Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een geïntegreerde methode voor het maken van flexibele en handige elektrofysiologische optrodes voor in-vivo-opname in meerdere regio's

1.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67071

⸱

21 november 2024

 ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Medical Neurobiology and MOE Frontiers Center for Brain Science, Institutes of Brain Science, Fudan University

In dit artikel

Samenvatting

We hebben een vereenvoudigde en kosteneffectieve aanpak ontwikkeld voor de fabricage van elektroden en hebben opnames gemaakt van signalen in meerdere regio's bij vrij bewegende muizen. Door gebruik te maken van optogenetica, naast elektrofysiologie in meerdere regio's en registratie van calciumsignalen, kon de onthulling van neuronale activiteiten in verschillende regio's in het aanvalsaanmaakmodel worden vastgesteld.

Samenvatting

Epilepsie is een neurologische aandoening die wordt gekenmerkt door gesynchroniseerde abnormale ontladingen waarbij meerdere hersengebieden betrokken zijn. Focale laesies vergemakkelijken de verspreiding van epileptische signalen via geassocieerde neurale circuits. Daarom is in vivo registratie van lokaal veldpotentiaal (LFP) van de kritieke hersengebieden essentieel voor het ontcijferen van de circuits die betrokken zijn bij de voortplanting van aanvallen. De huidige methoden voor de fabricage en implantatie van elektroden zijn echter niet flexibel. Hier presenteren we een handig apparaat dat is ontworpen voor elektrofysiologische opnames (LFP's en elektro-encefalografie [EEG]) in meerdere regio's. Bovendien hebben we optogenetische manipulatie en calciumsignaleringsregistratie naadloos geïntegreerd met LFP-registratie. Robuuste na-ontladingen werden waargenomen in verschillende afzonderlijke regio's tijdens epileptische aanvallen, vergezeld van een toenemende calciumsignalering. De aanpak die in deze studie wordt gebruikt, biedt een handige en flexibele strategie voor synchrone neurale opnames in verschillende delen van de hersenen. Het heeft het potentieel om onderzoek naar neurologische aandoeningen te bevorderen door inzicht te geven in de neurale profielen van meerdere regio's die bij deze aandoeningen betrokken zijn.

Inleiding

Epilepsie is een veel voorkomende neurologische aandoening die wordt gekenmerkt door terugkerende aanvallen, die zich manifesteren als convulsies, sensorische stoornissenen bewustzijnsverlies. De pathofysiologische mechanismen die ten grondslag liggen aan epilepsie zijn complex en omvatten meerdere onderling verbonden hersengebieden 2,3. Recente ontwikkelingen op het gebied van neuroimaging hebben licht geworpen op de grootschalige netwerken die betrokken zijn bij epilepsie 4,5. Het begrip van de ingewikkelde circuits en netwerkmechanismen die ten grondslag liggen aan het ontstaan en de verspreiding van epilepsie blijft echter beperkt, deels als gevolg van de ontoereikende toepassing van neuraleopnametechnieken in meerdere regio's. Daarom is het absoluut noodzakelijk om een flexibele, geïntegreerde methode te ontwikkelen die in staat is om tegelijkertijd neurale activiteit in ongelijksoortige hersengebieden te monitoren.

Elektrofysiologische opnames worden uitgevoerd om aanvallen vast te leggen en de aanwezigheid van epilepsie vast te stellen7. Behalve voor het registreren van elektrofysiologische activiteit, wordt er in epilepsiestudies steeds meer nadruk gelegd op de precieze calciumactiviteit van specifieke neurale populaties 8,9. Vooruitgang in de synthese van calciumindicatoren en verschillende sondeontwerpen hebben onderzoekers ertoe aangezet om vezelfotometrie toe te passen voor het vastleggen van veranderingen in neuronale activiteit en neurale stoffen in de hersenen10,11. De twee onafhankelijke methoden voor het detecteren van neuronale activiteit, namelijk elektrofysiologie en vezelfotometrieregistratie, vullen elkaar aan en vergemakkelijken een beter begrip van dynamische neuronale processen.

