Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een muismodel van dun endometrium opstellen

2.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67084

⸱

1 november 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Shenzhen Key Laboratory of Reproductive Immunology for Peri-implantation, Shenzhen Zhongshan Institute for Reproductive Medicine and Genetics, Shenzhen Zhongshan Obstetrics and Gynecology Hospital (formerly Shenzhen Zhongshan Urology Hospital), 2Guangdong Engineering Technology Research Center of Reproductive Immunology for Peri-Implantation, 3School of Biomedical Engineering, Shenzhen Campus of Sun Yat-sen University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Dit artikel beschrijft een gedetailleerd protocol voor het produceren van een betrouwbaar en reproduceerbaar dun baarmoederslijmvlies met een zeer laag sterftecijfer en minimale intra-uteriene verklevingen door binnen 1-3 minuten 95% ethanol in de baarmoeder van de muis te injecteren.

Samenvatting

Dun endometrium (TE) wordt algemeen erkend als een kritieke oorzaak van onvruchtbaarheid. De pathogenese van TE blijft echter onduidelijk en er zijn nog steeds dringend bevredigende behandelingsopties nodig. Er zijn verschillende diermodellen van TE ontwikkeld, maar het muismodel met buikchirurgie en injectie van 95% ethanol vormt een formidabele uitdaging vanwege het hoge sterftecijfer en het risico op intra-uteriene verklevingen als het niet correct wordt uitgevoerd. Hier beschrijven we een gedetailleerd protocol dat betrouwbare en reproduceerbare TE produceert met een zeer laag sterftecijfer en minimale intra-uteriene verklevingen door 95% ethanol in de baarmoeder van de muis te injecteren met verschillende infusietijden. De resultaten toonden aan dat alle muizen met succes TE ontwikkelden met infusietijden variërend van 1-3 minuten, gekenmerkt door een typische vermindering van de endometriumdikte en het aantal klieren, evenals overmatige endometriumfibrose. Deze bevindingen suggereren dat dit muismodel geschikt is voor het bestuderen van dun endometrium en kan dienen als een platform voor het ontwikkelen van toekomstige TE-behandelingen.

Inleiding

Dun endometrium (TE) is een ernstige aandoening in de verloskunde en gynaecologie die vaak vrouwen in de vruchtbare leeftijd treft. TE wordt gediagnosticeerd wanneer de dikte van het baarmoederslijmvlies minder dan 7 mm meet op een echografie, vergezeld van een normale baarmoederholte, en nauw verband houdt met zwangerschapsfalen 1,2. Geschat wordt dat ongeveer 1,5%-9,1% van de vrouwen die een in-vitrofertilisatiebehandeling (IVF) ondergaan, TE zal ervaren, waardoor het een groeiende uitdaging wordt in de reproductieve geneeskunde 3,4,5. De meest voorkomende oorzaken van TE zijn onder meer onjuist herstel van het baarmoederslijmvlies na chirurgische scheiding van intra-uteriene verklevingen (IUA) en curettage, die vaak gepaard gaan met een verstoorde bloedvatverdeling en schaarse klieren 6,7,8. Tot op heden blijven de cellulaire en moleculaire mechanismen die ten grondslag liggen aan TE onduidelijk. Herstel van het endometrium bij TE-patiënten is tijdrovend, hoewel oestrogeenbehandeling en behandeling met een lage dosis aspirine zijn onderzocht als mogelijke interventies9. Daarom is een diepgaande studie van de pathogenese van TE de meest directe benadering om de uitdagingen van deze aandoening aan te pakken. Studies naar de pathogenese van TE zijn echter gebaseerd op diermodellen, waardoor de selectie van een geschikt model cruciaal is.

