Methodenartikel

Ontwikkeling van een ongecompliceerd model voor licht traumatisch hersenletsel, gemodificeerd door middel van een gewichtsverliesmethode en aangetoond door magnetische resonantiebeeldvorming

1.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67011

⸱

11 april 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Imaging and Radiological Sciences, National Yang Ming Chiao Tung University, 2Department of Medical Imaging and Radiological Sciences, College of Medicine, Chang Gung University, 3Department of Medical Imaging and Intervention, Chang Gung Memorial Hospital at Linkou

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol om een diermodel voor letsel aan het hoofd op te stellen dat de neuroimage-uitkomst van ongecompliceerd licht traumatisch hersenletsel repliceert met de behouden hersenstructuur in de acute fase en langdurige hersenatrofie. Longitudinale magnetische resonantie beeldvorming is de primaire methode die wordt gebruikt voor bewijs.

Samenvatting

Licht traumatisch hersenletsel (mTBI), bekend als hersenschudding, is verantwoordelijk voor meer dan 85% van het hersenletsel wereldwijd. Met name ongecompliceerde mTBI die negatieve bevindingen vertoont in routinematige klinische beeldvorming in de acute fase, belemmert vroege en passende zorg bij deze patiënten. Het is erkend dat verschillende impactparameters de progressie van latere neuropsychologische symptomen na mTBI kunnen beïnvloeden en zelfs versnellen. De associatie van impactparameters tijdens een hersenschudding met de uitkomst is echter niet uitgebreid onderzocht. In de huidige studie werd een diermodel met closed-head injury (CHI) aangepast van het paradigma van gewichtsverliesblessures beschreven en in detail gedemonstreerd. Volwassen mannelijke Sprague-Dawley-ratten (n = 20) werden willekeurig toegewezen aan CHI-groepen met verschillende impactparameters (n = 4 per groep). Longitudinale MR-beeldvormingsonderzoeken, waaronder T2-gewogen beeldvorming en diffusietensorbeeldvorming, en sequentiële gedragsbeoordelingen, zoals gemodificeerde neurologische ernstscore (mNSS) en de bundellooptest, werden uitgevoerd gedurende een onderzoeksperiode van 50 dagen. Immunohistochemische kleuring voor astrogliose werd uitgevoerd op dag 50 na het letsel. Slechtere gedragsprestaties werden waargenomen bij dieren na repetitieve CHI in vergelijking met de enkelvoudige verwondings- en schijngroep. Door gebruik te maken van longitudinale magnetische resonantiebeeldvorming (MRI) werd 24 uur na het letsel geen significante hersenkneuzing waargenomen. Desalniettemin werden corticale atrofie en verandering van corticale fractionele anisotropie (FA) aangetoond op dag 50 na het letsel, wat wijst op de succesvolle replicatie van klinisch ongecompliceerd mTBI. Het belangrijkste was dat veranderingen in neurologische gedragsuitkomsten en beeldkenmerken die werden waargenomen na mTBI afhankelijk waren van het impactnummer, intervallen tussen verwondingen en de geselecteerde impactplaats bij de dieren. Dit in vivo mTBI-model in combinatie met preklinische MRI biedt een middel om hersenletsel op de schaal van het hele brein te onderzoeken. Het maakt ook het onderzoek mogelijk van beeldvormende biomarkers die gevoelig zijn voor mTBI met verschillende impactparameters en ernstniveaus.

Inleiding

Licht traumatisch hersenletsel (mTBI) wordt voornamelijk waargenomen bij atleten die zich bezighouden met contactsporten, militaire veteranen en personen die betrokken zijn bij verkeersongevallen1. Het is goed voor meer dan 85% van alle gemelde hoofdletsels2. De uitgebreide etiologie van mTBI en de toenemende wereldwijde incidentie ervan onderstrepen de opname van mTBI als een voorlopige omgevingsrisicofactor voor neurodegeneratieve ziekten met late aanvang3. Ongecompliceerde milde TBI wordt gekenmerkt door een Glasgow Coma Score (GCS) van 13-15, waarbij geen structurele afwijkingen worden waargenomen bij computertomografie (CT) of magnetische resonantiebeeldvorming (MRI)-scans. Veel voorkomende symptomen die patiënten met ongecompliceerde mTBI ervaren, zijn hoofdpijn, duizeligheid, misselijkheid of braken en vermoeidheid. Longitudinale beoordeling van uitkomsten na ongecompliceerde mTBI brengt echter aanzienlijke uitdagingen met zich mee vanwege het hoge uitvalpercentage bij patiënten4.

De bezorgdheid over repetitieve mTBI is toegenomen, met name binnen de professionele atletengemeenschap van de National Football League (NFL), waardoor het bewustzijn onder niet-professionele atleten is toegenomen5. Aangenomen wordt dat de kwetsbaarheid van de hersenen toeneemt na de eerste mTBI, waarbij daaropvolgende beledigingen de letselresultaten mogelijk verergeren. Recente bevindingen van het grootste gedoneerde hersencohort van voetballers impliceerden niet alleen eerdere voetbaldeelname aan de ernst van chronische traumatische encefalopathie (CTE), maar suggereerden ook een verband tussen verschillende voetbalgerelateerde factoren en het risico en de ernst van CTE6. Vandaar dat de bezorgdheid over de invloed van het aantal hersenschuddingen en het repetitieve regime op de uitkomsten van blessures toeneemt. Preklinisch onderzoek heeft neuropathologische veranderingen, neuro-inflammatoire cascade en neuropsychologische stoornissen na repetitieve mTBI onderzocht door gebruik te maken van verschillende modellen voor gesloten hoofdletsel (CHI) 7,8,9,10,11,12,13,14 . Het onderzoek naar impactparameters op het ongecompliceerde mTBI-model, dat sportgerelateerde herhaalde hersenschudding-botsingen met het hoofd kan nabootsen, resulterend in functionele beperkingen in de acute fase en hersenatrofie in de chronische fase, is echter niet goed onderzocht.

