., et al. Atelectasis causes alveolar injury in nonatelectatic lung regions. Am J Respir Crit Care Med. 174 (3), 279-289 (2006).
  75. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. Am J Respir Crit Care Med. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  76. Santos, R. S., Silva, P. L., Pelosi, P., Rocco, P. R. Recruitment maneuvers in acute respiratory distress syndrome: The safe way is the best way. World J Crit Care Med. 4 (4), 278-286 (2015).
  77. Mekontso Dessap, A., et al. Conflicting physiological and genomic cardiopulmonary effects of recruitment maneuvers in murine acute lung injury. Am J Respir Cell Mol Biol. 46 (4), 541-550 (2012).
  78. García-Fernández, J., et al. Recruitment manoeuvres in anaesthesia: How many more excuses are there not to use them. Rev Esp Anestesiol Reanim (Engl Ed). 65 (4), 209-217 (2018).
  79. Allen, G. B., Suratt, B. T., Rinaldi, L., Petty, J. M., Bates, J. H. Choosing the frequency of deep inflation in mice: balancing recruitment against ventilator-induced lung injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 291 (4), L710-L717 (2006).
  80. da Silva, A. C. L., et al. Sigh maneuver protects healthy lungs during mechanical ventilation in adult Wistar rats. Exp Biol Med. 245 (15), 1404-1413 (2020).
  81. Riva, D. R., et al. Recruitment maneuver: RAMP versus CPAP pressure profile in a model of acute lung injury. Respir Physiol Neurobiol. 169 (1), 62-68 (2009).
  82. Schwarte, L. A., Zuurbier, C. J., Ince, C. Mechanical ventilation of mice. Basic Res Cardiol. 95 (6), 510-520 (2000).
  83. Joelsson, J. P., Ingthorsson, S., Kricker, J., Gudjonsson, T., Karason, S. Ventilator-induced lung-injury in mouse models: Is there a trap. Lab Anim Res. 37 (1), 30(2021).
  84. Jameson, C. J., Jameson, A. K., Hwang, J. K. Nuclear spin relaxation by intermolecular magnetic dipole coupling in the gas phase. 129Xe in oxygen. J Chem Phys. 89 (7), 4074-4081 (1988).
  85. Kelley, M., Branca, R. T. Theoretical models of spin-exchange optical pumping: Revisited and reconciled. J Appl Phys. 129 (15), 1-16 (2021).
  86. Norquay, G., Leung, G., Stewart, N. J., Wolber, J., Wild, J. M. 129Xe chemical shift in human blood and pulmonary blood oxygenation measurement in humans using hyperpolarized 129Xe NMR. Magn Reson Med. 77 (4), 1399-1408 (2017).
  87. Norquay, G., Collier, G. J., Rao, M., Stewart, N. J., Wild, J. M. 129Xe-Rb spin-exchange optical pumping with high photon efficiency. Phys Rev Lett. 121 (15), 153201(2018).
  88. Ball, J. E., Wild, J. M., Norquay, G. Investigating Rubidium density and temperature distributions in a high-throughput 129Xe-Rb spin-exchange optical pumping polarizer. Molecules. 28 (1), 11(2022).
  89. Plummer, J. W., et al. A semi-empirical model to optimize continuous-flow hyperpolarized 129Xe production under practical cryogenic-accumulation conditions. J Magn Reson. 320, 106845(2020).
  90. Nikolaou, P., et al. Near-unity nuclear polarization with an open-source 129Xe hyperpolarizer for NMR and MRI. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (35), 14150-14155 (2013).
  91. Robertson, S. H., et al. Optimizing 3D noncartesian gridding reconstruction for hyperpolarized 129Xe MRI-focus on preclinical applications. Concepts Magn Reson Part A Bridg Educ Res. 44 (4), 190-202 (2015).
  92. Thomas, A. C., et al. A robust protocol for regional evaluation of methacholine challenge in mouse models of allergic asthma using hyperpolarized 3He MRI. NMR Biomed. 22 (5), 502-515 (2009).
  93. Niedbalski, P. J., et al. Protocols for multi-site trials using hyperpolarized 129Xe MRI for imaging of ventilation, alveolar-airspace size, and gas exchange: A position paper from the 129Xe MRI clinical trials consortium. Magn Reson Med. 86 (6), 2966-2986 (2021).
  94. Woodhouse, N., et al. Combined helium-3/proton magnetic resonance imaging measurement of ventilated lung volumes in smokers compared to never-smokers. J Magn Reson Imaging. 21 (4), 365-369 (2005).
  95. Brown, R. W., Cheng, Y. C. N., Haacke, E. M., Thompson, M. R., Venkatesan, R. Magnetic Resonance Imaging: Physical Principles and Sequence Design. , Wiley. (2014).
  96. Levitt, M. H. Spin Dynamics: Basics of Nuclear Magnetic Resonance. , Wiley. (2013).
  97. Salerno, M., et al. Emphysema: hyperpolarized helium 3 diffusion MR imaging of the lungs compared with spirometric indexes—initial experience. Radiology. 222 (1), 252-260 (2002).
  98. Niedbalski, P. J., et al. Validating in vivo hyperpolarized 129Xe diffusion MRI and diffusion morphometry in the mouse lung. Magn Reson Med. 85 (4), 2160-2173 (2021).
  99. Bdaiwi, A. S., et al. Improving hyperpolarized 129Xe ADC mapping in pediatric and adult lungs with uncertainty propagation. NMR Biomed. 35 (3), e4639(2022).
