Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Modellering van posthemorragische hydrocefalie van prematuriteit bij ratten

953 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67082

⸱

28 maart 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Pediatric Neurosurgery, Department of Neurosurgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Neurology, Johns Hopkins University School of Medicine, 3Division of Neonatal-Perinatal Medicine, Johns Hopkins University School of Medicine, 4Neurosciences Intensive Care Nursery, Johns Hopkins Children's Center, 5Kennedy Krieger Institute

In dit artikel

Samenvatting

Posthemorragische hydrocefalie van prematuriteit (PHHP) kan worden gemodelleerd bij neonatale ratten door chorioamnionitis en intraventriculaire bloeding te combineren. De combinatie van deze prenatale en postnatale gebeurtenissen vat nauwkeurig de klinische kenmerken van PHHP samen, waaronder macrocefalie, ventriculomegalie en verhoogde intracraniale druk, gedurende de hele levensduur.

Samenvatting

Posthemorragische hydrocefalie van prematuriteit (PHHP) is een ernstig gevolg van ernstige intraventriculaire bloeding (IVH) bij zeer premature baby's jonger dan 32 weken zwangerschapsduur (GA). PHHP wordt gedefinieerd door de ophoping van cerebrospinale vloeistof (CSF) geassocieerd met klinische symptomen van verhoogde intracraniale druk (ICP). Zuigelingen met PHHP lijden aan levenslange shuntafhankelijkheid, waarbij de helft een herhalingsoperatie nodig heeft in het eerste levensjaar en velen meerdere extra operaties nodig hebben gedurende hun hele leven. Prenatale chorioamnionitis maakt premature baby's vatbaar voor ernstige IVH en de noodzaak van chirurgische behandeling van PHHP-trends met neonatale sepsis. Deze klinische kenmerken suggereren dat systemische ontsteking een integraal onderdeel is van de pathofysiologie van PHHP.

Hier definiëren we een diermodel dat alle klinische aspecten en essentiële kenmerken van PHHP bij ratten recapituleert. Het doel van dit protocol is om te illustreren hoe in utero chorioamnionitis en postnatale IVH met behulp van gelyseerde rode bloedcellen kunnen worden gecombineerd om PHHP te verkrijgen. Deze preklinische benadering levert progressieve macrocefalie en koepelvormige schedels, verhoogde intracraniale druk en ventriculomegalie op die kan worden gedetecteerd via magnetische resonantiebeeldvorming (MRI) of via microscopie. Naast aanhoudende verstoring van de CSF-dynamiek, hebben ratten ook cognitieve achterstand en functionele beperkingen tot in de volwassenheid. Dienovereenkomstig faciliteert dit preklinische platform unieke en ongeëvenaarde translationele studies van PHHP die moleculaire, cellulaire, biochemische, histologische, beeldvormende en functionele uitkomstmaten kunnen omvatten. Het kan ook worden gebruikt voor een grondige analyse van de plexus choroide, de ependymale beweeglijke trilharen en het glymfatische systeem parallel. Ten slotte kan het ook een preklinisch hulpmiddel van onschatbare waarde zijn voor het onderzoek naar nieuwe chirurgische interventiestrategieën en niet-chirurgische therapeutische benaderingen voor de behandeling van hydrocefalie.

Inleiding

Posthemorragische hydrocefalie van prematuriteit (PHHP) blijft een aanzienlijk probleem voor de volksgezondheid. Gedefinieerd door symptomatische accumulatie van cerebrospinale vloeistof (CSF) gelijktijdig met verhoogde intracraniale druk (ICP) secundair aan intraventriculaire bloeding (IVH), is PHHP een ernstige manifestatie van encefalopathie van prematuriteit en een significante bijdrage aan de globale last van prematuriteit en verworven hydrocefalie 1,2. Wereldwijd worden elk jaar ongeveer 400.000 baby's geboren met of krijgen ze de levenslange last van hydrocefalie3 en velen sterven als gevolg van een gebrek aan behandeling3. PHHP komt veel voor in ontwikkelde landen bij zeer premature baby's (<32 weken zwangerschap) met ernstige IVH, en treft vaak de ziekste baby's die al lijden aan andere levensbedreigende comorbiditeiten 4,5.

De enige beschikbare behandeling voor hydrocefalie is chirurgie6. Chirurgische ingrepen leveren een langere levensduur op wanneer baby's ouder zijn dan 6 maanden op het moment van de eerste permanente ingreep, of het nu gaat om een ventriculoperitoneale (VP) shunt om hersenvocht (CSF) om te leiden, endoscopische derde ventriculostomie (ETV) of ETV met coagulatie van de plexus choroidus (ETV-CPC)7. De meest voorkomende optie, VP-shunts, mislukken vaak binnen een jaar en maken kinderen vatbaar voor een leven vol complicaties, herhaaloperaties en ziekenhuisopnames met enorme kosten voor het kind, het gezin en de samenleving. 8 Met name de angst voor een shunt die op elk moment kan mislukken, is belastend voor gezinnen9. Zorg voor kinderen met symptomatische hydrocefalie, inclusief frequente operaties, is een belangrijke oorzaak van uitgaven voor pediatrische gezondheidszorg 10,11,12,13,14. De jaarlijkse geschatte kosten voor shuntgerelateerde uitgaven bij kinderen bedroegen $ 2 miljard in 200315. Terwijl kinderen met shunts slechts 0,6% van de ziekenhuisopnames uitmaken, genereren ze 3,1% van de pediatrische ziekenhuiskosten15. De ontdekking van veilige, niet-chirurgische therapieën voor de behandeling van PHHP is dus van het grootste belang.

