Methodenartikel

Scheiding en identificatie van conventionele microplastics uit landbouwgronden

DOI:

10.3791/67064

⸱

21 maart 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Nutrient Use and Management, College of Resources and Environmental Sciences; National Academy of Agriculture Green Development, Key Laboratory of Plant-Soil Interactions of Ministry of Education, National Observation and Research Station of Agriculture Green Development (Quzhou, Hebei), China Agricultural University, 2School of Environmental & Natural Sciences, Bangor University, 3College of Resources and Environmental Sciences, Beijing Key Laboratory of Farmland Soil Pollution Prevention and Remediation, China Agricultural University, 4Soil Physics and Land Management Group, Wageningen University & Research, 5Institute of Environment and Sustainable Development in Agriculture, Chinese Academy of Agricultural Sciences, 6College of Land and Environment, Shenyang Agricultural University, 7School of Environmental Science and Engineering, Southern University of Science and Technology, 8Institute of Quality Standard and Testing Technology, Beijing Academy of Agriculture & Forestry Sciences, 9China National Environmental Monitoring Centre, 10Key Laboratory of Prevention and Control of Residual Pollution in Agricultural Film, Ministry of Agriculture and Rural Affairs

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier wordt een methode gepresenteerd om microplastics uit de bodem te extraheren en hun polymeertypen te identificeren. De methode is geoptimaliseerd voor uitvoering, toepasbaarheid en kosteneffectiviteit. Het legt een wetenschappelijke basis voor het standaardiseren van de analytische methode om microplastics in de bodem te identificeren.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Vervuiling door microplastics (MP's) in het terrestrische milieu heeft de afgelopen tien jaar steeds meer aandacht gekregen, met toenemende studies die het aantal en de soorten MP's in verschillende bodemsystemen en hun effecten op de gezondheid van de bodem en het gewas beschrijven. Er worden echter verschillende extractie- en analysemethoden voor parlementsleden gebruikt, waardoor de mogelijkheden om resultaten te vergelijken en betrouwbaar bewijs te genereren voor advies en beleidsmakers in de sector worden beperkt. Hier presenteren we een protocol dat de methodologie beschrijft voor bemonstering, scheiding en chemische identificatie van conventionele MP's uit de bodem. De methode is goedkoop en de materialen zijn direct beschikbaar. Dit verbetert het operationele gemak en kan helpen bij een wijdverbreide acceptatie. Het protocol geeft gedetailleerde informatie over het verzamelen van monsters van de bovenste 0-30 cm grond met behulp van plasticvrij keukengerei; simulatie van verschillende grondsoorten door het gebruik van verschillende vaste media (zoals bentonietklei, siliciumdioxide en niet-verontreinigde grond), met toevoeging van dezelfde massa polyethyleen (PE)-MPs voor latere kwantificering; dichtheidsscheiding van kunststofdeeltjes met behulp van verzadigde natriumchloride (NaCl)-oplossing en vertering van organische onzuiverheden in het bovenstaande met behulp van 4 M natriumhydroxide (NaOH)-oplossing; kwantificering van deeltjes met behulp van fluorescentiemicroscopie na kleuring van Nijlrood; en polymeeridentificatie met behulp van micro Fourier-Transform Infrared Spectroscopy (μ-FTIR) of Laser-Direct Infrared (LDIR) spectroscopie. Het herstelpercentage van de parlementsleden varieerde van 83% - 90% voor de bovengenoemde media. Dit protocol biedt een efficiënte methode voor de analyse van bodem-MP's die is geoptimaliseerd voor haalbaarheid, toepasbaarheid en kosteneffectiviteit. Bovendien kan de begeleidende video het proces van het analyseren van de bodem-MP's stap voor stap virtueel begeleiden. Deze studie is gewijd aan het standaardiseren van de methoden voor de analyse van bodem-MP's, het verbeteren van de connectiviteit en vergelijkbaarheid van metingen en het leggen van een basis voor meer gestandaardiseerd en wetenschappelijk onderzoek.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Geschat wordt dat jaarlijks 4,8 tot 12,7 miljoen ton plastic uit terrestrische bronnen in de oceaan terechtkomt 1,2. Deze plastic deeltjes worden geleidelijk afgebroken tot kleinere fragmenten als reactie op ultraviolette straling, mechanische slijtage en biologische afbraak 3,4. Vervuiling door microplastics (MPS), met plastic deeltjes met een diameter van minder dan 5 mm, in de bodem wordt een steeds groter probleem, vooral wat betreft het mogelijke effect ervan op de gezondheid van de bodem en het gewas. Het wordt voornamelijk gedreven door de voortdurende toename van de plasticproductie en de uitdagingen rond de juiste verwijdering van plastic afval 5,6.

De ophoping van MP's in de bodem kan worden toegeschreven aan verschillende externe factoren. De potentiële bronnen van MP's in de bodem zijn complex, waaronder het gebruik van plasticultuurpraktijken (bijv. plastic mulchfolies, irrigatieleidingen, kasfolies en bijbehorende infrastructuur)7,8,9 en de input van organische wijzigingen (zoals toepassing van zuiveringsslib, landbouwcompost en organische mest)10. Daarnaast zijn de ongepaste verwijdering van plastic zwerfvuil11, de afbraak van verteerd voedselafval uit voedselplastic verpakkingsresten12, het gebruik van gecoate meststoffen13, slijtage van rubberen banden14 en atmosferische afzetting15 ook bekende bijdragen aan MP's in de bodem. China, de grootste producent en gebruiker van landbouwplastic, met name plastic mulchfolies, heeft naar schatting een gemiddelde overvloed aan MP's in zwaar met plastic mulche landbouwgrond van ca. 4231 items kg-1 (droge grond)16. In 2018 varieerden de hoeveelheden MP's in Chinese landbouwgronden binnen de diepte van 0-10 cm van 4,9 × 106 tot 1,0 × 10,7 ton, met een aanzienlijke bijdrage van landbouwmulchfilms17. Slibtoepassingen op landbouwgronden in Europa en Noord-Amerika kunnen respectievelijk meer dan 63.000 en 44.000 ton MP's per jaar opleveren18. Een studie in Duitsland toonde aan dat composttoepassingen op akkers ook leiden tot een jaarlijkse toevoer van plastic deeltjes (>1 mm) naar akkers. De toepassing van compost leidde tot 35 miljard tot 2,2 biljoen plastic deeltjes10. De bijdrage van atmosferische MP's aan de bodem is nog onzeker en vereist verdere kwantificering15. De jaarlijkse gemiddelde input van atmosferische parlementsleden wordt bijvoorbeeld geschat op 7,9 × 104 items m-2 jr-1 in China16. Het zeer brede scala aan bronnen van MP's in de bodem heeft de aandacht getrokken van veel onderzoekers, maar door de diversiteit aan bemonsterings-, extractie- en analytische detectiemethoden is het moeilijk om de resultaten van verschillende onderzoeken te integreren en te vergelijken.