De meeste histopathologische onderzoeken naar dun endometrium (TE) hebben aangetoond dat verminderde proliferatie van epitheelcellen en macrofagen, verminderde expressie van eierstoksteroïde hormoonreceptoren, overmatige afzetting van extracellulaire matrix en cellulaire senescentie de belangrijkste pathologische kenmerken van TEzijn 6,9,10. Momenteel zijn er verschillende rattenmodellen ontwikkeld om TE na te bootsen, waaronder modellen geïnduceerd door krabben 11,12,13, ischemie14, thermisch letsel 15 en chemisch letsel16,17,18,19. Een rattenmodel wordt geïnduceerd door met een naald of katheter aan het baarmoederslijmvlies te krabben, wat vaak resulteert in intra-uteriene verklevingen (IUA) in plaats van TE 11,12,20,21,22. Er is ook een door ischemie geïnduceerd TE-model bij ratten gerapporteerd, waarbij endometriumischemie wordt bereikt door bilaterale ligatie van de baarmoederslagader uit te voeren, wat leidt tot verminderde endometriumdikte. Deze methode is echter tijdrovend, vereist drie maanden en wordt niet veel gebruikt voor onderzoek14. In het model met thermische schade wordt een kunstmatige inseminatiebuis gebruikt om 85 °C voorverwarmd water in één kant van de baarmoederhoorn te brengen door de samenvloeiing van de twee zijden, waardoor het complexer is dan andere methoden15. Het door chemicaliën geïnduceerde model omvat het injecteren van 95% ethanol in de blootgestelde baarmoederhoorn om het hele baarmoederslijmvlies te beschadigen. Dit model biedt de voordelen van lage kosten en een korte experimentele periode voor het bestuderen van de pathologische mechanismen en behandelingen bij TE, maar het wordt voornamelijk gebruikt bij ratten in plaats van muizen 16,17,23. Hoewel er verschillende diermodellen bestaan, vooral rattenmodellen, heeft elk zijn beperkingen. Ze kunnen alleen bepaalde aspecten van TE simuleren, en er zijn maar weinig muismodellen die de ziektekenmerken van TE nauwkeurig repliceren, terwijl ze ook handig en veelzijdig zijn voor onderzoek.

In deze context hebben we een nieuw dun endometrium (TE) muismodel ontwikkeld door 95% ethanol in de baarmoederholte te infuseren met behulp van een tijdgradiëntbenadering met een aangepaste methode24 (Figuur 1). De resultaten toonden aan dat alle muizen met succes TE ontwikkelden wanneer de infusietijd varieerde van 1-3 minuten, met typische kenmerken zoals verminderde endometriumdikte, klierreductie en verhoogde endometriumfibrose. Deze bevindingen suggereren dat ons muismodel een geschikt hulpmiddel is voor het bestuderen van TE en kan dienen als een platform voor het ontwikkelen van toekomstige TE-behandelingen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Deze studie werd goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van het Shenzhen Zhongshan Obstetrics & Gynecology Hospital (voorheen Shenzhen Zhongshan Urology Hospital), waar alle dierproeven werden uitgevoerd. Vrouwelijke C57BL/6-muizen (leeftijd 6-8 weken, gewicht 18-20 g) werden in dit onderzoek gebruikt. Alle dieren werden gehuisvest in een specifieke pathogeenvrije (SPF) omgeving in dezelfde ruimte en een week voor de experimenten geacclimatiseerd in een ruimte zonder specifieke ziekteverwekkers bij (22 ± 1) °C onder een licht/donkercyclus van 12 uur. Ze kregen gratis toegang tot voedsel en water. De details van de reagentia en apparatuur die in dit onderzoek zijn gebruikt, staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Identificatie van oestrus

OPMERKING: De oestrusfase bij muizen is vergelijkbaar met de late luteale fase bij mensen, met een relatief dik endometriumslijmvlies op dit moment. Het selecteren van muizen in oestrus voor modelinductie zorgt ervoor dat ze zich in een relatief consistente fysiologische toestand bevinden. Bovendien zijn de resultaten van het dunner worden van het endometrium meer uitgesproken wanneer de dikte van het endometrium relatief dik is. Voor nadere bijzonderheden over deze procedure wordt verwezen naar de eerder gepubliceerde rapporten25,26.