Bij zuigelingen ontwikkelt PHHP zich na IVH gedurende een klinisch tijdsverloop dat weken tot maanden duurt na de eerste identificatie van de hersenbloeding. Een studie uitgevoerd door het Hydrocephalus Clinical Research Network (HCRN) bevestigde dat VP-shunts de beste chirurgische optie blijven voor pasgeborenen met PHHP16. Zelfs voor kinderen met PHHP in landen met een hoog inkomen die toegang hebben tot bekwame pediatrische neurochirurgische zorg, zijn de resultaten verre van optimaal, waarbij >50% van de shunts die bij zuigelingen met PHHP worden geplaatst, binnen de eerste 2 jaar chirurgische revisie nodig heeft8. Ondanks de duidelijke noodzaak om veiligere, effectievere behandelingen voor PHHP te identificeren, heeft onderzoek te maken gehad met obstakels. De vooruitgang is deels belemmerd omdat de preklinische literatuur over PHHP er vaak niet in slaagt om ventriculomegalie veroorzaakt door hydrocephalus ex vacuo 17,18 op de juiste manier te onderscheiden van symptomatische hydrocephalus met macrocefalie19,20. Ontwikkelingsmodellen van hydrocefalie moeten inderdaad progressieve macrocefalie en/of metingen van verhoogde ICP1 bevatten.

Het samenvoegen van klinische en preklinische inzichten heeft de onderzoeksopzet verbeterd en ons begrip van PHHP2 gestimuleerd. Studies uitgevoerd in verschillende centra over de hele wereld hebben aangetoond dat IVH het meest voorkomt bij zeer premature pasgeborenen die secundair zijn aan chorioamnionitis 21,22,23,24,25,26,27,28. Naast placenta-infectie en -ontsteking is neonatale sepsis een extra belangrijke risicofactor en kan het een centrale rol spelen in de progressie van IVH naar ventriculomegalie naar symptomatische PHHP en daaropvolgende chirurgische ingreep29. Preklinische en klinische gegevens ondersteunen dat door bloed overgedragen ontsteking hydrocefalie20 kan veroorzaken, en systemische ontsteking verhoogt de secretie van CSF door de plexus choroides30. Verder hebben volwassenen met subarachnoïdale bloeding en IVH die ook aan sepsis lijden, veel meer kans om een shunt nodig te hebben31. Meer recente literatuur heeft bevestigd dat ontsteking de voortstuwing van ependymale beweeglijke trilharen van CSF 19,20,32 en de reabsorptie van CSF door het glymfatische systeem vermindert 33,34,35,36. Over het algemeen is systemische ontsteking een belangrijke pathofysiologische en klinische drijfveer bij PHHP1.

Rekening houdend met deze bevindingen hebben we een voor de leeftijd geschikt preklinisch model van PHHP gemaakt. Dit model combineert IVH in de onmiddellijke en vroege postnatale periode met chorioamnionitis, de belangrijkste oorzaak van vroeggeboorte19. Deze experimentele benadering begint in de baarmoeder, met de placenta-insufficiëntie, placenta-ontsteking en intraamniotische ontsteking die chorioamnionitis definieert 7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19 ,20,21,22,
23,24,25,26,27,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37,38,39,40,41,42,
43,44,45. Specifiek recapituleren we een foetaal ontstekingsreactiesyndroom, placenta-neutrofilie en pro-inflammatoire CZS-micro-omgeving in de premature periode via abdominale laparotomie bij zwangere rattenmoeders op embryonale dag 18 (E18)37,38,39,40,41,42,43,44,45. Intra-uterien letsel wordt veroorzaakt door tijdelijke bilaterale occlusie van de baarmoederslagader die leidt tot voorbijgaande systemische hypoxie-ischemie (TSHI) gevolgd door intra-amniotische injectie van lipopolysaccharide (LPS)37,38,39,40,41,42,43,44,45. Om de dynamiek van het CSF te verstoren en de ontwikkeling van hydrocefalie bij de levend geboren pups te katalyseren, wordt IVH vervolgens geïnduceerd op postnatale dag 1. Dit wordt bereikt met bilaterale intracerebroventriculaire injectie (ICV) van nestgenoten gelyseerde rode bloedcellen (RBC's) in de laterale ventrikels 19,37,44. Pups worden vervolgens bestudeerd terwijl hydrocephalus zich ontwikkelt en gedurende hun hele leven.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het Animal Care and Use Committee (ACUC) van de Johns Hopkins University heeft alle hierin beschreven experimentele procedures goedgekeurd. Dit protocol maakt gebruik van drachtige Sprague-Dawley-rattenmoeders en pups van beide geslachten.

