Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een gemodificeerd modelpreparaat voor reperfusie van occlusie van de middelste cerebrale slagader

2.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67060

⸱

31 mei 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Medicine, Foshan University, 2School of Medicine, Shaanxi University of International Trade and Commerce

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft het proces van voorbereiding op reperfusie van occlusie van de middelste hersenslagader via de gemeenschappelijke halsslagader.

Samenvatting

Het reperfusiemodel van de occlusie van de middelste hersenslagader (MCAO/R) is cruciaal voor het begrijpen van de pathologische mechanismen van een beroerte en voor de ontwikkeling van geneesmiddelen. Van de veelgebruikte modelleringsmethoden wordt de Koizumi-methode echter vaak onder de loep genomen vanwege de ligatie van de gemeenschappelijke halsslagader (CCA) en het onvermogen om adequate reperfusie te bereiken. Evenzo is de Longa-methode bekritiseerd voor het loskoppelen en afbinden van de externe halsslagader (ECA). Deze studie heeft tot doel een aangepaste modelvoorbereidingsmethode te introduceren die de integriteit van de ECA behoudt, waarbij een monofilament nylon hechtdraad door de CCA wordt ingebracht, de geligeerde CCA-incisie wordt gerepareerd en de reperfusie van de CCA wordt gehandhaafd. Reperfusie van de bloedstroom werd bevestigd met behulp van laserbeeldvorming van de spikkelstroom. Evaluatiemethoden zoals de Longa-schaal, Modified Neurological Severity Score, trifenyltetrazolium chloride (TTC) kleuring en immunofluorescentie-labeling van neuronen toonden aan dat deze benadering stabiele ischemische zenuwbeschadiging zou kunnen induceren. Dit aangepaste MCAO/R-modelprotocol is eenvoudig en stabiel en biedt waardevolle begeleiding voor beoefenaars op het gebied van cerebrale ischemie.

Inleiding

Volgens de Wereldgezondheidsorganisatie is een beroerte de afgelopen tien jaar wereldwijd de op één na belangrijkste doodsoorzaak gebleven, met een hoge incidentie, hoge mortaliteit en een hoog invaliditeitscijfer 1,2. Naarmate de wereldbevolking ouder wordt, wordt verwacht dat de incidentie van beroertes in ontwikkelingslanden zal toenemen en mogelijk de belangrijkste oorzaak van vroegtijdig overlijden en invaliditeit bij volwassenen zal worden. Bovendien is er een trend dat beroertes op jongere leeftijdoptreden 3. Het verlies van de beroepsbevolking na een beroerte legt ook een zware last op gezinnen en de samenleving4. Daarom vormt de ontwikkeling van veilige en effectieve behandelingen een grote uitdaging in het onderzoek naar beroertes.

Diermodellen dienen als cruciale hulpmiddelen voor het bestuderen van de preventie en behandeling van ziekten bij de mens. De succesvolle vertaling van strategieën voor de behandeling van beroertes is afhankelijk van de reproduceerbaarheid en betrouwbaarheid van diermodellen voor beroertes 5,6. De middelste hersenslagader (MCA) is een veel voorkomende plaats voor klinische beroerte, waardoor het MCAO-model het model is dat het dichtst in de buurt komt van een ischemische beroerte bij de mens. Het MCAO-model, opgesteld met behulp van de hechtmethode, heeft de voorkeur van onderzoekers vanwege voordelen zoals geen craniotomie en gemakkelijke controle van de ischemische tijd. Het is gebruikt in meer dan 40% van de neuroprotectieve experimenten7. Ondanks de vele voordelen blijven de operationele details van dit model echter een controversieel onderwerp voor veel onderzoekers.

