Methodenartikel

Chirurgisch model voor enkelfasige weefsel-gemanipuleerde urotheelbuizen bij minipigs

DOI:

10.3791/66936

⸱

5 juli 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Pediatric Surgery, Department of Surgery and Transplantation, Copenhagen University Hospital - Rigshospitalet, 2Laboratory of Tissue Engineering, Department of Clinical Medicine, University of Copenhagen, 3Laboratory of Tissue Engineering, Department of Women's and Children's Health, Karolinska Institutet, 4Department of Experimental Medicine, University of Copenhagen

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Weefselgemanipuleerde implantaten voor reconstructieve chirurgie komen zelden verder dan preklinische proeven vanwege moeizame ex vivo kweek, die complexe en dure steigercomponenten omvat. Hier presenteren we een eenfasige procedure die is ontworpen voor urineomleiding met een toegankelijke buisvormige steiger op basis van collageen die autologe microtransplantaten bevat.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Reconstructieve operaties worden vaak uitgedaagd door een gebrek aan transplantaatweefsel. Bij de behandeling van urogenitale misvormingen is de conventionele oplossing het oogsten van gastro-intestinaal weefsel voor niet-orthotopische reconstructie vanwege de overvloed om de normale functie van de patiënt te herstellen. De klinische resultaten na het herschikken van inheemse weefsels in het lichaam worden vaak geassocieerd met significante morbiditeit; Tissue engineering heeft dus een specifiek potentieel binnen dit gebied van de chirurgie. Ondanks substantiële vooruitgang zijn weefselgemanipuleerde steigers nog niet vastgesteld als een geldig alternatief voor chirurgische behandelingen, voornamelijk vanwege de dure en complexe vereisten van materialen, productie en implantatie. In dit protocol presenteren we een eenvoudige en toegankelijke buisvormige steiger op basis van collageen, ingebed met autologe orgaanspecifieke weefseldeeltjes, ontworpen als een kanaal voor urineomleiding. De steiger wordt gebouwd tijdens de primaire chirurgische ingreep, bestaat uit algemeen verkrijgbare chirurgische materialen en vereist conventionele chirurgische vaardigheden. Ten tweede beschrijft het protocol een diermodel dat is ontworpen om de kortetermijnresultaten in vivo na implantatie te evalueren, met de mogelijkheid van aanvullende variaties in de procedure. Deze publicatie heeft tot doel de procedure stap voor stap te demonstreren, met speciale aandacht voor het gebruik van autoloog weefsel en een buisvormige vorm.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bij urogenitale misvormingen kan reconstructieve chirurgie nodig zijn om de functionele anatomie te herstellen, vaak op een essentiële indicatie 1,2. Conventionele chirurgische benaderingen hebben gebruik gemaakt van inheemse weefsels uit andere orgaansystemen (zoals het maagdarmkanaal) om de misvormde of ontbrekende organen te reconstrueren; echter vaak met het risico op ernstige postoperatieve complicaties 3,4. In het geval van urineomleiding voor patiënten met neurogene blaasdisfunctie die langdurige katheterisatie nodig hebben, worden de appendix of opnieuw op maat gemaakte dunne darmsegmenten vaak gebruikt om een urinebuis te construeren 5,6. Tissue engineering biedt een alternatief transplantaatweefsel dat kan worden aangepast om te voldoen aan orgaanspecifieke kenmerken, waardoor postoperatieve morbiditeit voor de patiënten wordt geminimaliseerd 7,8. Terwijl steigers van verschillende soorten op zichzelf kunnen worden geïmplanteerd, is aangetoond dat extra cellularisatie van de steiger, bij voorkeur met autologe cellen, de regeneratieve resultaten na implantatie verbetert 9,10,11,12,13,14. Niettemin bestaan weefselgemanipuleerde steigers vaak uit complexe en kostbare componenten, en ten tweede zijn de vereisten voor ex vivo celkweek en het zaaien van steigers arbeidsintensief en arbeidsintensief. Deze factoren hebben de klinische vertaling van weefsel-gemanipuleerde steigers belemmerd, ondanks tientallen jaren van onderzoek op dit gebied. Door de complexiteit en monetaire en materialistische vereisten te verminderen, kunnen weefselgemanipuleerde steigers op grote schaal worden geïmplementeerd in de moderne chirurgie, waarbij zowel zeldzame als meer gebruikelijke procedures worden aangepakt.