1. Inductie van chorioamnionitis op E18

OPMERKING: Het in utero beledigende gedeelte van dit protocol is eerder in detail gepubliceerd, is hierboven samengevat en is het onderwerp van een afzonderlijk JOVE-protocol en video 19,37,38,39,40,41,42,43,44,46. In het kort ondergaan zwangere vrouwelijke Sprague-Dawley-ratten een abdominale laparotomie op embryonale dag 18 (E18) om chorioamnionitis te induceren, waaronder TSHI en intra-amniotische LPS-toediening.

  1. Anesthesie
    1. Induceer anesthesie bij de E18 drachtige rattenmoeder met 2-4% isofluraan.
    2. Haal het drachtige moederdier uit de inductiekamer en leg de rat in rugligging op een gedrapeerde chirurgische circulerende waterdeken op 37 °C.
    3. Breng oogzalf aan om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen. Knijp voorzichtig in een poot om de afwezigheid van teenknijpreflex te bevestigen. Controleer de anesthesiediepte elke 15-20 minuten en verhoog het isofluraan in geval van een positieve teenknijpreactie.
    4. Dien buprenorfine met verlengde afgifte (0,1 mg/kg SC) toe in de nek van de nek.
  2. Chirurgische voorbereiding en scrub
    1. Scheer met behulp van een standaard steriele techniek de buik.
    2. Schrob de buik 3x met afwisselend betadine en 70% ethanol.
    3. Drapeer het dier met behulp van steriele chirurgische lakens.
  3. Abdominale laparotomie
    1. Maak met een scalpel een incisie van 3 cm in de middellijn op de voorbereide buikhuid.
    2. Gebruik een tang en een chirurgische schaar om de abdominale fasciale laag omhoog te houden en maak een incisie van de avasculaire linea alba van de spierlaag om toegang te krijgen tot de peritoneale holte.
    3. Externaliseer de baarmoeder.
    4. Isoleer en klem de baarmoederslagaders af met aneurysmaclips gedurende 60 minuten. Houd de temperatuur op peil en houd de intra-abdominale inhoud vochtig met steriele zoutoplossing.
    5. Verwijder de klemmen en injecteer 100 μL LPS (4 μg/zak LPS-oplossing) in elke vruchtzak van elke foetus. Verstoor de foetus of de placenta niet.
    6. Spoel de baarmoederhoorns en bedek royaal 3x met steriele zoutoplossing.
  4. De laparotomie sluiten
    1. Plaats de baarmoederhoorns terug in de buikholte.
    2. Benader de randen van de musculofasciale laag opnieuw en sluit met een lopende 3-0 hechtdraad.
    3. Benader de huidlaag opnieuw en sluit de huid met behulp van een lopende 3-0 hechting.
    4. Gebruik een naald van 26 G om 0,125% bupivacaïne subcutaan rond de wondranden te injecteren.
    5. Voer voor schijncontroles de laparotomie uit gedurende dezelfde tijd om te controleren voor de duur van de anesthesie. Klem de slagaders niet af en dien geen intraamniotische injecties toe. Aan het einde van de procedure sluit u de laparotomie in twee lagen (buikspierfascia en huid) met behulp van 3-0 hechting. In alle gevallen worden de pups op termijn geboren (E21/22) en worden ze verzorgd door het moederdier.

