Methodenartikel

Microgolf-geassisteerde extractie van fenolische verbindingen en antioxidanten voor cosmetische toepassingen met behulp van technologie op basis van polyol

3.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67033

⸱

23 augustus 2024

 ,  ,  , 
1School of Cosmetic Science, Mae Fah Laung University, 2College of Public Health Sciences, Chulalongkorn University

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft het gebruik van een op polyol gebaseerde microgolf-ondersteunde extractiemethode voor het extraheren van fenolische verbindingen en natuurlijke antioxidanten, wat een praktische en ecologisch duurzame benadering vertegenwoordigt voor de ontwikkeling van kant-en-klare extracten.

Samenvatting

Het gebruik van polyolen als groene oplosmiddelen voor het extraheren van bioactieve stoffen uit plantaardig materiaal heeft aandacht gekregen vanwege hun veiligheid en inert gedrag met bioactieve chemicaliën voor planten. Deze studie onderzoekt de duurzame extractie van fenolische verbindingen en natuurlijke antioxidanten uit koffiezilverhuid met behulp van de microgolf-geassisteerde extractie (MAE) -methode met oplosmiddelen op basis van polyol: glycerine, propyleenglycol (PG), butyleenglycol (BG), methylpropaandiol (MPD), isopentyldiol (IPD), pentyleenglycol, 1,2-hexaandiol en hexyleenglycol (HG). Er werd een vergelijkende analyse uitgevoerd van conventionele en niet-conventionele oplosmiddelextracties, waarbij de nadruk lag op hun impact op de bioactieve stoffen van MAE, met parameters zoals het totale fenolgehalte (TPC), het totale flavonoïdegehalte (TFC) en antioxiderende activiteiten zoals de 1,1-difenyl-2-picrylhydrazyl radical scavenging assay (DPPH), de 2,2′-azino-bis(-3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonzuur) radical scavenging assay (ABTS) en de ijzerreducerende antioxidant power assay (FRAP). De hoogste waarden werden waargenomen voor TPC met extractie met 1,2-hexaandiol in water (52,0 ± monster van 3,0 mg GAE/g), TFC met extractie van 1,2-hexaandiol in water (20,0 ± monster van 1,7 mg QE/g), DPPH met extractie van waterige HG (13,6 ± monster van 0,3 mg TE/g), ABTS met extractie van waterige pentyleenglycol (8,2 ± monster van 0,1 mg TE/g) en FRAP met waterige HG-extractie (21,1 ± monster van 1,3 mg Fe (II) E/g). Dit onderzoek heeft tot doel milieuvriendelijke extractietechnologie te bevorderen door middel van natuurlijke plantaardige componenten, waarbij duurzaamheid wordt bevorderd door het gebruik van gevaarlijke chemicaliën te minimaliseren en tegelijkertijd het tijd- en energieverbruik te verminderen, met mogelijke toepassingen in cosmetica.

Inleiding

Tegenwoordig is er een wereldwijde trend naar milieubewustzijn in de schoonheidsindustrie, waardoor fabrikanten zich richten op groene technologie voor het extraheren van plantaardige componenten met behulp van duurzame alternatieven1. Meestal worden traditionele oplosmiddelen zoals ethanol, methanol en hexaan gebruikt om plantaardige fenolische componenten en natuurlijke antioxidanten te extraheren2. De aanwezigheid van residuen van oplosmiddelen in plantenextracten vormt echter een potentieel risico voor de gezondheid van de mens en veroorzaakt huid- en oogirritatie3, met name wat betreft de beoogde toepassing ervan in cosmetica. Het is dan ook een uitdaging om dergelijke oplosmiddelresten uit de extracten te verwijderen, een proces dat aanzienlijke investeringen in tijd, energie en personele middelenvereist4. Onlangs zijn oververhit water, ionische vloeistoffen, diepe eutectische oplosmiddelen en bio-afgeleide oplosmiddelen naar voren gekomen als veelbelovende benaderingen voor groene oplosmiddelextractie5. Het gebruik ervan wordt echter nog steeds beperkt door productscheiding in processen op basis van water. Om deze uitdagingen aan te gaan, komt de ontwikkeling van kant-en-klare extracten naar voren als een haalbare oplossing6.

Polyolen worden vaak gebruikt in cosmetische formuleringen als bevochtigingsmiddelen vanwege hun goede polariteit en het vermogen om vocht uit de omgeving vast te houden7. Bovendien kunnen polyolen zoals glycerine, propyleenglycol, butyleenglycol, methylpropaandiol, isopentyldiol, pentyleenglycol, 1,2-hexaandiol en hexyleenglycol worden gebruikt voor plantenextracten. Ze worden beschouwd als niet-giftige, biologisch afbreekbare, milieuvriendelijke, niet-reactieve en veilige oplosmiddelen voor gebruik bij plantenextractie8. Bovendien zijn polyolen bestand tegen de warmte die wordt gegenereerd tijdens microgolf-geassisteerde extractie (MAE) vanwege hun verhoogde kookpunten en polariteit9. Deze polyolen worden door de Amerikaanse Food and Drug Administration (FDA) algemeen erkend als veilige (GRAS) chemicaliën. In tegenstelling tot conventionele oplosmiddelen zoals ethanol of methanol, die vanwege hun potentieel schadelijke effecten rigoureus uit het extract moeten worden verwijderd, bieden polyolen het voordeel dat ze de energie, tijd en kosten die gepaard gaan met het verwijderen van oplosmiddelen tot een minimumbeperken10. Dit stroomlijnt niet alleen het extractieproces, maar verbetert ook de algehele efficiëntie en duurzaamheid van de extractiemethode. Eerdere onderzoeken hebben polyolen zoals propyleenglycol en butyleenglycol gebruikt als oplosmiddelen bij de extractie van bioactieve stoffen uit Camellia sinensis-bloemen 10 en koffiepulp11, wat een aanzienlijk potentieel heeft voor hun rol als duurzame alternatieve oplosmiddelen in het extractieproces van planten. De voortdurende ontwikkeling en optimalisatie van een polyolen-wateroplosmiddelsysteem heeft dus het potentieel voor aanzienlijke vooruitgang in groene chemie en duurzame industriële praktijken.

Over het algemeen worden bioactieve stoffen die in planten worden aangetroffen, gesynthetiseerd als secundaire metabolieten. Deze verbindingen kunnen worden onderverdeeld in drie hoofdgroepen: terpenen en terpenoïden, alkaloïden en fenolische verbindingen12. Verschillende extractiemethoden worden onder verschillende omstandigheden gebruikt om specifieke bioactieve stoffen uit planten te isoleren. Bioactieve stoffen uit plantaardig materiaal kunnen worden geëxtraheerd met behulp van conventionele of niet-conventionele technieken. Traditionele methoden omvatten maceratie, refluxextractie en hydrodestillatie, terwijl niet-conventionele methoden bestaan uit ultrasound-geassisteerde extractie, enzym-geassisteerde extractie, microgolf-geassisteerde extractie (MAE), gepulseerde elektrische veld-geassisteerde extractie, superkritische vloeistofextractie en vloeistofextractie onder druk13. Deze niet-conventionele methoden zijn ontworpen om de veiligheid te verbeteren door veiligere oplosmiddelen en hulpmiddelen te gebruiken, de energie-efficiëntie te verbeteren, degradatie van de bioactieve componenten te voorkomen en milieuvervuiling te verminderen14.