Collageen is eerder vastgesteld als een levensvatbaar platform voor celexpansie en fungeert bovendien als een gunstige bio-kleefstof bij het bevestigen van cellen of weefsel op een steiger voor chirurgische implantatie 15,16,17. Perioperatieve autologe microtransplantatie omzeilt de noodzaak van ex vivo celkweek door het weefsel van belang tijdens de primaire procedure te oogsten en direct opnieuw te implanteren. Door het gereseceerde weefsel in kleinere deeltjes te vermalen, wordt het oppervlak en het groeipotentieel vergroot, waardoor een grotere expansieverhouding op de steigermogelijk is 18. De op collageen gebaseerde steiger hecht niet specifiek aan urogenitale reconstructies, maar kan theoretisch worden toegepast op meerdere gebieden van de reconstructie van holle organen.

In dit manuscript presenteren we zowel een protocol voor de constructie van een buisvormige steiger, waarbij collageen wordt gecombineerd met ingebedde autologe urotheelmicrotransplantaten, als een minivarkensmodel dat de technische haalbaarheid en veiligheid, evenals de regeneratieve prestaties, van de steiger in vivo evalueert. Het model werd geëvalueerd in 10 volwassen vrouwelijke minivarkens met behulp van het hier gepresenteerde protocol en de methode. Het belangrijkste voordeel van de steiger is de eenvoud van de constructie en de eenfasige implantatie, waardoor de patiënt verschillende opeenvolgende chirurgische ingrepen wordt bespaard. De procedure kan worden uitgevoerd in conventionele chirurgische omgevingen door regulier chirurgisch personeel en vereist standaardapparatuur en -materialen. Het diermodel zorgt voor een gecontroleerde omgeving voor het bestuderen van de implantatie, terwijl het dier gemakkelijk terugkeert naar normaal gedrag, met de extra mogelijkheid om variaties aan de steiger en de procedure te implementeren.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit experiment werd uitgevoerd in een door AAALAC geaccrediteerde experimentele faciliteit in overeenstemming met de Europese wetgeving inzake laboratoriumgebruik van proefdieren en na ethische toestemming verleend door het Deense ministerie van Voedsel en Landbouw (ref. nr. 2022-15-0201-01206).

