Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Beoordeling van tumorhypoxie: in vivo 3D-zuurstofbeeldvorming door middel van paramagnetische resonantie met elektronen

4.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67129

⸱

14 februari 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Faculty of Biochemistry, Biophysics and Biotechnology, Department of Biophysics and Cancer Biology, Jagiellonian University, 2Doctoral School of Exact and Natural Sciences Faculty of Biochemistry, Biophysics and Biotechnology, Department of Biophysics and Cancer Biology, Jagiellonian University, 3Department of Radiation and Cellular Oncology, The University of Chicago, 4Center for EPR Imaging In Vivo Physiology, The University of Chicago, 5O2M Technologies

In dit artikel

Samenvatting

Kwantitatieve 3D-zuurstofkaarten van muizentumoren werden niet-invasief in beeld gebracht met behulp van Pulse Electron Paramagnetic Resonance. Echografie B-modus en Power Doppler werden gebruikt voor anatomie en vasculaire structuur. Beelden van beide modaliteiten werden over elkaar heen gelegd, waardoor multiparametrische tumoranalyse mogelijk werd.

Samenvatting

De nauwkeurige en real-time meting van de partiële zuurstofdruk (pO2) levert waardevolle informatie op bij veel pathologieën, waaronder kanker. Lage tumor pO2 (d.w.z. hypoxie) is verbonden met tumoragressiviteit en slechte respons op therapie. De kwantificering van tumor pO2 maakt het mogelijk om de effectiviteit van de behandeling te evalueren. Electron Paramagnetic Resonance Imaging (EPRI), met name Pulse EPRI, is naar voren gekomen als een geavanceerde driedimensionale (3D) methode voor het beoordelen van weefseloxygenatie in vivo. Deze innovatie werd mogelijk gemaakt door de technologische ontwikkelingen op het gebied van EPR (Electron Paramagnetic Resonance) en de toepassing van de in water oplosbare oximetrische spinsondes uit de triarylfamilie, die snelle en gevoelige oxygenatiegegevens bieden. De relaxatietijd van de spinsonde (T1 en/of T2) geeft nauwkeurige informatie over pO2 in geselecteerde voxels.

Humaan glioblastoom LN229-tumoren werden gekweekt in het interscapulaire rage pad van BALB/c naakte muizen. Echografie (VS) beeldvorming werd gebruikt als referentie voor anatomische informatie over tumoren. Om weefsel pO2 in beeld te brengen, werden de dieren op een vaste positie in het dierbed met fiducials geplaatst, waardoor registratie tussen de beeldvormingsmodaliteiten mogelijk was. Nadat het OX071-contrastmiddel was toegediend, werd EPRI uitgevoerd, gevolgd door de Amerikaanse B-modus. Vanwege de lage toxiciteit van de spin-sonde kan de procedure worden herhaald tijdens de groei of behandeling van de tumor. Na imaging, werd het registratieproces uitgevoerd met behulp van software geschreven in MATLAB. Uiteindelijk kan de hypoxische fractie worden berekend voor een specifieke tumor en kan het histogram van de pO 2-weefselverdeling in de loop van de tijd worden vergeleken. EPRI in combinatie met echografie is een uitstekend hulpmiddel voor het in kaart brengen van tumoren in de preklinische setting.

Inleiding

Het begrijpen van de tumormicro-omgeving (TME), met zijn complexe ruimtelijke en dynamische interacties, zorgt voor een beter begrip van de tumorbiologie. Hypoxie, of een laag zuurstofgehalte, is het belangrijkste bestanddeel van TME en speelt een cruciale rol bij de ontwikkeling van andere levensbedreigende aandoeningen, waaronder hart- en vaatziekten, stofwisselingsstoornissen zoals diabetes en chronische nierziekte 1,2,3. Weefseloxygenatie is een fundamentele factor, vooral in de context van kanker, waar partiële weefselzuurstofdruk (pO2) gecorreleerd is met therapieresistentie. Een pO2-niveau van meer dan 10 mm Hg wordt in verband gebracht met een toename van de effectiviteit van radiotherapie met lage lineaire energieoverdracht (LET) (zuurstofversterkend effect).

