Methodenartikel

Methoden voor het detecteren van hoest en luchtwegontsteking bij muizen

1.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67122

⸱

2 augustus 2024

 ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Respiratory Disease, Guangzhou Institute of Respiratory Health, The First Affiliated Hospital of Guangzhou Medical University, 2Guangzhou National Laboratory

In dit artikel

Samenvatting

Hier beschrijven we de meting van hoest met behulp van een niet-invasief en real-time plethysmografie van het hele lichaam (WBP) -systeem en de normatieve procedures voor het oogsten van weefselmonsters van muizen en introduceren we enkele methoden om luchtwegontsteking te beoordelen.

Samenvatting

Chronische hoest, die langer dan 8 weken aanhoudt, is een van de meest voorkomende klachten die medische aandacht vereisen, en patiënten lijden aan een enorme sociaaleconomische last en een duidelijke afname van de kwaliteit van leven. Diermodellen kunnen de complexe pathofysiologie van de hoest nabootsen en zijn belangrijke hulpmiddelen voor hoestonderzoek. De detectie van hoestgevoeligheid en luchtwegontsteking is van groot belang voor het bestuderen van het complexe pathologische mechanisme van hoest. Dit artikel beschrijft de meting van hoest met behulp van een niet-invasief en real-time plethysmografie van het hele lichaam (WBP) -systeem en de normatieve procedures voor het verzamelen van weefselmonsters (inclusief bloed, long, milt en luchtpijp) van muizen. Het introduceert enkele methoden om luchtwegontsteking te beoordelen, waaronder pathologische veranderingen in met hematoxyline en eosine (HE) gekleurde long- en luchtpijpsecties, de totale eiwitconcentratie, de urinezuurconcentratie en de lactaatdehydrogenase (LDH)-activiteit in het supernatans van bronchoalveolaire lavagevloeistof (BALF), en de leukocyten en differentiële celtellingen van BALF. Deze methoden zijn reproduceerbaar en dienen als waardevolle hulpmiddelen om de complexe pathofysiologie van hoest te bestuderen.

Inleiding

Hoesten is een belangrijk verdedigingsgedrag om de doorgankelijkheid van de luchtwegen te behouden en de longen te beschermen tegen mogelijk schadelijke stoffen. Wanneer hoest echter ontregeld is, wordt het een pathologische aandoening1. Chronische hoest, meestal gedefinieerd als acht of meer weken aanhoudend, is een van de meest voorkomende symptomen die medische aandachtvereisen2. Omdat chronische hoest vaak jarenlang aanhoudt, lijden patiënten aan een enorme sociaaleconomische last en een duidelijke afname van de kwaliteit van leven 3,4,5. Chronische hoest wordt algemeen beschouwd als een hoestovergevoeligheidssyndroom en wordt gekenmerkt door lastig hoesten dat vaak wordt veroorzaakt door lage niveaus van thermische, mechanische of chemische blootstelling6. Het optreden van overgevoeligheid voor hoest hangt nauw samen met luchtwegontsteking7. De pathofysiologische mechanismen die ten grondslag liggen aan de modulatie van hoestgevoeligheid moeten echter verder worden opgehelderd.

Diermodellen kunnen de complexe pathofysiologie van de hoest nabootsen en zijn belangrijke hulpmiddelen voor hoestonderzoek 8,9. Eerdere studies hebben aangetoond dat virale infectie, intrapulmonale instillatie van interferon-γ (IFN-γ), slokdarmperfusie van zoutzuur, blootstelling aan verontreinigende stoffen, sigarettenrook en citroenzuur hoest bij dieren kunnen veroorzaken 10,11,12,13,14,15,16,17. Om hoest en luchtwegontsteking beter te kunnen beoordelen, werd in deze studie een muismodel van hoest opgesteld met behulp van een niet-dodelijke dosis van het H1N1-virus. Voor de detectie van hoest zijn er klinisch enkele hoestmeetinstrumenten ontwikkeld om hoest te meten, waaronder subjectieve en objectieve methoden18. De subjectieve evaluatie-instrumenten om de ernst van de hoest te beoordelen, omvatten voornamelijk een visuele analoge schaal, de hoestscore en vragenlijsten over de kwaliteit van leven, enz.19,20. Het is echter onwaarschijnlijk dat ze worden gebruikt om hoest bij dieren te beoordelen. Bovendien kan hoesten objectief worden beoordeeld door middel van een hoestprovocatietest en hoestfrequentiemonitoring. De hoestprovocatietest met behulp van een plethysmografiesysteem voor het hele lichaam (WBP) is een objectieve methode die veel wordt gebruikt in dierstudies om de hoestgevoeligheid te meten en de onderliggende mechanismen van hoest aan het licht te brengen13,16. Op basis van de neuro-anatomische kenmerken van de hoestreflex worden citroenzuur, capsaïcine, adenosine 5'-trifosfaat (ATP), allylisothiocyanaat (AITC) en ontstekingsmediator bradykinine vaak gebruikt als de hoestmiddelen om hoest op te wekken21,22. Citroenzuur is een van de vroegste en meest gebruikte hoestmiddelen die hoestreflexen opwekken en die is gevalideerd voor het meten van hoestgevoeligheid. Bovendien heeft de citroenzuurprovocatie een goede veiligheid, haalbaarheid en verdraagbaarheid en wordt voorgesteld om de gevoeligheid van de hoestreflex te beoordelen als reactie op hoesttherapieën23. Daarom beschrijft dit artikel de methode voor het meten van hoestgevoeligheid als reactie op citroenzuur bij muizen met behulp van een niet-invasief en realtime WBP-systeem.