De accumulatie van MP's uit een breed scala van bronnen vormt een potentiële bedreiging voor het milieu in de wereld16, wat de duidelijke noodzaak benadrukt van studies van MP's in de bodem. Sommige studies hebben aangetoond dat de effecten van MP's op landbouwgrond onder meer bestaan uit het veranderen van bodemeigenschappen, het belemmeren van de groei en ontwikkeling van planten en bodemorganismen en het beïnvloeden van de microbiële activiteit in de bodem19,20. Andere studies hebben aangetoond dat MP's zich kunnen ophopen in organismen op hogere trofische niveaus in de voedselketen21, wat leidt tot een potentieel gevaar voor de menselijke gezondheid22. Om de milieueffecten van MP's op de bodem te verduidelijken, is het eerst nodig om de huidige status van hun verontreiniging te begrijpen, inclusief hun overvloed, polymeeridentificatie en verspreidingskenmerken. Daarom is de nauwkeurige identificatie en detectie van bodem-MP's van het grootste belang.

Momenteel wordt in een groeiend aantal artikelen de wereldwijde aanwezigheid van MP's in de bodem onderzocht, waarbij aanzienlijke variaties worden waargenomen in de extractie- en detectiemethoden23. Na het zorgvuldig verzamelen van monsters (om besmetting van MP's te minimaliseren), omvat het protocol voor MPS-analyse doorgaans drie belangrijke stappen. Ten eerste wordt dichtheidsscheiding op grote schaal toegepast om MPS-deeltjes uit de bodemmatrix te isoleren. Bij dit proces worden gewoonlijk reagentia gebruikt zoals gedestilleerd (DI) water (1,0 g cm-3), natriumchloride (NaCl, 1,2 g cm-3) of zinkchloride (ZnCl2, 1,6 g cm-3). Ten tweede omvatten methoden voor het verwijderen van organische onzuiverheden van het oppervlak van MP's reiniging met zure en alkalische oplossingen of andere oxidatiemiddelen en enzymatische vertering24. De vertering van organisch materiaal in de bodemmatrix of het aanhouden van MPS-deeltjes wordt gewoonlijk uitgevoerd met 30% waterstofperoxide (H2O2), 65% salpeterzuur (HNO3) of 50% natriumhydroxide (NaOH)25. Na de dichtheidsscheiding en de vertering van organisch materiaal is het microscopisch onderzoek van MPS-monsters nodig om het aantal deeltjes te bepalen. Dit onderzoek wordt aangevuld met de analyse van de chemische samenstelling van de polymeren door middel van technieken zoals Fourier-Transform Infrared Spectroscopy (FTIR), Raman-spectroscopie of andere nabij-infraroodspectroscopietechnieken26.

Elke stap in het extractie- en detectieproces van MP's brengt echter de mogelijkheid met zich mee van overschatting of onderschatting van het voorkomen van MP's. Ondanks het wijdverbreide gebruik van gedemineraliseerd water als reagens voor dichtheidsscheiding vanwege de kosteneffectiviteit en het ontbreken van gevaarlijke eigenschappen, kan dit bijvoorbeeld leiden tot de uitsluiting van MPS-deeltjes met een hogere dichtheid27. Omgekeerd kan de wijdverbreide toepassing van reagentia met hoge dichtheid worden beperkt door milieurisico's en hogere kosten28. Bovendien kunnen bepaalde reagentia die voor organische vergisting worden gebruikt, schade toebrengen aan MPS-deeltjes29. Bovendien is visuele classificatie met behulp van optische, stereoscopische en anatomische microscopie niet zonder uitdagingen26,30. De bepaling van MPS-deeltjes is sterk afhankelijk van de expertise en werking van de analisten, evenals de instrumentinstellingen. Deze bevindingen benadrukken de moeilijkheid om consistentie en nauwkeurigheid te bereiken bij het gebruik van verschillende methodologieën, waardoor de vergelijking van de resultaten in verschillende onderzoeken wordt bemoeilijkt.

Om de betrouwbaarheid en vergelijkbaarheid van gegevens in verschillende onderzoeken te garanderen, is het absoluut noodzakelijk om een gestandaardiseerd protocol op te stellen voor de extractie en detectie van MP's in de bodem. Deze standaardisatie zal niet alleen de nauwkeurigheid van de beoordelingen van het voorkomen van MP's verbeteren, maar ook een uitgebreider en uniformer begrip van de milieu-impact van MP's in bodemecosystemen mogelijk maken. Om de beperkingen van extractie- en detectiemethoden aan te pakken, moeten de geselecteerde reagentia voor gestandaardiseerde methoden direct beschikbaar zijn, mogen ze geen invloed hebben op de integriteit of chemische samenstelling van de MPS-deeltjes en mogen ze het laagst mogelijke milieurisico vormen. Bovendien moeten gestandaardiseerde methoden een hoge efficiëntie aantonen bij zowel het terugwinnen van MP's als het verwijderen van organisch materiaal uit de bodemmatrix.