2. Bereiding van gelyseerde rode bloedcellen op P1

  1. Afname van bloed
    1. Neem een mannelijke en een vrouwelijke Sprague-Dawley rattenpup op postnatale dag 1 (P1) uit een nest dat chorioamnionitis heeft gehad op E18. Onthoofd elke donorpup snel met een speciale chirurgische schaar.
      OPMERKING: We gebruiken 1 mannelijke en 1 vrouwelijke pup voor bloedafname om een mogelijke geslachtsvooringenomenheid te elimineren door elk in de donorcohorten te vertegenwoordigen. Daarnaast gebruiken we een geslacht gematcht paar om voldoende volume en opbrengst van gelyseerde rode bloedcellen te garanderen om hun nestgenoten te injecteren. Doorgaans levert elke donorpup voldoende gelyseerde RBC's op om ICV-injectie uit te voeren op maximaal 4-5 nestgenoten.
    2. Verzamel het bloed onmiddellijk in een microcentrifugebuisje van 2 ml met 0,2 ml steriele zoutoplossing, zorg ervoor dat u na de onthoofding alleen vrij stromend bloed verzamelt en niet schraapt of knijpt om meer bloed te produceren, aangezien dit leidt tot voortijdige hemolyse. Draaikolk goed.
      OPMERKING: De exacte hoeveelheid bloed varieert op basis van het individuele donordier en het gewicht, maar moet maximaal zijn met inachtneming van de bovenstaande voorzorgsmaatregelen.
    3. Hak/hak bloedstolsels fijn met een kleine chirurgische schaar.
    4. Centrifugeer de bloedsuspensie bij 500 × g gedurende 10 minuten bij 4 °C, verwijder het bovenstaande en suspendeer de pellet opnieuw in 0,2 ml steriele zoutoplossing. Draaikolk goed.
    5. Hak/hak na de vortex resterende bloedstolsels fijn met een kleine chirurgische schaar.
    6. Herhaal stap 2.1.4-2.1.5 nog twee keer voor een totaal van 3x, waarbij u de chirurgische schaar tussen elke lysatieronde reinigt met 70% ethanolspray.
  2. Lysis van rode bloedcellen
    1. Voeg na de laatste centrifugatie 0,25 ml steriele zoutoplossing toe aan de pellet; draaikolk goed.
    2. Plaats de suspensie 5 minuten op droogijs.
    3. Verwijder de suspensie van droogijs, plaats deze in een broedmachine die is ingesteld op 37,5 °C gedurende 5 minuten tot deze volledig is ontdooid en draai goed vooruit.
    4. Herhaal de vries- en dooicycli in totaal 3x (drie keer bevriezen en drie keer ontdooien).
    5. Aan het einde van de laatste dooi, draai je en voer je een snelle draai uit. De RBC's zijn nu gelyseerd en klaar voor gebruik.
      OPMERKING: Het mengsel moet een ondoorzichtige tomatensapachtige kleur hebben en gemakkelijk in spuiten kunnen worden gezogen.

3. Intracerebroventriculaire injecties van gelyseerde rode bloedcellen op P1

  1. Anesthesie met onderkoeling
    1. Plaats een klein platform op nat ijs om af te koelen.
    2. Leg er een droog laboratoriumdoekje op om de huid van de pup te beschermen.
      OPMERKING: Dit vlakke koude oppervlak wordt gebruikt voor het verdoven en injecteren van de pups.
    3. Breng op de pup (leeftijd P1) van het verwarmingskussen over op de taakwisser bovenop het koude platform om anesthesie door onderkoeling op te wekken.
    4. Bevestig de diepte van de anesthesie door in een poot te knijpen en de afwezigheid van de teenknijpreflex te bevestigen.
    5. Zet een externe operatielamp op de helderste stand.
    6. Met een assistent die zijn wijs- en middelvinger gebruikt om de middellijn van de kop van het dier voorzichtig te behouden, transiliseert u de schedel om de laterale ventrikels door de schedel te visualiseren. Identificeer bregma door de superieure sagittale sinus (middellijn) door de huid en palpatie van de coronale hechting met een fijne tang te visualiseren als kruisende oriëntatiepunten.
  2. ICV-injectie
    1. Veeg het hoofd van de verdoofde pup af met een wattenstaafje gedrenkt in 70% ethanol.
    2. Identificeer en markeer de injectieplaats als 1 mm lateraal vanaf de sagittale hechting, halverwege tussen lambda en bregma.
    3. Gebruik na visualisatie een 0,3 ml, 8 mm lange, 31 G insulinespuit met een ultrafijne percutane naald om 20 μL gelyseerde RBC's in de rechter laterale ventrikel te injecteren. Steek de naald recht naar beneden met behulp van de techniek uit de vrije hand tot een diepte van ongeveer de helft van de naaldlengte en injecteer en verwijder de naald langzaam (injectie- en verwijderingsproces gedurende ongeveer 10-15 s).
    4. Laat de naald na de injectie enkele seconden op zijn plaats om te voorkomen dat de geïnjecteerde gelyseerde rode bloedcellen eruit komen.
    5. Herhaal met de linker laterale ventrikel en injecteer 20 μL gelyseerde rode bloedcellen.
    6. Plaats de pup op een warmhoudkussen ingesteld op 37,5 °C om te herstellen van de anesthesie.
    7. Noteer het geslacht van de pup en wijs een unieke dieridentificatie toe.
    8. Breng de pup pas terug naar de thuiskooi nadat hij volledig is hersteld op het verwarmingskussen en weer bij bewustzijn is gekomen, zodat het dier veilig sternaal kan blijven liggen.
    9. Houd alle rattenpups dagelijks in de gaten voor gezondheid en welzijn.

4. Bevestiging van succesvolle bilaterale intraventriculaire bloeding op P2

  1. Echografie van het hoofd
    1. Om zich voor te bereiden op echografie van het hoofd, haalt u de P2-pups uit hun huiskooi.
    2. Plaats ultrasone gel op de ultrasone sonde en plaats de sonde over de bovenkant van de schedel.
    3. Beweeg met extreem lichte druk de sonde om de ventrikels zichtbaar te maken. Bevestig bilaterale hyperechogeniciteit in de laterale ventrikels die IVH vertegenwoordigen.