De studies van de pathofysiologie van hoest vereisen testmonsters, waaronder monsters uit het bloed, bronchoalveolaire lavagevloeistof (BALF) en long- en luchtpijpweefsels om veranderingen in de niveaus van sleutelfactoren te verifiëren24. Momenteel is er een gebrek aan normatieve procedures voor het oogsten van weefselmonsters van muizen, en gerelateerde studies gebruiken verschillende benaderingen die de beoordeling van luchtwegontsteking bemoeilijken. Bronchoalveolaire lavage is een belangrijke methode om luchtwegontsteking bij aandoeningen van de luchtwegen te evalueren25. Verschillende methoden van bronchoalveolaire lavage zullen leiden tot een gebrek aan vergelijkbaarheid tussen verwante studies. Bovendien hebben verschillende bronchoalveolaire lavagemethoden een impact op ontstekingscellen en inflammatoire cytokines bij BALF. Daarom beschrijft dit artikel de oprichting van een muismodel van hoest met een niet-dodelijke dosis van het H1N1-virus, de meting van hoest met behulp van een WBP-systeem en een betrouwbare, veilige en zeer succesvolle bronchoalveolaire lavagemethode van muizen.

Protocol

Alle procedures werden goedgekeurd door het Animal Care and Use Committee van de Guangzhou Medical University (20240248) en werden uitgevoerd in strikte overeenstemming met goedgekeurde richtlijnen. In deze studie werden mannelijke specifieke pathogeenvrije C57BL/6-muizen met een gewicht van 20-25 g gebruikt. Alle muizen werden gehuisvest onder gecontroleerde temperatuur (22 ± 2 °C), vochtigheid (50% ± 20%) en verlichting (6.30 uur tot 18.30 uur) in kooien met een stevige bodem met voedsel en water dat ad libitum beschikbaar was. De tijdlijn van het protocol is weergegeven in figuur 1.

1. Opstelling van een muismodel van hoest

  1. Gebruik influenza A/California/7/2009 (H1N1) virus. Bepaal de dodelijke dosis van het H1N1-virus bij muizen.
    1. Kortom, verdoven muizen (n = 10 per groep) met pentobarbital-natrium (80 mg·kg-1) en infecteren vervolgens intranasaal met een 10-voudig serieel verdund virus.
    2. Volg het overlijden over een periode van 15 dagen. Bereken de mediane letale dosis (LD50) met behulp van de Reed-Muench-methode26.
  2. Infecteer de muis met het H1N1-virus.
    1. Los 0,8 x LD50 van het H1N1-virus op in 50 μL fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS).
    2. Verdoof de muizen met pentobarbital-natrium (80 mg·kg-1).
    3. Wanneer de muizen diep verdoofd zijn, plaatst u de muis in rugligging met de neusgaten naar boven gericht.
    4. Druppel 5-10 μL H1N1-virusoplossing of PBS-oplossing (als controle) intranasaal in één neusgat van muizen met behulp van een pipet (Figuur 2A).
    5. Houd vervolgens de mond van de muis gesloten met de duim om zijn neus hard te laten inademen, zodat de H1N1-virusoplossing in de neusholte volledig in de longen wordt ingeademd (Figuur 2B).
    6. Herhaal stap 1.2.4 en 1.2.5 in de andere neusholte van de muizen.
    7. Wanneer al het in stap 1.2.1 bereide H1N1-virus intranasaal in de longen van de muis is ingedruppeld, plaatst u het in rugligging om uit te rusten (Figuur 2C).
  3. Meet de hoestgevoeligheid van de muis na het vaststellen van het model met behulp van het Buxco-plethysmografiesysteem voor het hele lichaam van kleine dieren. Verdoof de muis op dag 21 intraperitoneaal met pentobarbitalnatrium (150 mg·kg-1). Verzamel en verwerk bloed-, milt-, BALF-, long- en luchtpijpweefsel (Figuur 1).

