Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Fotobiomodulatie onder elektro-encefalografische controles van slaap voor stimulatie van lymfatische verwijdering van gifstoffen uit de hersenen van muizen

1.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67035

⸱

28 juni 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biology, Saratov State University, 2Institute of Physics, Department of Optics and Biophotonics, Saratov State University, 3Institute of Biochemistry and Physiology of Plants and Microorganisms, Saratov Scientific Centre of the Russian Academy of Sciences

In dit artikel

Samenvatting

Deze studie presenteert de niet-invasieve en draagbare technologie van transcraniële fotobiomodulatie onder elektro-encefalografische controle voor stimulatie van lymfatische verwijdering van toxines (bijv. Oplosbaar bèta-amyloïde) uit de hersenen van verouderde en niet-verdoofde BALB/c mannelijke muizen tijdens natuurlijke diepe slaap.

Samenvatting

De meningeale lymfevaten (MLV's) spelen een belangrijke rol bij de verwijdering van gifstoffen uit de hersenen. De ontwikkeling van innovatieve technologieën voor de stimulatie van MLV-functies is een veelbelovende richting in de vooruitgang van de behandeling van verschillende hersenziekten die verband houden met MLV-afwijkingen, waaronder de ziekte van Alzheimer en Parkinson, hersentumoren, traumatisch hersenletsel en intracraniële bloedingen. Slaap is een natuurlijke toestand wanneer de afvoerprocessen van de hersenen het meest actief zijn. Daarom kan stimulatie van de afvoer van de hersenen en MLV's tijdens de slaap de meest uitgesproken therapeutische effecten hebben. Dergelijke commerciële technologieën bestaan momenteel echter niet.

Deze studie presenteert een nieuwe draagbare technologie van transcraniële fotobiomodulatie (tPBM) onder elektro-encefalografische (EEG) controle van de slaap, ontworpen om de verwijdering van gifstoffen (bijv. Oplosbaar amyloïde bèta (Aβ)) uit de hersenen van verouderde BALB/c-muizen te stimuleren met het vermogen om de therapeutische effectiviteit van verschillende optische bronnen te vergelijken. De technologie kan worden gebruikt in de natuurlijke toestand van een thuiskooi zonder verdoving, waardoor de motorische activiteit van muizen behouden blijft. Deze gegevens openen nieuwe perspectieven voor de ontwikkeling van niet-invasieve en klinisch veelbelovende fototechnologieën voor de correctie van leeftijdsgebonden veranderingen in de MLV-functies en de drainageprocessen van de hersenen, en voor het effectief reinigen van hersenweefsel van metabolieten en toxines. Deze technologie is zowel bedoeld voor preklinische studies van de functies van het slapende brein als voor het ontwikkelen van klinisch relevante behandelingen voor slaapgerelateerde hersenziekten.

Inleiding

Meningeale lymfevaten (MLV's) spelen een belangrijke rol bij de verwijdering van gifstoffen en metabolieten uit hersenweefsels 1,2,3. Schade van MLV's bij verschillende hersenziekten, waaronder tumoren, traumatisch hersenletsel, bloedingen en neurodegeneratieve processen, gaat gepaard met een afname van de MLV-functies, wat leidt tot de progressie van deze pathologieën 1,2,3,4,5,6 . Daarom opent de ontwikkeling van methoden voor de stimulatie van MLV's nieuwe horizonten in de opkomst van effectieve technologieën voor de behandeling van hersenziekten. Onlangs is niet-invasieve technologie voor effectieve transcraniële fotobiomodulatie (tPBM) voorgesteld om MLV's te stimuleren en gifstoffen zoals bloed en Aβ uit de hersenen te verwijderen 5,7,8,9,10,11,12. Het is interessant om op te merken dat diepe slaap een natuurlijke factor is voor de activering van lymfedrainageprocessen in de hersenen13,14. Op basis van dit feit is het logisch om aan te nemen dat de tPBM van MLV's tijdens de slaap effectievere therapeutische effecten kan hebben dan tijdens het wakker zijn 9,11,12,15. Er zijn momenteel echter geen commerciële technologieën voor tPBM tijdens de slaap16. Daarnaast worden dierproeven om de therapeutische effecten van tPBM te bestuderen uitgevoerd onder narcose, wat nodig is om licht nauwkeurig aan de hersenen af te geven. Anesthesie heeft echter een aanzienlijke invloed op de afvoer van de hersenen, wat de kwaliteit van de onderzoeksresultaten vermindert17.