Bovendien zijn synchrone registratie en modulerende neurale activiteit cruciaal voor het verkrijgen van inzicht in het functioneren van de hersenen op zowel netwerk- als cellulair niveau. Deze aanpak stelt onderzoekers in staat om de complexe processen van de hersenen in realtime te observeren en te manipuleren. Optogenetica is naar voren gekomen als een onmisbaar hulpmiddel voor het onderzoeken van neurale signalering, vanwege het onderscheidende vermogen voor selectieve stimulatie of remming12. Ondanks wijdverbreide toepassingen van elektrofysiologische opname op meerdere locaties in de neurowetenschappen13, blijft de integratie van elektrofysiologische registratie in meerdere regio's met vezelfotometrie en optogenetische manipulatie beperkt. Wat nog belangrijker is, is dat de huidige methoden voor het fabriceren en implanteren van elektroden met meerdere regio's niet flexibel zijn14. Deze beperkingen belemmeren ons vermogen om specifieke circuitfuncties en interacties in meerdere regio's te ontleden. Hier presenteren we een kosteneffectieve en handige multi-regio in vivo opnamebenadering die licht werpt op neuronale processen in verschillende regio's bij door aanmaakvorming geïnduceerde aanvallen en andere neuropsychiatrische stoornissen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Dit protocol werd goedgekeurd door de Animal Care and Use Committee van de Fudan University en werd uitgevoerd volgens de richtlijnen en voorschriften die zijn opgesteld door de National Institutes of Health Guide for Care and Use of Laboratory Animals. Alle mogelijke maatregelen werden geïmplementeerd om het aantal dieren dat in dit onderzoek werd gebruikt tot een minimum te beperken. De tijd die nodig is om elke stap uit te voeren, is opgenomen in de respectievelijke stappen.