2. De hoestgevoeligheidsmeting

  1. Bereid citroenzuur (0,4 M): Doe 0,1537 mg citroenzuur in een centrifugebuis van 5 ml en voeg normale zoutoplossing toe tot een volume van 2 ml.
  2. Inspectie van instrumenten
    1. Controleer de kanalen: Sluit de plethysmograafkamers voor het hele lichaam aan volgens de instructies van de fabrikant en klik op de kalibratieknop - de kalibratieknop verandert van oranje in groen om aan te geven dat de kalibratie is gelukt (Figuur 3A).
    2. Kalibreer de vernevelaar:
      1. Voeg na het aansluiten van de vernevelaar 500 μL normale zoutoplossing toe aan de vernevelaar en klik op de vernevelingsknop.
      2. Wanneer de vloeistof in de vernevelaar volledig is verneveld, klikt u nogmaals op de vernevelingsknop om het vermogen van de vernevelaar te zien, dat over het algemeen ongeveer 0.3 ml/min is. Klik nogmaals op de vernevelingsknop om het huidige vernevelingsvermogen te accepteren.
    3. Zorg er na het controleren van de kanalen voor dat de foutwaarde minder dan 0.5% is.
  3. Parameters instellen
    1. Klik op Nieuw onderzoek maken, selecteer de optie Hoesten , selecteer Muis in Soorten en klik op Volgende.
    2. Selecteer de CCnt-parameters : Stel de duur van de acclimatisatieperiode in op 1 minuut, de responstijd op 10 minuten, het aerosolvolume op 1 ml en de toedieningsduur op 10 minuten.
    3. Plaats de bewuste, ongeremde muis in individuele plastic transparante plethysmograafkamers voor het hele lichaam. Voer het gewicht en de onderwerp-ID van de muis in en klik op Volgende.
    4. Voeg 1 ml citroenzuur (0,4 M) oplossing toe aan de vernevelaar en observeer real-time veranderingen in CCnt (Figuur 3B).
    5. Nadat citroenzuur volledig is gebruikt, klikt u op Bestand en sessie beëindigen om het experiment te voltooien.