Aβ is een metabolisch product van normale neurale activiteit18. Zoals het werd vastgesteld in gekweekte corticale neuronen van ratten, wordt Aβ met hoge snelheden vrijgegeven in de extracellulaire ruimte (2-4 moleculen/neuronen/s voor Aβ)19. Er zijn aanwijzingen dat de opgeloste vorm van Aβ, die zich in de extracellulaire en perivasculaire ruimten bevindt, het meest giftig is voor neuronen en synapsen20. Het oplosbare Aβ wordt snel uit het menselijk brein verwijderd gedurende 1-2,5 uur21. MLV's zijn de tunnels voor de verwijdering van het oplosbare Aβ uit de hersenen 1,7 dat afneemt met de leeftijd, wat leidt tot de accumulatie van Aβ in de oudere hersenen 1,22. Er zijn aanwijzingen dat extracellulaire afwijkingen van Aβ-niveaus in de hersenen correleren met cognitieve prestaties bij veroudering en geassocieerd zijn met de ontwikkeling van de ziekte van Alzheimer (AD)23,24. Daarom worden oude en oude knaagdieren beschouwd als alternatieven voor transgene modellen voor de studie van amyloïdose, waaronder AD25,26.

Deze studie presenteert een originele en draagbare tPBM-technologie onder elektro-encefalografische (EEG) controle van diepe of niet-snelle oogbewegingen (NREM) slaap in niet-verdoofde mannelijke BALB/c-muizen van verschillende leeftijden om de lymfeklaring van Aβ vanuit de hersenen naar het perifere lymfestelsel (de diepe cervicale lymfeklieren, dcLL's) te stimuleren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de "Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren", Richtlijn 2010/63/EU betreffende de bescherming van dieren die voor wetenschappelijke doeleinden worden gebruikt, en de richtlijnen van het Ministerie van Wetenschap en Hoger Onderwijs van de Russische Federatie (nr. 742 van 13.11.1984), die zijn goedgekeurd door de Commissie voor Bio-ethiek van de Staatsuniversiteit van Saratov (Protocol nr. 7, 22.09.2022).

1. Hardware-assemblage

  1. Knip een stuk folie textoliet van 1,5 mm dik tot de afmetingen van 1,5 mm x 2 mm. Dit onderdeel wordt de light-emitting diode (LED) printplaat (PCB) genoemd (Figuur 1C).
  2. Soldeer een LED aan een printplaat, zoals weergegeven in afbeelding 1.
  3. Soldeer twee gevlochten koperdraden aan de pinnen van een LED en dek ze vervolgens af met een huls.
  4. Print het 3D-model van het frame uit (Figuur 1A); plaats een LED (Figuur 1B) en magneten (Figuur 1D) op het frame; plaats een sluitring (Figuur 1E) op het hoofd van de muis.
  5. Volg deze stappen om het circuit te monteren (Figuur 2).
    1. Sluit eerst de weerstand aan (Figuur 2; R1) tussen een LED-anode en een 5 V-poort op de Arduino.
    2. Sluit vervolgens een LED-kathode aan op de metaaloxide-halfgeleiderveldeffecttransistor (MOSFET) (Figuur 2; Q1) aftappen. Sluit vervolgens de MOSFET-bron aan op de aarde.
    3. Sluit de pull-down-weerstand aan (Figuur 2; R2) tussen de MOSFET-poort en de grond. Sluit ten slotte de MOSFET-poort aan op pin 3 op de Arduino.
  6. Sluit een LCD-toetsenbordschild (liquid crystal display) aan op de Arduino.
  7. Print de 3D-modellen van de behuizing, de afdekplaat en de knoppen uit. Plaats het Arduino-bord met LCD-toetsenbordschild, MOSFET en LED-connector in de behuizing, zoals weergegeven in afbeelding 3.

2. Softwaregids (Figuur 4)

  1. Download de Arduino-schets (.ino-bestand) en open deze via de Arduino geïntegreerde ontwikkelomgeving (IDE) (Supplementary Coding File 1).
  2. Selecteer de juiste communicatiepoort (COM) en flash de firmware.
  3. De interface bevat twee kolommen. Gebruik de knoppen Links en Rechts om tussen deze kolommen te navigeren. De selectie-indicator bevindt zich links van de kolom.
  4. De linkerkolom op het scherm is het selectieveld voor de inschakelduur van de pulsbreedtemodulatie (PWM). Gebruik de knoppen Omhoog en Omlaag om de inschakelduur aan te passen. Bereik de 10/20/30 Dj/cm2 dosis PBM met een overeenkomstige inschakelduur van 2%/4%/6% PWM in een sessie van 17 minuten.
  5. De rechterkolom op het scherm is het veld RUN/Off. Als u deze kolom wilt selecteren, drukt u op de rechterknop op het toetsenbord en drukt u vervolgens op Selecteren. Wanneer het proces wordt uitgevoerd, knippert de activiteitsindicator en verandert de tekst op de RUN-knop in UIT.
    NOTITIE. Muizen worden gedurende een periode van 10 dagen voorbereid op de experimenten, inclusief implantatie van EEG-elektroden, implantatie van een chronische katheter in de rechter laterale ventrikel voor injectie van fluorescerend Aβ en plaatsing van een plaat voor PBM.