1. Voorbereiding van de elektroden (Figuur 1)

  1. Knip een geschikte lengte wolfraamdraad af (~20 mm) en brand de isolatielaag aan het ene uiteinde af om de wolfraamdraad bloot te leggen (1,6-2 mm). Buig het andere uiteinde van de draad in een "L"-vorm (zie figuur 1A, ~1 min)
  2. Plaats het "L"-uiteinde van de wolfraamdraad voorzichtig op de optische vezel (zie afbeelding 1B, ~1 min).
    NOTITIE: De wolfraamdraad moet 0.2-0.4 mm langer zijn dan de punt van optische vezel.
  3. Doop een druppel lijm en breng deze aan op het grensvlak van de optische vezel en de wolfraamdraad (zie figuur 1C, ~1 min). Door de oppervlaktespanning van de vloeistof zal de wolfraamdraad zich hechten aan de optische vezel.
  4. Breng de lijm één keer aan en laat deze drogen. Breng vervolgens een tweede laag aan. Dit zal de verbinding tussen de wolfraamdraad en de optische vezel verder aanspannen (zie figuur 1C, ~1 min).
    NOTITIE: Tijdens het applicatieproces moet ervoor worden gezorgd dat de lijm niet naar de punt van de optische vezel stroomt, omdat dit de doorlaatbaarheid kan beïnvloeden.
  5. Gebruik lijm op de hoek van de "L"-vorm om de basis van de optische vezel en de wolfraamdraad nauw aan elkaar te hechten (~1 min).
    OPMERKING: Het grotere contactoppervlak en de sferische stolling van de lijmdruppel zorgen voor een stevige hechting tussen de optische vezel en de wolfraamdraad.
  6. Gebruik solderen om een verbinding tot stand te brengen tussen de wolfraamdraad en de pin van de vrouwelijke connector (zie afbeelding 1D, ~3 min voor elk)
    OPMERKING: Aangezien wolfraamdraad niet gevoelig is voor warmte, kan het slagingspercentage van het solderen tot bijna 100% worden verhoogd door een metalen huls die wordt gevormd door de locatie van de pinsleuf door te snijden om de twee componenten fysiek te verenigen. Vervolgens zorgt soldeervulling van de huls voor een stabiele verbinding tussen de ingebrachte wolfraamdraad en de pen.
  7. Soldeer volgens het experimentele ontwerp het vereiste aantal optrodes (zie figuur 1E, ~10 min)
    OPMERKING: In dit onderzoek werden drie optrodes gebruikt.
  8. Knip de geëmailleerde draad op de juiste lengte (~30 mm) en brand de isolatie aan beide uiteinden af. Wikkel het ene uiteinde van de geëmailleerde draad om de basis van de schroef en soldeer deze. Sluit het andere uiteinde van de geëmailleerde draad aan op de pinnen van de vrouwelijke connector via een soldeerbout, die dient als EEG-opname en massaverbinding voor de schedelelektrode (zie afbeelding 1F, ~5 min)
    OPMERKING: Door de flexibiliteit van de geëmailleerde draad is het handig om de schedel en de pinnen van de vrouwelijke connector aan te sluiten. Solderen na het wikkelen van de geëmailleerde draad om een schroef is betrouwbaarder dan solderen op het oppervlak.
  9. Breng smeltlijm aan op de pinarray van de vrouwelijke connector om de vrouwelijke connector in te kapselen en ervoor te zorgen dat de soldeerverbindingen volledig zijn omhuld. Vorm tijdens het stollen van de smeltlijm de lijm met behulp van een plastic plaat om de ruimtebeslag tijdens de implantatie te minimaliseren (zie afbeelding 1F, ~3 min)
    OPMERKING: Vanwege de mogelijke brandrisico's die gepaard gaan met het gebruik van smeltlijm, wordt AB-lijm als een veiliger alternatief beschouwd.
  10. Gebruik vervolgens een lichtintensiteitsmeter en een digitale multimeter om de helderheid en geleidbaarheid te meten. Na het doorstaan van deze tests is de opstelling klaar voor gebruik (zie figuur 1G, ~2 min)
    OPMERKING: Draag bij het werken met lasers altijd een veiligheidsbril die geschikt is voor de specifieke golflengte en kracht van het laserlicht. Hoogwaardige vezels zijn nodig om ten minste 80% van het licht van het uiteinde van het patchkoord naar de punt van de implanteerbare vezel door te laten. Bovendien werd de weerstand van de punt van de wolfraamdraad tot de sleuf van de pin-header gemeten met een acceptabel bereik van 1-5 Ω.
  11. Dompel de voorbereide elektroden voor gebruik 15 minuten onder in 75% alcohol en breng ze vervolgens over naar een steriele zoutoplossing (~16 min).
    OPMERKING: Het totale gewicht van het ingekapselde elektrodeapparaat (0,6701 ± 0,01123 g, n = 4) heeft geen invloed op de activiteit van de muizen. De elektroden worden vooraf gesteriliseerd met behulp van plasmasterilisatie.