  1. Bereid 20 μL zoutoplossing met behulp van een pipet. Door beide zijden van de oren van de muis vast te pakken en de staart van de muis vast te zetten, steekt u voorzichtig de punt van de pipet in de vaginale opening tot een diepte van ongeveer 2 mm. Breng 20 μL zoutoplossing in de vagina en spoel deze voorzichtig gedurende 5 cycli.
  2. Trek de zoutoplossing terug en breng deze gelijkmatig over op een schone dia. Laat het op natuurlijke wijze verdampen en drogen bij kamertemperatuur.
  3. Breng 30 μL ethanol aan op elk glaasje om de cellen te fixeren. Laat de ethanol 5 minuten verdampen tot het glaasje droog is.
  4. Breng 50 μL kristalviolette kleuroplossing aan op elk objectglaasje en kleurt de cellen gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur.
  5. Spoel elk glaasje af met gedeïoniseerd water om overtollige kleurstof te verwijderen en niet-specifieke vlekken te verminderen.
  6. Observeer de celmorfologie en bepaal het aandeel celtypen onder een microscoop.
  7. Observeer de oestrische cycli van muizen twee keer achter elkaar om stabiliteit te garanderen. Selecteer muizen in de derde oestrus voor het experiment.
    OPMERKING: De oestruscyclus bij muizen duurt meestal 4-5 dagen en is verdeeld in vier fasen: proestrus, oestrus, metestrus en diestrus. Pro-oestrus duurt ongeveer 24 uur en wordt gekenmerkt door ronde tot ovale epitheelcellen met kern (Figuur 2A). De oestrus duurt tussen 12 uur en 48 uur en wordt gekenmerkt door voornamelijk geanucleeerde verhoornde epitheelcellen (Figuur 2B). Metestrus duurt tot 24 uur en wordt gekenmerkt door een mix van verhoornde epitheelcellen en neutrofielen (Figuur 3C). Diestrus duurt tussen 48 uur en 72 uur en wordt gekenmerkt door een combinatie van neutrofielen, epitheelcellen met kern en enkele verhoornde cellen met een kern (Figuur 2D).

2. Groep ontwerpen

OPMERKING: Om de impact van verschillende duur van 95% ethanolinfusie op de stabiliteit van het TE-model te beoordelen, werden zes behandelingsgroepen vastgesteld. De ene groep onderging een schijnoperatie zonder toediening van ethanol om te dienen als controle voor de procedurele effecten. Muizen met door ethanol geïnduceerde TE werden als volgt willekeurig verdeeld in vijf behandelingsgroepen op basis van de infusietijd (n = 5 per groep):

  1. Groep van 1 minuut: Injecteer ethanol gedurende 1 minuut in de baarmoederholte.
  2. Groep van 2 minuten: Injecteer ethanol in de baarmoederholte gedurende 2 minuten.
  3. 3 minuten groep: Injecteer ethanol in de baarmoederholte gedurende 3 minuten.
  4. Groep van 4 minuten: Injecteer ethanol in de baarmoederholte gedurende 4 minuten.
  5. Groep van 5 minuten: Injecteer ethanol in de baarmoederholte gedurende 5 minuten.

3. Inductie van het TE-model bij muizen

  1. Verdoof de muizen met behulp van een anesthesieapparaat met 5% isofluraan en 100% zuurstof gedurende 3 minuten (volgens een institutioneel goedgekeurd protocol). Handhaaf de anesthesie op 1%-3% isofluraan met behulp van een neuskegel. Breng veterinaire zalf aan op de ogen van de muizen om uitdroging tijdens de anesthesie te voorkomen. Bewaak de ademhalingsfrequentie met een teenknijp tijdens de procedure.
  2. Gebruik medische tape om de ledematen van de muizen vast te zetten en houd ze in rugligging op de operatietafel die is voorverwarmd met een elektronische deken. Trek voorzichtig lichtjes aan de tong van de muis om luchtwegobstructie te voorkomen.
    OPMERKING: Het warm houden van muizen tijdens de operatie helpt de immuunfunctie en bloedcirculatie te behouden en voorkomt stolling. Bovendien zorgt het uittrekken van de tongen van de muizen voor heldere luchtwegen om verstikking tijdens de anesthesie te voorkomen.
  3. Breng dierenontharingscrème aan op de onderbuik van de muizen gedurende 3 minuten. Verwijder het haar met schone doekjes. Desinfecteer het gebied met 75% ethanol en jodofoor.
  4. Maak een incisie van 1 cm in de buik, op 1 cm van de urethrale opening. Gebruik een steriele schaar en tang om de incisie uit te breiden tot aan de peritoneale holte.
  5. Beweeg de ingewanden voorzichtig opzij met een steriele tang om de baarmoeder te lokaliseren en de rechter baarmoederhoorn bloot te leggen. Breng hemostatische klemmen aan op het proximale uiteinde bij de baarmoederhals en het distale uiteinde bij de eierstok.
    OPMERKING: Het vastklemmen van beide uiteinden van de baarmoederhoorn zorgt ervoor dat er geen lekkage optreedt tijdens ethanolinjectie, waardoor schade aan de baarmoederhals, vagina en eierstok wordt voorkomen.
  6. Druppel ongeveer 50 μl 95% ethanol27 in de baarmoederholte met behulp van een spuit van 25 G, met de naald evenwijdig aan de richting van de baarmoederhoorn. Steek de naald in een hoek van 30 graden in de baarmoederholte. Houd de spuit 1 min, 2 min, 3 min, 4 min of 5 min, al naar gelang het geval. Trek de ethanol op en spoel de baarmoederholte 5 keer met steriele zoutoplossing om de resterende ethanol te verwijderen. Breng op dezelfde manier een gelijk volume steriele zoutoplossing in de linker baarmoederhoorn als controle, volgens dezelfde procedures.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat de spuitnaald evenwijdig is aan de richting van de baarmoederhoorn. Vermijd het inbrengen van de naald in een hoek die te steil is om te voorkomen dat deze de hele baarmoederhoorn doorkruist. Trek de ethanol zo volledig mogelijk terug om aanhoudende schade en experimentele instabiliteit te voorkomen.
  7. Verwijder de klemmen en breng de baarmoeder en ingewanden terug naar hun oorspronkelijke positie.
  8. Hecht het buikvlies met 5-0 resorbeerbare polyglycolide chirurgische hechtingen, gevolgd door het hechten van de opperhuid met 5-0 niet-resorbeerbare polyglycolide chirurgische hechtingen.
  9. Desinfecteer de incisie met 75% ethanol en jodofoor en breng de dieren vervolgens terug naar hun kooi. Let na de operatie goed op of de hartslag van de muis geleidelijk en gestaag toeneemt totdat de muis volledig herstelt en normaal kan bewegen (Figuur 3A-H).
    OPMERKING: Orale pijnstiller (3,2 mg/ml paracetamol in het drinkwater) werd de dag voor de operatie verstrekt en werd gedurende de rest van het onderzoek voortgezet.
  10. Observeer de muizen elke dag om 9.00 en 15.00 uur en desinfecteer de incisie met jodofoor om er zeker van te zijn dat ze in goede conditie zijn.