3. Implantatie van een EEG-registratiesysteem (figuur 5)

  1. Weeg de muis en verdoven hem met een mengsel van Zoletil 100 en xylaniet (respectievelijk 100 mg/kg; 10 mg/kg) door intramusculaire injectie in de dij.
  2. Wanneer de terugtrekkingsreflexen van de achtervoet en de reactie op het knijpen van de staart ophouden, plaatst u de muis in een stereotaxisch frame boven een verwarmingskussen (Figuur 5A).
  3. Breng oogzalf aan op de oogleden om uitdroging van de oogbollen tijdens de operatie te voorkomen. Herhaal deze procedure indien nodig.
  4. Scheer het hoofd in het gebied van de neusbeenderen tot de achterhoofdsbeenderen met behulp van een scheermachine en steriliseer de blootgestelde huid eerst met alcohol.
  5. Knip met een rechte ontleedschaar de hoofdhuid af, houd deze vast met een micropincet, reinig de schedel van fascia en droog deze af met wattenstaafjes. Gebruik indien nodig de hemostatische middelen.
  6. Maak met een boor met een diameter van 1,3 mm 2 gaten in de slaapbeenderen aan elke kant langs de coördinaten: AP = -1 mm voor het eerste paar schroeven en AP = -3 mm voor het tweede paar schroeven.
  7. Leg de EEG-schroeven met draaddraden 5 minuten in alcohol. Plaats daarna de EEG-schroeven in de zoutoplossing.
  8. Plaats vier verzilverde schroeven met elektroden in de gaten tot een diepte van 1 mm (Figuur 5B).
  9. Bevestig de schroeven op het oppervlak van de schedel met tandheelkundig acryl zodat de elektroden die eruit steken zich in de richting van de neus van het dier bevinden (Figuur 5C). Laat de tandacryl 15 minuten uitharden.
  10. Bevestig een EEG-opnamesensor aan de neus van het dier met behulp van tandheelkundig acryl. Laat het tandheelkundig acryl 30 minuten uitharden (Figuur 5D).
  11. Plaats de EMG-elektroden met een gebogen pincet op de achterkant van de orbicularis oculi-spier en bevestig ze met het tandacryl. Laat de tandacryl 15 minuten uitharden (Figuur 5E).
  12. Sluit de EEG-elektroden aan op de verzilverde uitsparing van de sensor en soldeer ze met een soldeerstation. Bevestig daarna de EEG-elektroden met behulp van het tandheelkundig acryl (Figuur 5F).
  13. Plaats de muis na de operatie op een verwarmingskussen om de lichaamstemperatuur op peil te houden totdat het dier volledig herstelt van de anesthesie.
  14. Plaats de muis daarna in een individuele thuiskooi met vrije toegang tot voedsel en water met ibuprofen (40 mg/kg in 200 ml water) voor analgesie na een operatie gedurende 10 dagen.

4. Implantatie van een plaat voor PBM

  1. Weeg de muis en verdoven deze met een mengsel van Zoletil 100 en xylaniet (respectievelijk 100 mg/kg; 10 mg/kg) door intramusculaire injectie in de dij 7 dagen na implantatie van het EEG-registratiesysteem.
  2. Wanneer de terugtrekkingsreflexen van de achtervoet en de staartknijpreactie ophouden, plaatst u de muis in een stereotactisch systeem.
  3. Breng oogzalf aan op de oogleden om uitdroging van de oogbollen tijdens de operatie te voorkomen. Herhaal deze procedure indien nodig.
  4. Bevestig een metalen plaat met een diameter van 5 mm op het achterhoofdsbeen van de schedel met behulp van tandheelkundig acryl en Dumont-pincet. Laat het tandheelkundig acryl 15 minuten uitharden (Figuur 6).

5. Voorbereiding van een chronische katheter

  1. Markeer op de insulinenaald een segment op 2 cm van de zijkant van het afgeschuinde uiteinde.
  2. Bevestig de insulinenaald in de naaldhouder vanaf de zijkant van de afgeschuinde punt tot het gemarkeerde segment.
  3. Plaats een 2 cm-PE-10 polyethyleen katheter over de gehele resterende lengte van de naald.
  4. Vul de katheter met een zoutoplossing en dek deze af met een plastic dop om deze af te sluiten.