Een gemakkelijk te volgen protocol is van vitaal belang voor wijdverbreide acceptatie in verschillende onderzoeksomgevingen. Gezien zowel de terugwinningspercentages als de kosteneffectiviteit van MP's, is verzadigd NaCl de optimale keuze voor grootschalige scheiding van de dichtheid van bodemmonsters. Voor de vertering van organisch materiaal werd NaOH gebruikt, omdat voorlopige isolatie-experimenten hebben aangetoond dat 4 M NaOH-oplossing onzuiverheden in bodemmonsters, zoals plantenresten, effectief afbreekt zonder aanzienlijke schade aan de MP's te veroorzaken. Over het algemeen maakt deze experimentele methode gebruik van gemakkelijk verkrijgbare en kosteneffectieve materialen, heeft het een lage operationele complexiteit en zorgt het voor een betrouwbare extractiesnelheid.

We raden aan om de snelle en economische scheidingsmethodologie te gebruiken die is voorgesteld door de Chinese Academie voor Landbouwwetenschappen om MP's te bepalen die in landbouwvelden zijn verzameld31. Zorg er bij alle volgende stappen voor dat alle containers, instrumenten en glaswerk voor gebruik worden gereinigd met gedemineraliseerd water om vervuiling tot een minimum te beperken. Zorg er ook voor dat er regelmatig blanco's naast de monsters worden geplaatst om rekening te houden met verontreiniging die wordt veroorzaakt door de verzamel- en extractieprocedures.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

OPMERKING: De volgende oplossingen moeten vóór het extractieproces bij kamertemperatuur worden bereid: 1) Verzadigde NaCl-oplossing (5,7 M) - los 1 kg NaCl op in 3 L DI H2O; 2) 4 M NaOH - los 480 g NaOH op in 3 L DI H2O; 3) Nijlrood (100 μg ml-1) - los 10 mg Nijlrood op in 100 ml geschikt oplosmiddel (bijv. methanol, aceton).

1. Bemonstering en voorbereiding van de bodem

  1. Verzamel een representatief bodemmonster met behulp van een vijfpuntsbemonsteringsmethode in een "W"-vorm over het studiegebied (Figuur 1). Gebruik een roestvrijstalen grondboor van 30 cm voor het opvangen. Verzamel en bewaar de monsters in een niet-plastic container, zoals aluminiumfolie.
    OPMERKING: De grondmonsters kunnen worden opgesplitst in verschillende gewenste dieptes (bijv. 0-10, 10-20 en 20-30 cm). Vermijd het gebruik van plastic bemonsteringsapparatuur en opslagcontainers om plasticvervuiling tot een minimum te beperken. In plaats daarvan worden niet-plastic containers zoals aluminiumfolie gebruikt om de monsters te verzamelen en op te slaan. Deze monsters kunnen worden gebulkt om één samengesteld monster te leveren of als onafhankelijke replicaten worden bewaard.
  2. Droog de grond bij kamertemperatuur, uit de buurt van direct zonlicht.
    1. Als er een gronddroger beschikbaar is, gebruik deze dan om meerdere grondmonsters tegelijk te verwerken, omdat het filter in de afzonderlijke kamers het risico op kruisbesmetting minimaliseert.
    2. Gebruik anders een oven op 40 oC en droog de grond minimaal 24 uur tot hij helemaal droog is.
    3. Maal en zeef de droge grond met een metalen zeef van 2-5 mm. Verwijder zichtbaar plantaardig materiaal, stenen en ander inert materiaal.
      NOTITIE: Bedek de grond losjes met aluminiumfolie om vervuiling in de lucht, in de oven/droger te minimaliseren. Verzamel zichtbaar plastic afval (> 5 mm) uit de grond met een metalen pincet en plaats het in een plasticvrije opslagcontainer, als later een analyse van macroplastic moet worden uitgevoerd.
  3. Weeg met behulp van een schaal met 2 decimalen 5,0 g ± 0,05 g van het grondmonster af op een plasticvrij weegpapier of aluminiumfolie. Gebruik een nieuw weegpapier voor verschillende monsters om kruisbesmetting te minimaliseren. Monsters kunnen worden bewaard in plasticvrije containers (bijv. glazen flesjes).

2. Dichtheid flotatie

  1. Breng het 5,0 g gedroogde grondmonster over in een schoon glasbekerglas van 600 ml (bekerglas A). Zorg voor een nauwkeurige etikettering van alle opslagcontainers en bekers.
  2. Voeg 230 ml verzadigde NaCl-oplossing toe aan bekerglas A. Plaats bekerglas A op een magnetische roerplaat en voeg een glazen magnetische roerder toe. Roer de oplossing gedurende 30 minuten bij 260 tpm tot deze volledig gehomogeniseerd is.
  3. Zodra de batterij volledig is gehomogeniseerd, verwijdert u de magnetische roerder uit de oplossing en spoelt u deze af met een verzadigde NaCl-oplossing om te voorkomen dat er plastic deeltjes uit de oplossing komen. Plaats het bekerglas op een vlakke ondergrond zonder direct zonlicht en laat het een nacht staan totdat de dichtheid volledig is gescheiden.
    NOTITIE: Bij het uitvoeren van de hele procedure is het noodzakelijk om volledig af te dekken met aluminiumfolie om plastic verontreinigingen uit de lucht te voorkomen.