1. Chirurgische ingreep

  1. Voorbereiding van dieren
    1. Bind een vrouwelijk volgroeid Göttingen minivarken minimaal 12 uur preoperatief.
    2. Bereid de operatietafel voor met alle steriele gebruiksvoorwerpen zoals hieronder beschreven.
    3. Voor volgroeide minivarkens van standaardformaat, verdooft u het dier door middel van intramusculaire injectie met 1,0-1,4 ml/10 kg met een oplossing van 125 mg zolazepam en 125 mg tiletamine gesuspendeerd in 1,25 ml ketamine (100 mg/ml), 6,25 ml xylazine (20 mg/ml), 1,25 ml methadon (10 mg/ml) en 2 ml butorfanol (10 mg/ml) (later sedatiemengsel genoemd).
    4. Voer visueel geleide endotracheale intubatie uit. Bevestig anesthesie door vitale functies en oog- en interdigitale reflextesten. Oogheelkundige zalf bilateraal aanbrengen.
    5. Installeer bilaterale ooraderkatheters en ondersteun anesthesie met propofol (10-15 mg/kg/uur) en fentanyl (5-15 mg/kg/uur).
    6. Breng een 8 Fr urinekatheter in en vul de blaas met 250 ml fysiologisch gematigde isotone zoutoplossing met behulp van een luer lock-spuit van de juiste grootte.
    7. Leg het varken in rugligging, ras en schrob de buik. Na nog twee rondes van huidreiniging met 70% ethanol, omlijst u het operatieveld met steriele drapering.
  2. Weefseloogst en implantatie van chirurgische steigers
    1. Voer een standaard laparotomie van de onderste middellijn uit met scalpel en cauterisatie, waarbij de huid, spieren en buikvlies worden verdeeld en trek de intraperitoneale urineblaas naar de wond.
    2. Voer profylactische hemostase uit op de voorste blaaswand en snijd een volledig wandsegment van 2cm2 weg, waarbij u een proximale opening van 1cm2 overlaat terwijl u de resterende blaaswand sluit met een snel resorbeerbare gevlochten lopende hechtdraad.
    3. Ontleed voorzichtig de slijmvlieslaag van het gereseceerde monster en hak een slijmvliesmonster van 2cm2 in microtransplantaten van 1 mm2 voor het inbedden van de steiger (hieronder beschreven in sectie 2).
    4. Na voltooiing van de steiger, anastomoseert u de buisvormige constructie naar de resterende opening op de voorste blaaswand met een langzaam resorbeerbare monofilament lopende hechtdraad.
    5. Gebruik een peritoneale flap van het pubovesicale ligament om de buisvormige steiger te repareren en plaats een intraluminale 14 Fr antegrade colonklysma (ACE) stop in de buisvormige steiger.
    6. Bind het distale uiteinde van de leiding aan met een langzaam resorbeerbare 4-0 monofilamenthechting om te voorkomen dat urine weglekt, en injecteer in totaal 250 ml steriele zoutoplossing met spuiten via de blaaskatheter om de anastomose doorgankelijkheid te bevestigen.
    7. Ontleed botweg een transfasciaal kanaal lateraal van de middellijn, 2-3 cm caudaal ten opzichte van de caudale borstklier aan de rechterkant, en plaats de buis in een onderhuidse zak. Fixeer de distale buis met twee transcutane niet-resorbeerbare monofilamenthechtingen om de locatie op huidniveau te markeren.
    8. Sluit de voorste spierfascia van de buikspier met een langzaam resorbeerbare monofilament lopende hechtdraad, pas de onderhuidse aan met een snel resorbeerbare gevlochten lopende hechting en sluit de huid met een niet-resorbeerbare monofilament lopende hechtdraad.
    9. Na het staken van de anesthesie, extubeert u het dier en observeert u het in de stallen totdat het volledig ambulant is en veilig kan drinken en eten.

2. Steiger constructie

  1. Voorbereiding van de composiet steiger
    1. Bereid voorafgaand aan de operatie (maximaal 2 uur) een vloeibare oplossing van rattenstaartcollageen type I zoals eerder beschreven17. Kortom, voeg 4:1 van 10x minimum essential medium (MEM) toe aan de collageenoplossing en benader de pH tot 7,4 met 1 M NaOH, en voeg ten slotte 1x MEM toe, met als doel een uiteindelijke collageenconcentratie van 1,64 mg/ml. Bewaar de oplossing in een steriele injectieflacon op ijs tot verder gebruik.
    2. Plaats na chirurgische weefselresectie en fijnhakken de slijmvliesdeeltjes (d.w.z. microtransplantaten) handmatig op een biologisch afbreekbaar gaas van 2 cm x 6 cm met een uitzettingssnelheid van 1:6 (bijv. een slijmvliesweefsel van 2 cm2 wordt uitgebreid tot een gaas van 12 cm2 ) met een pincet.
    3. Zet een steriele rechthoekige stalen mal van 1 cm x 3 cm x 6 cm (hoogte x breedte x lengte) op een steriele stalen plaat en plaats het gaas in de stalen mal met de micrografts naar boven gericht. Giet voorzichtig 20 ml van de collageenoplossing in de mal en zorg ervoor dat de micrografts niet van het gaas worden gespoeld. Breng het geheel over naar een steriele verwarmingskamer van 38 °C en laat vijf minuten stollen.
    4. Schuif de hydrogel na voldoende stolling op een nylon gaas dat op een geperforeerde stalen plaat rust en verwijder de mal voorzichtig.
    5. Verdrijf het water uit de hydrogel door een nylon gaas en vervolgens een stalen plaat op de gel te plaatsen en druk vervolgens passief samen met een gewicht van 120 g (in dit geval gelijk aan de stalen mal die wordt gebruikt voor het inbedden) dat gedurende 5 minuten op de stalen plaat wordt geplaatst.
    6. Rol de afgeplatte steiger na compressie rond een biologisch afbreekbare stent, micrografts gericht op de stent, van 5 cm x 0,6 cm (lengte x binnendiameter) en hecht de steiger in de lengterichting vast met een langzaam resorbeerbare monofilament lopende hechtdraad. De voltooide leiding is nu klaar voor chirurgische implantatie.