Voor het door hechting geïnduceerde occlusie van de middelste hersenslagader (MCAO) vindt reperfusie plaats door de hechting terug te trekken. Momenteel worden twee hoofdmethoden gebruikt voor het inbrengen van hechtingen: Koizumi's methode8 en Longa's methode9. In de methode van Koizumi komt de hechting de interne halsslagader (ICA) binnen, voornamelijk via de incisie in de gemeenschappelijke halsslagader (CCA), terwijl deze bij de methode van Longa door de doorgesneden externe halsslagader (ECA) naar de ICA gaat. Tijdens reperfusie vereist de Koizumi-methode het permanent afbinden van de CCA-incisie en vertrouwt op de cirkel van Willis voor reperfusie10. Sommige studies suggereren echter dat effectieve reperfusie niet alleen kan worden bereikt door de compenserende toevoer van de kring van Willis na het verlies van de CCA-toevoer. Bovendien vertoont de cirkel van Willis een hoge anatomische variabiliteit, vooral bij C57Bl/6-muizen, waardoor de variabiliteit van het infarct toeneemt en de betrouwbaarheid van experimentele gegevens afneemt. Deze methode wordt dan ook steeds meer in twijfel getrokken door onderzoekers11.

De methode van Longa omvat het inbrengen van een hechting door de doorgesneden ECA en vervolgens het permanent afbinden van de interne halsslagader (ICA) zodra de hechting is teruggetrokken. Hierdoor blijft de doorgankelijkheid van CCA behouden, waardoor bloedperfusie tot 100% van de basiswaarden mogelijk is. Deze methode vereist echter het scheiden van de externe halsslagader en kleine arteriële takken, ze afsnijden of elektrocoaguleren, waardoor de procedure een uitdaging wordt. Het verstoort ook de volledige bloedstroomstructuur van de hersenen, die verschilt van de toestand van de klinische patiënt12. Belangrijk is dat studies aantonen dat het doorsnijden of afbinden van de ECA ischemische laesies kan veroorzaken in de spieren die het kauwen en slikken beheersen, wat het dieet van dieren beïnvloedt en leidt tot postoperatieve dood van dieren en ernstige sensorische en motorische schade bij ratten13,14.

Daarom is er dringend behoefte aan een aangepaste modelvoorbereidingsmethode om deze problemen aan te pakken. Deze studie introduceert een aangepaste MCAO-modelleringsmethode die de CCA-insertie-incisie herstelt en effectieve reperfusie bereikt. De procedure is eenvoudig, praktisch en haalbaar, veroorzaakt aanzienlijke neurologische schade en repliceerbare infarctlaesies en biedt waardevolle begeleiding voor onderzoekers van beroertes.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het experimentele protocol werd uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van het Use of Laboratory Animals en Institutional Animal Care and Use Committee van de Chengdu University of Traditional Chinese Medicine (Recordnummer: 2019-DL-002). Alle gegevens van dierproeven zijn gedocumenteerd volgens de ARRIVE-richtlijnen (Animal Research: Reporting In Vivo Experiments). Voor dit onderzoek werden mannelijke Sprague Dawley (SD) ratten met een gewicht van 250 g ± 20 g en 6-8 weken oud gebruikt. De bijzonderheden met betrekking tot de dieren, reagentia en gebruikte apparatuur staan vermeld in de Materiaaltabel.

1. Voorbereiding van dieren

  1. Induceren en onderhouden van diepe anesthesie bij ratten met behulp van Zoletil 50 (50 mg/kg, IM) en xylazinehydrochloride (40 mg/kg, IP). Zorg ervoor dat de lichaamstemperatuur tijdens de chirurgische ingreep op 37 ± 0.5 °C wordt gehouden met behulp van een rectale sonde die is aangesloten op een verwarmingskussen. Breng veterinaire zalf aan op de ogen van de rat om te voorkomen dat ze uitdrogen.
  2. Scheer het haar van het hoofd en de nek van de ratten. Gebruik ontharingscrème om de vacht van het hoofd en de nek te verwijderen en was de crème vervolgens af met een normale zoutoplossing. Desinfecteer de huid op de plaats van de operatie door driemaal ethanol en povidonjodium aan te brengen met steriele wattenbolletjes.
  3. Maak met een scalpel een incisie van 2 cm in het midden van de kop van de rat in de richting van de sagittale hechting en verwijder voorzichtig de spieren die de schedel bedekken.
  4. Verdun de schedel aan de ischemische kant van de rat met behulp van een schedelboor. Gebruik een normale zoutoplossing om af te koelen en vuil te verwijderen tijdens het maalproces. Registreer de basislijn bloedstroom van de ratten met behulp van laser speckle contrast imaging (LSCI).
  5. Breng ethanol en povidonjodium driemaal aan op de huid van de nek met behulp van steriele wattenbolletjes. Maak een incisie van 2 cm langs de middellijn van de nek met behulp van een chirurgisch mes. Gebruik retractors om de huid en speekselklieren zijdelings terug te trekken, waardoor de sternocleidomastoïde en cervicale spieren bloot komen te liggen.
  6. Scheid de sternocleidomastoïde en cervicale spieren om het halsslagadergebied bloot te leggen. Identificeer de vasculaire anatomie van de gemeenschappelijke halsslagader (CCA), de interne halsslagader (ICA) en de externe halsslagader (ECA). Scheid op basis van de vasculaire anatomie de CCA, evenals de CCA-afgeleide ECA en ICA15.
    OPMERKING: De anatomische structuur van de rat geeft aan dat het CCA-gebied voornamelijk wordt bedekt door sternocleidomastoïde en cervicale spieren, waarbij de ICA en ECA zijn afgeleid van de CCA. Nadat de scheiding de CCA heeft blootgelegd, is er een Y-vormige vork te zien langs de CCA, die de ICA en ECA voorstelt. Pas op dat u de nervus vagus, die parallel loopt aan de CCA, niet beschadigt.