4. Afname van monsters

  1. Euthanaseer de muizen door dislocatie van de cervicale wervelkolom terwijl ze onder diepe narcose zijn 7 dagen na behandeling met 95% ethanol (volgens een institutioneel goedgekeurd protocol).
  2. Knip de hechtingen om de baarmoeder bloot te leggen met een chirurgische schaar.
  3. Extraheer voorzichtig en langzaam de hele baarmoeder met behulp van een chirurgische tang. Maak de baarmoeder los van de omringende ingewanden.
  4. Verwijder onmiddellijk beide baarmoederhoorns en verdeel elke hoorn in 3-4 kleine segmenten.
  5. Voeg 1 ml 4% paraformaldehyde toe aan een microcentrifugebuisje van 1,5 ml met behulp van een pipet. Bewaar het baarmoederweefsel gedurende 24 uur in 4% paraformaldehyde voor fixatie.

5. Uitdroging van het weefsel

OPMERKING: Weefseldehydratatie wordt bereikt met behulp van een automatische weefselverwerker (zie materiaaltabel).

  1. Plaats de met formaline gefixeerde monsters in tissuecassettes.
  2. Breng de weefselcassettes door een reeks toenemende ethanolconcentraties om het weefsel als volgt te dehydrateren: 70% ethanol gedurende 1 uur, 85% ethanol gedurende 1 uur, 95% ethanol tweemaal (elk 1 uur) en tweemaal 100% ethanol (elk 1 uur).
  3. Vervang de ethanol door 100% xyleen (135 minuten voor de eerste onderdompeling, 20 minuten voor elke volgende onderdompeling twee keer) om ervoor te zorgen dat de paraffine in het weefsel doordringt.
  4. Dompel de tissuecassettes onder in paraffine in een broedmachine bij 60-65 °C (3 keer, elk 140 min) en houd de cassettes warm tot ze zijn ingebed.

6. Inbedding van paraffine

OPMERKING: Voer deze stappen uit met behulp van een modulair weefselinbeddingscentrum (zie Materiaaltabel).

  1. Vul een wasvorm met gesmolten paraffinewas die tot 55 °C is verwarmd.
  2. Gebruik een verwarmde tang om de geïnfiltreerde segmenten snel van de inbeddingscassette in de wasmal over te brengen en zorg ervoor dat de doorsnede van elk segment evenwijdig aan de basis van de mal rust.
  3. Zodra de segmenten goed zijn gepositioneerd, plaatst u de bodem van de inbeddingscassette op de histologievorm.
  4. Plaats de vorm direct op een koelplaat die minimaal 20 minuten op 4 °C is ingesteld om de paraffine te laten stollen.
  5. Nadat de was is gestold, haalt u het monster uit de vorm en gebruikt u een paraffinetrimmer om overtollig oorsmeer eromheen bij te snijden.