3. Postoperatieve behandeling

  1. Analgesie en antibioticaprofylaxe
    1. Dien buprenorfine (0,05-0,1 mg/kg/8 uur intraveneus) toe gedurende de eerste 3 dagen, meloxicam (0,4 mg/kg/dag intramusculair of oraal) gedurende de eerste 4 dagen, en trimethoprim (2,7 mg/kg/dag intramusculair of 4,2 mg/kg/dag oraal) en sulfadoxine (13,3 mg/kg/dag intramusculair of 20,8 mg/kg/dag oraal) gedurende de eerste 5 dagen. Dien de intramusculaire injecties postoperatief toe terwijl het dier nog onder narcose is.
    2. Huisvest de dieren in één huis om te voorkomen dat ze aan uitwendige aderkatheters en hechtmateriaal knabbelen. Zorg voor visueel contact met naburige minivarkens door plexiglas ramen en de mogelijkheid van snuitcontact tussen hokken. Zorg dagelijks voor vers stro en hooi, evenals speelgoed en watervoorziening ad libitum en voer tweemaal daags.
    3. Monitor de dieren dagelijks op natuurlijk gedrag, eetgewoonten, urine- en ontlastingsproductie en meet wekelijks het lichaamsgewicht.
    4. Aan het einde van de observatieperiode (6 weken) verdoezelt u de dieren met 1-1,4 ml/10 kg intramusculaire injectie van het sedatiemengsel en beëindigt u het dier met een dodelijke pentobarbital-injectie (100 mg/kg intraveneus).

4. Postmortem beoordelingen

  1. Grove anatomie
    1. Ontleed na beëindiging de distale leiding ter hoogte van de huid en verwijder de ACE-stop. Sluit de urethra af met een plastic klem en injecteer 250 ml van een 1:20 contrastoplossing van iohexol in isotone zoutoplossing via de distale leidingopening met behulp van een katheter.
    2. Beoordeel het dier met een computertomografiescanner met 64 plakjes. Visualiseer afbeeldingen met behulp van multiplanaire reconstructie en analyseer alle afbeeldingen met behulp van medische beeldverwerkingssoftware.
    3. Voer een endoscopisch onderzoek uit van de blaas en de leiding lumina met een flexibele cystoscoop van 16,2 Fr via de natuurlijke urethra.
    4. Resectie de leiding en bloc terwijl u eventuele grove anatomische bevindingen zorgvuldig evalueert. Verwijder bovendien volwandige blaasbiopten met een marge van 2 cm ten opzichte van de conduitanastomose en verwerk op een vergelijkbare manier voor referentiewaarden.
  2. Histologische verwerking
    1. Fixeer het weggesneden monster gedurende 24 uur in 10% formaline.
    2. Verdeel de leiding orthogonaal met een scalpel in afzonderlijke secties van gelijke grootte van proximale, mediale en distale leidingsegmenten. Dehydrateer de monsters met toenemende ethanolconcentraties en veranker ze in paraffine voordat ze in microtoom worden gesneden.
    3. Kleuring van 5 μm coupes met hematoxyline en eosine (H&E) en pancytokeratine CK-AE en scan met een digitale histologieglaasjesscanner.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In deze studie wordt in vivo urotheelweefselexpansie bereikt in een buisvormige steiger op basis van collageen. Door de steiger in te bedden met autologe weefseldeeltjes, die perioperatief worden geoogst en verwerkt, maakt de procedure een eenfasige implantatie van de steiger mogelijk zonder dat een gelijktijdige immunosuppressieve behandeling postoperatief nodig is. Chirurgische behandeling wordt mogelijk gemaakt door de steiger te versterken met een biologisch afbreekbaar gaas en stent (Figuur 1). Na 6 weken observatie vertoonde de macroscopische weefselevaluatie geen tekenen van afstoting of infectie van de gastheer, en de buisvormige steiger is open en onbelemmerd (Figuur 2). Uit histologische evaluaties blijkt dat een gestratificeerd luminaal epitheel van urotheeloorsprong de hele steiger bedekt, en restanten van de versterkende biomaterialen zijn na 6 weken nog steeds zichtbaar (figuur 3).