3. Oogsten van bloed-, milt-, balf-, long- en luchtpijpweefsel van muizen (figuur 4)

  1. Verzamel bloed.
    1. Verdoof de muis na hoestdetectie met pentobarbitalnatrium (150 mg·kg-1) door middel van intraperitoneale injectie. Verzamel bloed uit de oogkassen van de diep verdoofde muis. Meng 1 ml bloed in 0,1 ml antistollingsbuffer (9,9 mg/ml heparine, natrium opgelost in PBS) bij 4 °C (figuur 4A).
    2. Schud het bloedafnamebuisje om het bloed en het antistollingsmiddel volledig te mengen om bloedstolling te voorkomen.
    3. Centrifugeer het afgenomen bloed bij 800 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C. Verzamel het supernatant, bewaar het bij -80 °C (gebruikt voor cytokinemeting) en resuspendeer de pellet in 1 ml D-Hank's oplossing. Verdeel 10 μL van de bloedcelsuspensie op het glasplaatje om de celprofielen te bepalen.
  2. Oogst de milt.
    1. Open de borstkas van de muis, verzamel het bloed en bloed via de slagader (Figuur 4B).
    2. Verwijder de linker oorschelp en doordrenk vervolgens de pulmonale en systemische circulatie met 5 ml normale zoutoplossing (Figuur 4C, D). Verwijder de hele milt van de muis met behulp van een chirurgische pincet (Figuur 4E).
    3. Nadat u het gewicht van de milt hebt gemeten, snijdt u deze in twee helften. Fixeer de eerste helft met 4% paraformaldehyde bij kamertemperatuur (RT) voor histopathologische analyse. Bewaar de tweede helft bij -80 °C voor cytokinemeting.
  3. Bronchoalveolaire spoeling
    1. Maak de bronchoalveolaire spoelbuis met behulp van een Pasteur-pipet. Verwarm de Pasteurpipet met behulp van een alcohollamp. Als het zacht wordt, verleng het dan om een dunne buis te vormen. De lengte van de bronchoalveolaire spoelbuis is 5 cm. De bovenste diameter is 5 mm en de onderste diameter is 1 mm (Figuur 5).
    2. Voor het verzamelen van BALF scheidt u de rechterlong door af te binden bij de rechter bronchus van de hoofdstam. Verzamel de BALF uit de linkerlongen door drie keer te lavalogen met 0,5 ml PBS voorgekoeld op ijs. De herstelratio van BALF is meer dan 80% (figuur 4F).
    3. Centrifugeer de verzamelde BALF bij 800 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C. Verzamel het supernatans en meet de totale eiwitconcentratie, urinezuurconcentratie, LDH-activiteit en cytokineconcentraties.
      OPMERKING: De ontstekingsmarkers, waaronder de totale eiwitconcentratie, de urinezuurconcentratie en de LDH-activiteit in het BALF-supernatant, worden gedetecteerd met behulp van de testkit volgens de richtlijnen van de fabrikant24.
    4. Resuspendeer de pellet in 200 μL PBS en tel de leukocyten in BALF met behulp van een telglaasje.
    5. Om de celprofielen te bepalen aan de hand van differentiële tellingen, smeert u 50 μl van de celsuspensie op de glasplaatjes en laat u deze drogen.
    6. Fixeer het objectglaasje een nacht met 4% paraformaldehyde en beits het vervolgens met het hematoxyline-eosine (HE). Classificeer ten minste 400 cellen in neutrofielen, macrofagen, lymfocyten of eosinofielen per objectglaasje.
  4. Oogsten van het long- en luchtpijpweefsel voor histopathologische analyse
    1. Verwijder na het verzamelen van BALF de helft van de rechterlong (Figuur 4G) en luchtpijp (Figuur 4H) en fixeer deze met 4% paraformaldehyde bij RT voor histopathologische analyse. Bewaar de andere helft bij -80 °C voor western blotting, real-time kwantitatieve polymerasekettingreactie (qPCR) en enzymgekoppelde immunosorbenttest (ELISA).

Resultaten

Figuur 6 toont representatieve beelden van pathologische veranderingen in HE-gekleurde long (Figuur 6A,B), luchtpijp (Figuur 6C,D) en milt (Figuur 6E,F). Infectie met het H1N1-virus resulteerde in inflammatoire veranderingen in de longen van muizen, waaronder oedeem en veel lymfocyten en infiltratie van neutrofielen. Infectie met het H1N1-virus veroorzaakte ook inflammatoire veranderingen in de luchtpijpen van muizen, waaronder het afstoten van trilharen en infiltraties van inflammatoire cellen (veel lymfocyten en kleine aantallen neutrofielen). Bovendien verhoogde de infectie ook aanzienlijk de verhouding tussen het witte pulpgebied en het hele miltgebied van muizen. Lymfocyten hopen zich op in de witte pulp van de milt. Deze gestandaardiseerde procedure voor het verzamelen van weefselmonsters kan luchtwegontsteking beter evalueren.