7. Paraffine doorsneden

  1. Bereid een waterbad voor op 42 °C. Leg de paraffineblokken voor het snijden op een koude plaat, zodat ze kunnen afkoelen en gemakkelijker te trimmen zijn.
  2. Klem het in paraffine ingebedde monster op een roterende microtoom met het weefseloppervlak naar boven gericht.
  3. Sectie 20 μm per keer om overtollig paraffine dat het weefsel bedekt te verwijderen totdat het gewenste weefselvlak is bereikt.
  4. Snijd 4 μm secties per keer.
  5. Breng het met paraffine doorgesneden lint gedurende 2 minuten over in het warmwaterbad van 42 °C.
  6. Pak de secties van het wateroppervlak en plaats ze na het uitvouwen op een microscoopglaasje.
  7. Droog de glaasjes 30 minuten in een broedstoof van 60 °C.

8. Hematoxyline en eosine kleuring

OPMERKING: Hematoxyline- en eosinekleuring wordt uitgevoerd met behulp van een geautomatiseerde dia-kleurmachine (zie materiaaltabel).

  1. Bereid alle reagentia van tevoren voor voordat u met de kleuringsprocedure begint.
  2. Week de dia's in 100% xyleen gedurende respectievelijk 10 min, 5 minuten en 3 minuten.
  3. Rehydrateer de dia's in een afnemende ethanolreeks in gedeïoniseerd water als volgt: 100% ethanol, 95% ethanol (tweemaal) en 80% ethanol, elk gedurende 2 minuten.
  4. Spoel de dia's af met gedeïoniseerd water.
  5. Kleur de objectglaasjes gedurende 10 minuten in een hematoxylineoplossing. Spoel de dia's 1 minuut af in gedeïoniseerd water of totdat het water niet meer paars is.
  6. Dompel de dia's twee keer 3-5 s in een 0,5% zure ethanoldifferentiatieoplossing voor ethanol. Spoel de dia's gedurende 1 minuut af in gedeïoniseerd water.
  7. Plaats de glaasjes gedurende 1 minuut in een blauwbuffer (1% ammoniakoplossing). Spoel de dia's gedurende 1 minuut af in gedeïoniseerd water.
  8. Dehydrateer de objectglaasjes met 80% ethanol en dompel ze vervolgens 10 s in een eosine-Y-werkoplossing.
  9. Breng de dia's over op 95% ethanol en spoel ze twee keer gedurende 10 s elk. Breng de dia's vervolgens over naar absolute ethanol en dehydrateer ze twee keer gedurende 10 s elk.
  10. Dompel de glaasjes in 100% xyleen om het weefsel twee keer te verwijderen, elk gedurende 2 minuten.
  11. Leg een dekglaasje over de tissue en sluit deze af met natuurlijke hars.

9. Masson kleuring

  1. Deparaffiniseer het weefsel door de objectglaasjes respectievelijk 10 min, 5 minuten en 3 minuten in 100% xyleen te laten weken.
  2. Week de objectglaasjes na het ontparaffiniseren in een afnemende ethanolreeks in gedeïoniseerd water: 100% ethanol, 95% ethanol (tweemaal) en 80% ethanol, elk gedurende 2 minuten.
  3. Spoel de dia's af met gedeïoniseerd water.
  4. Kleur de objectglaasjes 5 minuten in de ijzerhematoxylineoplossing van Weigert en was de objectglaasjes vervolgens 30 seconden in gedeïoniseerd water.
  5. Differentieer de kleuren van de gekleurde weefselstructuren door de objectglaasjes gedurende 15 s te incuberen in 1% zoutzuuralcohol.
  6. Spoel de dia's gedurende 30 s af in gedeïoniseerd water.
  7. Incubeer het weefsel 3-5 minuten in een blauwoplossing.
  8. Spoel de dia's gedurende 30 s af in gedeïoniseerd water.
  9. Plaats de glaasjes 5-10 minuten in Ponceau-Acid Fuchsin Solution.
    OPMERKING: Meng gedeïoniseerd water en zwak zure oplossing in een verhouding van 2:1 om de zwak zure werkoplossing te bereiden.
  10. Spoel de objectglaasjes gedurende 30 s af met de zwak zure werkoplossing.
  11. Differentieer het weefsel in de fosfomolybdische zuuroplossing gedurende 1-2 minuten en spoel de secties vervolgens gedurende 30 s met een zwak zure werkoplossing.
  12. Kleur de weefselcoupes gedurende 1-2 minuten met anilineblauwe oplossing.
  13. Dehydrateer de weefselsecties snel in 95% ethanol gedurende 2-3 s, gevolgd door 100% ethanol tweemaal gedurende 5-10 s elk. Wis de dia's twee keer in xyleen, elk gedurende 1-2 minuten.
  14. Leg een dekglaasje over de tissue en sluit deze af met natuurlijke hars.
  15. Giet overtollig hars af en laat de glaasjes drogen.