figure-results-1
Figuur 1: Steigerbouw en implantatie. Het blaasweefsel wordt perioperatief ontleed (linksboven). De gehakte mucosale micrografts worden geëxpandeerd op een chirurgisch gaas (midden boven) en ingebed in gestold collageen (rechtsboven). Het collageen is samengeperst om water te verdrijven en er is een stent gemaakt (linksonder). De steiger wordt rond de stent gebuisd en er wordt een ACE-stop in de stent geplaatst (midden onder). De blaas is gedeeltelijk gesloten en het construct wordt uiteindelijk in de blaas opgenomen op de oorspronkelijke plaats van weefselexcisie (rechtsonder). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Macroscopische evaluatie van de steiger. Na 6 weken wordt het dier geëuthanaseerd en wordt het schavot (pijl) op huidniveau (linksboven) ontleed. De blaas wordt gevuld met contrast (geel) en er wordt een CT-scan uitgevoerd om de leiding (pijl) te evalueren op doorgankelijkheid en tekenen van vernauwingsvorming (rechtsboven). Een cystoscopie wordt uitgevoerd via de urethra om de blaas en de anastomose (pijl) na 6 weken te evalueren (linksonder). De leiding wordt nogmaals getest op doorgankelijkheid door een katheter (pijl) via de externe opening in de blaas (rechtsonder) in te brengen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Microscopische evaluatie van de steiger. De gereseceerde buis wordt gefixeerd en orthogonale transversale secties worden uitgevoerd om de buis in proximaal-distale richting te evalueren. Na 6 weken wordt het leidinglumen (1) geëvalueerd om de epithelisatie te bevestigen (vergrote bovenkant). Restanten van de biologisch afbreekbare stent (2) en gaasmaterialen (vergrote bodem) zijn op dit moment nog zichtbaar. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol presenteert een eenvoudige en laagdrempelige techniek voor toekomstige reconstructieve operaties. Een veelvoorkomend nadeel bij weefselmanipulatie, waaronder autologe celexpansie, zijn de dure en substantiële voorbereidende stappen die nodig zijn voor chirurgische implantatie. Autologe microtransplantatie kan veel van deze stappen vereenvoudigen en mogelijk procedures in één fase mogelijk maken. Door complexe histologische entiteiten automatisch te transplanteren, wordt pro-regeneratieve paracriene signalering geïnduceerd18. In eerdere studies hebben we ervaren dat micrografts alleen kwetsbaar zijn voor de fysieke omgeving, tenzij ze op de juiste manier aan een steiger zijn bevestigd15,19. Collageen is in vitro bestudeerd als een levensvatbare omgeving voor weefselexpansie en werd voor ons doel gekozen vanwege de gunstige biocompatibiliteit en commerciële beschikbaarheid. De hier gepresenteerde composietsteiger is eerder geoptimaliseerd tijdens in vitro experimenten waarbij variaties in de inbedding van microtransplantaten en collageenconcentratieswerden geëvalueerd 20,21,22. Voorafgaand aan in vivo tests zijn de eigenschappen van de steiger met betrekking tot permeabiliteit, biomechanica en degradatie in vitro geëvalueerd 20. Bovendien werd de in vivo weefselexpansie op basis van steigers eerder gevalideerd in knaagdier- en konijnenmodellen21,22.