Bovendien is MAE een van de geavanceerde groene technologieën voor het extraheren van bioactieve stoffen uit planten. Conventionele extractieprocedures vereisen aanzienlijke hoeveelheden tijd, energie en hoge temperaturen, die na verloop van tijd warmtegevoelige bioactieve stoffen kunnen aantasten13. In tegenstelling tot conventionele thermische extracties vergemakkelijkt MAE de extractie van bioactieve stoffen door plaatselijke verwarming in het monster te genereren, celstructuren te verstoren en de massaoverdracht te verbeteren, waardoor de efficiëntie van de extractie van verbindingen wordt verhoogd. Warmte wordt vanuit de plantencellen overgedragen door microgolven, die werken op de watermoleculen in de plantcomponenten13. Bovendien is MAE gevorderd in het verbeteren van de extractie en scheiding van actieve stoffen, het verhogen van de productopbrengst, het verbeteren van de extractie-efficiëntie, het vereisen van minder chemicaliën en het besparen van tijd en energie, terwijl de vernietiging van bioactieve stoffen wordtvoorkomen15.

Dit onderzoek richt zich op de extractie van plantaardige fenolische verbindingen en natuurlijke antioxidanten door middel van microgolf-geassisteerde extractie (MAE) met behulp van verschillende soorten polyolen als oplosmiddelen. Het totale fenolgehalte (TPC), het totale flavonoïdegehalte (TFC) en de antioxiderende activiteiten (DPPH, ABTS en FRAP) van op polyol gebaseerde MAE-extracten worden bepaald. Bovendien wordt MAE op basis van polyol vergeleken met MAE met behulp van conventionele oplosmiddelen zoals water en ethanol. Dit onderzoek zal naar verwachting bijdragen aan de ontwikkeling van milieuvriendelijke extractietechnologie voor natuurlijke componenten, het bevorderen van duurzaamheid door de afhankelijkheid van gevaarlijke chemicaliën te verminderen, verwerkingstijden te verkorten en het energieverbruik bij de productie van grondstoffen te minimaliseren voor mogelijke toepassingen binnen de cosmetica-industrie.

Protocol

De details van de reagentia en de apparatuur die in dit onderzoek zijn gebruikt, staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Experimentele voorbereiding

  1. Voorbereiding van plantmonsters
    1. Verzamel verse koffie silverskin (Coffea arabica) en droog deze bij 60 °C in een traydroger gedurende 72 uur11.
    2. Maal de gedroogde koffie silverskin (CS) met behulp van een molen tot een fijn poeder en bewaar deze bij kamertemperatuur voor verdere analyse11.
      OPMERKING: In deze studie werd vers CS (C. arabica) verzameld uit Baan Doi Chang, Mae Suai District, Chiang Rai, Thailand. CS is een bijproduct dat wordt verkregen tijdens het pelproces waarbij de perkamentlaag van gedroogde koffiebonen wordt verwijderd nadat de kersen zijn verwerkt om de buitenste fruitlagen te verwijderen16.
  2. Chemicaliën
    1. Gebruik chemische reagentia van analytische kwaliteit, met uitzondering van de oplosmiddelen in het experiment.
      OPMERKING: In het experiment werden oplosmiddelen van cosmetische kwaliteit gebruikt.
    2. Gebruik de oplosmiddelen (water, ethanol, glycerine, propyleenglycol, butyleenglycol, hexyleenglycol, isopentyldiol, 1-2 hexaandiol, pentyleenglycol en methylpropaandiol) voor de extractie van CS met MAE.

2. Extractie proces

  1. Voorbereiding van monsters en oplosmiddelen
    1. Bereid het monster en de oplosmiddelen voor op de MAE-procedure volgens een eerder gerapporteerd protocol9 met enkele wijzigingen.
    2. Bereid elk oplosmiddel in een concentratie van 60% door 60 ml van elk oplosmiddel te verdunnen met gedestilleerd water en het volume aan te passen tot 100 ml voor drievoudige extracties.
      NOTITIE: Gebruik 100% gedestilleerd water voor waterextractie.
    3. Weeg 0,67 g CS af en meng met 20 ml van elk extractieoplosmiddel in een verhouding van 1:30 in een reactiecontainer (figuur 1A) voor MAE.
      OPMERKING: De maximale hoeveelheid vaste-vloeibare stof voor elk vat is 2 g monster en 20 ml oplosmiddel.
    4. Voeg een magnetische roerstaaf toe aan elk vat om een gelijkmatige verdeling van de warmte en het oplosmiddel in het monster te garanderen, waardoor de efficiëntie van het extractieproces wordt verbeterd en een beter extractierendement wordt bevorderd.
      OPMERKING: Als apolaire oplosmiddelen worden toegepast op het extractieproces, kunnen Teflon-roerstaafjes worden gebruikt in plaats van magnetische roerstaafjes om effectieve verwarming via het microgolfsysteem te leveren.
    5. Sluit elk vat stevig af met een speciaal gereedschap (Figuur 2) en plaats alle vaten in de MAE-kamer (Figuur 1B).
  2. Het apparaat en de procedure voor extractie met behulp van een magnetron instellen
    1. Voer de extractieprocedure uit volgens het referentieprotocol met enkele wijzigingen9.
    2. Open het beeldscherm om de methode in te stellen door op het gereedschapskistpictogram in de bovenste balk te klikken en de SK eT-rotor te selecteren in het accessoiregedeelte (Figuur 3A,B).
    3. Selecteer de roersnelheid van de roerstaafjes door op het roerstaafgedeelte te klikken en 20% te typen (Figuur 4A).
      OPMERKING: De roersnelheid kan worden geselecteerd van 0% tot 100%.
    4. Klik op de sector van het deurslot en stel deze in om te activeren bij temperaturen hoger dan 80 °C (Figuur 4B).
      NOTITIE: Deze instelling zorgt voor automatische sluiting van de kamerdeur wanneer de interne temperatuur de 80 °C overschrijdt.
    5. Klik op het tabelpictogram in de bovenste balk (Figuur 5A) en stel de temperatuurgradiënt (T1) in op een extractieduur van 10 minuten, het magnetronvermogen op 1800 W en de temperatuur op 120 °C.
    6. Activeer de roerder door op de roerknop te klikken totdat het groene lampje verschijnt.
    7. Stel de snelheid van de ventilator in op niveau 3 (maximaal) (Figuur 5B).
    8. Om de extractietijd vast te houden, selecteert u de gewenste extractietemperatuur (T2) door de extractieduur in te stellen op 15 min, het magnetronvermogen op 1800 W en de temperatuur op 120 °C.
    9. Stel de snelheid van de roerder en de ventilator in zoals aangegeven in paragraaf 2.2.6 en 2.2.7 (Figuur 5A,B).
      OPMERKING: De maximale temperatuur en het magnetronvermogen zijn 260 °C en 1800 W.
    10. Stel de afkoeltijd in door op de koelknop in de linkerbenedenhoek van het scherm te klikken en de duur van 10 minuten te selecteren (Figuur 6).
    11. Sla de methode op door op het pictogram Opslaan in de rechterbovenhoek van het scherm te klikken (Figuur 7A).
    12. Zorg ervoor dat na het opslaan van de methodevoorwaarden, de grafiek met extractievoorwaarden op het scherm wordt weergegeven met de afspeelknop in de rechterbenedenhoek (Figuur 7B).
    13. Start het extractieproces door het aantal gebruikte vaten te kiezen (Figuur 7C).
      OPMERKING: Er kunnen maximaal 15 vaten in één extractie worden gebruikt, en als het gewenste aantal vaten wordt gebruikt, zorg dan voor een evenwichtige plaatsing van de vaten in de kamer.
    14. Centrifugeer de extracten na extractie gedurende 15 minuten bij 4 °C, 9072 x g, met behulp van een gekoelde centrifugemachine.
    15. Verzamel het supernatans met een glazen pipet van 10 ml (figuur 8) en bewaar het bij -20 °C in de vriezer voor verder onderzoek.
      OPMERKING: Afhankelijk van de deeltjesgrootte en de dichtheid van het plantenresidu, hebben de extracten langere centrifugeertijden nodig (20-30 min).