Diffusietensorbeeldvorming (DTI), een techniek die de diffusie van watermoleculen beoordeelt, wordt vaak gebruikt in onderzoeken naar de effecten van mTBI. Fractionele anisotropie (FA), een belangrijke metriek afgeleid van DTI, kwantificeert de mate van coherentie van waterdiffusie en geeft informatie over de structurele organisatie van axonen en zenuwvezelbundels. Verstoring van FA-waarden in de witte stof (WM) is voorgesteld na mTBI in verschillende modellen 8,10,11,15,16,17. Bovendien veranderden axiale diffusie (AD) en radiale diffusiviteit (RD), die de integriteit van axonale en myeline aangeven, na mTBI in preklinische studies 10,15,16,18,19,20. Discrepanties in DTI-bevindingen tussen eerdere onderzoeken zijn echter waarschijnlijk te wijten aan variaties in de ernst van mTBI, verschillen in impactparameters, diverse mTBI-modellen en inconsistente follow-uptijdstippen na letsel9.

Het huidige protocoldocument heeft dus tot doel een diermodel van mTBI op te stellen dat is ontworpen om de cumulatieve effecten van enkelvoudige en repetitieve mTBI te evalueren. We hebben uitgebreide en longitudinale beoordelingen opgenomen, waaronder evaluaties van dierenwelzijn, gedragsresultaten, DTI-parameters en corticaal volume, om dynamische veranderingen na een verwonding vast te leggen en de effecten van verschillende impactparameters te onderzoeken. Door zowel acute functionele beperkingen als microstructurele veranderingen op de lange termijn aan te tonen, repliceert dit model effectief de belangrijkste kenmerken van ongecompliceerde mTBI die in eerdere dierstudies niet volledig werden behandeld. Hier hebben we een gedetailleerd protocol opgesteld voor het ontwikkelen van een ongecompliceerd mTBI-model met behulp van een aangepaste closed-head weight-drop-methode 8,11 en het uitvoeren van longitudinale beoordeling na mTBI.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het onderzoek is uitgevoerd in overeenstemming met de aanbevelingen van de National Institutes of Health Guidelines for Animal Research (Guide for the Care and Use of Laboratory Animals) en de Animal Research: Reporting In Vivo Experiments guidelines. Alle dierproeven zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de National Yang Ming Chiao Tung University. Twintig dieren werden willekeurig toegewezen aan 5 groepen (n = 4 per groep): (i) enkelvoudige inslag op de sensomotorische cortex (SMCx/enkelvoudig), (ii) dubbele inslagen op SMCx met het interval van 1 uur (SMCx/2 treffers/1 uur), (iii) dubbele inslagen op SMCx met het interval van 10 minuten (SMCx/2 treffers/10 min), (iv) dubbele inslagen op de centrale hersenen met het interval van 1 uur (Centraal/2 treffers/1 uur), en (v) de schijngroep met alleen een operatie, maar niet rechtstreeks op het hoofd, voor longitudinale uitkomstbeoordeling (Figuur 1). Merk op dat de intervallen tussen blessures die voor dit onderzoek zijn geselecteerd (intervallen van 1 uur versus 10 minuten) zijn ontworpen om de repetitieve subhersenschudding na te bootsen 8,10,11,13,21, die tot duizend keer kan zijn binnen een enkel seizoen, ervaren door de atleten die contactsporten beoefenen22,23.

1. Inductie van gesloten hoofdletsel (CHI)

OPMERKING: Volwassen mannelijke Sprague-Dawley-ratten van 10 tot 12 weken en met een gewicht van meer dan 250 g worden gehuisvest onder een licht/donkercyclus van 12/12 uur met ad libitum toegang tot voedsel en water.