Het chirurgische model werd gekozen om een buisvormige versie van de steiger te evalueren, waarbij de klinische setting van een urineomleiding voor neurogene blaasdisfunctie bij pediatrische of adolescente patiënten wordt nagebootst. De kritieke stappen omvatten de exacte dissectie van de mucosale microtransplantaten en het handhaven van een vochtige omgeving vanaf het moment van resectie tot de inbedding van de steiger. Een andere cruciale stap is de juiste stolling van hydrogel; Zorgvuldig pipetteren van het collageen zorgt ervoor dat er geen luchtbellen in de gel worden gevormd, en de juiste temperatuurinstellingen en componentoplossingen zorgen ervoor dat de gel goed stolt. Het niet verkrijgen van een gestolde gel verhoogt het risico op collageendelaminatie en loslating van microtransplantaten. Voor het chirurgische deel is een zorgvuldige behandeling tijdens de implantatie van cruciaal belang om beschadiging van de microtransplantaten als gevolg van mechanisch trauma of dissociatie te voorkomen. Voordat de buik wordt gesloten, moet de doorgankelijkheid van vocht zorgvuldig worden aangepakt door de blaas met vloeistof te insuffigen.

Beperkingen van de techniek zijn onder meer de dikte van de steiger, die intuïtief bovengrenzen heeft met betrekking tot de diffusie van voedingsstoffen uit de externe omgeving naar de microtransplantaten. Aan de andere kant kan een vermindering van de steigerdikte leiden tot een ongepast hoge permeabiliteit en urineverlies. Onze huidige samenstelling is gebaseerd op eerdere in vitro beoordelingen, waarbij celregeneratie in variërende collageenconcentraties werd vergeleken20. Microtransplantatie van autologe weefsels is ook afhankelijk van gezond transplantaatweefsel, waardoor de huidige procedure ongeschikt is voor kwaadaardige ziekten waarbij het risico op hertransplantatie van kanker niet goed kan worden uitgesloten23; Desalniettemin is de huidige techniek ontworpen voor gevallen met functionele mictiebeperkingen waarbij dit niet als een risico wordt beschouwd. Hoewel het model verschillende stappen uit de klinische setting nabootst (d.w.z. de appendicovesicostomieprocedure), maakt dit experiment geen gebruik van een volledig functionele stoma voor urineomleiding, aangezien de leiding distaal wordt afgebonden. Aangezien klinische complicaties levenslang kunnen optreden, kan een observatieperiode van 6 weken beperkte kennis opleveren over specifieke resultaten van vernauwingen en continentie. Daarom kan een extra follow-up van 6 maanden aan het onderzoek worden toegevoegd na anastomose van de genezen leiding naar huidniveau.

Het perspectief van deze techniek heeft betrekking op het eenvoudige ontwerp, waardoor universele toepassingen mogelijk zijn in het geval dat het microtransplantaatweefsel-oorsprong en ondersteunend biomateriaal wordt vervangen door andere relevante alternatieven. Deze componenten kunnen worden aangepast aan orgaanspecifieke doeleinden met betrekking tot de sterkte, elasticiteit en biologische afbraak van de steiger. Ten slotte zorgen de toegankelijke en goedkope kosten voor reproduceerbaarheid en een bredere vertaling van de techniek.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs willen graag het personeel van de afdeling Experimentele Geneeskunde (AEM), Universiteit van Kopenhagen, bedanken voor hun hulp bij het plannen en uitvoeren van dieroperaties en veehouderij, en ELLA-CS, s.r.o, Hradec Kralove, Tsjechië, voor het leveren van op maat gemaakte biologisch afbreekbare stents die in het onderzoek zijn gebruikt. Financiële steun werd verleend door de Zweedse Vereniging voor Medisch Onderzoek, de Promobilia Foundation, de Rydbeck Foundation, de Samariten Foundation, de Foundation for Pediatric Health Care, de Foundation Frimurare Barnhuset in Stockholm en de Novo Nordisk Foundation (NNFSA170030576).