3. Onzuiverheid spijsvertering

  1. Zodra de inhoud van beker A volledig is gescheiden, brengt u het bovenstaande voorzichtig over in een nieuwe, schone glazen beker van 600 ml (bekerglas B). Spoel de binnenwanden van bekerglas A voorzichtig af met verzadigde NaCl-oplossing. Breng het bovenstaande over in bekerglas B. Voer deze procedure 2-3 keer uit.
    OPMERKING: Een totaal van 200 ml supernatans wordt aanbevolen. Zorg ervoor dat het totale volume van het bovenstaande in de volgende stap constant is, terwijl dezelfde concentratie van de digestieoplossing behouden blijft.
  2. Voeg 4 M NaOH-oplossing toe aan het monster in bekerglas B om een vast volume van 500 ml te bereiken. Plaats bekerglas B op een magnetische roerplaat, voeg een glazen magnetische roerder toe en roer de oplossing gedurende 30 minuten bij 260 omw/min tot deze volledig gehomogeniseerd is. Houd het bekerglas tijdens dit proces afgedekt met aluminiumfolie om besmetting in de lucht te minimaliseren.
  3. Zodra de batterij volledig gehomogeniseerd is, verwijdert u de magnetische roerder uit de oplossing en spoelt u af met verzadigde NaCl-oplossing om eventuele aangehechte deeltjes te verwijderen. Plaats beker B op een vlakke ondergrond zonder direct zonlicht en laat deze een nacht staan totdat de volledige dichtheid is gescheiden en de vergisting van organisch materiaal heeft plaatsgevonden.
    NOTITIE: Bij het uitvoeren van de hele procedure is het noodzakelijk om volledig af te dekken met aluminiumfolie om te voorkomen dat plastic verontreinigingen vanuit de lucht in de oplossing terechtkomen. De verteringsduur is afhankelijk van de hoeveelheid en het type organisch materiaal. Verleng de verteringstijd indien nodig om een volledige vertering van organisch materiaal te garanderen. Na een succesvolle spijsvertering moet het bovenstaande er helder uitzien en er is geen zichtbaar organisch materiaal in het bekerglas.

4. Kleuring met Nijlroodoplossing

  1. Zodra de inhoud van beker B volledig is gescheiden, brengt u het bovenstaande voorzichtig over in een nieuwe, schone glazen beker van 600 ml (bekerglas C). Spoel de binnenwanden van bekerglas B af met water met waterzuiveringszout om een maximale overdracht van deeltjes te garanderen.
    1. Als het volume in bekerglas C minder dan 500 ml bedraagt, vul dan de waarde aan tot 500 ml met gedemineraliseerd water om het volume van de oplossing te verkrijgen.
  2. Voeg de Nijlroodoplossing toe aan bekerglas C om een uiteindelijke maximale concentratie van 0,5 M te verkrijgen. Roer de oplossing met een glazen staaf tot deze volledig gehomogeniseerd is en laat de oplossing vervolgens 30 minuten in het donker incuberen door het bekerglas af te dekken met aluminiumfolie.

5. Vacuüm filtratie

  1. Stel de vacuümfilterapparaten in de volgende volgorde in: glazen trechter, metalen klem, vacuümfiltratiebasis, opvangbeker, aansluitslang, vochtvanger en vacuümpomp. Verwijder voorzichtig een nieuw membraan (0,2 μm poriegrootte, 47 mm diameter) uit de opslagcontainer met behulp van een metalen pincet. Plaats het filtermembraan centraal en plat op de bovenkant van de vacuümfiltratiebasis.
    NOTITIE: Zorg voor een veilige verbinding door de vacuümfiltratiebasis uit te lijnen met de glazen trechter en deze te bevestigen met een metalen clamp.
  2. Activeer de vacuümfiltratie en giet de vloeistof uit beker C langzaam in de glazen trechter. Spoel beker C meerdere keren met DI-water om de terugwinning van deeltjes te maximaliseren. Spoel de zijkanten van de glazen trechter na filtratie van het monster af met gedemineraliseerd water om minimaal deeltjesverlies te garanderen.
    NOTITIE: Bedek de glazen trechter met aluminiumfolie om vervuiling in de lucht tijdens het filtratieproces te minimaliseren. Als het monster een hoog aantal deeltjes heeft en de filtratiesnelheid afneemt, kunnen meerdere membranen voor hetzelfde monster worden gebruikt. Dit zorgt voor een gelijkmatige verdeling van deeltjes over het membraan en minimaliseert het risico dat deeltjes samenklonteren en overlappen voor latere kwantificering.
  3. Zodra de filtratie is voltooid, haalt u het filtermembraan voorzichtig met een pincet van de poreuze plaat en plaatst u elk membraan in een afzonderlijk glazen petrischaaltje. Laat het membraan volledig drogen voordat u het petrischaaltje sluit en in aluminiumfolie wikkelt. Bewaar het op een droge en donkere plaats tot verdere analyse.