6. Implantatie van een chronische katheter in de rechter laterale ventrikel

  1. Maak na implantatie van de plaat voor PBM met behulp van een boor een trepanatiegat op de coördinaten AP = -0,5 mm en ML = 1,2 mm, met een diameter van 1,5 mm.
  2. Plaats de PE-10 polyethyleen katheter in een stereotactische houder en plaats deze in de schedel van de muis (DV = 2 mm). Bevestig het daarna met behulp van tandheelkundig acryl. Laat de tandacryl 15 minuten uitharden (Figuur 7).
  3. Plaats de muis na de operatie op een verwarmingskussen om de lichaamstemperatuur op peil te houden totdat het dier volledig herstelt van de anesthesie.
  4. Plaats de muis daarna in een individuele thuiskooi met vrije toegang tot voedsel en water met ibuprofen (40 mg/kg in 200 ml water) voor analgesie na een operatie gedurende 10 dagen.

7. tPBM onder EEG-controle van NREM-slaap

  1. Sluit een in de handel verkrijgbaar EEG-opnamesysteem aan op de connector op het hoofd van de muis en stel de vereiste waarde van de PWM-inschakelduur in.
  2. Houd het EEG-signaal in de gaten en wacht op deltaritme-activiteit. Als de NREM-slaap wordt gezien, start u het PBM-proces en stopt u het proces als de NREM-slaap overgaat in REM-slaap (Rapid Eye Movement) of waakzaamheid. De dosis neemt bij elke interactie toe totdat de vereiste waarde is bereikt.
  3. Wanneer de vereiste PBM-dosis is bereikt, is de sessie voorbij.

8. Confocale beeldvorming van lymfatische verwijdering van Aβ uit de hersenen van muizen

  1. Sluit een katheter van 10 cm aan op een insulinenaald.
  2. Gebruik een Hamilton-spuit met een naald van 29 G om een infusie van fluorescerend bèta-amyloïde (FAβ) in een volume van 5 μL in de katheter te bereiden. Laat de katheter op een Hamilton-spuit zitten.
  3. Bevestig de hand van de muis en sluit de katheter via een naald aan op de geïmplanteerde chronische katheter.
  4. Sluit de katheter aan op een micro-injector. Plaats daarna de muis in een afzonderlijk vak;
  5. Selecteer de injectiesnelheid 0.1 μL/min in het menu van de microinjector en druk op de Start-knop.
  6. Injectie van FAβ in de rechter laterale ventrikel.
  7. Maak na toediening van FAβ PBM met behulp van een LED gedurende 61 minuten volgens het algoritme: 17 minuten - licht en 5 minuten - pauze gedurende 61 minuten.
  8. Injecteer na PBM intraveneus een tracer voor het labelen van de hersenvaten via de staart.
  9. Na injectie muizen euthanaseren met behulp van de CO2 -euthanasiekamer.
  10. Maak met een scherpe, rechte schaar een kleine dwarse incisie in de huid langs de luchtpijp en houd de huid vast met een recht, niet-scherp pincet.
  11. Maak met een rechte schaar een incisie in de lengterichting over de gehele lengte van de nek.
  12. Neem met een gebogen pincet de speekselklieren op en scheid ze voorzichtig van het bindweefsel. Plaats een wondretractor op het open gedeelte van de incisie en fixeer deze zo dat de omliggende weefsels worden teruggedrukt.
  13. Onderzoek het gebied tussen de luchtpijp en de cleidomastoïde spier met behulp van twee gebogen pincetten aan beide zijden van de nek.
  14. Wanneer de diepe cervicale lymfeklier (dcLN) aan elke kant wordt gedetecteerd, verwijdert u de dcLN's met een recht pincet met stompe uiteinden en snijdt u deze uit het bindweefsel.
  15. Plaats de dcLNs in een petrischaaltje met een zoutoplossing en dek ze af met horizontaal georiënteerd afdekglas (25 mm × 50 mm × 0,17 mm).
  16. Gebruik een in de handel verkrijgbare confocale microscoop om beelden van hele dcLNs te verkrijgen.