  1. Plaats de rat in een kleine inductiekamer en verdoof deze met een mengsel van isofluraan (5%) en medische lucht (2,5-3 L/min). Haal de rat uit de kamer totdat hij niet meer reageert op een beknelling van een poot of staart.
  2. Plaats de rat op het verwarmingskussen.
    OPMERKING: Zet het verwarmingskussen tijdens de operatie aan om de lichaamstemperatuur van de ratten op peil te houden.
  3. Breng de rat op een stereotactisch frame en zet hem vast met een tandstang. Dien isofluraan toe in een dosis van 2% met behulp van de aangesloten neuskegel met medische lucht in een debiet van 1,5-2 l/min voor onderhoud tijdens de operatie.
  4. Plaats de oorstangen. Zorg ervoor dat de rat gecentreerd en symmetrisch op het stereotactische frame staat.
    OPMERKING: Alle chirurgische ingrepen moeten onder aseptische omstandigheden worden uitgevoerd. De instrumenten werden vóór de operatie gesteriliseerd met behulp van een stoomautoclaaf en hun uiteinden werden tijdens de procedure bovendien gesteriliseerd met een kralensterilisator. Om besmetting te voorkomen, werd een chirurgisch laken over het dier geplaatst. De chirurg droeg een pet om zijn haar te bedekken, een masker om zijn gezicht te bedekken en was tijdensde procedure uitgerust met een laboratoriumjas en chirurgische handschoenen.
  5. Plaats de sensor van de pulsoximeter op de achterpoot van het dier om de ademhalingsfrequentie, hartslag, het zuurstofgehalte in het bloed en de lichaamstemperatuur van het dier te controleren.
  6. Injecteer 1 ml/kg lichaamsgewicht lidocaïne (20 mg/ml) subcutaan in de nek van de rat als pijnstiller.
  7. Breng ontharingscrème aan op de kop van het dier en wacht 3 minuten. Veeg de crème uit met 70% isopropylalcoholdoekjes.
  8. Reinig het geschoren gebied meerdere keren met een steriel wattenstaafje gedrenkt in jodium. Verwijder de jodiumresten met een wattenstaafje gedrenkt in 70% ethanol.
  9. Maak een incisie in de middellijn van ongeveer 2-2,5 cm lang in de geschoren huid met behulp van een steriel chirurgisch mesje om toegang te krijgen tot het oppervlak van de schedel.
  10. Verwijder het weefsel op het bot met een wattenschijfje om de schedel bloot te leggen. Reinig het schedeloppervlak met een wattenstaafje gedrenkt in 0,9% zoutoplossing en maak het vervolgens schoon met een droog wattenschijfje.
    OPMERKING: De schedelhechtingen en zowel bregma als lambda kunnen nu gemakkelijk worden geïdentificeerd.
  11. Identificeer de bregma als referentiepunt om het impactgebied verder te achterhalen op basis van de coördinaat.
    OPMERKING: In dit protocol worden twee sets coördinaten gebruikt voor CHI-inductie: (-2,5,-2,0) (2,5 mm lateraal 2,0 mm achter de bregma) bovenop de sensomotorische cortex (SMCx), evenals (0,-3,0) bovenop de centrale hersenen (centraal).
  12. Identificeer de gekozen coördinaten op het schedeloppervlak en cementeer een ronde roestvrijstalen helm (10 mm diameter en 1 mm dikte) over het aangewezen gebied met tandcement. Verwijder het verwarmingskussen en de pulsoximeter.
  13. Verplaats het stereotactische apparaat en de rat op de heftafel (14 cm lang, 8 cm breed en 6,15 cm diep) onder het CHI-impactor.
  14. Til het lichaam van de rat op met een schuimspons (19 cm lang, 10 cm breed en 4 cm diep, met een dichtheid van 18 kg/m3).
  15. Verwijder de rat uit de oorstangen van het stereotactische frame. Houd de rat stil op de tandstang die is verbonden met de neuskegel en lever 2% isofluraan af. Zorg ervoor dat het hoofd en het lichaam op gelijke hoogte zijn uitgelijnd in de rostrale-caudale richting.
  16. Pas de heftafel aan om ervoor te zorgen dat er geen ruimte is tussen de CHI-impactor en de helm. Schakel isofluraan 5 s vlak voor de botsing uit.
    OPMERKING: Om de oprichtreflex als gevolg van hersenletsel te specificeren, werd tijdelijke stopzetting van isofluraan uitgevoerd25.
  17. Laat een messing van 600 g vanaf een hoogte van 1 m door een roestvrijstalen buis (1 m hoogte met een binnendiameter van 20 mm voor het vrijmaken van een kolom van roestvrijstalen messing gewichten) op het beveiligde botslichaam vallen met een ronde punt gericht op de metalen helm.
    OPMERKING: Dieren in de schijngroep ondervonden geen impact, omdat de koperen druppel werd losgelaten zonder contact te maken met de helm op het hoofd van de rat.
  18. Laat de heftafel zakken. Haal de rat uit het stereotactische frame en plaats de rat in rugligging op een verwarmingskussen.
  19. Noteer de tijd van de oprichtreflex, d.w.z. de tijd waarop het dier probeert over te schakelen van de rugligging naar de buikligging26,27.
    OPMERKING: De dieren die werden onderworpen aan de repetitieve CHI werden 3 minuten voor de2e botsing opnieuw verdoofd. Voor de dieren in de SMCx/double/10 min-groep die niet op tijd terugdraaiden naar de buikligging, werd de overeenkomstige tijd van de oprichtreflex geregistreerd als 420 s.
  20. Verdoof de rat na de opname van de oprichtreflex opnieuw met isofluraan volgens stap 1.1.
  21. Immobiliseer de rat met het stereotactische frame met behulp van stap 1.2.
    OPMERKING: Nadat u de stabiliteit van de helm bovenop de stull hebt bevestigd, herhaalt u stap 1.13-1.17 opnieuw om de 2ebotsing uit te voeren.
  22. Zet de helm af. Verwijder al het bindweefsel en cement bovenop de schedel.
  23. Bedek de schedel met het tandcement en laat het drogen. Controleer of het tandcement stijf en hard is met behulp van de pincetachterkant.
    OPMERKING: Het tandcement werd bovenop de schedel aangebracht om gevoeligheidsartefacten te elimineren die worden veroorzaakt door schedel-lucht- of schedel-bloedinterfaces tussen de schedel en de hoofdhuid na de operatie.
  24. Sluit de incisie met behulp van 4-0 nylon chirurgische hechtingen met 4-5 onafhankelijke knopen.
    OPMERKING: De wond is ongeveer 2-2,5 cm lang. Zorg ervoor dat de chirurgische hechtingen geen capillaire werking hebben en gemaakt zijn van zijde of nylon materiaal. Hecht de incisie niet met één enkele knoop om te voorkomen dat de wond opengaat door aan het dier te krabben.
  25. Breng topische antibiotica (Dermanest-crème) aan op de operatieplaats om infecties te voorkomen.
  26. Injecteer 1 ml/kg lichaamsgewicht carprofen (50 mg/ml) subcutaan in de nek als de pijnstillers na de operatie.
  27. Plaats de rat in een schone kooi op een verwarmingskussen totdat hij weer bij bewustzijn komt. Zodra de rat rechtop zit, breng je hem terug naar de thuiskooi.
  28. Oraal: 5 ml paracetamol (24 mg/ml) gemengd in 200 ml water dagelijks aan het dier toedienen als pijnstiller gedurende 3 opeenvolgende dagen na de operatie.

2. Magnetische resonantie beeldvorming (MRI)

OPMERKING: T2-gewogen beeldvorming en diffusie-tensorbeeldvorming worden uitgevoerd met behulp van een sequentieel PET/MR 7T-systeem vóór CHI, evenals op 1 en 50 dagen na het letsel (Figuur 1). Binnen 1 week vóór de CHI-procedure werd een baseline-MRI uitgevoerd. Voor de evaluaties op 1 en 50 dagen na CHI werden de gedragsassessments in de ochtend uitgevoerd, gevolgd door MRI-scans in de middag op dezelfde dag.