figure-results-1
Figuur 1: Protocol voor het opstellen van een muismodel van hoest. Muizen werden verdoofd met pentobarbital-natrium en intranasaal ingedruppeld met 0,8 x LD50 van het H1N1-virus opgelost in 50 μL PBS eenmaal op dag 0. Op dag 20 werd de hoestmeting uitgevoerd en de volgende dag werden muizen geofferd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Intranasale instillatie van het H1N1-virus. (A) Intranasale instillatie van 0,8 x LD50 van het H1N1-virus in 50 μL PBS. (B) De mond van de muis gesloten houden met de duim. (C) De muizen in rugligging plaatsen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Meting van de hoestgevoeligheid. (A) Hoestdetectieapparatuur voor muizen en (B) hoestreflexcurve. Het aantal hoestgebeurtenissen als reactie op de vernevelde citroenzuuroplossing (0,4 M) werd na modellering gedetecteerd met behulp van het plethysmografiesysteem voor het hele lichaam (WBP). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 4: Representatieve beelden van het verzamelen van bloed, milt, BALF, long en luchtpijp van de muis. (A) Bloedafname, (B) openen van de borstkas, (C) afsnijden van de linker oorschelp, (D) perfusie van de longcirculatie, (E) oogsten van de milt, (F) bronchoalveolaire spoeling, en (G) oogsten van de longkwab en (H) de luchtpijp voor histopathologische analyse. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-5
Figuur 5: Specificatie van de bronchoalveolaire lavagebuis. De lengte van de bronchoalveolaire spoelbuis is 5 cm. De bovenste diameter is 5 mm en de onderste diameter is 1 mm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-6
Figuur 6: Effecten van het H1N1-virus op pathologische veranderingen in de longen, luchtpijp en milt van de muis. (A,B) Representatieve cijfers van pathologische veranderingen in HE-gekleurde longsecties van de (A) controle- en (B) H1N1-groepen. Het symbool van "↑" markeert de infiltratie van lymfocyten (rood) en neutrofielen (blauw). Schaalbalken: 50 μm. (C,D) Representatieve cijfers van pathologische veranderingen in HE-gekleurde luchtpijpsecties van de (C) controle- en (D) H1N1-groepen. Het symbool van "↑" markeert de infiltratie van lymfocyten (rood) en neutrofielen (blauw). Schaalbalken: 20 μm. (E,F) Representatieve cijfers van pathologische veranderingen in HE-gekleurde miltsecties van de (E) controlegroep en (F) H1N1-groepen. Het symbool van "↑" markeert het witte vruchtvlees (groen). Schaal balken: 500 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

Sommige chronische refractaire en postinfectieuze hoest zijn veel voorkomende aandoeningen die verband houden met respiratoire virusinfectie27. Om de hoestgevoeligheid en luchtwegontsteking beter te kunnen beoordelen, werd in deze studie een muismodel van hoest opgesteld met behulp van het H1N1-virus. Geschikte hoestmodellen voor muizen moeten worden geselecteerd voor andere onderzoeken op basis van het doel van het onderzoek. De meeste eerdere studies gebruikten de cavia als diermodel in mechanistische studies of nieuwe medicijnproeven voor hoest 28,29,30. Recente studies hebben gesuggereerd dat muizen kunnen worden gebruikt om de pathofysiologie van hoest te beoordelen vanwege hun kortere voortplantingscyclus, meer reagentia en bereidheid tot genetische manipulaties, ondanks dat hun hoestgedrag nog steeds wordt besproken16,31. Het citroenzuur werd in deze studie gebruikt als hoestmiddel om hoest op te wekken. De mechanismen van de hoestreflex geïnduceerd door citroenzuur kunnen verband houden met de activering van halsslagaders C-vezels en nodose Aδ-vezels32. Bovendien meet het WBP-systeem de veranderingen in hoestreflex bij muizen op een niet-invasieve manier en minimaliseert het de effecten van psychologische stress. Het effect van de externe omgeving op muizen moet worden geminimaliseerd wanneer hoestgevoeligheid wordt gedetecteerd. De muis moet in de testruimte worden geplaatst en vervolgens worden afgedekt met een plastic zak om de irritatie veroorzaakt door de externe omgeving te verminderen.

Deze studie beschrijft de normatieve procedures voor het oogsten van bloed-, milt-, BALF-, long- en luchtpijpweefsel van muizen en introduceert enkele metingen om luchtwegontsteking te beoordelen. Om luchtwegontsteking te detecteren, worden de long- en luchtpijpsecties gekleurd met hematoxyline en eosine om de algemene histopathologie te beoordelen24. De verhoogde concentratie van totaal eiwit en urinezuur in het supernatans van BALF wordt in verband gebracht met ontsteking en celbeschadiging in de luchtwegen33. LDH-activiteit in het supernatans van BALF weerspiegelt celbeschadiging en necrose34. De leukocyten in BALF en bloed kunnen de mate van ontsteking van de ziekte weerspiegelen35. Differentiële celtellingen van BALF worden veel gebruikt bij het beoordelen van luchtwegontsteking bij chronische luchtwegaandoeningen en bieden belangrijke informatie bij het bestuderen van pathogenese, het stellen van diagnoses en managementstrategieën voor chronische luchtwegaandoeningen36.