6. Kwantificering van MPS-deeltjes door middel van fluorescentiemicroscopie

  1. Als de exacte locatie van fluorescerende deeltjes op het membraan vereist is voor latere polymeeridentificatie (bijv. door FTIR te gebruiken), raadpleeg dan de onderstaande stappen:
    1. Gebruik een zwarte gelpen om voorzichtig de beginpositie en 10 markeringen op het filtermembraan te markeren, in de vorm van de "Z" (Figuur 2). Plaats het membraan voorzichtig met een pincet op de objectglaasjes op de microscooptafel en zorg voor een vlak monsteroppervlak.
    2. Activeer het fluorescentie-instrument in de volgende volgorde: de host, fluorescentiebronnen, monitor en fluorescentiemicroscoop. Zet het instrument aan en zet de lichtknop van de bron op maximale helderheid. Gebruik de schakelknoppen voor helder veld (BF) en fluorescerend licht (FL) om respectievelijk BF- en FL-foto's te maken.
    3. Gebruik de software voor het waarnemen en opnemen van monsters (bijv. DP2-BSW) om heldere veldfoto's te maken onder de BF-positie. Draai de knop in de FL-stand en maak in het donker foto's met het fluorescentiefilter. Zorg ervoor dat de observatiereeks van het gezichtsveld loopt van 1 tot 10. Zorg ervoor dat de FL- en BL-foto's in dezelfde positie zijn genomen.
      OPMERKING: Fluorescerende microscopische analyse moet binnen 24-48 uur na filtratie worden uitgevoerd om een optimale fluorescentie van deeltjes te garanderen. Zorg ervoor dat de BF- en FL-foto's in dezelfde positie zijn gemaakt (Afbeelding 3). Zorg ervoor dat alle membranen worden geanalyseerd met dezelfde vergrotings- en instrumentinstellingen.
  2. Voor polymeeridentificatie met behulp van LDIR voert u de microscoopstappen uit zoals hieronder:
    1. Stel het microscopiesysteem als volgt in: de camera, filters, vergrotingen en microscooptafel en computer. Selecteer de juiste filtermodus die het meest geschikt is voor de gewenste excitatie- en emissiegolflengten (bijv. respectievelijk 470 nm en 495 nm), afhankelijk van het monster en de achtergrondfluorescentie.
    2. Veeg de filtermembraanhouders af met stofvrije tissues, bevestig het membraan vervolgens in de houder en schuif deze op de microscooptafel. Scan het hele membraan visueel om een gelijkmatige verdeling van de deeltjes te garanderen.
    3. Zorg ervoor dat de camera is aangesloten en dat de vergroting van de microscoop geschikt is voor alle monstertypen en consistent is voor alle monsters uit dezelfde set. Bepaal de grootte van het gebied in mm dat met de camera is vastgelegd voordat u de analyse start met behulp van een meetlint.
      OPMERKING: Als de deeltjes gelijkmatig zijn verdeeld, analyseer dan minimaal 10% van het totale membraanoppervlak door het vereiste aantal bemonsteringspunten op het membraan te selecteren. Maak een foto van elk bemonsteringspunt met de camera.

7. Identificatie van MPS-polymeren met behulp van FTIR- of LDIR-spectroscopie

  1. Als FTIR wordt gebruikt om polymeerdeeltjes te identificeren, raadpleeg dan de onderstaande stappen.
    1. Schakel de FTIR-spectrometer en de bijbehorende software in voor het waarnemen en opnemen van monsters. Reinig de sonde voordat u elk monster meet.
    2. Identificeer de deeltjes voor monitoring door middel van real-time schermopname. Pas de positie en scherpte aan door de tuimelschakelaar te manipuleren. Breng het bedieningsplatform naar het midden en leg het huidige luchtachtergrondspectrum vast.
      OPMERKING: Richt u op deeltjes die overeenkomen met zowel BF- als FL-beelden.
    3. Meet 3-5 vaste punten op elk deeltje om spectra te bereiken binnen het infrarode golfgetalbereik van 400-4.000 cm-1. Sla op de resultatenpagina de originele gegevens op, verkrijg het spectrum en vergelijk het met het plastische spectrum in de standaardbibliotheek om de hitkwaliteitsindex van het monster te bevestigen (Figuur 4).
      OPMERKING: In deze studie werden vanwege de kleine omvang van MP's en de uitdagingen bij het kwantificeren ervan over het hele filter, 5-7 representatieve deeltjes geselecteerd uit elk monster voor FTIR-analyse. Om een gelijkmatige verdeling te garanderen, werden deeltjes geselecteerd die een "Z-vormig" patroon over het filter volgen. Er moet echter worden opgemerkt dat er enige onzekerheid kan ontstaan, aangezien de deeltjes willekeurig zijn geselecteerd in plaats van door het hele filter te scannen.
    4. Een match wordt geaccepteerd als de hitquality index (HQI) 0,7 ≥. Figuur 4 toont een voorbeeld van deeltjes die zijn geïdentificeerd door FTIR-spectroscopie in een bodemmonster verrijkt met 0,04% PE-MP's.
  2. Als LDIR wordt gebruikt voor de identificatie van polymeerdeeltjes, volgt u de onderstaande stappen:
    1. Zodra de stappen van de fluorescentiemicroscoop zijn voltooid, suspendeert u de deeltjes opnieuw voor analyse op de LDIR. Plaats het filtermembraan in een nieuwe glazen injectieflacon en voeg 20 ml pure ethanol toe. Sluit de injectieflacons goed af en wikkel de deksels in met paraffinefolie om lekkage te voorkomen.
    2. Sonicaatmonsters in een ultrasoonbad gedurende minimaal 1 uur totdat alle deeltjes zijn geresuspendeerd. Verwijder het membraan van de glazen injectieflacon en gooi het weg.
      NOTITIE: Zorg ervoor dat de deeltjes aan de membraanzijde naar binnen wijzen, d.w.z. weg van de wand van de injectieflacon. De sonicatietijd is afhankelijk van het gebruikte membraantype; Het membraan kan kleur uitlogen, maar dit zal de polymeeridentificatie niet verstoren.
    3. Bevestig de succesvolle deeltjesresuspensie door membranen opnieuw te analyseren onder de fluorescerende microscoop en ervoor te zorgen dat de verwijdering van deeltjes > 95% bedraagt.
    4. Plaats de glazen injectieflacons met de ethanoloplossing op een magnetische roerplaat en voeg een kleine magnetische glasroerder toe aan de injectieflacon. Laat de ethanol verdampen tot minder dan 5 ml door de plaattemperatuur in te stellen op 100 °C en op een lage snelheid te roeren om de deeltjes in suspensie te houden.
      OPMERKING: Dek de injectieflacons licht af met aluminiumfolie om besmetting van de monsters in de lucht te minimaliseren. Droog de oplossing eventueel onder een zachte stroom stikstof voor het verdampen van ethanol.
    5. Breng het monster over in een kleine glazen injectieflacon van 8 ml en gebruik nieuwe ethanol om de glazen injectieflacon van 20 ml te spoelen om de terugwinning van deeltjes te maximaliseren.
      OPMERKING: Voeg indien nodig nieuwe ethanol toe aan de kleine glazen injectieflacon om precies 5 ml te bereiken.
    6. Om het monster voor te bereiden voor analyse op de LDIR, schudt u het monster grondig totdat alle deeltjes homogeen in de oplossing zijn gesuspendeerd en pipetteert u snel 10 μL van het monster op het objectglaasje en laat u de ethanol verdampen. Herhaal deze stap nog twee keer om 3 replicaten per monster op elke dia te analyseren.
    7. Gebruik de deeltjesanalysetool in de bijbehorende software om de infraroodspectra van elk deeltje binnen het ingestelde groottebereik te meten en deze te vergelijken met de interne bibliotheek voor polymeeridentificatie.
      OPMERKING: Eén punt op elk deeltje wordt automatisch gemeten in het infrarode golfgetalbereik van 800-1800 cm-1, en deeltjes worden automatisch vergeleken met bekende bibliotheekspectra van polymeren en andere organische en anorganische materialen.
    8. Als de hitkwaliteitsindex (HQI) 0,8 ≥, wordt de overeenkomst geaccepteerd. Figuur 5 toont een voorbeeld van deeltjes die zijn geïdentificeerd door LDIR-spectroscopie in een bodemmonster verrijkt met 0,04% PE-MP's.
      OPMERKING: Het monstervolume kan worden verhoogd voor monsters met een laag aantal deeltjes.