2. Protocol voor elektrode-implantatie (Figuur 2)

  1. Verdoof de muizen met isofluraan (2%-4%) en zet ze vast in een stereotaxisch apparaat (zie figuur 2A, ~2 min). Gebruik oogzalf op de ogen van muizen om uitdroging onder narcose te voorkomen. Breng lidocaïne aan op de huid rond de omtrek van de schedelincisie en een subcutane injectie van carprofen in een dosis van 5 mg/kg.
    OPMERKING: Een goede verdoving wordt bevestigd door de afwezigheid van de oprichtreflex en het verlies van de reactie op het knijpen van de teen. Voor langdurige chirurgische ingrepen is het gebruik van een injecteerbare verdoving geschikter.
  2. Nadat u het dier in het stereotaxische apparaat hebt vastgezet, snijdt u de hoofdhuid langs de rand van de schedel weg en veegt u het schedeloppervlak af met 75% alcohol om de posities van de bregma en lambda bloot te leggen (zie figuur 2B, ~3 min).
    OPMERKING: De pre-operatieve procedure omvat het knippen van het haar, het desinfecteren van de operatieplaats, het voorsteriliseren van de instrumenten en chirurgische instrumenten.
  3. Zet de hersenen waterpas en boor gaten (~0,8 mm) boven de interessegebieden (ROI) met behulp van een microboor. Injecteer de relevante virussen met een spuitpomp (zie figuur 2C - F, ~20 min).
    OPMERKING: Gedetailleerde informatie over de virussen en ROI's in dit onderzoek wordt weergegeven in de materiaaltabel en figuur 3.
  4. Houd de optrodes vast met een houder en beweeg hun punt naar het bregmapunt, waarbij u deze positie op 'nul' instelt. Gebruik het bregmapunt als referentiecoördinaat en verplaats de optrodes naar de doelgebieden (zie figuur 2G, ~3 min). Plaats de optroden 0,3 mm boven de injectieplaats van het virus.
    OPMERKING: Bij de verticale implantatiestrategie is de minimale afstand tussen de twee elektroden ongeveer 2 mm, afhankelijk van de dikte van de glasvezelhuls en de buitendiameter van de huls. Een schuine invoegmethode kan worden gebruikt voor gelijktijdige opname vanuit dichtbij gelegen regio's.
  5. Nadat u de optische vezels in de overeenkomstige hersengebieden hebt ingebracht, brengt u een kleine hoeveelheid weefsellijm eromheen aan om het blootgestelde weefsel te bedekken. Breng vervolgens achtereenvolgens extra lijm en een beetje tandheelkundig cement aan. Nadat het tandcement is gestold, laat u de houder voorzichtig los (zie figuur 2H, ~5 min).
  6. Voer vóór elke nieuwe implantatie van de optrode een herkalibratie uit, waarbij stap 2.4 wordt herhaald (zie figuur 2I).
    OPMERKING: Plaats voor elke implantatie de optrode op bregma als het 'nulpunt'.
  7. Nadat alle optroden zijn geïmplanteerd, boort u met een microboor de gaten achter het lambdapunt voor 'Ground' en boven de neocortex voor 'EEG' (~1 min).
    NOTITIE: De grootte van het geboorde gat (~1.1 mm) moet overeenkomen met de diameter van de schroef.
  8. Steek schedelschroeven in het gat boven de cortex en achter het lambdapunt (zie figuur 2J, ~5 min).
    NOTITIE: Schedelschroeven worden respectievelijk gebruikt voor EEG-opname en aarding.
  9. Organiseer de wolfraamdraden en geëmailleerde draden zo dat ze boven het implantatiegebied worden geplaatst en niet buiten de schedel worden blootgesteld. Zet de positie van de vrouwelijke connector vast met behulp van een houder (zie figuur 2K, ~2 min).
  10. Vul de implantatieplaats met tandheelkundig cement om een stabiele verbinding tussen het elektrodeapparaat en de schedel te garanderen. Kapsel de interne draden in en laat de insteekgaten van de vrouwelijke connector bloot voor aansluiting op de hoofdtrap (zie afbeelding 2L, ~6 min).
  11. Breng na het uitharden van tandcement jodium aan op de huid rond de omtrek van de blootgestelde hoofdhuid en plaats het dier vervolgens op een verwarmingskussen (~1 min).
    OPMERKING: Zorg ervoor dat het dier niet onbeheerd wordt achtergelaten totdat het weer voldoende bij bewustzijn is gekomen om sterns te blijven liggen. Steriele omstandigheden moeten tijdens de overlevingsoperatie worden gehandhaafd.
  12. Dien antibiotica en pijnstillers toe om het herstel na de operatie te ondersteunen.
    OPMERKING: Dieren die een operatie hebben ondergaan, worden pas opnieuw geïntroduceerd in het gezelschap van andere dieren als ze volledig zijn hersteld. Dieren kregen intraperitoneale injecties van ceftriaxonnatrium (180 mg/kg) en subcutane injecties met carprofen (5 mg/kg) en lidocaïnegel werd gedurende 3 dagen dagelijks op de chirurgische wonden aangebracht. De dieren moeten gedurende een bepaalde periode overleven om de gedragstests te voltooien. Vervolgens worden ze geëuthanaseerd met 4%-5% isofluraan, gevolgd door perfusie en weefselsecties om de virale infectie en de plaatsen van elektrode-implantatie te beoordelen.