2. Occlusie van de MCA

  1. Leg een gemakkelijk te ontwarren knoop over de externe halsslagader (ECA) en de gemeenschappelijke halsslagader (CCA) met behulp van een 3-0 zijden draad om de bloedstroom tijdelijk te blokkeren. Plaats een scheepsclip op de CCA op ongeveer 0,5 cm van de eerste knoop.
    1. Verf de naald van een spuit van 5 ml zwart. Maak een klein gaatje in de CCA met behulp van de zwart geverfde naald en markeer de gaatjes in het zwart.
  2. Steek de monofilament nylon hechtdraad in de CCA door de zwarte markering. Open de vasculaire clip en leid de nylondraad in de interne halsslagader (ICA) totdat deze met lichte weerstand tot stilstand komt. Draai de tweede knoop stevig vast om de monofilament nylon hechting op zijn plaats te houden in de slagader, zodat deze niet uit de blokkerende positie kan worden verplaatst.
  3. Noteer op dit punt het tijdstip van ischemie en meet de bloedstroomwaarde aan de ischemische zijde met behulp van LSCI. Dien druppels bupivacaïne toe aan de nekwond voor analgesie en wondsluiting. Verwijder het anesthesiemasker en laat de rat herstellen.
    NOTITIE: Als de monofilament nylon hechting moeite heeft om de ICA binnen te gaan, trek deze dan iets terug en probeer deze opnieuw in te brengen.

3. Reperfusie van MCAO

  1. Verdoof de ratten na 90 minuten ischemie opnieuw met isofluraan. Meet de cerebrale bloedstroom vanaf de ischemische zijde met behulp van LSCI en zorg ervoor dat de monofilament nylon hechting niet is verschoven.
  2. Maak de knopen op de externe halsslagader (ECA) los om bloedreperfusie mogelijk te maken. Maak de knoop op de gemeenschappelijke halsslagader (CCA) los, zet de monofilamenthechting vast en trek de hechting terug. Breng een vasculaire clip aan vóór de vaste monofilamenthechting om bloedingen te voorkomen.
  3. Vervang de eerste CCA-knoop door een vasculaire clip. Gebruik een pincet om de incisie in het bloedvat zijwaarts te draaien (Figuur 1). Klem de incisie vast met een pincet en maak deze vast met 6-0 draad om de incisie te repareren. Verwijder de vaatclip, controleer op lekken en bevestig volledige reperfusie (video 1).
    NOTITIE: Voer ligatie uit om de incisie te repareren om overmatige klemming van de bloedvaten te voorkomen, wat kan leiden tot CCA-stenose.
  4. Registreer cerebrale corticale bloedstroomwaarden met behulp van LSCI na incisieligatie om succesvolle reperfusie te bevestigen. Sluit de incisie in de nek met hechtingen en dien 1,00,000 eenheden penicilline en 2 ml zoutoplossing toe om infectie en uitdroging te voorkomen.
  5. Houd de warmte vast totdat de ratten weer bij bewustzijn komen. Bied zacht voer aan na de operatie en controleer de vitale functies van de dieren.