10. Beeldvorming en analyse

  1. Leg afbeeldingen van de secties vast met behulp van een diascannersysteem.
    LET OP: Gebruik een 4x of 10x objectief voor een overzicht van de secties; Gebruik voor meer gedetailleerde afbeeldingen 20x tot 100x objectieven.
  2. Voer een kwantitatieve analyse uit van de dikte van het endometrium, het aantal klieren en de mate van weefselfibrose met behulp van het HALO-beeldanalyseplatform.
    OPMERKING: De gemiddelde dikte wordt verkregen door de verticale afstand van de baarmoederholte tot het myometrium te meten in 5 willekeurig geselecteerde gezichtsvelden.

11. Statistische analyses

  1. Voer statistische analyses uit met behulp van SPSS versie 23.0 (SPSS Inc., Chicago, IL, VS).
  2. Beoordeel de statistische significantie van experimentele verschillen tussen de controle- en modelgroep door eerst een normaalverdelingstest uit te voeren.
  3. Presenteer gegevens die normaal gesproken zijn verdeeld als gemiddelde ± SEM.
  4. Analyseer gegevens van verschillende behandelingsgroepen met behulp van eenrichtings-ANOVA. Pas aan voor meerdere vergelijkingen van het aantal geteste allelen in elke locus met behulp van de Bonferroni-methode. Beschouw een P-waarde <0,05 als statistisch significant.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De belangrijkste kenmerken van dun endometrium (TE) zijn een verminderde dikte van het endometrium en de klierdichtheid, samen met een verhoogde endometriumfibrose. Deze methode repliceerde deze kenmerken met succes in de modelmuizen. Gegevensanalyse onthulde een significante afname van de endometriumdikte in de 1-min-groep (222,3 μm ± 13,96 μm vs. 359,2 μm ± 12,41 μm, P < 0,05), de 2-min-groep (168,7 μm ± 17,57 μm vs. 359,2 μm ± 12,41 μm, P < 0,05) en...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