3. Bepaling van fenolische verbindingen

  1. Bepaling van het totale fenolgehalte
    1. Bepaal het totale fenolgehalte van de CS-extracten door te verwijzen naar het protocol met enkele wijzigingen17.
    2. Bereid een 10-voudige verdunning van monsters voor door te verdunnen met gedestilleerd water.
    3. Meng 10 μl van het verdunde monster met 20 μl onverdund reagens van Folin-Ciocalteu en laat ze 3 minuten inwerken.
    4. Voeg vervolgens 100 μL 7,5% Na2CO3 -oplossing toe aan het mengsel in elk putje van een plaat met 96 putjes.
    5. Bereid verschillende concentraties voor het standaardconcentratiebereik van galluszuur (zie tabel 1 en tabel 2) door te verdunnen met gedestilleerd water.
    6. Meng ze met 20 μL van het reagens van Folin-Ciocalteu en laat ze 3 minuten inwerken.
    7. Voeg vervolgens 100 μL 7,5% Na2CO3 -oplossing toe aan het mengsel in elk putje van een plaat met 96 putjes.
    8. Incubeer de reactie gedurende 30 minuten in het donker bij kamertemperatuur.
    9. Meet de absorptie van de reactieoplossing bij 765 nm met behulp van een microplaatlezer (figuur 9A).
    10. Plot de standaard kalibratiecurve met behulp van de concentraties van de standaard en de extinctie bij 765 nm (figuur 10A).
    11. Druk de resultaten uit in mg galluszuurequivalent (GAE) per g monster en bereken het met behulp van de volgende vergelijking18:
      OPMERKING: mg galluszuurequivalent (GAE) per g monster = [(A765 - c) / m)) in μg galluszuurequivalent × Totaal volume in reactieputje (ml) x Verdunning × gewicht van droog monster (1 g) x Resulterend volume extract (ml)] / [(Volume monster toegevoegd aan elk putje (ml) x Werkelijk gewicht van het droge monster (g) × conversiefactor van μg naar mg (1000)]
      waarbij, c = y-snijpunt, m = helling
  2. Bepaling van het totale gehalte aan flavonoïden
    1. Bepaal het totale flavonoïdegehalte van het CS-extract volgens het protocol met enkele wijzigingen17.
    2. Bereid een 5-voudige verdunning van monsters voor door te verdunnen met gedestilleerd water.
    3. Voeg 50 μL van het verdunde monster toe aan 15 μL 5% NaNO2 en incubeer gedurende 5 minuten in het donker.
    4. Meng 15 μL 10% AlCl3-oplossing met de reactie en houd deze 6 minuten op kamertemperatuur.
    5. Voeg vervolgens 100 μL 1 M NaOH-oplossing toe aan de reactie en incubeer nog 10 minuten.
    6. Meet de absorptie van het mengsel bij 510 nm (figuur 9B).
    7. Bereid verschillende concentraties quercetine in het standaardbereik (zie tabel 3 en 4) door ze toe te voegen aan 15 μl 5% NaNO2 en 5 minuten in het donker te incuberen.
    8. Meng 15 μL 10% AlCl3-oplossing met de reactie en houd 6 minuten op kamertemperatuur.
    9. Voeg 100 μL 1 M NaOH-oplossing toe aan de reactie en incubeer verder gedurende 10 minuten.
    10. Bepaal de extinctie van de standaard bij 510 nm (Figuur 9B).
    11. Plot de standaard kalibratiecurve met behulp van concentraties van de standaard en extinctie bij 510 nm (Figuur 10B).
    12. Druk de resultaten uit in mg quercetine-equivalent (QE) per g van het monster, berekend met vergelijking19 als volgt:
      OPMERKING: mg quercetine-equivalent (QE) per g monster = [((A510 - c) / m)) in μg quercetine-equivalent × Totaal volume in reactieputje (ml) x Verdunning × gewicht van droog monster (1 g) x Resulterend volume extract (ml)] / [(Volume van het monster toegevoegd aan elk putje (ml) x Werkelijk gewicht van het droge monster (g) × conversiefactor van μg naar mg (1000)]
      waarbij, c = y-snijpunt, m = helling