4. Evaluatie van de zenuwfunctie en cerebraal ischemisch letsel

  1. Zodra de ratten volledig zijn ontwaakt, zal hun neurale functie worden beoordeeld door onderzoekers die niet op de hoogte zijn van de diergroepering. Gebruik de Longa-scoreschaal (tabel 1) en de gemodificeerde neurologische ernstscore (mNSS)-schaal (tabel 2) om de neurologische functie van alle ratten te evalueren.
  2. Euthanaseer de ratten 24 uur na de operatie onder isofluraan-geïnduceerde anesthesie (4% isofluraan bij 4 l/min zuurstof) via cervicale dislocatie16 (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen). Spoel de hersenen af met ijswater om eventueel achtergebleven bloed te verwijderen.
  3. Verdeel het hersenweefsel in 5 secties en kleur ze met TTC. Maak beelden van beide zijden van de plakjes hersenweefsel, meet het ischemische gebied van de voor- en achterkant met behulp van Image J-software en bereken het infarctpercentage met behulp van de volgende formule:
    figure-protocol-1
    OPMERKING: S1 en S2 vertegenwoordigen respectievelijk het infarctgebied van de proximale voorhersenen en de proximale hersenstamzijden van de hersenplakjes. Het infarctgebied van elk hersenplakje wordt gecorrigeerd met behulp van de formule van Swanson, waarbij h de dikte van het hersenplakje voorstelt. Deze formule, eerder uiteengezet door de auteur in eerder onderzoek17, maakt een nauwkeurigere berekening van de grootte van de infarctlaesie mogelijk.
  4. Analyseer de gegevens met behulp van statistische en grafische software om het slagingspercentage en de stabiliteit van het model te beoordelen.
  5. Gebruik de immunofluorescentiemethode om corticale neuronen bij ratten te labelen, waardoor de neuronale schade die door deze methode wordt veroorzaakt, verder wordt gevalideerd. Na 24 uur ischemie-reperfusie bij ratten werd hartperfusie met behulp van voorgekoelde PBS uitgevoerd om hersenweefsel te verkrijgen.
  6. Veranker en bevries het hersenweefsel in secties. Gebruik neuronale antilichamen zoals de onrijpe neuronale marker Doublecortin (DCX)18, neuronale nucleusmarker Neuronal Nuclei (NeuN)18 en neuron dendritische marker Microtubule-associated protein-2 (MAP-2)19. Observeer de expressie van ischemische neuronen met behulp van confocale lasermicroscopie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Laserbeeldvorming met spikkelvloed toonde aan dat voorafgaand aan de occlusie van de monofilament nylon hechting, er een overvloedige bloedstroom was in het middelste gebied van de hersenslagader (MCA) en dat de basiswaarden van de bloedstroom van de ratten werden geregistreerd. Na de occlusie van de MCA nam de bloedstroomwaarde aan de ischemische kant van de hersenen snel af. Voordat de hechting werd teruggetrokken, werden de bloedstroomwaarden aan de ischemische zijde opnieuw gecontroleerd om te bevestigen of de hechti...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het occlusiemodel van de middelste hersenslagader (MCAO), geïnduceerd door een monofilament nylon hechtdraad, is de meest gebruikelijke methode die wordt gebruikt voor het voorbereiden van MCAO-modellen. Deze benadering wordt algemeen aanvaard in preklinische studies en heeft erkenning gekregen van veel beoefenaars vanwege de eenvoud, het ontbreken van een craniotomie, minimaal chirurgisch trauma en het vermogen om reperfusie te bereiken.