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
10x MEMGibco, Thermo Fisher Scientific, Waltham, US2517592Collageen voorbereiding
1x MEMGibco, Thermo Fisher Scientific, Waltham, US2508924Collageen voorbereiding
Ambu aScope 4 CystoAmbu A/S, Ballerup, DK1000682507Cystoscope
Aquaflush ACE stopperAbena, Taastrup, DKACE12/220501ACE stopper
Borgal vet inj opl 200 + 40 mg/mLCeva Animal Health A/S510460Sulfonamide/Trimethoprim
Bupaq multidose vet 0.3 mg/mLSalfarm Danmark A/S, DK502763Buprenorfine
Butomidor vet inj 10 mg/mLSalfarm Danmark A/S, DK531943Butorfanol
Comfortan vet inj 10 mg/mLDechra Veterinary Products A/S, DK492312Metadon
Ethilon suture 3-0Ethicon, Johnson & Johnson, New Brunswick, USSGBCXVMonofilament niet-resorbeerbaar
Fentanyl inj 50 µg/mL(hamel)Hameln Pharma ApS, DK432520Fentanyl
Ketador vet inj 100 mg/mLSalfarm Danmark A/S, DK115727Ketamine
Metacam inj 20 mg/mL t.cattle/pig/horseBoehringer Ingelheim Animal, DE6443Meloxicam
Metacam orale suspensie 15 mg/mL varkensBoehringer Ingelheim Animal, DE482780Meloxicam
OmnipaqueGF Healthcare, Oslo, NO16173849Contrast voor CT
Pancytokeratin CK-AEDAKO Agilent, USGA053Clone AE1/AE3
PDS suture 3-0Ethicon, Johnson & Johnson, New Brunswick, USSEMMTQMonofilament langzaam resorbeerbaar
Prolene suture 4-0Ethicon, Johnson & Johnson, New Brunswick, USPGH187Monofilament niet-resorbeerbaar
Propolipid t.inj/inf 10 mg/mLFresenius Kabi, DK21636Propofol
Rat-tail collageen type IFirst Link Ltd, Wolverhampton, UK60-30-8102,06 mg/mL eiwit in 0,6% azijnzuur
Suprim vet  20 + 100 mg (Oplossing voor gebruik in drinkwater)Dechra Veterinary Products A/S, DK33661Sulfonamide/Trimethoprim
SX-ELLA Degradeerbare biliary DV stentELLA-CS, Trebes, CZS23000056-01ø 6 mm x 60 mm
Vicryl meshEthicon, Johnson & Johnson, New Brunswick, USVM1208Mesh
Vicryl suture 4-0Ethicon, Johnson & Johnson, New Brunswick, USSMBDGDR0Gevlochten snel resorbeerbaar
Xysol vet inj 20 mg/mLScanVet Animal Health A/S, DK54899Xylazine
Zoletil 50 vet plv/sol t.inj 25 + 25 mg/mLVirbac Danmark A/S, DK568527Tiletamin en Zolazepam