  100. Ruppert, K., Brookeman, J. R., Hagspiel, K. D., Driehuys, B., Mugler, J. P. NMR of hyperpolarized 129Xe in the canine chest: spectral dynamics during a breath-hold. NMR Biomed. 13 (4), 220-228 (2000).
  101. Driehuys, B., et al. Imaging alveolar-capillary gas transfer using hyperpolarized 129Xe MRI. Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (48), 18278-18283 (2006).
  102. Nakamura, K., et al. 129Xe spectra from the heads of rats with and without ligation of the external carotid and pterygopalatine arteries. Magn Reson Med. 53 (3), 528-534 (2005).
  103. Kershaw, J., et al. Confirming the existence of five peaks in 129Xe rat head spectra. Magn Reson Med. 57 (4), 791-797 (2007).
  104. Chen, R. Y., et al. Tissue-blood partition coefficient for xenon: temperature and hematocrit dependence. J Appl Physiol. 49 (2), 178-183 (1980).
  105. Möller, H. E., et al. Magnetic resonance angiography with hyperpolarized 129Xe dissolved in a lipid emulsion. Magn Reson Med. 41 (5), 1058-1064 (1999).
  106. Norquay, G., et al. Relaxation and exchange dynamics of hyperpolarized 129Xe in human blood. Magn Reson Med. 74 (2), 303-311 (2015).
  107. Zhang, L., et al. Absolute thermometry of human brown adipose tissue by magnetic resonance with laser polarized 129Xe. Commun Med. 3 (1), 147(2023).
  108. Barshishat-Kupper, M., et al. Protein oxidation in the lungs of C57BL/6J mice following X-irradiation. Proteomes. 3 (3), 249-265 (2015).
  109. Olsson, L. E., et al. Measurement of MR signal and T2* in lung to characterize a tight skin mouse model of emphysema using single-point imaging. J Magn Reson Imaging. 25 (3), 488-494 (2007).
  110. Crowle, A. J. Delayed hypersensitivity in mice. J Allergy. 30 (2), 151-164 (1959).
  111. Guo, J., Cao, X., Cleveland, Z. I., Woods, J. C. Murine pulmonary imaging at 7T: T2* and T1 anisotropic UTE. Magn Reson Med. 79 (4), 2254-2264 (2018).
  112. Sonobe, T., et al. Imaging of the closed-chest mouse pulmonary circulation using synchrotron radiation microangiography. J Appl Physiol. 111 (1), 75-80 (2011).
  113. Wang, W., et al. Imaging lung microstructure in mice with hyperpolarized 3He diffusion MRI. Magn Reson Med. 65 (3), 620-626 (2011).
  114. Ouriadov, A. V., et al. Application of a stretched-exponential model for morphometric analysis of accelerated diffusion-weighted 129Xe MRI of the rat lung. Magn Reson Mater Phy. 34 (1), 73-84 (2021).
  115. O'Halloran, R. L., Holmes, J. H., Altes, T. A., Salerno, M., Fain, S. B. The effects of SNR on ADC measurements in diffusion-weighted hyperpolarized He-3 MRI. J Magn Reson. 185 (1), 42-49 (2007).
  116. Moller, H. E., Cleveland, Z. I., Driehuys, B. Relaxation of hyperpolarized 129Xe in a deflating polymer bag. J Magn Reson. 212 (1), 109-115 (2011).
  117. Reiss, L. K., Kowallik, A., Uhlig, S. Recurrent recruitment manoeuvres improve lung mechanics and minimize lung injury during mechanical ventilation of healthy mice. PLoS One. 6 (9), e24527(2011).
  118. Cagle, L. A., et al. Effects of positive end-expiratory pressure and recruitment maneuvers in a ventilator-induced injury mouse model. PLoS One. 12 (11), e0187419(2017).
  119. Cannizzaro, V., et al. Lung volume recruitment maneuvers and respiratory system mechanics in mechanically ventilated mice. Respir Physiol Neurobiol. 169 (3), 243-251 (2009).
  120. Hohlbaum, K., et al. Impact of repeated anesthesia with ketamine and xylazine on the well-being of C57BL/6JRj mice. PLoS One. 13 (9), e0203559(2018).
  121. Blevins, C. E., Celeste, N. A., Marx, J. O. Effects of oxygen supplementation on injectable and inhalant anesthesia in C57BL/6 mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 60 (3), 289-297 (2021).
  122. Cannizzaro, V., et al. Impact of supplemental oxygen in mechanically ventilated adult and infant mice. Respir Physiol Neurobiol. 165 (1), 61-66 (2009).
  123. Sembroski, E., Sanghavi, D. K., Bhardwaj, A. Inverse Ratio Ventilation. StatPearls Publishing. , Treasure Island, FL. (2023).
  124. Boros, S. J. Variations in inspiratory:expiratory ratio and airway pressure wave form during mechanical ventilation: the significance of mean airway pressure. J Pediatr. 94 (1), 114-117 (1979).
  125. Zheng, W., Cleveland, Z. I., Moller, H. E., Driehuys, B. Gradient-induced longitudinal relaxation of hyperpolarized noble gases in the fringe fields of superconducting magnets used for magnetic resonance. J Magn Reson. 208 (2), 284-290 (2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Hypergepolariseerde xenon-MRIxenon-129-MRIlongfysiologiegasuitwisselingbeperkte diffusiemechanische ventilatiemuismodelpreklinische beeldvormingmagnetische resonantiespectroscopie

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.