5. Bevestiging van succesvolle posthemorragische hydrocefalie

  1. Meting van intraaurale afstand (IAD), een surrogaat voor hoofdomtrek, om macrocefalie te bevestigen
    1. Om u voor te bereiden op de meting, schaft u een klein meetlint aan dat geschikt is voor het meten van de hoofdomtrek, idealiter met duidelijk gevisualiseerde millimeteraanduidingen.
    2. Laat een gemaskerde waarnemer de pup uit zijn kooi halen.
    3. Terwijl u de pup voorzichtig vasthoudt, meet u de afstand van oor tot oor (intraaurale afstand, IAD) en noteert u de waarde in millimeters.
    4. Herhaal de IAD dagelijks van P1 tot P15 en maak een grafiek van de waarden. Volg de IAD serieel en meet opnieuw op P21 bij het verplaatsen van pups naar nieuwe kooien die fysiek gescheiden zijn van de moeder (wat het standaard tijdstip is voor het spenen van de pups). Herhaal de IAD vervolgens elke 5 dagen vanaf P25 tot P60.
  2. Meting van de openingsdruk om verhoogde intracraniale druk te bevestigen
    1. Laat een gemaskerde waarnemer de pup uit zijn thuiskooi halen.
    2. Verdoving met 75-100 mg/kg intraperitoneale (IP) ketamine en 5-10 mg/kg IP xylazine ter voorbereiding op euthanasie.
    3. Controleer de diepte van de anesthesie door in een poot te knijpen en te bevestigen dat de teenknijp-/pedaalreflex afwezig is.
    4. Steek een kleine naald (31 G) die is aangesloten op een manometer in de cervicomedullaire junctie-CSF-ruimte.
    5. Registreer de openingsdruk op de manometer.
    6. Verwijder de naald en onthoofd de rat met een scherpe schaar en ga verder met het verzamelen van weefsel.
  3. Ex-vivo magnetische resonantie beeldvorming (MRI) voor beoordeling van ventriculomegalie
    1. Verdoving met 75-100 mg/kg intraperitoneale (IP) ketamine en 5-10 mg/kg IP xylazine ter voorbereiding op euthanasie.
    2. Controleer de diepte van de anesthesie door in een poot te knijpen en te bevestigen dat de teenknijp-/pedaalreflex afwezig is.
    3. Doordrenk de ratten met fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS), gevolgd door 4% paraformaldehyde (PFA) tot het goed gefixeerd is.
    4. Verwijder de hersenen en fixeer de hersenen in 4% PFA
    5. Ingebed de hersenen in 2% agarose in een conische buis van 50 ml. Laat het op kamertemperatuur staan.
    6. Breng de hersenen over naar de MRI-scanner voor ex vivo MRI.
    7. Voer 11.7T MRI als volgt uit: T2 Turbo ZELDZAAM; TE/TR = 30,0/3000 ms; gemiddeld = 2; Echo-afstand = 10.000 ms; ZELDZAME factor = 8; aantal plakjes = 30; plakdikte = 1 mm; beeldformaat = 128 x 128; FOV = 28 mm x 28 mm; plakresolutie = 0,219 x 0,219 mm2; FA = 90,0°.
      OPMERKING: Hoewel MRI-beeldvorming bewijs levert van succesvolle PHHP-modellering, is het niet nodig om alle hersenen in een bepaald cohort te scannen om de PHHP te verifiëren. IAM- en ICP-metingen zijn voldoende om te verifiëren zoals hierboven beschreven. Uiteindelijk zal het vermogen van een onderzoeker om in vivo of ex vivo MRI uit te voeren afhangen van een verscheidenheid aan factoren, zoals toegang tot MRI-scanners, fondsen en technische bekwaamheid. Deze stap is met name nuttig voor validatie bij het nieuw integreren van het PHHP-model. Het is belangrijk op te merken dat bij afwezigheid van gedocumenteerde tekenen van verhoogde intracraniale druk, zoals verhoogde openingsdruk, geïsoleerde bevindingen van ventriculomegalie op MRI-beeldvorming geen hydrocefalie vertegenwoordigen .

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Met behulp van dit model ontwikkelt zich hydrocefalie in de dagen en weken na injectie van gelyseerde rode bloedcellen. Een weergave van een typisch experimenteel ontwerp en progressie van hydrocefalie wordt gegeven in figuur 1. We evalueerden 5-6 schijndieren en 6-8 PHHP-dieren per groep. Als juvenielen vertoonden ratten met PHHP macrocefalie (Figuur 2), verhoogde intracraniale druk (Figuur 3) en v...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit protocol voor de inductie van PHHP maakt rigoureuze, kwantificeerbare en klinisch vertaalbare uitkomstmaten van de hersenstructuur en -functie mogelijk die gepaard gaan met fenotypische kenmerken van hydrocefalie, waaronder chronische verhoging van ICP, ventriculomegalie en macrocefalie, van geboorte tot volwassenheid4. Biochemische, histologische en functionele testen kunnen worden gebruikt om de gezondheid van de plexus choroide, het ependyma en het glymfati...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.