Er zijn twee klassieke chirurgische technieken voor int...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de National Natural Science Foundation of China (82173781 en 82373835), het postdoctorale onderzoeksproject (BKS212055), het wetenschaps- en technologie-innovatieproject van het Foshan Science and Technology Bureau (2320001007331), de Guangdong Basic and Applied Basic Research Foundation (2019A1515010806), Key Field Projects (Intelligent Manufacturing) van algemene universiteiten in de provincie Guangdong (2020ZDZX2057) en de wetenschappelijke onderzoeksprojecten (karakteristieke innovatie) van General Universiteiten in de provincie Guangdong (2019KTSCX195).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Animal anesthesia systemRayward Life Technology Co., LtdR500IE
Animal temperature maintainerRayward Life Technology Co., Ltd69020
Cy3 secondary antibodyWuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdGB21303
DAP1 antibodyWuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdG1012
DCX antibodyWuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdGB13434
Goat serumBeyotime Biotechnology Co., LTDC0265
GraphPad PrismGraphPad SoftwareGraphPad Prism 8.0
ImageJNational Institutes of HealthImageJ software
IsofluranRayward Life Technology Co., LtdR510-22
Laser speckle blood flow imaging systemRayward Life Technology Co., LtdPeriCam PSI NR
MAP-2 antibodyWuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdGB11128
Miniature hand-held skull drillRayward Life Technology Co., Ltd87001
monofilament sutureRayward Life Technology Co., Ltd250-280g
NeuN antibodyWuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdGB11138
OCT embedding agentBIOSHARPBL557A
Penicillin sodiumChengdu Kelong Chemical Co., Ltd.17121709-2
Quick Antigen Retrieval Solution for Frozen SectionsBeyotime Biotechnology Co., LTDP0090
SD ratsSPF ( Beijing ) Biotechnology Co.,Ltd.250-280g
Triton X-100Beyotime Biotechnology Co., LTDST795
TTCChengdu Kelong Chemical Co., Ltd.2019030101