  1. Verdoof de rat in een kleine inductiekamer gevuld met een mengsel van isofluraan (5%) en medische lucht (2,5-3 l/min).
  2. Zodra de rat niet meer reageert op een beknelde poot of staart, schort u de anesthesie tijdelijk op wanneer deze wordt overgebracht naar de dierenwieg in buikligging met het hoofd naar voren.
  3. Plaats de rat in de hoofdhouder die is verbonden met een neuskegel en lever 2% isofluraan met medische lucht met een debiet van 1,5-2 l/min voor onderhoud tijdens de beeldacquisitie.
  4. Fixeer de kop met een klein stukje tape om beweging tijdens het scannen te voorkomen.
    OPMERKING: Breng wat tandpasta aan op het hoofd van de rat op de eerste dag na CHI om magnetische vatbaarheidsartefacten als gevolg van het verwijderen van de hoofdhuid te voorkomen 28,29.
  5. Plaats een drukkussen onder de borstkas van de rat om de ademhaling te controleren. Plak de oximeterclips aan de achterpoot om de hartslag te controleren.
  6. Plaats de rectale sonde om de rectale temperatuur te meten. Bedek de rat tijdens het experiment met een verwarmingsdeken met circulerend warm water en tissuefolie om de lichaamstemperatuur op peil te houden.
    OPMERKING: Houd tijdens het experiment de fysiologische omstandigheden in de gaten, waaronder hartslag, ademhalingsfrequentie en rectale temperatuur. Controleer voor het scannen alle fysiologische signalen van de rat om de kwaliteit van de monitor van de vitale functies te garanderen.
  7. Gebruik het laserpositioneringssysteem van de PET/MR-scanner om het midden van de kop te markeren voor nauwkeurige uitlijning.
  8. Verplaats het dier automatisch in de MRI-boring met behulp van het gemotoriseerde dierentransportsysteem totdat het midden van het hoofd is uitgelijnd met het iso-midden van de scanner.
    OPMERKING: Het gemotoriseerde diertransportsysteem dat in het PET/MR-systeem is geïntegreerd, zorgt voor een nauwkeurige positionering van de dieren en stroomlijnt de workflow bij de overgang tussen beeldvormingsmodaliteiten.
  9. Verkrijg MRI-sequentie.
    1. Voer de eerste lokalisatie en algehele aanpassing uit.
    2. Gebruik de middelste sagittale plak en lijn de 8eschijf vanaf de voorste uit met de decussatie van de voorste commissuur.
      OPMERKING: De coronale plakjes staan loodrecht op het horizontale vlak dat wordt bepaald door de lijn die de voorste commissuur en de basis van het cerebellum verbindt, overeenkomend met een hoek van ongeveer 15° ten opzichte van de lange as van het corpus callosum. De belangrijkste parameters van de T2-RARE-scan voor de middelste sagittale plak zijn als volgt: herhalingstijd (TR) = 2500 ms, echotijd (TE) = 44 ms, gezichtsveld (FOV) = 3,5 cm, matrixgrootte = 256 256, plakdikte = 1 mm, aantal plakjes = 1, RARE-factor = 8, bandbreedte = 75 kHz, aantal gemiddelden = 1, de acquisitietijd = 1 min 20 s.
    3. Gebruik snelle acquisitie met ontspanningsverbetering (RARE) met vetonderdrukking en een verzadigingsband onder de hersenen om T2-gewogen beelden te verkrijgen voor anatomische referentie (Figuur 2).
      OPMERKING: De belangrijkste parameters van de T2-RARE-scan zijn als volgt: herhalingstijd (TR) = 3600 ms, echotijd (TE) = 40 ms, gezichtsveld (FOV) = 2 cm, matrixgrootte = 256 256, plakdikte = 1 mm, aantal plakjes = 16, RARE-factor = 8, bandbreedte = 75 kHz, aantal gemiddelden = 8, de acquisitietijd = 7 min 40 s.
    4. Gebruik een 4-shot spin-echo EPI om diffusie-tensorbeelden te verkrijgen (Figuur 2).
      OPMERKING: De belangrijkste parameters van de DTI-scan zijn als volgt: TR = 3000 ms, TE = 28 ms, gezichtsveld (FOV) = 2 cm, matrixgrootte = 96 96, dikte = 1 mm, aantal plakjes = 16, duur van de puls (δ) = 5 ms, tijd tussen de twee pulsen (Δ) = 15 ms, aantal B0 = 5, aantal richtingen = 30, b-waarde = 1000 s/mm3, bandbreedte = 150 kHz, aantal gemiddeld = 4, de acquisitietijd = 14 min.
    5. Voltooi het scanprotocol. Schuif de dierenwieg uit de magneet. Haal het dier uit de wieg.
    6. Breng de rat over naar een schone kooi met een verwarmingskussen eronder om zijn lichaamstemperatuur op peil te houden. Breng de rat terug naar zijn thuiskooi zodra hij weer bij bewustzijn is.
  10. Voorbewerking van afbeeldingen
    OPMERKING: Gebruik MRtrix3, Statistical Parametric Mapping (SPM)-software en aangepaste MATLAB-scripts voor gegevensverwerking en -analyse.
    1. Verwijder ruis in de DTI-beelden met behulp van de MRtrix3-opdracht (dwidenoise)30.
    2. Verwijder de rinkelende artefacten van Gibb uit de DTI-afbeeldingen met behulp van het MRtrix-commando (mrdegibbs)30.
    3. Coregistreer DTI-beelden met T2-gewogen beelden van het afzonderlijke onderwerp over longitudinale scans met behulp van SPM-functies (spm_coreg.m en spm_powell.m).
    4. Voer schedelstripping uit op T2-gewogen afbeeldingen door het hersengebied handmatig plakje voor plakje te contouren, gevolgd door het verwijderen van pixels met een intensiteit onder de berekende drempel bepaald door Otsu's methode31 (aangepast MATLAB-script thr_otsu2.m).
    5. Voer co-registratie uit tussen dieren in dezelfde experimentele groep met behulp van SPM-functies (spm_coreg.m en spm_powell.m). Breng het hersenmasker aan op de bijbehorende DTI-beelden.
      OPMERKING: Het strippen van de schedel wordt uitgevoerd om de verwerkingstijd van de computer te verkorten.
    6. Bereken tensorkaarten op basis van DTI (aangepast MATLAB-script, tensormap.m).
    7. Bereken FA-kaarten (aangepast MATLAB-script, calFA.m)
      OPMERKING: Alle aangepaste MATLAB-scripts zijn beschikbaar via de volgende database (https://doi.org/10.57770/9ZESXD).
  11. Beeldanalyse-FA
    1. Teken interessegebieden (ROI's) in de cortex en het corpus callosum (CC) voor de drie opeenvolgende afbeeldingssegmenten onder de coördinaat van CHI.
      OPMERKING: Alle ROI's werden handmatig getekend en visueel geïnspecteerd op grove fouten door 2 ervaren onderzoekers die blind waren voor de experimentele groepen.
    2. Extraheer en gemiddelde de FA-waarde uit ROI's.
      OPMERKING: Voor het corpus callosum onder de cortex werden pixels met waarden van FA < 0,35 uitgesloten in de geselecteerde ROI om gedeeltelijke volume-effecten te elimineren. Voor de cortex werden alle pixels met waarden van FA < 0,35 in de ROI gerekruteerd voor analyse.
  12. Beeldanalyse-Volume
    1. Teken handmatig ROI's voor de corticale gebieden voor 11 opeenvolgende afbeeldingssegmenten bij Bregma -7 tot +3 mm.
      OPMERKING: Alle ROI's werden handmatig getekend door 2 ervaren onderzoekers die blind waren voor de experimentele groepen.
    2. Tel het totale aantal pixels van de ROI's over segmenten op en zet ze om in het volume door de plakdikte (1 mm) te vermenigvuldigen.
    3. Normaliseer het corticale volume na CHI met het overeenkomstige volume vóór CHI van elk dier.
      OPMERKING: Normaliseer de gegevens om individuele verschillen in hersenvolume tussen dieren te elimineren vóór presentatie.