8. Kwantificering van deeltjes van fluorescerende membraanbeelden met behulp van ImageJ

  1. Open ImageJ32 (versie 1.54f) en laad afbeeldingen in de software. Pas de schaal van de afbeelding aan naar de juiste afmetingen die overeenkomen met de werkelijke afbeeldingsgrootte. Gebruik de functies Analyseren > Schaal instellen om pixel- en groottewaarden (mm) voor afbeeldingen in te voeren en selecteer vervolgens Algemeen om deze instellingen toe te passen op alle afbeeldingen tijdens de sessie.
  2. Transformeer de afbeelding in een binaire afbeelding en converteer deze naar 8-bits met behulp van de functies Proces > binair en Afbeelding > Type > 8-bits. Om de parameters voor deeltjesanalyse te selecteren, gebruikt u de functies Analyseren > Metingen instellen en selecteert u de gewenste parameters, bijv. Oppervlakte, Vormdescriptoren en de diameter van Feret. Selecteer Toevoegen aan overlay en bepaal het aantal decimalen voor gegevensuitvoer.
  3. Als u deeltjes wilt analyseren, selecteert u Analyseren > Deeltjes analyseren en bepaalt u het interessebereik voor de deeltjesgrootte. Stel Circulariteit in op 0-1, deselecteer Pixeleenheden, schakel Overlay in en schakel de volgende vakjes in: Resultaten weergeven, Randen uitsluiten, Resultaten wissen, Gaten opnemen, Samenvatten en Overlay. Exporteer resultaten als .csv bestanden uit het resultatenvenster.
    OPMERKING: De analyse van fluorescerende beelden geeft alleen informatie over het deeltjesaantal, niet over het polymeernummer; daarom is een aanvullende identificatieprocedure vereist, bijvoorbeeld met behulp van IR-spectroscopietechnieken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Om de herstelpercentages van deze methodologie te valideren, werden monsters van drie verschillende vaste matrices (siliciumdioxide (SD), bentonietklei (BT) en grond) geanalyseerd in sets van drie replicaten. Monsters werden geanalyseerd met en zonder toevoeging van 0,04% w/w wit polyethyleen (PE) microplastic (deeltjesgroottebereik 40-48 μm). Bodemmonsters werden verzameld in het Haidian District, Beijing, China (China Agricultural University West Campus), en de grond werd gecl...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De strategie voor bodembemonstering in het veld, met inbegrip van benaderingen zoals eenvoudige willekeurige bemonstering of systematische rasterbemonstering, evenals het bemonsteringsgebied en de diepte, moet worden afgestemd op de specifieke onderzoeksvragen en duidelijk worden gedefinieerd voordat de bemonstering wordt genomen. Sommige studies hebben zich gericht op de bovengrondlaag van 0-10 cm 34,37, terwijl andere grondmons...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit project werd ondersteund door het Science and Technology Major Project van Ordos, China [ZD20232320]; het UKRI Global Challenges Research Fund (GCRF) en het Natural Environment Research Council-project, "Ondermijnen microplastics in de landbouw de voedselzekerheid en duurzame ontwikkeling in economisch minder ontwikkelde landen?" onder Grant [NE/V005871/1]; en de National Natural Science Foundation of China onder Grant [42277097]; het High-level Team Project van de China Agricultural University, Professor station van de China Agricultural University in het Xinzhou Center for Disease Control, en Prevention and Basic Research Program in Xinzhou, provincie Shanxi [20230515] en de Internationale Samenwerking en Uitwisseling van de National Natural Science Foundation of China onder subsidie [NSFC-UNEP: 32261143459].