De beperking van dit experiment is dat het verzamelen van een groot aantal weefselmonsters ervoor zorgt dat muizen lange tijd worden geopereerd, wat de activiteit van de weefselmonsters kan beïnvloeden. Daarom moeten weefselmonsters van muizen onmiddellijk na het verzamelen op ijs worden geplaatst. Bovendien is de bronchoalveolaire lavagebuis die in dit onderzoek is gebruikt geschikt voor muizen, maar niet voor grotere dieren.

Samenvattend geven we een gedetailleerde beschrijving van de detectiemethoden van hoest en luchtwegontsteking bij muizen. Deze methoden bieden onderzoekers hulpmiddelen om de complexe pathofysiologie van hoest te bestuderen.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door het Guangzhou Science and Technology Planning Project (202002030151), het Major Project of Guangzhou National Laboratory (GZNL2024A02001) en de subsidie van het State Key Laboratory of Respiratory Disease (SKLRD-Z-202202).

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
4% paraformaldehyde BiosharpBL539A
Buxco Small Animal Whole Body Plethysmography System DSI—
Calcium-free en magnesium-vrije Hank’s Balanced Salt SolutionBeyotimeC0219
CitroenzuurSigma-AldrichC2404
Hematoxyline-EosineBASO BiotechnologyBA-4098
Heparine-natrium Alfa AesarA16198
Influenza A/California/7/2009 (H1N1) virusATCCVR-1894
IsofluraanRWDR510-22
Lactaatdehydrogenase assay kitNanjing Jiancheng Bioengineering InstituteA020-2-2
Normale zoutoplossingGuangzhou Zhongbo Biotechnology1234-1
Pasteur-pipetNEST318415
Pentobarbital-natriumMerckP3761
Fosfaat gebufferde zoutoplossing MeilunbioMA0015
Totaal eiwit assay kitNanjing Jiancheng Bioengineering InstituteA045-3
Urinezuur assay kitThermo Fisher ScientificA22181