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Surer, I., Ferrer, F. A., Baker, L. A., Gearhart, J. P. Continent urinary diversion and the exstrophy-epispadias complex. J Urol. 169 (3), 1102-1105 (2003).
  2. Cranidis, A., Nestoridis, G. Bladder augmentation. Int Urogynecol J Pelvic Floor Dysfunct. 11 (1), 33-40 (2000).
  3. Atala, A., Bauer, S. B., Hendren, W. H., Retik, A. B. The effect of gastric augmentation on bladder function. J Urol. 149 (5), 1099-1102 (1993).
  4. Husmann, D. A. Mortality following augmentation cystoplasty: A transitional urologist's viewpoint. J Pediatr Urol. 13 (4), 358-364 (2017).
  5. Mitrofanoff, P. Trans-appendicular continent cystostomy in the management of the neurogenic bladder. Chir Pediatr. 21 (4), 297-305 (1980).
  6. Leslie, B., Lorenzo, A. J., Moore, K., Farhat, W. A., Bägli, D. J., Pippi Salle, J. L. Long-term followup and time to event outcome analysis of continent catheterizable channels. J Urol. 185 (6), 2298-2302 (2011).
  7. Horst, M., Eberli, D., Gobet, R., Salemi, S. Tissue engineering in pediatric bladder reconstruction-The road to success. Front Pediatr. 7, 91(2019).
  8. Ajalloueian, F., Lemon, G., Hilborn, J., Chronakis, I. S., Fossum, M. Bladder biomechanics and the use of scaffolds for regenerative medicine in the urinary bladder. Nat Rev Uro. 15 (3), 155-174 (2018).
  9. Dorin, R. P., Pohl, H. G., De Filippo, R. E., Yoo, J. J., Atala, A. Tubularized urethral replacement with unseeded matrices: what is the maximum distance for normal tissue regeneration. World J Uro. 26 (4), 323-326 (2008).
  10. El Kassaby, A. W., AbouShwareb, T., Atala, A. Randomized comparative study between buccal mucosal and acellular bladder matrix grafts in complex anterior urethral strictures. J Urol. 179 (4), 1432-1436 (2008).
  11. Casarin, M., et al. Porcine small intestinal submucosa (SIS) as a suitable scaffold for the creation of a tissue-engineered urinary conduit: Decellularization, biomechanical and biocompatibility characterization using new approaches. Int J Mol Sci. 23 (5), 2826(2022).
  12. Casarin, M., et al. A novel hybrid membrane for urinary conduit substitutes based on small intestinal submucosa coupled with two synthetic polymers. J Funct Biomater. 13 (4), 222(2022).
  13. Drewa, T. The artificial conduit for urinary diversion in rats: a preliminary study. Transplant Proc. 39 (5), 1647-1651 (2007).
  14. Liao, W., et al. Tissue-engineered tubular graft for urinary diversion after radical cystectomy in rabbits. J Surg Res. 182 (2), 185-191 (2013).
  15. Reinfeldt Engberg, G., Lundberg, J., Chamorro, C. I., Nordenskjöld, A., Fossum, M. Transplantation of autologous minced bladder mucosa for a one-step reconstruction of a tissue engineered bladder conduit. Biomed Res Int. 2013, 212734(2013).
  16. Ajalloueian, F., Nikogeorgos, N., Ajalloueian, A., Fossum, M., Lee, S., Chronakis, I. S. Compressed collagen constructs with optimized mechanical properties and cell interactions for tissue engineering applications. Int J Biol Macromol. 108, 158-166 (2018).
  17. Chamorro, C. I., Zeiai, S., Engberg, G. R., Fossum, M. Minced tissue in compressed collagen: A cell-containing biotransplant for single-staged reconstructive repair. J Vis Exp. (108), e53061(2016).
  18. Juul, N., et al. Insights into cellular behavior and micromolecular communication in urothelial micrografts. Sci Rep. 13 (1), 13589(2023).
  19. Reinfeldt Engberg, G., Chamorro, C. I., Nordenskjöld, A., Fossum, M. Expansion of submucosal bladder wall tissue in vitro and in vivo. Biomed Res Int. 2016, 5415012(2016).
  20. Juul, N., Ajalloueian, F., Willacy, O., Chamorro, C. I., Fossum, M. Advancing autologous urothelial micrografting and composite tubular grafts for future single-staged urogenital reconstructions. Sci Rep. 13 (1), 15584(2023).
  21. Willacy, O., Juul, N., Taouzlak, L., Chamorro, C. I., Ajallouiean, F., Fossum, M. A perioperative layered autologous tissue expansion graft for hollow organ repair. Heliyon. 10 (3), e25275(2024).
  22. Chamorro, C. I., et al. Exploring the concept of in vivo guided tissue engineering by a single-stage surgical procedure in a rodent model. Int J Mol Sci. 23 (20), 12703(2022).
  23. Casarin, M., Morlacco, A., Dal Moro, F. Bladder substitution: The role of tissue engineering and biomaterials. Process. 9 (9), 1643(2021).

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Collageenscaffoldurinaire diverticulisatieminivarkensmodelautologe weefseltransplantatentubulair scaffoldurotheelreconstructiescaffoldimplantatieblaaswandanastomosehistologische evaluatie

Gerelateerde artikelen