9. Analyse van Aβ in de lysaten van hersenweefsels

  1. Bereid de monsters voor op de analyse.
    1. Euthanaseer muizen met behulp van de CO2 -euthanasiekamer.
    2. Onthoofd de muis, verwijder de huid van zijn hoofd en verwijder de spieren van de schedel.
    3. Maak met een scherpe, rechte schaar twee incisies van het grote achterhoofdsforamen naar de gehoorgang.
    4. Scheid met een rechte pincet het ventrale deel van de schedel, het achterhoofdsbeen en de botten die de middenoorholten vormen.
    5. Scheid met een pincet de hersenen van de pariëtale en frontale botten.
    6. Verwijder met een rechte schaar de bovenkaak en knip de bulbus olfactorius af.
    7. Plaats de hersenen in de fysiologische oplossing.
    8. Spoel de hersenen in koude, met fosfaat gebufferde zoutoplossing om overtollig bloed grondig te verwijderen en weeg voordat u gaat homogeniseren.
    9. Bereid een lyseerbuffer pH 7,2 met 1,5 mm KH2PO4, 8 mm Na2HPO4, 3 mm KCl, 137 mm NaCl en 0,1% Tween20, 10 mM EDTA met een vers bereid proteaseremmend mengsel.
    10. Homogeniseer de hersenen in verse lysisbuffer (1 ml lysisbuffer voor 200-500 mg weefselmonster) met een glazen homogenisator op ijs.
    11. Sonificeer een resulterende suspensie met een ultrasone celverstoorder totdat de oplossing is geklaard.
    12. Centrifugeer de homogenaten bij 10.000 × g gedurende 5 minuten.
    13. Verzamel het supernatans met behulp van een mechanische pipet met één kanaal (100-1000 μl) en analyseer het onmiddellijk of aliquot en bewaar het bij ≤-20 °C.
  2. Bereid de volgende materialen voor: microplaatlezer met 450 nm ± 10 nm filter; microcentrifuge buisjes; enkel- of meerkanaalspipetten met hoge precisie en wegwerptips; absorberend papier voor het deppen van de microplaat; container voor wasoplossing; 0,01 mol/L (of 1x) fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS); en gedeïoniseerd of gedestilleerd water.
  3. Bereid de reagentia voor.
    1. Breng de onderdelen van de kit en monsters voor gebruik op kamertemperatuur (RT; 18-25 °C).
    2. Reconstitueer de standaard met de 1,0 ml standaard verdunningsmiddel, bewaar gedurende 10 minuten op RT en schud voorzichtig (niet om te schuimen). De standaard voorraadoplossing is 300 pg/ml. Bereid 5 tubes voor met een volume van 0,6 ml standaard verdunningsmiddel en maak een drievoudige verdunningsreeks.
    3. Stel 5 punten (300 pg/ml, 100 pg/ml, 33,33 pg/ml, 11,11 pg/ml en 3,70 pg/ml) van de verdunde standaard in, en de laatste buisjes met als blanco die alleen het standaardverdunningsmiddel (0 pg/ml) bevatten.
    4. Centrifugeer de standaardoplossingen van detectiereagens A en detectiereagens B snel af voor gebruik. Verdun ze 100-voudig met verdunningsmiddel A en B om de werkconcentratie voor te bereiden.
    5. Verdun 20 ml van de geconcentreerde wasoplossing (30x) met 580 ml gedeïoniseerd of gedestilleerd water om 600 ml wasoplossing te maken (1x).
    6. Zuig de benodigde dosering van de oplossing op met gesteriliseerde tips en gooi de resterende oplossing niet opnieuw in de injectieflacon.
  4. Voer de test uit.
    1. Bepaal putjes voor een verdunde standaard, blanco en monster.
    2. Bereid 5 putjes voor voor standaardpunten en één putje voor blanco.
      1. Voeg respectievelijk 50 μl standaard-, blanco- en monsterverdunningen toe aan de overeenkomstige putjes. Voeg vervolgens onmiddellijk 50 μl detectiereagens A toe aan elk putje.
      2. Schud de plaat voorzichtig (een microplate shaker wordt aanbevolen) en bedek deze met een plate sealer. Incubeer de plaat gedurende 1 uur bij 37 °C. Detectiereagens A kan troebel lijken. Verwarm de oplossing tot RT en meng voorzichtig tot het uniform lijkt.
    3. Zuig de oplossing op en was elk putje met 350 μL 1x wasoplossing met behulp van een spuitfles, meerkanaalspipet, spruitstukdispenser of automatische wasmachine. Laat het bord 1-2 minuten ongemoeid. Klik de plaat op absorberend papier om de resterende vloeistof volledig uit alle putjes te verwijderen. Herhaal deze procedure 3 keer.
    4. Na de laatste wasbeurt de resterende wasbuffer opzuigen of decanteren. Zorg ervoor dat de wasoplossing volledig wordt verwijderd door de plaat om te keren en tegen absorberend papier te deppen.
    5. Voeg 100 μL detectiereagens B-werkoplossing toe aan elk putje en incubeer de plaat gedurende 30 minuten bij 37 °C nadat u deze hebt afgedekt met de plaatsealer.
    6. Herhaal de aspiratie-/wasstappen in totaal 5 minuten.
    7. Voeg 90 μL substraatoplossing toe aan elk putje en bedek de plaat met een nieuwe plaatafdichter. Incubeer gedurende 10-20 minuten bij 37 °C (niet langer dan 30 minuten) beschermd tegen licht. Na het toevoegen van de substraatoplossing wordt de vloeistof blauw.
    8. Voeg 50 μL stopoplossing toe aan elk putje om de reactie te beëindigen. Door de stopoplossing toe te voegen, wordt de vloeistof geel. Tik op de plaat op zijn kant om de vloeistof te mengen. Als de kleurverandering inconsistent is, tik dan zachtjes op de plaat om grondig te mengen.
    9. Zorg ervoor dat het water en de vingerafdrukken op de bodem van de plaat volledig worden verwijderd en dat er geen luchtbellen op het vloeistofoppervlak ontstaan. Lees vervolgens de plaat onmiddellijk af in een microplaatlezer op 450 nm.
  5. Bereken de resultaten.
    1. Bepaal het gemiddelde van de dubbele metingen voor elke standaard, controle en steekproef. Plot een standaardcurve met de log van Aβ 1-42 concentratie op de y-as en absorptie op de x-as.
    2. Teken een best-fit curve door de punten, die kan worden bepaald door middel van regressieanalyse.
    3. Indien verdunde monsters zijn gebruikt, vermenigvuldigt u de concentratie die wordt verkregen uit de standaardcurve met de verdunningsfactor.
      OPMERKING: Voor ELISA werd in dit onderzoek een kit voor het bepalen van Aβ 1-42 gebruikt.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