3. Protocol voor het opnemen in vivo van de hersenen

  1. Voordat u signaalregistratie en gedragstests (open veldtest)15 uitvoert, moet u ervoor zorgen dat de muis een periode van 3 dagen van voorzichtige behandeling ondergaat om hem aan de omgeving te laten wennen.
    OPMERKING: In deze studie werden de muizen in een open veld (42 cm × 42 cm) geplaatst om vrij te kunnen bewegen, zodat we hun aanvalsgedrag konden observeren.
  2. Na het verdoven van de muizen met isofluraan (2%-4%), sluit u de optische vezels achtereenvolgens aan in de volgorde van de opnameplaats voordat u de headstage inbrengt.
  3. Stel de lichtpuls van 635 nm in met een inschakelduur van 10% op 20 Hz. Stel de lichtstimulatie in op 10 s (200 pulsen) tijdens het opnemen. Stel de intensiteit bij de glasvezeltips in op 3 mW.
  4. Gebruik een glasvezelfotometriesysteem om de gedragstestperiode van Gcamp6m-signalen vast te leggen met een bemonsteringsfrequentie van 30 Hz door een LED-kanaal van 470 nm.
  5. Registreer tegelijkertijd calciumsignalen, LFP's en EEG onder optogenetische stimulatie, samen met bijbehorende gedragsprestaties (zie figuur 3).
  6. Gebruik transistor-transistor logic (TTL) signaalsynchronisatietagging om tijdelijke consistentie in opgenomen gegevens te garanderen.

4. Gegevensverwerking

  1. Laad fotometriegegevens in MATLAB-software. Gebruik vervolgens aangepaste codering (aanvullend bestand 1) om het calciumsignaal te detrenden.
  2. Definieer de veranderingen in fluorescentie-intensiteit met vergelijking (1):
    ΔF/F = (Ft - F0)/ F0 (1)
    Waarbij Ft de real-time fluorescentiewaarden van het calciumsignaal vertegenwoordigt en F0 de gemiddelde basislijnfluorescentie-intensiteit vóór de gebeurtenis aangeeft.
  3. Importeer de elektrofysiologische gegevens, bemonsterde snelheid van 1000 Hz, in MATLAB (aanvullend bestand 2).
  4. Coördineer de weergave van calciumsignalering en elektrofysiologische gegevens in lijn met gesynchroniseerde markers.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

We combineerden optogenetica met multiregionale elektrofysiologische registratie en calciumbeeldvorming om neuronale activiteit in verschillende hersengebieden te observeren tijdens optogenetische aanvallen. Voor dit doel werd een adeno-geassocieerd virus (AAV) dat ChrimsonR tot expressie brengt onder controle van de CaMKIIα-promotor (AAV-CaMKIIα-ChrimsonR-mcherry)16 geïnjecteerd in een klassieke epileptogene plaats, de piriforme cortex (ROI 1)17...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Hier gebruikten we een zelfgemaakt optrode-apparaat voor in vivo neurale signaalregistratie in meerdere regio's. De haalbaarheid van dit systeem voor gelijktijdige optogenetische stimulatie, registratie van calciumsignalen en elektrofysiologische registratie is gevalideerd. De hierin beschreven methode voor het bereiden van elektroden is efficiënt en kosteneffectief. Volgens de experimentele opzet zouden we signalen van relevante hersengebieden kunnen registreren. De strategisch...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen concurrerende financiële belangen openbaar te maken.