4. Bepaling van de antioxiderende werking

  1. 1,1-difenyl-2-Picryl-Hydrazil (DPPH) radicaal-opruimingstest
    1. Bepaal de DPPH-radicale wegvangende activiteit van CS-extract volgens het protocol met enkele wijzigingen17.
    2. Bereid een 10-voudige verdunning van de monsters voor door ze te verdunnen met gedestilleerd water.
    3. Meng 20 μl van de verdunde monsters met 135 μl 0,1 mM DPPH-oplossing.
    4. Bereid verschillende concentraties van het standaard Trolox-concentratiebereik (zie tabel 5 en 6) door te mengen met 135 μl 0,1 mM DPPH-oplossing.
    5. Incubeer het mengsel 30 minuten in het donker bij kamertemperatuur.
    6. Meet de absorptie van de resultante bij 517 nm (figuur 9C).
    7. Teken de standaard kalibratiecurve uit met behulp van concentraties van de standaard en % remming (figuur 10C).
    8. Bereken de %-inhibitie van de DPPH-test als volgt:
      % Remming = [(extinctie van controle − extinctie van monster)/ extinctie van controle] × 100
    9. Druk de resultaten uit in mg van de Trolox-equivalente antioxidantcapaciteit per g van het monster, berekend met de volgende vergelijking20:
      OPMERKING: mg Trolox-equivalent (TE) per g monster = [(% remming-c) / m) in μg Trolox-equivalent × Totaal volume in reactieputje (ml) x Verdunning × gewicht van droog monster (1 g) x Resulterend volume extract (ml)] / [(Volume van het monster toegevoegd aan elk putje (ml) x Werkelijk gewicht van het droge monster (g) × conversiefactor van μg naar mg (1000)]
      waarbij, c = y-snijpunt, m = helling
  2. 2,2′-Azino-Bis-3-Ethylbenzthiazoline-6-Sulfonzuur (ABTS) radicale opruimingstest
    1. Bepaal de ABTS-radicale opruimactiviteit van CS-extract met behulp van het protocol uit de referentie met enkele wijzigingen17.
    2. Bereid de ABTS·+ bouillonoplossing door 7 mM ABTS en 2,45 mM kaliumpersulfaat (1:2) te mengen en 16 uur in het donker bij kamertemperatuur te incuberen.
    3. Bereid de werkoplossing voor door 5 ml ABTS·+ stockoplossing te mengen met 100 ml gedeïoniseerd water.
    4. Meng 160 μL ABTS·+ werkoplossing met 10 μL van het 10-voudig verdunde monster of de Trolox-standaard in verschillende concentraties (zie tabel 7 en tabel 8).
    5. Incubeer de reactie in het donker bij kamertemperatuur gedurende 30 minuten.
    6. Bepaal de absorptie van het mengsel bij 734 nm (figuur 9D).
    7. Plot de standaard kalibratiecurve met behulp van concentraties van de standaard en % remming (Figuur 10D).
    8. Bereken de % remming van de ABTS-test met behulp van de volgende formule:
      % Remming = [(extinctie van controle - absorptie van monster) / extinctie van controle] × 100.
      1. Druk de resultaten uit in mg van de Trolox-equivalente antioxidantcapaciteit per g van het monster, berekend met behulp van de volgende vergelijking21:
        OPMERKING: mg trolox-equivalent (TE) per g monster = [((% remming - c) / m)) in μg Trolox-equivalent × Totaal volume in reactieputje (ml) x Verdunning × gewicht van droog monster (1 g) x Resulterend volume extract (ml)] / [(Volume monster toegevoegd aan elk putje (ml) x Werkelijk gewicht van het droge monster (g) × conversiefactor van μg naar mg (1000)]
        waarbij, c = y-snijpunt, m = helling
  3. IJzerverlagende antioxidant power assay (FRAP)
    1. Bepaal de ijzerreducerende antioxidantactiviteit van CS-extract volgens het protocol met enkele wijzigingen17.
    2. Bereid het FRAP-reagens met behulp van een 30 mM acetaatbuffer bij pH 3,6, een mengsel van 10 mM TPTZ-oplossing in 40 mM HCl en 20 mM FeCl3,6H 2O-oplossing in een verhouding van 10:1:1.
    3. Plaats het FRAP-reagens in een amberkleurige fles totdat het nodig is.
      NOTITIE: Zorg ervoor dat het FRAP-reagens bruin is. Als het reagens is verontreinigd door metaalionen of andere reactieve verbindingen, wordt het paars en moet het worden weggegooid. Gebruik alleen vers bereide reagentia.
    4. Bereid een 5-voudige verdunning van de monsters voor door ze te verdunnen met gedestilleerd water.
    5. Voeg 10 μl van het verdunde monster of 20 μl FeSO 4,7H 2O in verschillende standaardconcentraties (tabel 9 en tabel 10) toe aan 180 μl van de FRAP-oplossing.
    6. Incubeer de reactie bij kamertemperatuur gedurende 4 minuten.
    7. Evalueer de absorptie van het mengsel bij 593 nm (figuur 9E).
    8. Plot de standaard kalibratiecurve met behulp van concentraties van de standaard en extinctie bij 593 nm (figuur 10E).
    9. Druk de resultaten uit in mg FeSO4 per g van het monster, berekend met behulp van de volgende vergelijking21:
      OPMERKING: mg FeSO4-equivalent (Fe (II) E) per g monster = [((A593 - c) / m)) in μg FeSO4-equivalent × Totaal volume in reactieputje (ml) x Verdunning × gewicht van het droge monster (1 g) x Resulterend volume van het extract (ml)] / [(Volume van het monster toegevoegd aan elk putje (ml) x Werkelijk gewicht van het droge monster (g) × conversiefactor van μg naar mg (1000)]
      waarbij, c = y-snijpunt, m = helling
  4. Voer alle tests (TPC, TFC, DPPH, ABTS en FRAP) van elk monster in drievoud uit. In deze studie werd water gebruikt als de blanco voor de meeste tests, behalve DPPH, waar ethanol diende als de blanco om de achtergrondabsorptie aan te pakken.

5. Statistische analyse

  1. Gebruik SPSS-software om een statistische analyse van de experimentele gegevens uit te voeren.
  2. Voer de normaliteitstest uit met behulp van de Shapiro-Wilk-test.
  3. Vergelijk de bioactieve stoffen en antioxiderende activiteiten van MAE CS-extract op basis van polyolen en conventionele MAE CS-extracten op basis van oplosmiddelen met behulp van one-way ANOVA met de tests met meerdere reeksen van Duncan.
  4. Druk alle gegevens uit als gemiddelde ± SD (n = 3) en definieer het significantieniveau op p < 0,05.

Resultaten

Effect van polyolen, oplosmiddelen en conventionele oplosmiddelen op het totale fenolgehalte, het totale flavonoïdegehalte, DPPH-, FRAP- en ABTS-antioxidantenanalyses
De polariteit van het oplosmiddel moet compatibel zijn met die van gerichte actieve moleculen om de extractie-efficiëntie van bioactieve stoffen uit planten te verbeteren22. Er werden experimenten uitgevoerd met verschillende oplosmiddelen (water, ethanol, glycerine, propyleenglycol, butyleenglycol, methylpropaandiol, isopentyldiol, pentyleenglycol, 1,2-hexaandiol en hexyleenglycol) om hun impact op de bioactieve stoffen en antioxiderende activiteiten van MAE-koffiezilverhuidextract te beoordelen.

Effect van polyolen, oplosmiddelen en conventionele oplosmiddelen op het totale fenolgehalte
Het totale fenolgehalte van elke extractie met verschillende oplosmiddelen werd geanalyseerd. Het hoogste fenolgehalte werd verkregen in monsters met waterig 1,2-hexaandiol (52,0 ± 3,0 mg GAE/g monster), terwijl het laagste TPC werd onthuld in monsters met waterextractie (31,4 ± 4,3 mg GAE/g monster), en deze waarden verschilden significant van die van alle andere omstandigheden. De monsters met waterige pentyleenglycol leverden de op één na hoogste TPC-waarde op, gevolgd door monsters met waterige butyleenglycol, methylpropaandiol en andere oplosmiddelsystemen (figuur 11A). Bij vergelijking van monsters met conventionele oplosmiddelen (water- en waterig ethanolsysteem) en monsters met oplosmiddelen op basis van polyolen, kunnen significante verschillen in TPC-waarden worden waargenomen (p < 0,05).

Effect van polyolen, oplosmiddelen en conventionele oplosmiddelen op het totale flavonoïdegehalte
Het totale flavonoïdegehalte van elke extractie met verschillende oplosmiddelen werd geanalyseerd. Het hoogste gehalte aan flavonoïden werd verkregen in monsters met 1,2-hexaandiol in water (20,0 ± monster van 1,7 mg QE/g), wat een significant verschil aantoonde met dat van alle andere extracten. De monsters met waterig-isopentydiol vertoonden de laagste TFC-waarde (8,8 ± 0,7 mg QE/g monster), die niet significant verschilde van waterige methylpropaandiol en waterige ethanolextracten. Bovendien werd de op één na hoogste TFC-waarde gevonden in het monster met waterige pentyleenglycol, gevolgd door waterige hexyleenglycol, waterige propyleenglycol, waterige butyleenglycol en waterige glycerine (figuur 11B).

Effect van polyolen, oplosmiddelen en conventionele oplosmiddelen op antioxidanttesten
De antioxiderende werking van de extracten met polyolen en conventionele oplosmiddelen werd geëvalueerd met behulp van DPPH-, ABTS- en FRAP-assays. De hoogste waarde voor de DPPH-test werd gemeten in monsters met waterige hexyleenglycol (13,6 ± 0,3 mg TE/g monster) en de laagste in monsters met waterige ethanol (4,5 ± 0,2 mg GAE/g monster), en deze waarden verschilden significant van andere extracten (p < 0,05). De op één na hoogste DPPH-waarden werden waargenomen in monsters met waterig 1,2-hexaandiol, gevolgd door waterige pentyleenglycol, waterig methylpropaandiol en andere oplosmiddelsystemen (figuur 11C).