TE wordt gekenmerkt door onvoldoende celproliferatie en disfunctionele cellen, nauw verbonden met onvruchtbaarheid, terugkerende miskramen en placenta-afwijkingen 2,3. Helaas is er op dit moment geen effectieve therapie voor TE. Diermodellen spelen een cruciale rol bij het bestuderen van deze aandoening. Tussen 2014 en 2024 werden ratten gebruikt als modelorganismen in 16,4% van de 208.000 studies (34.200 studies) en muizen in 22...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Wij danken de anonieme referenten hartelijk voor hun belangrijke en nuttige opmerkingen. Dit werk werd ondersteund door het Shenzhen Science and Technology Project (nr. JCYJ20220818103207016) en de Guangdong Basic and Applied Basic Research Foundation (nr. 2024A1515010478).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html
Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Anesthesia MachineRWD Life ScienceR530Mobiele inhalatieanesthesiemachine voor kleine dieren
0,9% zoutoplossingHubei Kelun Pharmaceutical C230817A210 mL, medische injectie
75% ethanolLIRCON6303060031500 mL, desinfecterend reagens
95% ethanolGuangzhou Chemical Reagent Factory64-17-5500 mL, chemisch reagens
Resorbeerbare hechtingenJinhuan MedicalCR537Dikte: 5-0; Lengte: 90 cm
Aqueuze ammoniakMilliporeSigma1336-21-61000 mL, chemisch reagens
Automatische weefselprocessorLeicaTP1020100 inbeddingsdozen kunnen tegelijkertijd worden verwerkt
C57BL/6 muizen Experimenteel dierencentrum van Southern Medical University 
Eosine-YBASOBA40241000 mL, gebruikt voor de kleuring van paraffine secties, bevroren secties, enz
HematoxylineBASOBA40411000 mL, gebruikt voor de kleuring van paraffine secties, bevroren secties, enz
HALO Image Analysis PlatformIndica labsHet instrument kenmerkt zich door gebruiksgemak en schaalbaarheid, krachtige analytische mogelijkheden en de snelste verwerkingssnelheid
Hemostatische klemmenHUAYON18-5021Totale lengte van 1,8 cm met 0,7 cm kaak
Hemostatische pincettenHUAYON18-5020Totale lengte van 10 cm
HistoCore Rotary MicrotomeLeica149BIO000C1Snededikte varieert van 1 tot 60 μm
IndorphorADF1005500 mL, desinfecterend reagens
IsofluraanRWD Life ScienceR510-22-10100 mL, actief bestanddeel 100% isofluraan
Masson's trichrome kleuringSOLARBIOG13407 × 100 mL voor 100 testen
MicroscoopglasplaatGene TechGT100511Lengte: 75 cm; Breedte: 25 cm
Modulair weefselinbeddingscentrumLeicaEG1150 CHet instrument bevat een koude fase en een verwarmde paraffine distributie module, wat flexibiliteit biedt voor het inbedden werk
Natuurlijke harsSAKURA4770Hars gecoate film, Geschikt voor histologische kleuring
Olympus SLIDEVIEW VS200PANOVUEVS200Het instrument legt hoge kwaliteit virtuele glijplaatbeelden vast en maakt geavanceerde kwantitatieve beeldanalyse mogelijk 
Paraformaldehyde fix oplossingServicebioG1011500 mL, universeel weefsel fixatief (neutraal)
Chirurgische pincettenHUAYON18-13002,2 mm recht, 12,5 cm breed
Chirurgische schaarHUAYON18-011010 cm, roestvrijstalen chirurgische schaar
SpuitKindly600170311 mL, wegwerpbare steriele spuit met naald
WeefselcassettesCITOTEST80106-1100-16Wit; doorlopende sleufjes; één-delig integraal deksel; etiketteringsgebieden bevinden zich op drie zijden
Tissue-Tek Prisma PlusSAKURADRS-Prisma-P-JCSDe verwerkingscapaciteit is 60 glijplaatjes tegelijk
XYleenGuangdong Guanghua Sci-Tech1330-20-71000 mL, organisch oplosmiddel
```

Referenties

  1. Mahajan, N., Sharma, S. The endometrium in assisted reproductive technology: How thin is thin. J Hum Reprod Sci. 9 (1), 3-8 (2016).
  2. Liu, X., et al. Thin endometrium is associated with the risk of hypertensive disorders of pregnancy in fresh IVF/ICSI embryo transfer cycles: A retrospective cohort study of 9,266 singleton births. Reprod Biol Endocrinol. 19 (1), 55(2021).
  3. Liu, K. E., Hartman, M., Hartman, A. Management of thin endometrium in assisted reproduction: A clinical practice guideline from the Canadian Fertility and Andrology Society. Reprod Biomed Online. 39 (1), 49-62 (2019).
  4. Wang, Y., Tang, Z., Teng, X. New advances in the treatment of thin endometrium. Front Endocrinol (Lausanne). 15, 1269382(2024).
  5. Saad-Naguib, M. H., Kenfack, Y., Sherman, L. S., Chafitz, O. B., Morelli, S. S. Impaired receptivity of thin endometrium: Therapeutic potential of mesenchymal stem cells. Front Endocrinol (Lausanne). 14, 1268990(2023).
  6. Lv, H., et al. Deciphering the endometrial niche of human thin endometrium at single-cell resolution. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (8), e2115912119(2022).