Dankbetuigingen

Dit onderzoek werd ondersteund door de National Natural Science Foundation of China (31871085), de Natural Science Foundation of Shanghai (21ZR1407300), het Shanghai Municipal Science and Technology Major Project (2018SHZDZX01), ZJ Lab en Shanghai Center for Brain Science and Brain-Inspired Technology.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
8-32 adapterPlexonOp bestellingVerbind de vrouwelijke connector en headstage
AAV-CaMKIIα-ChrimsonR-mcherryTaitool BioscienceS0371-94 x 1012 VG/mL 
AAV-hsyn-Gcamp6mTaitool BioscienceS0471-94 x 1012 VG/mL 
DAPISigma236276Titered 1:500
Tandheelkundig cementNew Century Dental430205
Elektrofysiologisch opnamesysteemPlexonOmniplex
Geëmailleerd draadN/AOp bestellingDiameter = 0.2 mm
Vrouwelijke connectorN/AOp bestelling1.25 mm pitch
LijmLoctite45282
LaserChangchun New IndustriesBH81563635 nm 
MATLABMathWorksR2021b
MicroboorRWD78001
Multichannel fiberfotometrieThinkerTechFPS-SS-MC-LED
Optische vezelXi'an BogaoL-200UMSelecteer de juiste vezellengte op basis van de diepte van de beoogde hersengebieden.
PFA-gecoate tungsteendraadA-M System795500Naakt 0.002"; Gecoat 0.0040"
VermogenmeterThorlabsPM100D
Stereotactisch frameRWD68807
Weefselkleefstof3M1469SB