De hoogste ABTS-waarde werd gemeten in monsters met waterige pentyleenglycol (8,2 ± 0,1 mg TE/g monster) en de laagste in monsters met water (5,6 ± 0,04 mg GAE/g monster), en deze waarden verschilden significant van andere extracten (p < 0,05). De op één na hoogste ABTS-waarden werden gedetecteerd in waterige butyleenglycol en waterige 1,2-hexaandiol, gevolgd door monsters met waterige glycerine, waterige methylpropaandiol en andere oplosmiddelsystemen (figuur 11D).

De hoogste FRAP-waarden werden waargenomen in monsters met waterige hexyleenglycol (21,1 ± 1,3 mg Fe (II) E/g monster en de laagste in waterextractie (11,5 ± 0,2 Fe (II) E/g monster), waarbij deze waarden significant verschilden (p < 0,05) voor de overige oplosmiddelen. Bovendien werden de op één na hoogste FRAP-waarden gevonden in monsters met waterige pentyleenglycol, gevolgd door waterige butyleenglycol, waterige glycerine en andere oplosmiddelsystemen (Figuur 11E).

Bij het vergelijken van de antioxiderende activiteiten van monsters met conventionele oplosmiddelen (water en waterige ethanol), vertoonden die welke polyolen bevatten significant hogere antioxidantactiviteiten in alle antioxidanttesten (DPPH, ABTS en FRAP) (p < 0,05).

figure-results-1
Figuur 1: Reactie in experimentele containers en de MAE-kamer. (A) Monster en oplosmiddel worden vóór extractie toegevoegd aan het witte tussenlaagvat van een tefloncontainer. (B) Elke container wordt in de magnetronkamer geplaatst voordat met de extractie wordt begonnen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Speciaal gereedschap voor het sluiten van de reactievaten. Nadat het monster en het oplosmiddel aan de tefloncontainer zijn toegevoegd, worden de deksels op de bovenkant van de container aangebracht, in de vathouder geplaatst en stevig vastgemaakt met het gereedschap. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Extractiemethode. (A) Extractiemethode, gemaakt door het gedeelte over de methode in te voeren. (B) Het SK eT-accessoire wordt toegepast voor het MAE-proces. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Afbeelding 4: Instelling van de roersnelheid en deurvergrendelingsfunctie. (A) De magnetische roerstaafjes in elk vat kunnen worden geactiveerd door de roersnelheid te kiezen. (B) De deurvergrendelingsfunctie begrenst de temperatuur, waardoor de kamer na extractie kan worden geopend. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-5
Figuur 5: Instellen van de extractiecondities. (A) Het tabelpictogram openen en de extractievoorwaarden instellen, zoals tijd, temperatuur en magnetronvermogen. (B) Open de roerknop en kies de ventilatorsnelheid. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-6
Afbeelding 6: Instellen van de afkoeltijd. De afkoeltijd toepassen om de binnentemperatuur in de MAE-kamer te verlagen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-7
Afbeelding 7: Het extractieproces starten. (A) Opslaan van de methode die voor de extractie is gemaakt. (B) Klik op het afspeelpictogram om het extractieproces te starten. (C) Het kiezen van het aantal vaten om de extractie te starten. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-8
Figuur 8: Foto van het uiteindelijke extract na extractie met behulp van MAE. Het verkrijgen van het supernatans na het centrifugeren. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-9
Figuur 9: De 96 putplaten voor het bepalen van de TPC, TFC, DPPH opruimactiviteit, ABTS opruimactiviteit en FRAP-assay van de extracten. (A) Bepaling van de TPC voor de standaardplaat voor galluszuur uit een concentratie van 2,5-75 μg/ml en monsterextracten. (B) Bepaling van de TFC voor de quercetine-standaardplaat uit concentraties van 2,5-50 μg/ml en TFC-test om monsterextracten te meten. (C) Bepaling van de DPPH-opruimingsactiviteit voor de Trolox-standaardplaat uit concentraties van 0,25-12,5 μg/ml en de DPPH-opruimingsactiviteitsdetectieplaat van monsterextracten. (D) Bepaling van de ABTS-opruimingsactiviteit voor de Trolox-standaardplaat uit concentraties van 0,25-5 μg/ml en de ABTS-aaswegdekactiviteitsdetectieplaat van monsterextracten. (E) Bepaling van de FRAP-test voor de FeSO4-standaardplaat uit concentraties van 0,25-10 μg/ml en de FRAP-testdetectieplaat van monsterextracten. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-10
Figuur 10: De standaard kalibratiecurven voor de TPC-, TFC-, DPPH-opruimingsactiviteit, ABTS-afvangactiviteit en FRAP-analyse. (A) De standaardcurve voor het bepalen van TPC, uitgezet door concentraties van de galluszuurstandaard en absorptie bij A765. (B) De standaardcurve voor de bepaling van TFC, uitgezet door de concentraties van de quercetinenorm en de extinctie bij A510. (C) De standaardcurve voor het bepalen van de DPPH-opruimactiviteit, uitgezet door concentraties van de Trolox-standaard en % remming. (D) De standaardcurve voor het bepalen van de ABTS-opruimingsactiviteit, uitgezet door concentraties van de Trolox-standaard en % remming. (E) De standaardcurve voor het meten van de FRAP-test, uitgezet door concentraties van de ijzersulfaatstandaard en extinctie bij A593. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-11
Figuur 11: Het effect van oplosmiddeltypen op de TPC-, TFC-, DPPH-opruimactiviteit, ABTS-afvangactiviteit en FRAP-assay in de MAE van koffiezilverhuid. (A) Het effect van oplosmiddeltypen op het totale fenolgehalte. (B) Het effect van oplosmiddeltypen op het totale flavonoïdegehalte. (C) Het effect van oplosmiddeltypen op de DPPH-opruimactiviteit. (D) Het effect van oplosmiddeltypen op de ABTS-opruimactiviteit. (E) Het effect van oplosmiddeltypen op de FRAP-test. Waarden worden aangegeven als Gemiddelde ± SD (n = 3). Waarden met verschillende superscriptletters drukken een statistisch significant verschil uit (p < 0,05). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Tabel 1: Voorbereiding van de standaardcurve van galluszuur. Voorbereiding van het standaard concentratiebereik van 2,5-75 μg/ml in de plaat met 96 putjes. B = blanco, 1-7 = aantal putjes op de plaat met 96 putjes. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Tabel 2: Berekening van de eindconcentratie van de galluszuurnormen. Voorbereiding van het standaard concentratiebereik van 2,5-75 μg/ml. De eindconcentraties (μg/ml) galluszuur worden dienovereenkomstig berekend. Eindconcentratie (μg/ml) = (Beginconcentratie (mg/ml) × beginvolume (μL) / eindvolume (μL)) × (1000 μg/1 mg). Klik hier om deze tabel te downloaden.