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
2-decimal balancen/an/aStandaard 2-decimaal saldo
40 °C ovenn/an/aStandaard grote ventilatoroven met temperatuur ingesteld op 40 °C
8700 LDIRAgilent Technologiesn/aLDIR gebruikt om deeltjes te identificeren
Aluminium containern/an/aStandaard aluminium afhaalcontainer voor voedsel
Aluminiumfolien/an/aStandaard zware aluminiumfolie
Axioplan 2Zeissn/aFluorescentiemicroscopie wordt gebruikt om microplastic deeltjes in de fluorescentietoestand te observeren
Bentoniete kleiSigma Aldrich285234Bentoniete klei gebruikt voor hersteltesten
BX53Olympusn/aFluorescentiemicroscopie wordt gebruikt om microplastic deeltjes in de fluorescentietoestand te observeren
Glasbeker (600 ml)n/an/aStandaard glasbeker
Glasfles (1 l)n/an/aStandaard glazen fles
Glas magnetische roerbarn/an/aStandaard glas gecoate magnetische roerbar
Glas maatcilinder (500 ml)n/an/aStandaard glazen maatcilinder
Glaspipet (10 ml)
GlasvacuümfiltratieapparaatPyrex (aankoop via Sigma Aldrich)SLW5809/KITGlasfiltratieapparaat met 500 ml trechter, poreuze plaat en 1 l opvangbeker
LUMOS Alpha IIBrukern/aFTIR gebruikt om verdachte microplastics te analyseren.
Magneetslingerplaatn/an/aStandaard magneetslingerplaat
MCE-filtermembraanJinteng companyJTMF0441/0442Witte MCE-membranen, 0.2 µm poriegrootte, 50 mm diameter, met FTIR-methode
Nile RedFisher Scientific10464311Nile Red poeder gebruikt om oplossing van Nile Red kleurstof te maken met geschikt oplosmiddel (bijv. aceton)
PCTE-filtermembraanSterlitech Corporation1270060Zwarte PCTE-membranen, PVP-vrij, 0.2 µm poriegrootte, 47 mm diameter, met LDIR-methode
SiliciumdioxideSigma Aldrich18649Siliciumdioxide gebruikt voor hersteltesten
NatriumchlorideSigma AldrichS9888Natriumchloride gebruikt voor dichtheidsscheiding
NatriumhydroxideFisher Scientific10675692Natriumhydroxide gebruikt voor organische stof vertering
Grondboorn/an/aLengte 30 cm; diameter 2 cm; materiaal roestvrij staal
Ultra-hoog moleculair gewicht polyethyleen microplastic poederSigma Aldrich434272Polyethyleen microplastic gebruikt om siliciumdioxide, bentonite klei en bodemmonsters voor hersteltesten te verrijken
VacuumpompVacuubrand GmBH Co KGME 2C NTVacuumpomp voor vacuümfiltratie