3. Gedragsbeoordeling

OPMERKING: De gedragsexperimenten worden uitgevoerd met behulp van de beam walk-balanstest en mNSS vóór CHI, evenals op 1 en 50 dagen na CHI (Figuur 1). Alle beoordelingen werden uitgevoerd door ten minste twee waarnemers om de nauwkeurigheid, consistentie en objectiviteit van de verzamelde gegevens te waarborgen.

  1. Straal lopen balanstest
    1. Zet de videocamera aan en start de timer.
    2. Plaats de ratten aan het ene uiteinde van de evenwichtsbalk (3 cm diep, 3 cm breed, 80 cm lang en 60 cm boven de vloer).
    3. Stop de timer zodra de rat een rondreis voltooit, omvalt of meer dan 3 minuten bevriest.
      1. Observeer tijdens het experiment de conditie van het dier voor de beoordeling met behulp van mNSS 11,32,33,34. Volg deze normen voor evaluatie:
      2. Als de rat zijn evenwicht bewaart met een vaste houding op de balk, geef dan een score van 0.
      3. Als de rat de zijkant van de balk vastpakt, geef dan een score van 1.
      4. Als de rat valt met één ledemaat van de balk, geef dan een score van 2.
      5. Als de rat valt met twee ledematen eraf of draait op de balk (>60 s), geef dan een score van 3.
      6. Als de rat probeert te balanceren op de balk maar eraf valt (>40 s), geef dan een score van 4.
      7. Als de rat probeert te balanceren op de balk maar eraf valt (>20 s), geef dan een score van 5.
      8. Als de rat niet probeert te balanceren of aan de balk te hangen en er binnen 20 s af valt, geef dan een score van 6.
      9. Als de rat de taak niet voltooit, beschouw het dan als de maximale tijd die het heeft gekost
    4. Plan testdagen op specifieke tijdstippen.
      OPMERKING: Sluit ratten die de straalwandeling heen en terug niet voltooien voor twee proeven vóór CHI uit van de daaropvolgende operatie en follow-up gedragsbeoordeling.
  2. Gewijzigde neurologische ernstscore (mNSS)
    OPMERKING: mNSS-beoordeling omvat motorische tests, sensorische tests, afwezigheid van reflexen, abnormale bewegingen, straalbalans en lopen op de vloer 32,33, die snel dagelijks werd uitgevoerd.
    1. Motortests uitvoeren.
      1. Til de rat op aan de basis van de staart en observeer de reflexen van zijn ledematen gedurende ongeveer 15 s om de juiste buiging en extensie te beoordelen.
      2. Als normale flexie wordt waargenomen in de voorpoot, ken dan een score van 0 toe. Als er geen flexie wordt waargenomen, ken dan een score van 1 toe.
      3. Als normale flexie in de achterpoot wordt waargenomen, ken dan een score van 0 toe. Als er geen flexie wordt waargenomen, ken dan een score van 1 toe.
      4. Als de kop binnen 30 s na het optillen van de rat bij de staart >10° ten opzichte van de verticale as beweegt, geef dan een score van 0. Zo niet, ken dan een score van 1 toe.
        OPMERKING: In deze sessie van de test worden maximaal 3 scores toegekend.
    2. Voer tests uit voor het plaatsen van ledematen.
      OPMERKING: De plaatsingstest wordt uitgevoerd om de coördinatie tussen sensorische (visuele, tactiele sensatie en proprioceptie) en motorische functie te evalueren.
      1. Laat de rat langzaam naar het oppervlak van de tafel zakken. Kijk of de poten van de ratten naar de oppervlakte reikten en zich uitstrekten.
      2. Als de ratten het oppervlak bereikten met beide ledematen gestrekt en naar voren, geef dan een score van 0. Als er een vertraging is of geen reactie, geef dan een score van 1.
      3. Plaats de rat op de ondergrond en trek de poot tegen de tafelrand. Kijk of zijn poot terugkeert naar een normale positie op het oppervlak van de tafel.
      4. Als onmiddellijke en normale plaatsingsreacties worden waargenomen, ken dan een score van 0 toe. Als er vertraagde plaatsingsreacties worden waargenomen, ken dan een score van 1 toe. Als er geen antwoord is, ken dan een score van 2 toe.
        OPMERKING: In deze sessie van de test worden maximaal 3 scores toegekend.
    3. Observeren, reflecteren, afwezigheid en abnormale bewegingen.
      1. Let op hoofdschudden om de oorschelpreflex te beoordelen bij het aanraken van de auditieve meatus met het katoenen uiteinde van een wattenstaafje.
      2. Als een normale reflex wordt waargenomen, ken dan een score van 0 toe. Als er geen reflex wordt waargenomen, geef dan een score van 1.
      3. Beoordeel de aanwezigheid van de hoornvliesreflex door het hoornvlies aan te raken met het katoenen uiteinde van een wattenstaafje.
      4. Als een normale reactie wordt uitgelokt, ken dan een score van 0 toe. Als er geen oogknipperreactie wordt opgewekt, kent u een score van 1 toe.
      5. Maak een korte en krachtige klap in de handen. Let op de aanwezigheid van de schrikreflex.
      6. Als een reflex wordt waargenomen, ken dan een score van 0 toe. Als er geen reflex wordt waargenomen, geef dan een score van 1.
      7. Observeer of de rat epileptische aanvallen, myoclonen of myodystonie heeft.
      8. Als een van deze zich voordoet, ken dan een score van 1 toe.
        OPMERKING: In deze sessie van de test worden maximaal 4 scores toegekend.
    4. Voer de bundelbalanstest uit, zoals eerder beschreven (stap 3.1).
      OPMERKING: In deze sessie van de test worden maximaal 6 scores toegekend.
    5. Voer een looptest op de vloer uit.
      1. Bereid de open veldbak voor (75 cm lang, 50 cm breed en 40 cm diep). Zorg ervoor dat het schoon is en vrij van eerdere geursignalen.
      2. Plaats een rat in het midden van de open veldarena en observeer hoe de rat in de arena loopt.
      3. Als de rat een regelmatige wandeling maakt, geef dan een score van 0.
      4. Als de rat niet rechtop kan lopen, geef dan een score van 1.
      5. Als de rat naar de paretische kant valt nadat hij op de grond is gelegd, geef dan een score van 3.
        OPMERKING: In deze sessie van de test worden maximaal 3 scores toegekend.
    6. Tel alle scores bij elkaar op; De maximaal mogelijke score is 18.
      OPMERKING: De hogere score duidt op een slechter resultaat.