In de eerste stap heeft de studie zich gericht op het vaststellen van de effectieve lichtdosis (een LED van 1050 nm) voor stimulatie van lymfatische verwijdering van fluorescerend Aβ uit de hersenen naar dcLL's bij wakkere volwassen (2-3 maanden oud, 26-29 g) mannelijke BALB/c-muizen. De lichtdoses werden willekeurig geselecteerd als 10 J/cm2, 20 J/cm2 en 30 J/cm2 op basis van onze eerdere onderzoeken naar tPBM-effecten op de verwijdering van verschillende kleurstoffen en de ro...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

MLV's zijn een belangrijk doelwit voor de ontwikkeling van innovatieve technologieën voor modulatie van de afvoer van de hersenen en verwijdering van cellulair afval en afvalstoffen uit de hersenen, vooral bij oudere proefpersonen van wie de MLV-functie afneemt 1,22. In een homeostatische toestand wordt diepe slaap geassocieerd met de natuurlijke activering van hersenweefselreiniging13,14. Daarom ligt het...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit onderzoek werd ondersteund door een subsidie van de Russian Science Foundation (nr. 23-75-30001).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.1% Tween20Helicon,  RuslandSB-G2009-100ML
CatheterScientific Commodities Inc., VSPE-10, 0.28 mm ID × 0.61 mm OD
CO2 kamerBinder, DuitslandCB-S 170
Confocal microscopNikon, JapanA1R MP
Tandheelkundig acrylZermack, Polen-RuslandVillacryl S, V130V4Z05
BoorForedom, RuslandSR W-0016
Dumont tangStoelting, VS52100-07
Evans Blauwe kleurstofSigma-Aldrich, St. Louis, MO, VS206334
HamiltonHamilton Bonaduz AG, Zwitserland29 G naald
IbuprofenSintez OJSC, RuslandN/A Analgetisch geneesmiddel
Insulien naaldINSUPEN, Italië31 G, 0.25 mm x 6 mm
Levomekol antibacteriële zalfNizhpharmD06C Voor uitwendig gebruik in een dosis van 40 mg/g, 1 keer per dag
Micro tangStoelting, VS52102-02P
MicrocentrifugeGyrozen, Zuid-KoreaGZ-1312
MicroinjectorStoelting, VS53311
Niet-scherpe pincetStoelting, VS52108-83P
PINNACLE systeemPinnacle Technology, VS8400-K3-SLSysteem voor het opnemen van EEG (2 kanalen) en EMG (1 kanaal) van muizen
ScheerapparaatBraunSerie 3310s
Enkele en meerkanaals pipettenEppendorf, OostenrijkEpp 3120 000.020, Epp 3122 000.019
NatriumchlorideKraspharma, RuslandN/A
LoodstationAOYUE, ChinaN/A
Stereotactische frameStoelting, VS51500
Rechte dissectiescharenStoelting, VS52132-10P
TetracyclineJSC Tatkhimfarmpreparaty, RuslandN/AOogzalf
PincetStoelting, VS52100-03
Ultrasone cel-disrupterBiobase, ChinaUSD-500
WondretractorStoelting, VS52125
XylanitNita-Farm, RuslandN/ASpierverslappers
Zoletil 100Virbac Sante Animale, FrankrijkN/AAlgemene anesthesie