Referenties

  1. Paul, S., Candelario-Jalil, E. Emerging neuroprotective strategies for the treatment of ischemic stroke: An overview of clinical and preclinical studies. Exp Neurol. 335, 113518(2021).
  2. Feigin, V. L., Owolabi, M. O. Pragmatic solutions to reduce the global burden of stroke: a World Stroke Organization-Lancet Neurology Commission. Lancet Neurol. 22 (12), 1160-1206 (2023).
  3. Putaala, J. Ischemic Stroke in Young Adults. Continuum (Minneapolis, Minn). 26 (2), 386-414 (2020).
  4. Girotra, T., Lekoubou, A., Bishu, K. G., Ovbiagele, B. A contemporary and comprehensive analysis of the costs of stroke in the United States. J Neurol Sci. 410, 116643(2020).
  5. Howells, D. W., et al. Different strokes for different folks: The rich diversity of animal models of focal cerebral ischemia. JCBFM. 30 (8), 1412-1431 (2010).
  6. Matur, A. V., et al. Translating animal models of ischemic stroke to the human condition. Transl Stroke Res. 14 (6), 842-853 (2023).
  7. O'Collins, V. E., et al. 1,026 experimental treatments in acute stroke. Ann Neurol. 59 (3), 467-477 (2006).
  8. Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. Experimental studies of ischemic brain edema 1. A new experimental model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Nosotchu. , 1-7 (1986).
  9. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  10. Faber, J. E., Moore, S. M., Lucitti, J. L., Aghajanian, A., Zhang, H. Sex differences in the cerebral collateral circulation. Transl Stroke Res. 8 (3), 273-283 (2017).
  11. Justić, H., et al. Redefining the Koizumi model of mouse cerebral ischemia: A comparative longitudinal study of cerebral and retinal ischemia in the Koizumi and Longa middle cerebral artery occlusion models. J Cereb Blood Flow Metab. 42 (11), 2080-2094 (2022).
  12. Li, Y., et al. Comparison of cerebral microcirculation perfusion in rat models of middle cerebral artery occlusion prepared through common carotid artery insertion and external carotid artery insertion. CJTER. 27 (11), 1683-1691 (2023).
  13. Dittmar, M., Spruss, T., Schuierer, G., Horn, M. External carotid artery territory ischemia impairs outcome in the endovascular filament model of middle cerebral artery occlusion in rats. Stroke. 34 (9), 2252-2257 (2003).
  14. Trueman, R. C., et al. A critical re-examination of the intraluminal filament MCAO model: impact of external carotid artery transection. Transl Stroke Res. 2 (4), 651-661 (2011).
  15. Ziegler, K. A., et al. Local sympathetic denervation attenuates myocardial inflammation and improves cardiac function after myocardial infarction in mice. Cardiovasc Res. 114 (2), 291-299 (2018).
  16. Pitoulis, F. G., et al. Remodelling of adult cardiac tissue subjected to physiological and pathological mechanical load in vitro. Cardiovasc Res. 118 (3), 814-827 (2022).
  17. Ma, R., et al. Animal models of cerebral ischemia: A review. Biomed Pharmacother. 131, 110686(2020).
  18. Belayev, L., et al. Docosanoids promote neurogenesis and angiogenesis, blood-brain barrier integrity, penumbra protection, and neurobehavioral recovery after experimental ischemic stroke. Mol Neurobiol. 55 (8), 7090-7106 (2018).
  19. Guo, H., et al. Carthamin yellow improves cerebral ischemia-reperfusion injury by attenuating inflammation and ferroptosis in rats. Int J Mol Med. 47 (4), 52(2021).
  20. Chia, N. H., et al. Determining the number of ischemic strokes potentially eligible for endovascular thrombectomy: a population-based study. Stroke. 47 (5), 1377-1380 (2016).
  21. Henninger, N., Fisher, M. Extending the time window for endovascular and pharmacological reperfusion. Transl Stroke Res. 7 (4), 284-293 (2016).
  22. Zhang, P. L., et al. Use of Intravenous thrombolytic therapy in acute ischemic stroke patients: evaluation of clinical outcomes. Cell Biochem Biophys. 72 (1), 11-17 (2015).
  23. Morris, G. P., et al. A comparative study of variables influencing ischemic injury in the Longa and Koizumi methods of intraluminal filament middle cerebral artery occlusion in mice. PLOS One. 11 (2), e0148503(2016).
  24. Smith, H. K., Russell, J. M., Granger, D. N., Gavins, F. N. Critical differences between two classical surgical approaches for middle cerebral artery occlusion-induced stroke in mice. J Neurosci Methods. 249, 99-105 (2015).
  25. Dittmar, M. S., et al. The role of ECA transection in the development of masticatory lesions in the MCAO filament model. Exp Neurol. 195 (2), 372-378 (2005).
  26. Lourbopoulos, A., et al. Inadequate food and water intake determine mortality following stroke in mice. J Cereb Blood Flow Metab. 37 (6), 2084-2097 (2017).
  27. Ogishima, H., et al. Ligation of the pterygopalatine and external carotid arteries induces ischemic damage in the murine retina. Invest Ophth Vis Sci. 52 (13), 9710-9720 (2011).
  28. Irvine, H. J., et al. Reperfusion after ischemic stroke is associated with reduced brain edema. J Cereb Blood Flow Metab. 38 (10), 1807-1817 (2018).
  29. Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: Size, mechanism, and purpose. NeuroRx. 2 (3), 396-409 (2005).
  30. Dirnagl, U., Dirnagl, U. Bench to bedside: The quest for quality in experimental stroke research. J Cereb Blood Flow Metab. 26 (12), 1465-1478 (2006).
  31. Ingberg, E., Dock, H., Theodorsson, E., Theodorsson, A., Ström, J. O. Method parameters' impact on mortality and variability in mouse stroke experiments: A meta-analysis. Sci Rep. 6, 21086(2016).
  32. McColl, B. W., Carswell, H. V., McCulloch, J., Horsburgh, K. Extension of cerebral hypoperfusion and ischaemic pathology beyond MCA territory after intraluminal filament occlusion in C57Bl/6J mice. Brain Res. 997 (1), 15-23 (2004).
  33. Kitagawa, K., et al. Cerebral ischemia after bilateral carotid artery occlusion and intraluminal suture occlusion in mice: Evaluation of the patency of the posterior communicating artery. J Cereb Blood Flow Metab. 18 (5), 570-579 (1998).
  34. Trotman-Lucas, M., Kelly, M. E., Janus, J., Fern, R., Gibson, C. L. An alternative surgical approach reduces variability following filament induction of experimental stroke in mice. Dis Model Mech. 10 (7), 931-938 (2017).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

MCAO-reperfusiecerebraal ischemie-modelmonofilament nylonhechtdraadarteria carotis communisarteria carotis externalaser speckle imagingneurologische ernstscoreTTC-kleuringimmunofluorescentielabeling
Een gemodificeerd modelpreparaat voor reperfusie van occlusie van de middelste cerebrale slagader
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.