4. Immunohistologie

  1. Voer transcardiale perfusieuit 35.
    OPMERKING: Transcardiale perfusie wordt uitgevoerd na de MRI-scan 50 dagen na CHI (Figuur 1).
    1. Plaats de rat in een kleine inductiekamer en verdoof hem met isofluraan (5%) totdat hij niet meer reageert op een poot- of staartknel.
    2. Dien 50 mg/kg lichaamsgewicht zoletil (50 mg/ml) en 10 mg/kg lichaamsgewicht xylazine (Roumpun, 23,32 mg/ml) toe via intraperitoneale injectie voor diepe anesthesie.
    3. Zet de rat in rugligging.
    4. Maak met een schaar een transversale incisie van ongeveer 4-5 cm lang onder de thorax.
    5. Zoek het middenrif en knip het af om het hart bloot te leggen.
    6. Gebruik een hemostatische tang om de longslagader vast te klemmen en maak vervolgens een incisie van ongeveer 0,5-1 cm lang in het rechter atrium.
    7. Sluit de naald aan op de pijpleiding die aan de infuuspomp is bevestigd.
    8. Steek de naald in de linker hartkamer.
    9. Spoel het dier door middel van transcardiale perfusie (40 ml/min) met 500 ml 0,9% zoutoplossing totdat het bloed is geklaard.
    10. Doordrenk het dier door transcardiale perfusie (40 ml/min) met 500 ml 4% paraformaldehyde (PFA) voor fixatie.
    11. Verwijder de kop van de rat en pel voorzichtig het hersenweefsel van de schedel.
    12. Bewaar de hersenen in ongeveer 20 ml 4% PFA in de fles gedurende 48 uur voor postfixatie.
  2. Weefselverwerking en IHC-kleuring uitvoeren36,37.
    OPMERKING: Voer immunohistochemische kleuring uit op met formaline gefixeerde, in paraffine ingebedde weefselsecties met behulp van de secundaire immunoperoxidase-detectiesysteemkit.
    1. Gebruik in formaline gefixeerde en in paraffine ingebedde weefselsecties.
    2. Voer deparaffinisatie uit en behandel de objectglaasjes met 3% H2O2 om de endogene peroxidase-activiteit te blokkeren. Voer het ophalen van antigen uit met behulp van een citraatbuffer bij 90 °C.
    3. Voer immunohistochemische kleuring uit met behulp van de secundaire immunoperoxidase-detectiesysteemkit.
      OPMERKING: Kleuringsprocedures worden uitgevoerd volgens de aanbevelingen van de fabrikant.
    4. Gebruik hematoxyline om monsters tegen te gaan.
    5. Monteer preparaten met een antifade-reagens.
    6. Gebruik anti-gliale fibrillaire zure proteïne (GFAP) antilichamen voor immunohistochemische kleuring.
    7. Verkrijg de beelden van ROI's met behulp van een lichtmicroscoop-diascanner (Afbeelding 6).

5. Statistische analyse van gedrag en imago-uitkomsten

OPMERKING: In de huidige studie werd statistische analyse uitgevoerd in SPSS; De statistische analyse kan echter worden uitgevoerd in andere statistische gereedschapskisten.

  1. Laad de gegevens in het breedformaat in een SPSS *.sav bestand.
  2. Voer variantieanalyse met herhaalde metingen (ANOVA) uit om de gedrags- (genormaliseerd gewicht, mNSS en duur van de straalwandeling) en beeldresultaten (FA-waarden in de cortex en CC) in de loop van de tijd tussen groepen te vergelijken.
    1. Klik op > algemeen lineair model analyseren > herhaalde metingen.
    2. Wijs een naam toe in het vak Within-Subject Factor Name (bijv. tijd) en zet '3' in het vak Aantal niveaus (drie niveaus met verschillende opvolgtijdstippen). Wijs een naam toe in het vak Metingsnaam (bijvoorbeeld mNSS) in het dialoogvenster Factor(en) voor het definiëren van herhaalde metingen .
    3. Laad de variabelen binnen het onderwerp (gegevens verkregen tijdens pre-, D1 en D50 post-CHI) die moeten worden getest en specificeer de factor tussen proefpersonen (bijv. diergroepen met verschillende impactparameters) in het dialoogvenster Herhaalde metingen .
    4. Selecteer Bonferroni als een Post Hoc-test voor factor(en) (bijv. diergroepen) in het dialoogvenster Post hoc meervoudige vergelijkingen voor waargenomen gemiddelden .
      OPMERKING: Om te corrigeren voor meerdere vergelijkingen, werd de type I-fout aangepast met behulp van Bonferroni-correcties (0,05/3) voor de vergelijkingen in de tijd. Statistische significantie werd gedefinieerd als p < 0,05 (SPSS gecorrigeerd).
  3. Voer een eenrichtings-ANOVA-analyse uit om de oprichtreflex en de verandering van het corticale volume tussen de groepen te vergelijken.
    1. Klik op Analyseren > vergelijken betekent > eenrichtings-ANOVA.
    2. Laad de variabelen (oprichtreflex en verandering van corticaal volume) in de Afhankelijke lijst en de groepen als de Factor in het dialoogvenster Eenrichtings-ANOVA .
    3. Selecteer Bonferroni als een post-hoctest in het dialoogvenster One-Way ANOVA: Post Hoc Multiple Comparisons .
      OPMERKING: Om te corrigeren voor meerdere vergelijkingen, werd type I-fout aangepast met behulp van Bonferroni-correcties (0,05/5) voor de vergelijkingen tussen groepen. Statistische significantie werd gedefinieerd als p < 0,05 (SPSS gecorrigeerd).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Figuur 2 toont longitudinale MRI's van een representatief dier met schijnvertoning en repetitieve CHI bij de SMCx. Er werd geen significante schedelfractuur of hersenkneuzing gevonden in T2-gewogen beelden op 1 en 50 dagen na CHI. Er werd geen significant oedeem of vervorming van WM gevonden in FA-kaarten op 1 en 50 dagen na CHI. Alle dieren die in deze studie aan CHI werden onderworpen, overleefden de volledige experimentele duur van 50 dagen, wat een lage ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze studie had tot doel een diermodel van ongecompliceerd mild traumatisch hersenletsel (mTBI) op te stellen om de cumulatieve effecten van enkelvoudige en repetitieve verwondingen te evalueren, evenals de resultaten van effecten op verschillende hersengebieden. Het closed-head injury (CHI) model, aangepast van het closed-head weight-drop injury-paradigma, is ontworpen om hersenschuddingen na te bootsen die vaak worden ervaren door atleten en personen met helmbescherming. Dit model mini...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen potentiële belangenconflicten om bekend te maken.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door een onderzoekssubsidie van de National Science and Technology Council (NSTC) van Taiwan (NSTC 113-2314-B-A49-047).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AcetaminophenCenter Laboratories IncN02BE01
Antibiotics (Dermanest cream)Commwell Pharmaceutical Co., Ltd49391
Antigen Retrieval buffer (100x Citrate buffer)AbcamAB93678
Anti-glial fibrillary acidic protein (GFAP) antibodyBioworld Technology, IncBS6460
Balance beamCustom madeCustom made3 cm diepte, 3 cm breedte, 80 cm lengte en 60 cm boven de vloer
Behavior apparatus
Circular helmetCustom madeCustom madeRoestvrij staal, 10 mm diameter, 1 mm dikte
Closed-head injury
Closed-Head injury impactorCustom madeCustom madeEen roestvrijstalen buis (1 m hoog met 20 mm binnendiameter), een vaste impactor met een ronde punt (roestvrij staal, 10 mm tipdiameter) aan de onderkant van de buis, een gewicht (roestvrij staal, 600 g). 
FormalinBioworld Technology, IncC72
Gas Anesthesia Instrument (Verdamper)RWD Life Science Co.R580S Animal Anesthesia Vaporizers and Accessories
HematoxylineBioman Scientific Co., Ltd17372-87-1
Immunohistologie
Immunoperoxidase secundair detectiesysteem kitBio-Check Laboratories LtdK5007
Isoflurane Panion & BF Biotech Inc.8547
LidocaineStep Technology Co., LtdN01BB02
Light microscope slide scannerOlympusBX63
MR-compatible klein dier monitoring en gating systeemSA InstrumentsModel 1025 Het monitoringskit met de ademhalingskussen, ECG-elektroden en rectale sonde 
MRI
MRI operating councilBrukerBiospecParavision 360 software.
MRI SystemBrukerBiospecPET/MR scanner (PET inline), 7 T, 105 cm  inner bore diameter met gradient set. 
Open field arenaCustom madeCustom made75 cm lengte, 50 cm breedte en 40 cm diepte
Pulse oximeterSTARR Life Sciences Corp. MouseOx PlusMouse & Rat Pulse Oximeter
Rat AdaptorsRWD Life Science Co.68021
SPSS Statistics 29IBMVersie 29.0
Stereotaxic frameRWD Life Science Co.G1124901-001
Volume coilBrukerBiospec40 mm binnendiameter, transceiver voor radiofrequentie excitatie en signaalontvangst.
XylazineBayer Taiwan Company Ltd
ZoletilVirbacBN8M3YA