Referenties

  1. Da Mesquita, S., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  2. Chen, J., et al. Meningeal lymphatics clear erythrocytes that arise from subarachnoid hemorrhage. Nat Commun. 11, 3159(2020).
  3. Zou, W., et al. Blocking meningeal lymphatic drainage aggravates Parkinson's disease-like pathology in mice overexpressing mutated α-synuclein. Transl Neurodegener. 8, 7(2019).
  4. Hu, X., et al. Meningeal lymphatic vessels regulate brain tumor drainage and immunity. Cell Res. 30 (3), 229-243 (2020).
  5. Dong-Yu, L., et al. Photostimulation of brain lymphatics in male newborn and adult rodents for therapy of intraventricular hemorrhage. Nat Comm. 14 (1), 6104(2023).
  6. Bolte, A., et al. Meningeal lymphatic dysfunction exacerbates traumatic brain injury pathogenesis. Nat Commun. 11 (1), 4524(2020).
  7. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Mechanisms of phototherapy of Alzheimer's disease during sleep and wakefulness: the role of the meningeal lymphatics. Front Optoelectron. 16, 22(2023).
  8. Dongyu, L., et al. Photostimulation of lymphatic clearance of β- amyloid from mouse brain: new strategy for the therapy of Alzheimer's disease. Front Optoelectron. 16, 45(2023).
  9. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Mechanisms of phototherapy of Alzheimer's disease during sleep and wakefulness: the role of the meningeal lymphatics. Front Optoelectron. 16, 22(2023).
  10. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Intranasal delivery of liposomes to glioblastoma by photostimulation of the lymphatic system. Pharmaceutics. 15 (1), 36(2023).
  11. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Night photostimulation of clearance of beta-amyloid from mouse brain: New strategies in preventing Alzheimer's disease. Cells. 10 (12), 3289(2021).
  12. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Technology of the photobiostimulation of the brain's drainage system during sleep for improvement of learning and memory in male mice. Biomed Opt Express. 15 (1), 44-58 (2024).
  13. Fultz, N., et al. Coupled electrophysiological, hemodynamic, and cerebrospinal fluid oscillations in human sleep. Science. 366 (6465), 628-631 (2019).
  14. Xie, L., et al. Sleep drives metabolite clearance from the adult brain. Science. 342 (6156), 373-377 (2013).
  15. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Phototherapy of Alzheimer's disease: Photostimulation of brain lymphatics during sleep: A systematic review. Int J Mol Sci. 24 (13), 10946(2023).
  16. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Brain waste removal system and sleep: Photobiomodulation as an innovative strategy for night therapy of brain diseases. Int J Mol Sci. 24 (4), 3221(2023).
  17. Hablitz, L. M., et al. Increased glymphatic influx is correlated with high EEG delta power and low heart rate in mice under anesthesia. Sci Adv. 5 (2), 5447(2019).
  18. Fukumoto, H., et al. Primary cultures of neuronal and non-neuronal rat brain cells secrete similar proportions of amyloid beta peptides ending at A beta40 and A beta42. Neuroreport. 10 (14), 2965-2969 (1999).
  19. Moghekar, A., et al. Large quantities of Abeta peptide are constitutively released during amyloid precursor protein metabolism in vivo and in vitro. J Biol Chem. 286 (16), 15989-15997 (2011).
  20. Wells, C., Brennan, S., Keon, M., Ooi, L. The role of amyloid oligomers in neurodegenerative pathologies. Int J Biol Macromol. 181, 582-604 (2021).
  21. Savage, M., et al. Turnover of amyloid beta-protein in mouse brain and acute reduction of its level by phorbol ester. J Neurosci. 18 (5), 1743-1752 (1998).
  22. Ahn, J., et al. Meningeal lymphatic vessels at the skull base drain cerebrospinal fluid. Nature. 572 (7767), 62-66 (2019).
  23. Stevens, D., et al. Regional amyloid correlates of cognitive performance in ageing and mild cognitive impairment. Brain Commun. 4 (1), 016(2022).
  24. Ma, C., Hong, F., Yang, S. Amyloidosis in Alzheimer's disease: Pathogeny, etiology, and related therapeutic directions. Molecules. 27 (4), 1210(2022).
  25. Kobro-Flatmoen, A., Hormann, T., Gouras, G. Intracellular amyloid-β in the normal rat brain and human subjects and its relevance for Alzheimer's disease. J Alzheimers Dis. 95 (2), 719-733 (2023).