Dankbetuigingen

De auteurs zijn dankbaar voor de financiering van de National Institutes of Health (R01HL139492), het Congressionally Directed Medical Research Program (W81XWH1810166, W81XWH1810167, W81XWH2210461 en W81XWH2210462), de Hydrocephalus Association en het Rudi Schulte Research Institute.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
70% ethanol Pharmco 111000200Verdund tot 70% 
Betadine chirurgische scrubCardinal HealthNDC-67618-151-17
Blunt ForcepsRobozRS-8100
Bravmini Plus Draadloze Oplaadbare Trimmer Wahl 41590-0438
Carbon Steel Chirurgische bladen Bard-Parker371151-11
centrifuge Eppendorf5424R
Kaasdoek Gauze SpongeFisherbrand22-362-178Klein, 6 inch steriel
Wattenstaafjes met katoenFisherbrand23-400-11430 G 1
OogsmeerRefresh Lacri Lube75929
Verre infrarood verwarmingspadKent scientificRT-0501 
Incubator -  Genie Temp-Shaker 100 Scientific IndustriesSI-G100
Insulien-SpuitenBD3284380.3 cc 3 mm 31 G, ultrafijn 
IsofluraanCovetrus 11695067772 
Ketamine hydrochloride injectieDechra 17033-101-10
KimwipesKimtech ScienceBXTNI141300
LPS 011B4SigmaL2630
microcentrifuge buizenThermo Fisher Scientific34532.0 mL
NaaldBD3051221 mL
NaaldBD30512825 G 5/8
NaaldhoudersKent Scientific Corp.INS1410912.5 CM STR
OR HanddoekenCardinal Health287000-008
Papier meetlintCardinal HealthSKU  
Zoutoplossing, 0.9%SigmaS8776
SchaarRobozRS-6808
SomnoSuiteKent ScientificSS6823B 
Steriele Alcohol Prep PadsFisherbrand06-669-62Steriele
Chirurgische handschoenenBiogel40870
Chirurgische SchaarRobozRS-5880
Chirurgische SchaarEST14002-16
SpuitBD309628
T/Pump (Heat Therapy Pump)Stryker Medical TP700
VaatklemmenKent Scientific Corp.INS1412030 G Druk
Xylazine injectie vet one NDC 13985-704-10