Referenties

  1. Roozenbeek, B., Maas, A. I., Menon, D. K. Changing patterns in the epidemiology of traumatic brain injury. Nat Rev Neurol. 9 (4), 231-236 (2013).
  2. Sosin, D. M., Sniezek, J. E., Thurman, D. J. Incidence of mild and moderate brain injury in the United States, 1991. Brain Inj. 10 (1), 47-54 (1996).
  3. Hayes, J. P., et al. Mild traumatic brain injury is associated with reduced cortical thickness in those at risk for Alzheimer's disease. Brain. 140 (3), 813-825 (2017).
  4. Richter, S., et al. Handling of missing outcome data in traumatic brain injury research: A systematic review. J Neurotrauma. 36 (19), 2743-2752 (2019).
  5. Aungst, S. L., Kabadi, S. V., Thompson, S. M., Stoica, B. A., Faden, A. I. Repeated mild traumatic brain injury causes chronic neuroinflammation, changes in hippocampal synaptic plasticity, and associated cognitive deficits. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (7), 1223-1232 (2014).
  6. Mez, J., et al. Clinicopathological evaluation of chronic traumatic encephalopathy in players of American football. JAMA. 318 (4), 360-370 (2017).
  7. Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. A systematic review of closed head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats. J Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).
  8. Cheng, C., Lu, C. F., Hsieh, B. Y., Huang, S. H., Kao, Y. J. Anisotropy component of DTI reveals long-term neuroinflammation following repetitive mild traumatic brain injury in rats. Eur Radiol Exp. 8 (1), 82(2024).
  9. Hoogenboom, W. S., Branch, C. A., Lipton, M. L. Animal models of closed-skull, repetitive mild traumatic brain injury. Pharmacol Ther. 198, 109-122 (2019).
  10. Hoogenboom, W. S., et al. Evolving brain and behaviour changes in rats following repetitive subconcussive head impacts. Brain Commun. 5 (6), fcad316(2023).
  11. Kao, Y. J., et al. Behavioral and structural effects of single and repeat closed-head injury. AJNR Am J Neuroradiol. 40 (4), 601-608 (2019).
  12. Yu, F., et al. Repetitive model of mild traumatic brain injury produces cortical abnormalities detectable by magnetic resonance diffusion imaging, histopathology, and behavior. J Neurotrauma. 34 (7), 1364-1381 (2017).
  13. Mountney, A., et al. Functional and molecular correlates after single and repeated rat closed-head concussion: Indices of vulnerability after brain injury. J Neurotrauma. 34 (19), 2768-2789 (2017).
  14. Prins, M. L., Alexander, D., Giza, C. C., Hovda, D. A. Repeated mild traumatic brain injury: mechanisms of cerebral vulnerability. J Neurotrauma. 30 (1), 30-38 (2013).
  15. Obenaus, A., et al. Progressive lifespan modifications in the corpus callosum following a single juvenile concussion in male mice monitored by diffusion MRI. bioRxiv. , (2023).
  16. Obenaus, A., et al. A single mild juvenile TBI in male mice leads to regional brain tissue abnormalities at 12 months of age that correlate with cognitive impairment at the middle age. Acta Neuropathol Commun. 11 (1), 32(2023).
  17. Soni, N., Mohamed, A. Z., Kurniawan, N. D., Borges, K., Nasrallah, F. Diffusion magnetic resonance imaging unveils the spatiotemporal microstructural gray matter changes following injury in the rodent brain. J Neurotrauma. 36 (8), 1306-1317 (2019).
  18. Clement, T., et al. Juvenile mild traumatic brain injury elicits distinct spatiotemporal astrocyte responses. Glia. 68 (3), 528-542 (2020).
  19. Tu, T. W., et al. Radiological-pathological correlation of diffusion tensor and magnetization transfer imaging in a closed head traumatic brain injury model. Ann Neurol. 79 (6), 907-920 (2016).
  20. Zamani, A., et al. White matter changes following experimental pediatric traumatic brain injury: an advanced diffusion-weighted imaging investigation. Brain Imaging Behav. 15 (6), 2766-2774 (2021).
  21. Lavender, A. P., et al. Repeated long-term sub-concussion impacts induce motor dysfunction in rats: A potential rodent model. Front Neurol. 11, 491(2020).
  22. Bailes, J. E., Petraglia, A. L., Omalu, B. I., Nauman, E., Talavage, T. Role of subconcussion in repetitive mild traumatic brain injury. J Neurosurg. 119 (5), 1235-1245 (2013).
  23. Nowak, M. K., et al. Neuro-ophthalmologic response to repetitive subconcussive head impacts: A randomized clinical trial. JAMA Ophthalmol. 138 (4), 350-357 (2020).
  24. Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new surgeon. J Vis Exp. 47, e2586(2011).
  25. Dewitt, D. S., Perez-Polo, R., Hulsebosch, C. E., Dash, P. K., Robertson, C. S. Challenges in the development of rodent models of mild traumatic brain injury. J Neurotrauma. 30 (9), 688-701 (2013).