Tabel 3: Quercetine standaard curve voorbereiding. Voorbereiding van het standaard concentratiebereik van 2,5-50 μg/ml in de plaat met 96 putjes. B = blanco, 1-7 = aantal putjes op de plaat met 96 putjes. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Tabel 4: Berekeningstabel voor de eindconcentratie van quercetinestandaarden. Voorbereiding van het standaard concentratiebereik van 2,5-50 μg/ml. De eindconcentraties (μg/ml) van quercetine worden dienovereenkomstig berekend. Eindconcentratie (μg/ml) = (Beginconcentratie (mg/ml) × beginvolume (μL) / eindvolume (μL)) × (1000 μg/1 mg). Klik hier om deze tabel te downloaden.

Tabel 5: Trolox standaardcurve-voorbereiding in het concentratiebereik van 0,25-12,5 μg/ml. Voorbereiding van het standaard concentratiebereik van 0,25-12,5 μg/ml in de plaat met 96 putjes. B = blanco, C = controle, 1-7 = aantal putjes op de plaat met 96 putjes. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Tabel 6: Berekening van de eindconcentratie van de Trolox-normen voor DPPH-analyse. Voorbereiding van het standaard concentratiebereik van 0,25-12,5 μg/ml, inclusief de eindconcentraties (μg/ml) van Trolox. Eindconcentratie (μg/ml) = (Beginconcentratie (mg/ml) × beginvolume (μL) / eindvolume (μL)) × (1000 μg/1 mg). Klik hier om deze tabel te downloaden.

Tabel 7: Trolox standaardcurve-voorbereiding in het concentratiebereik van 0,25-5 μg/ml. Voorbereiding van het standaard standaardconcentratiebereik van 0,25-5 μg/ml in de plaat met 96 putjes. B = blanco, C = controle, 1-7 = aantal putjes op de plaat met 96 putjes. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Tabel 8: Berekening van de eindconcentratie van de Trolox-normen voor ABTS-analyse. Voorbereiding van het standaard concentratiebereik van 0,25-5 μg/ml, inclusief de eindconcentraties (μg/ml) van Trolox. Eindconcentratie (μg/ml) = (Beginconcentratie (mg/ml) × beginvolume (μL) / eindvolume (μL)) × (1000 μg/1 mg). Klik hier om deze tabel te downloaden.

Tabel 9: Berekeningstabel voor de eindconcentratie voor de FeSO4-normen . Voorbereiding van de bereiding van een standaard concentratiebereik van 2,5-100 μg/ml, inclusief de eindconcentraties (μg/ml) van FeSO4. Eindconcentratie (μg/ml) = (Beginconcentratie (mg/ml) × beginvolume (μL) / eindvolume (μL)) × (1000 μg/1 mg). Klik hier om deze tabel te downloaden.

Tabel 10: FeSO4 standaard curve voorbereiding. Voorbereiding van het standaard concentratiebereik van 0,25-10 μg/ml in de plaat met 96 putjes. B = leeg. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Discussie

Verschillende factoren spelen een cruciale rol bij de succesvolle implementatie van MAE, zoals het fytochemische gehalte van plantaardige componenten, de extractieduur, de temperatuur, het microgolfvermogen, de vaste-vloeistofverhouding en de concentratie van oplosmiddelen13. Planten vertonen doorgaans verschillende profielen van fytochemicaliën; Daarom is de selectie van natuurlijke planten die rijk zijn aan antioxidanten en fenolische verbindingen essentieel23. Bovendien vertonen verschillende bioactieve bestanddelen een verscheidenheid aan polariteiten, afhankelijk van het gebruikte oplosmiddel. Evenzo vertonen oplosmiddelen verschillende polariteiten. Aangezien de polariteit van oplosmiddelen een cruciale rol speelt bij het bepalen van de werkzaamheid van de extractie van bioactieve stoffen uit grondstoffen, is het absoluut noodzakelijk dat de polariteit van het oplosmiddel overeenkomt met die van de beoogde bioactieve moleculen24.

In deze studie werden verschillende polyolen gebruikt om polyfenolen en antioxidanten uit koffiezilverhuid te extraheren met behulp van MAE. Polyfenolen zijn overwegend polair en oplosmiddelen met een hoge polariteit verhogen doorgaans de opbrengst van fenolische verbindingen25. Vergeleken met monsters met water en ethanol, vertoonden degenen die verschillende polyolen gebruikten een hogere efficiëntie in alle gemeten reacties, inclusief TPC-, TFC- en antioxidanttesten zoals DPPH, ABTS en FRAP. Eerdere studies ondersteunen de bevindingen dat waterige polyolmengsels de extractieopbrengst van bioactieve stoffen kunnen verbeteren in vergelijking met waterige ethanolmengsels 9,10,11. Bij het vergelijken van verschillende polyolen leverden monsters met een specifiek waterig polyolsysteem niet de hoogste waarde op. Het is echter interessant om op te merken dat monsters met waterig 1,2-hexaandiol de hoogste waarden opleverden in TPC- en TFC-tests. Ondertussen leverden die met waterige hexyleenglycol de hoogste waarden op in DPPH- en FRAP-tests, en waterig-pentyleenglycolextract vertoonde de hoogste waarden in de ABTS-test. De variatie in waarden verkregen uit verschillende assays zoals TPC, TFC, DPPH, ABTS en FRAP binnen waterige polyolensystemen kan worden toegeschreven aan verschillende factoren, waaronder de onderscheidende kenmerken van de gebruikte polyolen. Polyolen vertonen verschillen in viscositeit, polariteit en kookpunten, wat direct van invloed is op hun werkzaamheid bij het extraheren van bioactieve stoffen uit plantaardig materiaal26. Een mogelijke verklaring kan worden toegeschreven aan het principe van "Like lost like op", waarbij het specifieke oplosmiddelsysteem het meest geschikt is om de massaoverdracht van bepaalde bioactieve stoffen te vergemakkelijken27. Dit onderstreept het belang van het selecteren van een oplosmiddel met een polariteit die overeenkomt met die van de beoogde bioactieve stof.

Een andere mogelijke reden kan het feit zijn dat het verschil in het aantal hydroxylgroepen (-OH) dat in het oplosmiddel aanwezig is, een aanzienlijke invloed heeft op de opbrengst van fenolverbindingen28. Van deze polyolen bevat alleen glycerine drie -OH-groepen, terwijl de overige polyolen in deze studie twee -OH-groepen bevatten. Oplosmiddelen met een hoger aantal -OH-groepen hebben de neiging om een hogere viscositeit te vertonen in vergelijking met oplosmiddelen met minder29. Verhoogde viscositeit kan de efficiënte overdracht van actieve stoffen tijdens het extractieproces belemmeren, waardoor de totale opbrengst wordt verminderd. Bovendien speelt de diëlektrische constante van een oplosmiddel, die nauw verband houdt met zijn polariteit, een cruciale rol bij het bepalen van zijn vermogen om polaire of niet-polaire opgeloste stoffen op te lossen. Oplosmiddelen met hogere diëlektrische constanten zijn beter in het oplossen van polaire opgeloste stoffen, en oplosmiddelen met lagere zijn beter geschikt voor niet-polaire opgeloste stoffen30. Onder polyolen vertoont glycerine een relatief hoge diëlektrische constante van 41,14, terwijl hexyleenglycol, pentyleenglycol en 1,2-hexaandiol lagere diëlektrische constanten vertonen van respectievelijk 25,86, 17,31 en 15,45, 31,32. De bevindingen van deze studie suggereren dat de bioactieve stoffen in het monster laagpolaire bestanddelen kunnen bevatten.