Referenties

  1. Sevensky, R., Newville, J. C., Tang, H. L., Robinson, S., Jantzie, L. L. Cumulative damage: Cell death in posthemorrhagic hydrocephalus of prematurity. Cells. 10 (8), 1911(2021).
  2. Robinson, S., Jantzie, L. L. Pathogenesis of posthemorrhagic hydrocephalus of prematurity: New horizons. Semin Perinatol. 46 (5), 151596(2022).
  3. Dewan, M. C., et al. Global hydrocephalus epidemiology and incidence: systematic review and meta-analysis. J Neurosurg. 130 (4), 1065-1079 (2018).
  4. Robinson, S. Neonatal posthemorrhagic hydrocephalus from prematurity: pathophysiology and current treatment concepts. J Neurosurg Pediatr. 9 (3), 242-258 (2012).
  5. Gigi, M., Roth, J., Eshel, R., Constantini, S., Bassan, H. Health-related quality of life after post-haemorrhagic hydrocephalus in children born preterm. Dev Med Child Neurol. 61 (3), 343-349 (2019).
  6. Muir, R. T., Wang, S., Warf, B. C. Global surgery for pediatric hydrocephalus in the developing world: a review of the history, challenges, and future directions. Neurosurg Focus. 41 (5), E11(2016).
  7. Kulkarni, A. V., et al. Endoscopic third ventriculostomy and choroid plexus cauterization in infant hydrocephalus: a prospective study by the Hydrocephalus Clinical Research Network. J Neurosurg Pediatr. 21 (3), 214-223 (2018).
  8. Riva-Cambrin, J., et al. Risk factors for shunt malfunction in pediatric hydrocephalus: a multicenter prospective cohort study. J Neurosurg Pediatr. 17 (4), 382-390 (2016).
  9. Agajany, N., et al. The impact of neonatal posthemorrhagic hydrocephalus of prematurity on family function at preschool age. Early Hum Dev. 137, 104827(2019).
  10. Berry, J. G., et al. Characteristics of hospitalizations for patients who use a structured clinical care program for children with medical complexity. J Pediatr. 159 (2), 284-290 (2011).
  11. Berry, J. G., et al. Hospital utilization and characteristics of patients experiencing recurrent readmissions within children's hospitals. JAMA. 305 (7), 682-690 (2011).
  12. Berry, J. G., et al. Trends in resource utilization by children with neurological impairment in the United States inpatient health care system: a repeat cross-sectional study. PLoS Med. 9 (1), e1001158(2012).
  13. Drake, J. M., et al. Randomized trial of cerebrospinal fluid shunt valve design in pediatric hydrocephalus. Neurosurgery. 43 (2), discussion 303-295 294-303 (1998).
  14. Simon, T. D., et al. Cerebrospinal fluid shunt infection: Emerging paradigms in pathogenesis that affect `prevention and treatment. J Pediatr. 206, 13-19 (2019).
  15. Simon, T. D., et al. Hospital care for children with hydrocephalus in the United States: utilization, charges, comorbidities, and deaths. J Neurosurg Pediatr. 1 (2), 131-137 (2008).
  16. Riva-Cambrin, J., et al. Predictors of success for combined endoscopic third ventriculostomy and choroid plexus cauterization in a North American setting: a Hydrocephalus Clinical Research Network study. J Neurosurg Pediatr. 24 (2), 128-138 (2019).
  17. Emmert, A. S., et al. Characterization of a novel rat model of X-linked hydrocephalus by CRISPR-mediated mutation in L1cam. J Neurosurg. 132 (3), 945-958 (2019).
  18. Strahle, J. M., et al. Role of hemoglobin and iron in hydrocephalus after neonatal intraventricular hemorrhage. Neurosurgery. 75 (6), discussion 706 696-705 (2014).
  19. Robinson, S., et al. Extended combined neonatal treatment with erythropoietin plus melatonin prevents posthemorrhagic hydrocephalus of prematurity in rats. Front Cell Neurosci. 12, 322(2018).
  20. Yung, Y. C., et al. Lysophosphatidic acid signaling may initiate fetal hydrocephalus. Sci Transl Med. 3 (99), 99ra87(2011).
  21. Moscuzza, F., et al. Correlation between placental histopathology and fetal/neonatal outcome: chorioamnionitis and funisitis are associated to intraventricular haemorrage and retinopathy of prematurity in preterm newborns. Gynecol Endocrinol. 27 (5), 319-323 (2011).
  22. Salas, A. A., et al. Histological characteristics of the fetal inflammatory response associated with neurodevelopmental impairment and death in extremely preterm infants. J Pediatr. 163 (3), e651-652 652-657 (2013).
  23. Arayici, S., et al. The effect of histological chorioamnionitis on the short-term outcome of preterm infants ≤32 weeks: a single-center study. J Matern Fetal Neonatal Med. 27 (11), 1129-1133 (2014).
  24. Shankaran, S., et al. Maternal race, demography, and health care disparities impact risk for intraventricular hemorrhage in preterm neonates. J Pediatr. 164 (5), 1005-1011.e3 (2014).
  25. Lu, H., Wang, Q., Lu, J., Zhang, Q., Kumar, P. Risk factors for intraventricular hemorrhage in preterm infants born at 34 weeks of gestation or less following preterm premature rupture of membranes. J Stroke Cerebrovasc Dis. 25 (4), 807-812 (2016).
  26. Stark, M. J., Hodyl, N. A., Belegar, V. K., Andersen, C. C. Intrauterine inflammation, cerebral oxygen consumption and susceptibility to early brain injury in very preterm newborns. Arch Dis Child Fetal Neonatal Ed. 101 (2), F137-F142 (2016).
  27. Lee, J., et al. A new anti-microbial combination prolongs the latency period, reduces acute histologic chorioamnionitis as well as funisitis, and improves neonatal outcomes in preterm PROM. J Matern Fetal Neonatal Med. 29 (5), 707-720 (2016).
  28. Edwards, J. M., Edwards, L. E., Swamy, G. K., Grotegut, C. A. Magnesium sulfate for neuroprotection in the setting of chorioamnionitis. J Matern Fetal Neonatal Med. 31 (9), 1156-1160 (2018).