Referenties

  1. Devinsky, O., et al. Epilepsy. Nat Rev Dis Primers. 4, 18024(2018).
  2. Piper, R. J., et al. Towards network-guided neuromodulation for epilepsy. Brain. 145 (10), 3347-3362 (2022).
  3. Bertram, E. H. Neuronal circuits in epilepsy: Do they matter. Exp Neurol. 244, 67-74 (2013).
  4. Goodman, A. M., Szaflarski, J. P. Recent advances in neuroimaging of epilepsy. Neurotherapeutics. 18 (2), 811-826 (2021).
  5. Caciagli, L., Bernhardt, B. C., Hong, S. J., Bernasconi, A., Bernasconi, N. Functional network alterations and their structural substrate in drug-resistant epilepsy. Front Neurosci. 8, 411(2014).
  6. Dai, Y., et al. In vivo microelectrode arrays for detecting multi-region epileptic activities in the hippocampus in the latent period of rat model of temporal lobe epilepsy. Micromachines (Basel). 12 (6), 659(2021).
  7. Staba, R. J., Stead, M., Worrell, G. A. Electrophysiological biomarkers of epilepsy. Neurotherapeutics. 11 (2), 334-346 (2014).
  8. Grienberger, C., Giovannucci, A., Zeiger, W., Portera-Cailliau, C. Two-photon calcium imaging of neuronal activity. Nat Rev Methods Primers. 2 (1), 67(2022).
  9. Akerboom, J., et al. Optimization of a gcamp calcium indicator for neural activity imaging. J Neurosci. 32 (40), 13819-13840 (2012).
  10. Zhang, Y., et al. Fast and sensitive gcamp calcium indicators for imaging neural populations. Nature. 615 (7954), 884-891 (2023).
  11. Wu, Z., Lin, D., Li, Y. Pushing the frontiers: Tools for monitoring neurotransmitters and neuromodulators. Nat Rev Neurosci. 23 (5), 257-274 (2022).
  12. Vierock, J., et al. Bipoles is an optogenetic tool developed for bidirectional dual-color control of neurons. Nat Commun. 12 (1), 4527(2021).
  13. Luo, W., et al. Acquiring new memories in neocortex of hippocampal-lesioned mice. Nat Commun. 13 (1), 1601(2022).
  14. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  15. Kraeuter, A. K., Guest, P. C., Sarnyai, Z. The open field test for measuring locomotor activity and anxiety-like behavior. Methods Mol Biol. 1916, 99-103 (2019).
  16. Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nat Methods. 11 (3), 338-346 (2014).
  17. Vismer, M. S., Forcelli, P. A., Skopin, M. D., Gale, K., Koubeissi, M. Z. The piriform, perirhinal, and entorhinal cortex in seizure generation. Front Neural Circuits. 9, 27(2015).
  18. Chen, T. W., et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).
  19. Birling, M. C., Dierich, A., Jacquot, S., Herault, Y., Pavlovic, G. Highly-efficient, fluorescent, locus directed cre and flpo deleter mice on a pure c57bl/6n genetic background. Genesis. 50 (6), 482-489 (2012).
  20. Huang, T., et al. Identifying the pathways required for coping behaviours associated with sustained pain. Nature. 565 (7737), 86-90 (2019).
  21. Likhtik, E., Stujenske, J. M., Topiwala, M. A., Harris, A. Z., Gordon, J. A. Prefrontal entrainment of amygdala activity signals safety in learned fear and innate anxiety. Nat Neurosci. 17 (1), 106-113 (2014).
  22. Tavares, L. C. S., Tort, A. B. L. Hippocampal-prefrontal interactions during spatial decision-making. Hippocampus. 32 (1), 38-54 (2022).
  23. Lu, Y., et al. Optogenetic dissection of ictal propagation in the hippocampal-entorhinal cortex structures. Nat Commun. 7, 10962(2016).
  24. Liu, Q., Wu, Y., Wang, H., Jia, F., Xu, F. Viral tools for neural circuit tracing. Neurosci Bull. 38 (12), 1508-1518 (2022).
  25. Christenson Wick, Z., Krook-Magnuson, E. Specificity, versatility, and continual development: The power of optogenetics for epilepsy research. Front Cell Neurosci. 12, 151(2018).
  26. Paschen, E., et al. Hippocampal low-frequency stimulation prevents seizure generation in a mouse model of mesial temporal lobe epilepsy. Elife. 9, e54518(2020).
  27. Gummadavelli, A., Zaveri, H. P., Spencer, D. D., Gerrard, J. L. Expanding brain-computer interfaces for controlling epilepsy networks: Novel thalamic responsive neurostimulation in refractory epilepsy. Front Neurosci. 12, 474(2018).
  28. Vandekerckhove, B., et al. Technological challenges in the development of optogenetic closed-loop therapy approaches in epilepsy and related network disorders of the brain. Micromachines (Basel). 12 (1), 38(2020).
  29. Li, Z. J., Zhang, L. B., Chen, Y. X., Hu, L. Advancements and challenges in neuromodulation technology: Interdisciplinary opportunities and collaborative endeavors. Sci Bull (Beijing). 68 (18), 1978-1982 (2023).
  30. Zhang, Q., et al. A prototype closed-loop brain-machine interface for the study and treatment of pain. Nat Biomed Eng. 7 (4), 533-545 (2023).
  31. Varela, C., Wilson, M. A. Mpfc spindle cycles organize sparse thalamic activation and recently active ca1 cells during non-rem sleep. Elife. 9, e48881(2020).
  32. Adaikkan, C., et al. Gamma entrainment binds higher-order brain regions and offers neuroprotection. Neuron. 102 (5), 929-943.e8 (2019).
  33. Muthmann, J. O., et al. Spike detection for large neural populations using high density multielectrode arrays. Front Neuroinform. 9, 28(2015).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Lokaal veldpotentiaalmulti-regio opnameoptogenetische stimulatiecalciumsignaleringvezelfotometrieEEG-opnameneurale circuitanalyseepilepsiemodellen
Een geïntegreerde methode voor het maken van flexibele en handige elektrofysiologische optrodes voor in-vivo-opname in meerdere regio's
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.