De extractie-efficiëntie kan worden verbeterd door de selectie en samenstelling van oplosmiddelen te optimaliseren, en verdere experimenten kunnen nodig zijn om het meest geschikte oplosmiddelsysteem te identificeren. Hoewel het onderzoek potentieel vertoont, wordt het beperkt door de enige focus op microgolfondersteunde extractie met polyolen en de beperkte evaluatie van andere variabelen, waaronder extractieduur, temperatuur, oplosmiddelconcentratie, vaste-vloeistofverhouding en extractievermogen. Bovendien is een mechanistische studie nodig om te begrijpen hoe polyolen functioneren vanwege hun gevarieerde diëlektrische constanten, die een directe invloed hebben op hun oplosbaarheid van polaire of niet-polaire opgeloste stoffen. Verschillen in diëlektrische constanten tussen polyolen benadrukken het belang van het onderzoeken van hun specifieke mechanismen bij het extraheren van bioactieve stoffen. Dergelijk onderzoek zou waardevolle inzichten bieden in de interacties tussen oplosmiddelen en opgeloste stoffen, en helpen bij de optimalisatie en selectie van oplosmiddelsystemen voor efficiënte extractieprocessen.

Met betrekking tot het MAE-proces zijn er enkele beperkingen. Hoewel MAE voor snelle verwarming kan zorgen, kan nauwkeurige temperatuurregeling een uitdaging zijn, wat mogelijk kan leiden tot oververhitting en de degradatie van thermisch gevoelige verbindingen33. De instelling van het magnetronvermogen voor gradiënt en extractietemperatuur kan echter op hetzelfde microgolfvermogen worden ingesteld om temperatuurfrustratie tijdens de extractie te voorkomen. Bovendien heeft MAE beperkingen ten opzichte van warmtegevoelige plantcomponenten. De geavanceerde Ethos X MAE-technologie kan echter het risico op verslechtering minimaliseren door effectieve verwarming met een kortere duur te ondersteunen met behulp van diëlektrische verwarming34. Elk vat van de MAE-kamer heeft zijn eigen beperkte maximale vaste en vloeibare capaciteit. De vaste-vloeistofverhouding over deze beperking kan ook een grote invloed hebben op de concentratie van de extracten11. Het oplossen van oplosmiddel en opgeloste stof kan worden bevorderd met behulp van roerstaafjes, wat mogelijk leidt tot effectieve extractie en een hoger rendement35. Bovendien kunnen de geëxtraheerde fenolische en flavonoïde verbindingen in de extracten worden geverifieerd door middel van aanvullende analyses, zoals vloeistofchromatografie triple quadrupool massaspectrometrie (LC-QQQ) en vloeistofchromatografie quadrupool Time-of-Flight massaspectrometrie (LC-QTOF), om de aanwezigheid van specifieke bioactieve stoffen en hun respectieve hoeveelheden vast te stellen36.

De extractie van polyfenolen en antioxidanten uit koffiezilverhuid met behulp van waterige polyolen via MAE toonde een hogere efficiëntie aan in vergelijking met water- en waterige ethanolextracten. Op basis van de resultaten die zijn afgeleid van de op polyolen gebaseerde MAE van CS-extracten, is waargenomen dat het gebruik van de waterige-hexyleenglycol-, waterige-1,2-hexaandiol- en waterige-pentyleenglycolsystemen resulteerde in significant hogere extractieopbrengsten van bioactieve stoffen en antioxidantcapaciteiten. Bovendien onderstrepen deze bevindingen het potentieel van het gebruik van dergelijke geëxtraheerde verbindingen voor latere onderzoeksanalyses. Het gebruik van polyolen als groene oplosmiddelen voor de extractie van bioactieve stoffen uit plantaardig materiaal door middel van MAE belooft milieuvoordelen en een verbeterde opbrengst van bioactieve stoffen, en biedt een duurzame aanpak met het potentieel voor gebruik in cosmetische toepassingen.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Deze studie werd gefinancierd door de Mae Fah Luang University. De auteurs willen het Tea and Coffee Institute van de Mae Fah Luang University bedanken voor het faciliteren van de verbinding tussen de onderzoekers en lokale boeren met betrekking tot het verwerven van koffiezilverhuidmonsters.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1,2-HexanediolChanjao Longevity Co., Ltd.
2,2 -Azino-bis 3 ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid diammonium salt (ABTS)SigmaA1888
2,2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH)SigmaD9132
2,4,6-Tri(2-pyridyl)-s-triazine (TPTZ)Sigma93285
2-Digital balanceOhausPioneer
4-Digital balanceDenverSI-234
6-hydroxy-2,5,7,8 tetramethylchroman -2-carboxylic acid (Trolox)Sigma238813
96-well plateSPL Life Science
Absolute ethanolRCI Labscan64175
Acetic acidRCI Labscan64197
Aluminum chlorideLoba Chemie898
Automatic pipetteLabnetBiopett
Butylene glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
Ethos X advanced microwave extractionMilestone Srl, Sorisole, Italy
Ferrous sulfateAjex Finechem3850
Folin-Ciocalteu's reagentLoba Chemie3870
Freezer SFSanyoC697(GYN)
Gallic acidSigma398225
GrinderOu Hardware Products Co.,Ltd
Hexylene glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
Hydrochloric acid (37%)RCI LabscanAR1107
Iron (III) chlorideLoba Chemie3820
IsopentyldiolChanjao Longevity Co., Ltd.
MethanolRCI Labscan67561
Methylpropanediol Chanjao Longevity Co., Ltd.
Pentylene glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
Potassium persulfateLoba Chemie5420
Propylene glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
QuercetinSigmaQ4951
Refrigerated centrifugeHettich
Sodium acetateLoba Chemie5758
Sodium carbonateLoba Chemie5810
Sodium hydroxideRCI LabscanAR1325
Sodium nitriteLoba Chemie5954
SPECTROstar Nano microplate readerBMG- LABTECH
SPSS softwareIBM SPSS Statistics 20
Tray dryerFrance EtuvesXUE343