Referenties

  1. Brooks, S. M. Perspective on the human cough reflex. Cough. 7, 10(2011).
  2. Lai, K., Long, L. Current status and future directions of chronic cough in china. Lung. 198 (1), 23-29 (2020).
  3. Zeiger, R. S., et al. Patient-reported burden of chronic cough in a managed care organization. J Allergy Clin Immunol Pract. 9 (4), 1624-1637.e10 (2021).
  4. Marchant, J. M., et al. What is the burden of chronic cough for families. Chest. 134 (2), 303-309 (2008).
  5. Chamberlain, S. A., et al. The impact of chronic cough: A cross-sectional european survey. Lung. 193 (3), 401-408 (2015).
  6. Morice, A. H., et al. Expert opinion on the cough hypersensitivity syndrome in respiratory medicine. Eur Respir J. 44 (5), 1132-1148 (2014).
  7. Chung, K. F., et al. Cough hypersensitivity and chronic cough. Nat Rev Dis Primers. 8 (1), 45(2022).
  8. Deng, Z., et al. Pulmonary IFN-γ causes lymphocytic inflammation and cough hypersensitivity by increasing the number of IFN-γ-secreting t lymphocytes. Allergy Asthma Immunol Res. 14 (6), 653-673 (2022).
  9. Hiramatsu, Y., et al. The mechanism of pertussis cough revealed by the mouse-coughing model. mBio. 13 (2), e0319721(2022).
  10. Lin, L., et al. The duration of cough in patients with H1N1 influenza. Clin Respir J. 11 (6), 733-738 (2017).
  11. Deng, Z., et al. IFN-γ enhances the cough reflex sensitivity via calcium influx in vagal sensory neurons. Am J Respir Crit Care Med. 198 (7), 868-879 (2018).
  12. Chen, Z., et al. Dorsal vagal complex modulates neurogenic airway inflammation in a guinea pig model with esophageal perfusion of HCl. Front Physiol. 5, 536(2018).
  13. Zhi, H., et al. Gabapentin alleviated the cough hypersensitivity and neurogenic inflammation in a guinea pig model with repeated intra-esophageal acid perfusion. Eur J Pharmacol. 959, 176078(2023).
  14. Fang, Z., et al. Traffic-related air pollution induces non-allergic eosinophilic airway inflammation and cough hypersensitivity in guinea-pigs. Clin Exp Allergy. 49 (3), 366-377 (2019).
  15. Xiang, J., et al. Fructus mume protects against cigarette smoke induced chronic cough guinea pig. J Med Food. 23 (2), 191-197 (2020).
  16. Chen, Z., et al. A descending pathway emanating from the periaqueductal gray mediates the development of cough-like hypersensitivity. iScience. 25 (1), 103641(2022).
  17. Chen, Z., et al. Glial activation and inflammation in the nts in a rat model after exposure to diesel exhaust particles. Environ Toxicol Pharmacol. 83, 103584(2021).
  18. Mai, Y., et al. Methods for assessing cough sensitivity. J Thorac Dis. 12 (9), 5224-5237 (2020).
  19. Lee, K. K., et al. A longitudinal assessment of acute cough. Am J Respir Crit Care Med. 187 (9), 991-997 (2013).
  20. Birring, S. S., et al. Development of a symptom specific health status measure for patients with chronic cough: Leicester cough questionnaire (LCQ). Thorax. 58 (4), 339-343 (2003).
  21. Mazzone, S. B., Farrell, M. J. Heterogeneity of cough neurobiology: Clinical implications. Pulm Pharmacol Ther. 55, 62-66 (2019).
  22. Morice, A. H., Kastelik, J. A., Thompson, R. Cough challenge in the assessment of cough reflex. Br J Clin Pharmacol. 52 (4), 365-375 (2001).
  23. Nurmi, H. M., Lätti, A. M., Brannan, J. D., Koskela, H. O. Comparison of mannitol and citric acid cough provocation tests. Respir Med. 158, 14-20 (2019).
  24. Ding, W., et al. Amg487 alleviates influenza a (H1N1) virus-induced pulmonary inflammation through decreasing IFN-γ-producing lymphocytes and IFN-γ concentrations. Br J Pharmacol. 181 (13), 2053-2069 (2024).
  25. Connett, G. J. Bronchoalveolar lavage. Paediatr Respir Rev. 1 (1), 52-56 (2000).
  26. Wu, X., et al. Correlation of adhesion molecules and non-typeable haemophilus influenzae growth in a mice coinfected model of acute inflammation. Microbes Infect. 23 (8), 104839(2021).
  27. Capristo, C., Rossi, G. A. Post-infectious persistent cough: Pathogenesis and therapeutic options. Minerva Pediatr. 69 (5), 444-452 (2017).
  28. Kollarik, M., Brozmanova, M. Cough and gastroesophageal reflux: Insights from animal models. Pulm Pharmacol Ther. 22 (2), 130-134 (2009).
  29. Driessen, A. K., et al. A role for neurokinin 1 receptor expressing neurons in the paratrigeminal nucleus in bradykinin-evoked cough in guinea-pigs. J Physiol. 598 (11), 2257-2275 (2020).
  30. Ruhl, C. R., et al. Mycobacterium tuberculosis sulfolipid-1 activates nociceptive neurons and induces cough. Cell. 181 (2), 293-305.e211 (2020).
  31. Chen, L., Lai, K., Lomask, J. M., Jiang, B., Zhong, N. Detection of mouse cough based on sound monitoring and respiratory airflow waveforms. PLoS One. 8 (3), e59263(2013).
  32. Wallace, E., Guiu Hernandez, E., Ang, A., Hiew, S., Macrae, P. A systematic review of methods of citric acid cough reflex testing. Pulm Pharmacol Ther. 58, 101827(2019).
  33. Ding, W., et al. Intrapulmonary ifn-γ instillation causes chronic lymphocytic inflammation in the spleen and lung through the CXCR3 pathway. Int Immunopharmacol. 122, 110675(2023).
  34. Liu, B., et al. Anti-IFN-γ therapy alleviates acute lung injury induced by severe influenza a (H1N1) pdm09 infection in mice. J Microbiol Immunol Infect. 54 (3), 396-403 (2021).
  35. Domagała-Kulawik, J. Bal in the diagnosis of smoking-related interstitial lung diseases: Review of literature and analysis of our experience. Diagn Cytopathol. 36 (12), 909-915 (2008).
  36. Miyata, Y., et al. The effect of bronchoconstriction by methacholine inhalation in a murine model of asthma. Int Arch Allergy Immunol. 181 (12), 897-907 (2020).

Herprints en machtigingen

Tags

Chronische hoesthoestdetectiewhole body plethysmografiebronchoalveolaire lavagehematoxyline eosin kleuringleukocytenaantellingcytokine meting in de miltH1N1 muismodellonghistopathologie
Methoden voor het detecteren van hoest en luchtwegontsteking bij muizen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.