  7. Gharibeh, N., et al. Cell-based therapy in thin endometrium and Asherman syndrome. Stem Cell Res Ther. 13 (1), 33(2022).
  8. Lei, L., et al. Angiogenic microspheres for the treatment of a thin endometrium. ACS Biomater Sci Eng. 7 (10), 4914-4920 (2021).
  9. Maekawa, R., et al. Thin endometrium transcriptome analysis reveals a potential mechanism of implantation failure. Reprod Med Biol. 16 (2), 206-227 (2017).
  10. Xu, L., Fan, Y., Wang, J., Shi, R. Dysfunctional intercellular communication and metabolic signaling pathways in thin endometrium. Front Physiol. 13, 1050690(2022).
  11. Hu, J., Song, K., Zhang, J., Zhang, Y., Tan, B. Z. Effects of menstrual blood-derived stem cells on endometrial injury repair. Mol Med Rep. 19 (2), 813-820 (2019).
  12. Kim, Y. Y., et al. Efficient production of murine uterine damage model. Tissue Eng Regen Med. 16 (2), 119-129 (2019).
  13. Chen, K., et al. A novel method to repair thin endometrium and restore fertility based on menstruation-derived stem cell. Reprod Sci. 31 (6), 1662-1673 (2024).
  14. Hu, J., Yuan, R. Decreased expression of C-kit and telomerase in a rat model of chronic endometrial ischemia. Med Sci Monit. 17 (4), Br103-Br109 (2011).
  15. Wang, G., Ren, C., Jiang, J. Effects of bone marrow mesenchymal stem cells on repair and receptivity of damaged endometrium in rats. J Obstet Gynaecol Res. 47 (9), 3223-3231 (2021).
  16. Lin, J., et al. Microenvironment-protected exosome-hydrogel for facilitating endometrial regeneration, fertility restoration, and live birth of offspring. Small. 17 (11), e2007235(2021).
  17. López-Martínez, S., et al. Bioengineered endometrial hydrogels with growth factors promote tissue regeneration and restore fertility in murine models. Acta Biomater. 135, 113-125 (2021).
  18. Haghighi, L., et al. Angiogenic lipid-based drug delivery system (phytosolve) for treatment of a thin endometrium in animal model. Tissue Cell. 90, 102481(2024).
  19. Saleem Raheem, S., Falah Hasan, H., Hashim Abid Ali, A., Mansour Jasim, A. Effectiveness of histopathological changes of induced thin layer endometrium by pentoxifylline and pentoxifylline-loaded poly lactic-co-glycolic acid on female rats. Arch Razi Inst. 78 (6), 1762-1770 (2023).
  20. Feng, Q., et al. Establishment of an animal model of intrauterine adhesions after surgical abortion and curettage in pregnant rats. Ann Transl Med. 8 (4), 56(2020).
  21. Bazoobandi, S., et al. Induction of Asherman's syndrome in rabbit. J Reprod Infertil. 17 (1), 10-16 (2016).
  22. Bai, X., et al. Therapeutic effect of human amniotic epithelial cells in rat models of intrauterine adhesions. Cell Transplant. 29, 963689720908495(2020).
  23. Liu, J., et al. The effects and mechanisms of GM-CSF on endometrial regeneration. Cytokine. 125, 154850(2020).
  24. Yan-Ping, L. Establishment and identification of rat thin endometrium model. Life Sci Res. , https://api.semanticscholar.org/CorpusID:88150888 (2011).
  25. Cora, M. C., Kooistra, L., Travlos, G. Vaginal cytology of the laboratory rat and mouse: Review and criteria for the staging of the estrous cycle using stained vaginal smears. Toxicol Pathol. 43 (6), 776-793 (2015).
  26. Quignon, C. Collection and analysis of vaginal smears to assess reproductive stage in mice. Curr Protoc. 3 (9), e887(2023).
  27. Yi, K. W., et al. marrow-derived cells or C-X-C motif chemokine 12 (CXCL12) treatment improve thin endometrium in a mouse model. Biol Reprod. 100 (1), 61-70 (2019).
  28. Nakada, Y., et al. Hypoxia induces heart regeneration in adult mice. Nature. 541 (7636), 222-227 (2017).
  29. Mylonas, K. J., et al. Cellular senescence inhibits renal regeneration after injury in mice, with senolytic treatment promoting repair. Sci Transl Med. 13 (594), eabb0203(2021).
  30. Mckellar, D. W., et al. Large-scale integration of single-cell transcriptomic data captures transitional progenitor states in mouse skeletal muscle regeneration. Commun Biol. 4 (1), 1280(2021).
  31. Elzat, E. Y., et al. Establishing a mouse contusion spinal cord injury model based on a minimally invasive technique. J Vis Exp. 187, e64538(2022).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Endometriale fibroseinjectie in de uterine hoornethanolinfusieendometriale dikteuterine adhesiedierchirurgieparaffine-inbeddinginfertiliteitsmodel
Een muismodel van dun endometrium opstellen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.