Referenties

  1. Wawoczny, A., Gillner, D. The most potent natural pharmaceuticals, cosmetics, and food ingredients isolated from plants with deep eutectic solvents. J Agric Food Chem. 71 (29), 10877-10900 (2023).
  2. Syukur, M., Prahasiwi, M. S., Yuliani, S., Purwaningsih, Y., Indriyanti, E. Profiling of active compounds of extract ethanol, n-hexane, ethyl acetate and fraction ethanol of star anise (Illicium verum hook. F.) and determination of total flavonoids, total phenolics and their potential as antioxidants. Sci Technol Indones. 8 (2), 219-226 (2023).
  3. Supjaroenporn, C., Khongcharoen, P., Myo, H., Khat-Udomkiri, N. Studying the optimization, characterization, and antioxidant activities of phenolic extracts extracted from Rhus chinensis Mill. Leaf using microwave-assisted extraction system with glycerol as a green solvent. Curr Bioact Compd. 20 (3), 68-82 (2024).
  4. Gasser, M. S., Abdel Rahman, R. O. Sustainability of solvent extraction techniques in pollution prevention and control. Handbook of advanced approaches towards pollution prevention and control. , Elsevier. 33-66 (2021).
  5. Płotka-Wasylka, J., Rutkowska, M., Owczarek, K., Tobiszewski, M., Namieśnik, J. Extraction with environmentally friendly solvents. TrAC, Trends Anal Chem. 91, 12-25 (2017).
  6. Queffelec, J., Beraud, W., Torres, M. D., Domínguez, H. Advances in obtaining ready-to-use extracts with natural solvents. Sustain Chem Pharm. 38, 101478(2024).
  7. Can Karaca, A., Erdem, I. G., Ak, M. M. Effects of polyols on gelation kinetics, gel hardness, and drying properties of alginates subjected to internal gelation. LWT. 92, 297-303 (2018).
  8. Nastasi, J. R., Daygon, V. D., Kontogiorgos, V., Fitzgerald, M. A. Qualitative analysis of polyphenols in glycerol plant extracts using untargeted metabolomics. Metabolites. 13 (4), 566(2023).
  9. Khat-Udomkiri, N., Gatnawa, G., Boonlerd, N., Myo, H. Valorization of Camellia sinensis flowers in cosmetic and pharmaceutical applications: Optimization of microwave-assisted glycerin extraction. Waste Biomass Valori. 15, 323-335 (2023).
  10. Myo, H., Yaowiwat, N., Pongkorpsakol, P., Aonbangkhen, C., Khat-Udomkiri, N. Butylene glycol used as a sustainable solvent for extracting bioactive compounds from Camellia sinensis flowers with ultrasound-assisted extraction. ACS omega. 8 (5), 4976-4987 (2023).
  11. Myo, H., Khat-Udomkiri, N. Optimization of ultrasound-assisted extraction of bioactive compounds from coffee pulp using propylene glycol as a solvent and their antioxidant activities. Ultrason Sonochem. 89, 106127(2022).
  12. Twaij, B. M., Hasan, M. N. Bioactive secondary metabolites from plant sources: Types, synthesis, and their therapeutic uses. Int J Plant Biol. 13 (1), 4-14 (2022).
  13. Bitwell, C., Sen, I. S., Luke, C., Kakoma, M. K. A review of modern and conventional extraction techniques and their applications for extracting phytochemicals from plants. Sci Afr. 19, e01585(2023).
  14. Chakrabortty, S., et al. Recent advances in food biotechnology. Kumar, A., Patruni, K., Singh, V. , Springer Nature Singapore. Singapore. 353-370 (2022).
  15. Fan, L., et al. Mechanochemical assisted extraction as a green approach in preparation of bioactive components extraction from natural products - A review. Trends Food Sci Technol. 129, 98-110 (2022).
  16. Bessada, S. M., C Alves, R., Pp Oliveira, M. B. Coffee silverskin: A review on potential cosmetic applications. Cosmetics. 5 (1), 5(2018).
  17. Myo, H., Nantarat, N., Khat-Udomkiri, N. Changes in bioactive compounds of coffee pulp through fermentation-based biotransformation using Lactobacillus plantarum TISTR 543 and its antioxidant activities. Fermentation. 7 (4), 292(2021).
  18. Molole, G. J., Gure, A., Abdissa, N. Determination of total phenolic content and antioxidant activity of Commiphora mollis (oliv). Engl. Resin. BMC Chem. 16 (1), 48(2022).
  19. Barku, V., Opoku-Boahen, Y., Owusu-Ansah, E., Mensah, E. Antioxidant activity and the estimation of total phenolic and flavonoid contents of the root extract of Amaranthus spinosus. Asian J Plant Sci Res. 3 (1), 69-74 (2013).
  20. Samarasiri, M., Chandrasiri, T., Wijesinghe, D., Gunawardena, S. Antioxidant capacity and total phenolic content variations against Morinda citrifolia L. fruit juice production methods. Int J Food Eng. 5, 293-299 (2019).
  21. Rumpf, J., Burger, R., Schulze, M. Statistical evaluation of DPPH, ABTS, FRAP, and Folin-Ciocalteu assays to assess the antioxidant capacity of lignins. Int J Biol Macromol. 233, 123470(2023).
  22. Lainez-Cerón, E., Ramírez-Corona, N., Jiménez-Munguía, M. T., Palou, E., López-Malo, A. Extraction of bioactive compounds from plants by means of new environmentally friendly solvents. Research and technological advances in food science. , Academic Press. 301-332 (2022).
  23. Yu, M., Gouvinhas, I., Rocha, J., Barros, A. I. R. N. A. Phytochemical and antioxidant analysis of medicinal and food plants towards bioactive food and pharmaceutical resources. Sci Rep. 11 (1), 10041(2021).
  24. Lefebvre, T., Destandau, E., Lesellier, E. Selective extraction of bioactive compounds from plants using recent extraction techniques: A review. J Chromatogr A. 1635, 461770(2021).
  25. Nandasiri, R., Eskin, N. M., Thiyam-Höllander, U. Antioxidative polyphenols of canola meal extracted by high pressure: Impact of temperature and solvents. J Food Sci. 84 (11), 3117-3128 (2019).
  26. Jha, A. K., Sit, N. Extraction of bioactive compounds from plant materials using combination of various novel methods: A review. Trends Food Sci Technol. 119, 579-591 (2022).
  27. Czarnecki, M. A., et al. Solvent effect on the competition between weak and strong interactions in phenol solutions studied by near-infrared spectroscopy and DFT calculations. Phys Chem Chem Phys. 23 (35), 19188-19194 (2021).
  28. Lu, W., Mackie, C. J., Xu, B., Head-Gordon, M., Ahmed, M. A computational and experimental view of hydrogen bonding in glycerol water clusters. J Phys Chem A. 126 (10), 1701-1710 (2022).
  29. Fan, C., Liu, Y., Sebbah, T., Cao, X. A theoretical study on terpene-based natural deep eutectic solvent: Relationship between viscosity and hydrogen-bonding interactions. Glob Chall. 5 (3), 2000103(2021).
  30. Liese, S., Schlaich, A., Netz, R. R. Dielectric constant of aqueous solutions of proteins and organic polymers from molecular dynamics simulations. J Chem Phys. 156 (22), 224903(2022).
  31. Noreland, E., Gestblom, B., Sjöblom, J. Dielectric relaxation studies of 1-hexanol and 1, 2-hexanediol in heptane. J Solution Chem. 18, 303-312 (1989).
  32. Wohlfarth, C. Permittivity (dielectric constant) of liquids. CRC Handbook of Chemistry and Physics. 6, http://webdelprofesor.ula.ve/ciencias/isolda/libros/handbook.pdf (1994).
  33. Dean, J. R. Extraction techniques for environmental analysis. , John Wiley & Sons. (2022).
  34. Nour, A. H., Oluwaseun, A. R., Nour, A. H., Omer, M. S., Ahmed, N. Microwave-assisted extraction of bioactive compounds. Microwave heating. Electromagnetic fields causing thermal and non-thermal effects. , https://www.intechopen.com/books/10089 1-31 (2021).
  35. David, F., Ochiai, N., Sandra, P. Stir bar sorptive extraction: A versatile, sensitive and robust technique for targeted and untargeted analyses. Evolution of solid-phase microextraction technology. , https://www.intechopen.com/books/10089. (2023).
  36. López-Fernández, O., et al. Determination of polyphenols using liquid chromatography-tandem mass spectrometry technique (LC-MS/MS): A review. Antioxidants. 9 (6), 479(2020).

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Op polyolen gebaseerde oplosmiddelenAntioxidantcapaciteitKoffiezilvervliesGroene extractieTotaal fenolgehalteDPPH assayFlavono dengehalte

Gerelateerde artikelen