  26. Ahlemeyer, B., Halupczok, S., Rodenberg-Frank, E., Valerius, K., Baumgart-Vogt, E. Endogenous murine amyloid-β peptide assembles into aggregates in the aged C57BL/6J mouse suggesting these animals as a model to study pathogenesis of amyloid-β plaque formation. J Alzheimers Dis. 61 (4), 1425-1450 (2018).
  27. Zhinchenko, E., et al. Pilot study of transcranial photobiomodulation of lymphatic clearance of beta-amyloid from the mouse brain: Breakthrough strategies for nonpharmacologic therapy of Alzheimer's disease. Biomed Opt Express. 10 (8), 4003-4017 (2019).
  28. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Transcranial photobiomodulation of clearance of beta-amyloid from the mouse brain: Effects on the meningeal lymphatic drainage and blood oxygen saturation of the brain. Adv Exp Med Biol. 1269, 57-61 (2021).
  29. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Photobiomodulation of lymphatic drainage and clearance: Perspective strategy for augmentation of meningeal lymphatic functions. Biomed Opt Express. 11 (2), 725-734 (2020).
  30. Zhinchenko, E., et al. Photostimulation of extravasation of beta-amyloid through the model of blood-brain barrier. Electronics. 9 (6), 1056(2020).
  31. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Photostimulation of cerebral and peripheral lymphatic functions. Transl Biophotonics. 2 (1-2), e201900036(2020).
  32. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Photomodulation of lymphatic delivery of liposomes to the brain bypassing the blood-brain barrier: New perspectives for glioma therapy. Nanophotonics. 10 (12), 3215-3227 (2021).
  33. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Photomodulation of lymphatic delivery of Bevacizumab to the brain: The role of singlet oxygen. Adv Exp Med Biol. 1395, 53-57 (2022).
  34. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Transcranial photosensitizer-free laser treatment of glioblastoma in rat brain. Int J Mol Sci. 24 (18), 13696(2023).
  35. Blázquez-Castro, A. Direct 1O2 optical excitation: A tool for redox biology. Redox Biol. 13, 39-59 (2017).
  36. Spitler, R., Berns, M. Comparison of laser and diode sources for acceleration of in vitro wound healing by low-level light therapy. J Biomed Opt. 19 (3), 038001(2014).
  37. Sato, K., Watanabe, R., Hanaoka, H., Nakajima, T., Choyke, P., Kobayashi, H. Comparative effectiveness of light emitting diodes (LEDs) and Lasers in near infrared photoimmunotherapy. Oncotarget. 7 (12), 14324-14335 (2016).
  38. Keshri, G., Gupta, A., Yadav, A., Sharma, S., Singh, S. Photobiomodulation with pulsed and continuous wave near-infrared laser (810 nm, Al-Ga-As) augments dermal wound healing in immunosuppressed rats. PLoS One. 11 (11), e0166705(2016).
  39. Kim, H., et al. Pulse frequency dependency of photobiomodulation on the bioenergetic functions of human dental pulp stem cells. Sci Rep. 7 (1), 15927(2017).
  40. Chen, Z., et al. The pulse light mode enhances the effect of photobiomodulation on B16F10 melanoma cells through autophagy pathway. Lasers Med Sci. 38 (1), 71(2023).
  41. Mezey, E., et al. An immunohistochemical study of lymphatic elements in the human brain. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (3), e2002574118(2021).
  42. Chang, J., et al. Characteristic features of deep brain lymphatic vessels and their regulation by chronic stress. Research. 6, 0120(2023).
  43. Prineas, L. W. Multiple sclerosis: Presence of lymphatic capillaries and lymphoid tissue in the brain and spinal cord. Science. 203 (4385), 1123-1125 (1979).
  44. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Pilot identification of the Live-1/Prox-1 expressing lymphatic vessels and lymphatic elements in the unaffected and affected human brain. bioRxiv. , 458990(2021).
  45. Semyachkina-Glushkovskaya, O., Postnov, D., Kurths, J. Blood-brainbarrier, lymphatic clearance, and recovery: Ariadne's thread in labyrinths of hypotheses. Int J Mol Sci. 19 (12), 3818(2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Fotobiomodulatietherapiemeningeale lymfevatenEEG-slaapmonitoringhersendrainageamyloïde-bèta-verwijderingtranscraniële PBMconfocale microscopieNREM-slaapstimulatietoxines in de muizenhersenenniet-invasieve hersentherapie
Fotobiomodulatie onder elektro-encefalografische controles van slaap voor stimulatie van lymfatische verwijdering van gifstoffen uit de hersenen van muizen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.