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Eriksen, M., et al. Plastic pollution in the world's oceans: more than 5 trillion plastic pieces weighing over 250,000 tons afloat at aea. PLOS One. 9 (12), e111913(2014).
  2. Jambeck, J. R., et al. Plastic waste inputs from land into the ocean. Science. 347 (6223), 768-771 (2015).
  3. Barnes, D. K. A., Galgani, F., Thompson, R. C., Barlaz, M. Accumulation and fragmentation of plastic debris in global environments. Philos Trans R Soc B Biol Sci. 364 (1526), 1985-1998 (2009).
  4. Yang, Y., et al. Kinetics of microplastic generation from different types of mulch films in agricultural soil. Sci Total Environ. 814, 152572(2022).
  5. Luan, X., et al. Dynamic material flow analysis of plastics in China from 1950 to 2050. J Clean Prod. 327, 129492(2021).
  6. Wang, C., et al. Critical review of global plastics stock and flow data. J Ind Ecol. 25 (5), 1300-1317 (2021).
  7. Bläsing, M., Amelung, W. Plastics in soil: Analytical methods and possible sources. Sci Total Environ. 612, 422-435 (2018).
  8. Gündoğdu, R., Önder, D., Gündoğdu, S., Gwinnett, C. Microplastics derived from disposable greenhouse plastic films and irrigation pipes: A case study from turkey. Environ Sci Pollut Res. 29 (58), 87706-87716 (2022).
  9. Huang, Y., Liu, Q., Jia, W., Yan, C., Wang, J. Agricultural plastic mulching as a source of microplastics in the terrestrial environment. Environ Pollut. 260, 114096(2020).
  10. Weithmann, N., et al. Organic fertilizer as a vehicle for the entry of microplastic into the environment. Sci Adv. 4 (4), eaap8060(2018).
  11. Rillig, M. C. Microplastic in terrestrial ecosystems and the soil. Environ Sci Technol. 46 (12), 6453-6454 (2012).
  12. Porterfield, K. K., Hobson, S. A., Neher, D. A., Niles, M. T., Roy, E. D. Microplastics in composts, digestates, and food wastes: A review. J Environ Qual. 52 (2), 225-240 (2023).
  13. Katsumi, N., Kusube, T., Nagao, S., Okochi, H. Accumulation of microcapsules derived from coated fertilizer in paddy fields. Chemosphere. 267, 129185(2021).
  14. Evangeliou, N., et al. Atmospheric transport is a major pathway of microplastics to remote regions. Nat Commun. 11 (1), 3381(2020).
  15. Allen, S., et al. Atmospheric transport and deposition of microplastics in a remote mountain catchment. Nat Geosci. 12 (5), 339-344 (2019).
  16. Ren, S., et al. Potential sources and occurrence of macro-plastics and microplastics pollution in farmland soils: A typical case of China. Crit Rev Environ Sci Technol. 54 (7), 533-556 (2024).
  17. Ren, S. -Y., Kong, S. -F., Ni, H. -G. Contribution of mulch film to microplastics in agricultural soil and surface water in China. Environ Pollut. 291, 118227(2021).
  18. Nizzetto, L., Futter, M., Langaas, S. Are agricultural soils dumps for microplastics of urban origin. Environ Sci Technol. 50 (20), 10777-10779 (2016).
  19. Zhang, J., et al. Effects of plastic residues and microplastics on soil ecosystems: A global meta-analysis. J Hazard Mater. 435, 129065(2022).
  20. Sajjad, M., et al. Microplastics in the soil environment: A critical review. Environ Technol Innov. 27, 102408(2022).
  21. Cverenkárová, K., Valachovičová, M., Mackuľak, T., Žemlička, L., Bírošová, L. Microplastics in the Food Chain. Life. 11 (12), 1349(2021).
  22. Ibrahim, Y. S., et al. Detection of microplastics in human colectomy specimens. JGH Open. 5 (1), 116-121 (2021).
  23. Yang, L., Zhang, Y., Kang, S., Wang, Z., Wu, C. Microplastics in soil: A review on methods, occurrence, sources, and potential risk. Sci Total Environ. 780, 146546(2021).
  24. Möller, J. N., Löder, M. G. J., Laforsch, C. Finding microplastics in soils: A review of analytical methods. Environ Sci Technol. 54 (4), 2078-2090 (2020).
  25. Scheurer, M., Bigalke, M. Microplastics in swiss floodplain soils. Environ Sci Technol. 52 (6), 3591-3598 (2018).
  26. Zhou, Y., et al. Microplastics in soils: A review of methods, occurrence, fate, transport, ecological and environmental risks. Sci Total Environ. 748, 141368(2020).
  27. Zhang, S., et al. A simple method for the extraction and identification of light density microplastics from soil. Sci Total Environ. 616 - 617, 1056-1065 (2018).
  28. Möller, J. N., Löder, M. G. J., Laforsch, C. Finding microplastics in soils: a review of analytical methods. Environ Sci Technol. 54 (4), 2078-2090 (2020).
  29. Hurley, R. R., Lusher, A. L., Olsen, M., Nizzetto, L. Validation of a method for extracting microplastics from complex, organic-rich, environmental matrices. Environ Sci Technol. 52 (13), 7409-7417 (2018).
  30. Eriksen, M., et al. Microplastic pollution in the surface waters of the Laurentian Great Lakes. Mar Pollut Bull. 77 (1), 177-182 (2013).
  31. Qi, R. M. Characteristics and ecological effects of soil microplastic in a typical agricultural region with plastic film mulching in China. Doctoral Dissertation. , (2021).
  32. Chen, S., Li, Y., Mawhorter, C., Legoski, S. Quantification of microplastics by count, size and morphology in beverage containers using Nile Red and ImageJ. J Water Health. 19 (1), 79-88 (2020).
  33. Yang, J., et al. Abundance and morphology of microplastics in an agricultural soil following long-term repeated application of pig manure. Environ Pollut. 272, 116028(2021).
  34. Chen, L., et al. Spatial distributions, compositional profiles, potential sources, and influencing factors of microplastics in soils from different agricultural farmlands in China: A National Perspective. Environ Sci Technol. 56 (23), 16964-16974 (2022).
  35. Way, C., Hudson, M. D., Williams, I. D., Langley, G. J. Evidence of underestimation in microplastic research: A meta-analysis of recovery rate studies. Sci Total Environ. 805, 150227(2022).
  36. Park, S. Y., Kim, C. G. A comparative study on the distribution behavior of microplastics through FT-IR analysis on different land uses in agricultural soils. Environ Res. 215, 114404(2022).
  37. Beriot, N., Peek, J., Zornoza, R., Geissen, V., Huerta Lwanga, E. Low density-microplastics detected in sheep faeces and soil: A case study from the intensive vegetable farming in Southeast Spain. Sci Total Environ. 755, 142653(2021).
  38. Sa'adu, I., Farsang, A. Greenhouse farming as a source of macroplastic and microplastics contamination in agricultural soils: a case study from Southeast-Hungary. Agrokém És Talajt. 71 (1), 43-57 (2022).
  39. Håkansson, I., Stenberg, M., Rydberg, T. Long-term experiments with different depths of mouldboard ploughing in Sweden. Soil Tillage Res. 46 (3), 209-223 (1998).
  40. Mu, X., et al. Responses of soil properties, root growth, and crop yield to tillage and crop residue management in a wheat-maize cropping system on the North China Plain. Eur J Agron. 78, 32-43 (2016).
  41. Li, S., Ding, F., Flury, M., Wang, J. Dynamics of macroplastics and microplastics formed by biodegradable mulch film in an agricultural field. Sci Total Environ. 894, 164674(2023).
  42. Bai, R., et al. The characteristics and influencing factors of farmland soil microplastic in Hetao Irrigation District, China. J Hazard Mater. 465, 133472(2024).
  43. Claessens, M., Van Cauwenberghe, L., Vandegehuchte, M. B., Janssen, C. R. New techniques for the detection of microplastics in sediments and field collected organisms. Mar Pollut Bull. 70 (1), 227-233 (2013).
  44. Herrera, A., et al. Novel methodology to isolate microplastics from vegetal-rich samples. Mar Pollut Bull. 129 (1), 61-69 (2018).
  45. Li, J., et al. Atmospheric deposition of microplastics in a rural region of North China Plain. Sci Total Environ. 877, 162947(2023).
  46. Shaw, D. G., Day, R. H. Colour- and form-dependent loss of plastic micro-debris from the North Pacific Ocean. Mar Pollut Bull. 28 (1), 39-43 (1994).
  47. Löder, M. G. J., Kuczera, M., Mintenig, S., Lorenz, C., Gerdts, G. Focal plane array detector-based micro-Fourier-transform infrared imaging for the analysis of microplastics in environmental samples. Environ Chem. 12 (5), 563-581 (2015).
  48. Hidalgo-Ruz, V., Gutow, L., Thompson, R. C., Thiel, M. Microplastics in the marine environment: A review of the methods used for identification and quantification. Environ Sci Technol. 46 (6), 3060-3075 (2012).
  49. Jia, W., et al. Automated identification and quantification of invisible microplastics in agricultural soils. Sci Total Environ. 844, 156853(2022).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Scheiding van microplasticsmicroplastics in bodemdichtheidsfloatatiepolymeridentificatievacu mfiltratiefluorescentiemicroscopiescheiding met natriumchlorideFourier transform infraroodspectroscopielaser direct infraroodspectroscopiebodembemonstering

Gerelateerde artikelen