  26. Masse, I. O., et al. A novel and translational rat model of concussion combining force and rotation with in vivo cerebral microdialysis. J Vis Exp. (149), e59585(2019).
  27. Mychasiuk, R., et al. A novel model of mild traumatic brain injury for juvenile rats. J Vis Exp. (94), e51820(2014).
  28. Li, R., et al. Restoring susceptibility induced MRI signal loss in rat brain at 9.4 T: A step towards whole brain functional connectivity imaging. PLoS One. 10 (4), e0119450(2015).
  29. Mandeville, J. B., et al. Dynamic functional imaging of relative cerebral blood volume during rat forepaw stimulation. Magn Reson Med. 39 (4), 615-624 (1998).
  30. Braeckman, K., Descamps, B., Vanhove, C. Advanced diffusion imaging in the hippocampus of rats with mild traumatic brain injury. J Vis Exp. 150, e60012(2019).
  31. Otsu, N. A threshold selection method from gray-level histograms. Automatica. 11 (285-296), 23-27 (1975).
  32. Chen, J., et al. Therapeutic benefit of intravenous administration of bone marrow stromal cells after cerebral ischemia in rats. Stroke. 32 (4), 1005-1011 (2001).
  33. Li, Z., et al. Progesterone increases circulating endothelial progenitor cells and induces neural regeneration after traumatic brain injury in aged rats. J Neurotrauma. 29 (2), 343-353 (2012).
  34. Moreira, N., et al. Ivermectin reduces motor coordination, serum testosterone, and central neurotransmitter levels but does not affect sexual motivation in male rats. Reprod Toxicol. 74, 195-203 (2017).
  35. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J Vis Exp. 65, e3564(2012).
  36. Kalman, M., Hajos, F. Distribution of glial fibrillary acidic protein (GFAP)-immunoreactive astrocytes in the rat brain. I. Forebrain. Exp Brain Res. 78 (1), 147-163 (1989).
  37. Takamiya, Y., Kohsaka, S., Toya, S., Otani, M., Tsukada, Y. Immunohistochemical studies on the proliferation of reactive astrocytes and the expression of cytoskeletal proteins following brain injury in rats. Brain Res. 466 (2), 201-210 (1988).
  38. Chary, K., et al. Microstructural tissue changes in a rat model of mild traumatic brain injury. Front Neurosci. 15, 746214(2021).
  39. Neale, K. J., et al. Repeated mild traumatic brain injury causes sex-specific increases in cell proliferation and inflammation in juvenile rats. J Neuroinflammation. 20 (1), 250(2023).
  40. Bolton-Hall, A. N., Hubbard, W. B., Saatman, K. E. Experimental designs for repeated mild traumatic brain injury: Challenges and considerations. J Neurotrauma. 36 (8), 1203-1221 (2019).
  41. Marmarou, A., et al. A new model of diffuse brain injury in rats. Part I: Pathophysiology and biomechanics. J Neurosurg. 80 (2), 291-300 (1994).
  42. Berman, R., et al. Loss of consciousness and righting reflex following traumatic brain injury: Predictors of post-injury symptom development (a narrative review). Brain Sci. 13 (5), 750(2023).
  43. LaPlaca, M. C., et al. Preclinical common data elements for traumatic brain injury research: progress and use cases. J Neurotrauma. 38 (10), 1399-1410 (2021).
  44. Shultz, S. R., et al. Clinical relevance of behavior testing in animal models of traumatic brain injury. J Neurotrauma. 37 (22), 2381-2400 (2020).
  45. Mandino, F., et al. Animal functional magnetic resonance imaging: Trends and path toward standardization. Front Neuroinform. 13, 78(2019).
  46. Kahriman, A., Bouley, J., Bosco, D. A., Shazeeb, M. S., Henninger, N. Differential association of baseline body weight and body-weight loss with neurological deficits, histology, and death after repetitive closed head traumatic brain injury. Neurosci Lett. 771, 136430(2022).
  47. Choi, S., et al. DTI at 7 and 3 T: systematic comparison of SNR and its influence on quantitative metrics. Magn Reson Imaging. 29 (6), 739-751 (2011).
  48. Yao, X., et al. Effect of increasing diffusion gradient direction number on diffusion tensor imaging fiber tracking in the human brain. Korean J Radiol. 16 (2), 410-418 (2015).
  49. Bielanin, J. P., Metwally, S. A. H., Paruchuri, S. S., Sun, D. An overview of mild traumatic brain injuries and emerging therapeutic targets. Neurochem Int. 172, 105655(2024).
  50. Kim, E., Yoo, R. E., Seong, M. Y., Oh, B. M. A systematic review and data synthesis of longitudinal changes in white matter integrity after mild traumatic brain injury assessed by diffusion tensor imaging in adults. Eur J Radiol. 147, 110117(2022).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Weight dropmodelgesloten schedeltraumadiffusietensorbeeldvormingcorticale atrofiegedragsbeoordelinghersenletsel bij dierenimmunohistochemische kleuringneurobehaviorale uitkomsten

Gerelateerde artikelen