  29. Alan, N., et al. Reduced ventricular shunt rate in very preterm infants with severe intraventricular hemorrhage: an institutional experience. J Neurosurg Pediatr. 10 (5), 357-364 (2012).
  30. Karimy, J. K., et al. Inflammation-dependent cerebrospinal fluid hypersecretion by the choroid plexus epithelium in posthemorrhagic hydrocephalus. Nat Med. 23 (8), 997-1003 (2017).
  31. Wessell, A. P., et al. A sustained systemic inflammatory response syndrome is associated with shunt-dependent hydrocephalus after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. J Neurosurg. 130 (6), 1984-1991 (2018).
  32. Abdi, K., et al. Uncovering inherent cellular plasticity of multiciliated ependyma leading to ventricular wall transformation and hydrocephalus. Nat Commun. 9 (1), 1655(2018).
  33. Goulding, D. S., et al. Neonatal hydrocephalus leads to white matter neuroinflammation and injury in the corpus callosum of Ccdc39 hydrocephalic mice. J Neurosurg Pediatr. 25 (5), 476-483 (2020).
  34. Hussain, R., et al. Potentiating glymphatic drainage minimizes post-traumatic cerebral oedema. Nature. 623 (7989), 992-1000 (2023).
  35. Cai, Y., et al. The relationship between inflammation, impaired glymphatic system, and neurodegenerative disorders: A vicious cycle. Neurobiol Dis. 192, 106426(2024).
  36. Mogensen, F. L., Delle, C., Nedergaard, M. The glymphatic system (en)during inflammation. Int J Mol Sci. 22 (14), 7491(2021).
  37. Jantzie, L. L., Winer, J. L., Maxwell, J. R., Chan, L. A., Robinson, S. Modeling encephalopathy of prematurity using prenatal hypoxia-ischemia with intra-amniotic lipopolysaccharide in rats. J Vis Exp. (105), e53196(2015).
  38. Kitase, Y., et al. Chorioamnionitis disrupts erythropoietin and melatonin homeostasis through the placental-fetal-brain axis during critical developmental periods. Front Physiol. 14, 1201699(2023).
  39. Maxwell, J. R., Denson, J. L., Joste, N. E., Robinson, S., Jantzie, L. L. Combined in utero hypoxia-ischemia and lipopolysaccharide administration in rats induces chorioamnionitis and a fetal inflammatory response syndrome. Placenta. 36 (12), 1378-1384 (2015).
  40. Ozen, M., et al. Chorioamnionitis precipitates perinatal alterations of heme-oxygenase-1 (HO-1) homeostasis in the developing rat brain. Int J Mol Sci. 22 (11), 5773(2021).
  41. Yellowhair, T. R., et al. CXCR2 blockade mitigates neural cell injury following preclinical chorioamnionitis. Front Physiol. 10, 324(2019).
  42. Yellowhair, T. R., et al. Chorioamnionitis in rats precipitates extended postnatal inflammatory lymphocyte hyperreactivity. Dev Neurosci. , 1-11 (2019).
  43. Yellowhair, T. R., et al. Preclinical chorioamnionitis dysregulates CXCL1/CXCR2 signaling throughout the placental-fetal-brain axis. Exp Neurol. 301 (Pt B), 110-119 (2018).
  44. Jantzie, L. L., et al. Complex pattern of interaction between in utero hypoxia-ischemia and intra-amniotic inflammation disrupts brain development and motor function. J Neuroinflammation. 11, 131(2014).
  45. Jantzie, L. L., et al. Repetitive neonatal erythropoietin and melatonin combinatorial treatment provides sustained repair of functional deficits in a rat model of cerebral palsy. Front Neurol. , 233(2018).
  46. Maxwell, J. R., et al. Prenatal alcohol exposure and chorioamnionitis results in microstructural brain injury in a preclinical investigation. Ann Pediatr Res. 4 (1), 1031(2020).
  47. Karimy, J. K., et al. Outcomes of the 2019 hydrocephalus association workshop, "Driving common pathways: extending insights from posthemorrhagic hydrocephalus". Fluids Barriers CNS. 20 (1), 4(2023).
  48. Jakopin, N. E., et al. Establishing ranked priorities for future hydrocephalus research. J Neurosurg. 139 (2), 492-501 (2022).
  49. Koschnitzky, J. E., et al. Opportunities in posthemorrhagic hydrocephalus research: outcomes of the Hydrocephalus Association Posthemorrhagic Hydrocephalus Workshop. Fluids Barriers CNS. 15 (1), 11(2018).
  50. Strahle, J., et al. Mechanisms of hydrocephalus after neonatal and adult intraventricular hemorrhage. Transl Stroke Res. 3 (Suppl 1), 25-38 (2012).
  51. Segado-Arenas, A., et al. Cognitive impairment and brain and peripheral alterations in a murine model of intraventricular hemorrhage in the preterm newborn. Mol Neurobiol. 55 (6), 4896-4910 (2018).
  52. Li, Q., et al. Targeting germinal matrix hemorrhage-induced overexpression of sodium-coupled bicarbonate exchanger reduces posthemorrhagic hydrocephalus formation in neonatal rats. J Am Heart Assoc. 7 (3), e007192(2018).
  53. Gaisie, G., Roberts, M. S., Bouldin, T. W., Scatliff, J. H. The echogenic ependymal wall in intraventricular hemorrhage: sonographic-pathologic correlation. Pediatr Radiol. 20 (5), 297-300 (1990).
  54. Mohammad, K., et al. Consensus approach for standardizing the screening and classification of preterm brain injury diagnosed with cranial ultrasound: A Canadian perspective. Front Pediatr. 618236, (2021).
  55. Gao, C., et al. Role of red blood cell lysis and iron in hydrocephalus after intraventricular hemorrhage. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (6), 1070-1075 (2014).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Intraventriculaire bloedinghersenletsel bij vroeggeboortenratmodelchorioamnionitiscerebrospinale vloeistofintracraniale drukventriculomegaliemagnetic resonance imaginggelyseerde rode bloedcellen
Modellering van posthemorragische hydrocefalie van prematuriteit bij ratten
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.