Recente studies met behulp van Electron Paramagnetic Resonance Imaging (EPRI) hebben aangetoond dat zuurstofgeleide bestralingstherapie kan resulteren in een tweevoudige verbetering van de overlevingskansen bij verschillende kankers in muizenmodellen 4,5. Dit is vergelijkbaar met menselijke proefpersonen bij wie de tumor pO2 werd gemeten met meerdere Eppendorf-elektrodemetingen en waarvan werd vastgesteld dat ze mediane of gemiddelde pO2-waarden hadden van minder dan 10 torr6. Naast radiotherapie is tumorhypoxie direct gecorreleerd met tumoragressiviteit en de uitkomst van andere therapieën, zoals immuuntherapie 7,8. Deze associatie onderstreept het belang van nauwkeurige zuurstofmetingen bij het verbeteren van de therapeutische resultaten en het begrijpen van de pathofysiologie van ziekten.

Optimale in vivo oximetrie vereist een directe meting van de gedeeltelijke zuurstofdruk in het weefsel, onafhankelijk van factoren zoals weefselperfusie en hemoglobineverzadiging. De procedure moet niet-invasief zijn, met een korte en nauwkeurige beeldvormingstijd om mogelijke effecten op het organisme te voorkomen, zoals langdurige anesthesie, veranderingen in de weefseltemperatuur of significante veranderingen in weefseldruk en pH. Weefseloximetrie moet een hoge nauwkeurigheid en betrouwbaarheid vertonen en zorgt voor consistente metingen, ongeacht variaties in de micro-omgeving van het weefsel, inclusief verschillen in pH en redoxtoestand. Voor een effectieve therapieplanning zijn real-time reconstructie van beeldgegevens en eenvoudige interpretatie cruciaal. Dit houdt niet alleen in dat een ruimtelijke resolutie bij voorkeur minder dan 1 mm wordt bereikt, maar ook dat snelle gegevensverzameling mogelijk is om dynamische veranderingen in de zuurstofstatus van het weefsel, zoals cyclische hypoxie, te volgen.

In dit kader zijn verschillende technieken ontwikkeld voor het meten van moleculaire zuurstof of het beoordelen van hypoxie, elk met unieke toepasbaarheid en voordelen. De platina-elektrode, die wordt beschouwd als de "gouden standaard" voor de oximetrie van cellulair en levend dierlijk weefsel, biedt consistente metingen door nauwkeurige invoeging in weefsels. Andere benaderingen, zoals optische methoden met behulp van fluorescerende sondes, fotoakoestiek, monitoring van de effecten van hypoxie door middel van gen- of eiwitexpressie, of komeettesten, zijn gemakkelijk te gebruiken, maar zijn indirect of beperkt door het optische pad in weefsels. Veelbelovende alternatieven om hypoxie en/of oxygenatie te beoordelen lijken magnetische resonantiebeeldvorming (MRI)-OE-MRI10 - of MOBILE11, positronemissietomografie (PET) met verschillende hypoxiegevoelige sondes12 of elektronenparamagnetische resonantie (EPR) te zijn.

EPD heeft een lange geschiedenis op het gebied van biogeneeskunde. Het fenomeen zelf werd voor het eerst gerapporteerd in 1944 en werd op grote schaal gebruikt als een hulpmiddel voor het analyseren van chemische structuren en meer recentelijk, voor biologische systemen en materialen met ongepaarde elektronen13. EPR-spectroscopie is gebruikt om de dynamiek en structuur van biologische systemen zoals fotosynthese, metalloproteïnen, radicale enzymen en fosfolipidemembranen te bestuderen 14,15,16. Elektronen paramagnetische resonantie (EPR) spectroscopie en tomografie zijn naar voren gekomen als cruciale niet-invasieve methoden voor het bestuderen van tumoroxygenatie en micro-omgeving met een ruimtelijke resolutie van ~1 mm, temporele resolutie van 1-10 minuten en pO2-resolutie van 1-3 torr 5,17,18.

Continuous Wave (CW) EPR-methoden worden nog steeds veel gebruikt in de meeste toepassingen vanwege de eenvoud van het registreren en interpreteren van spectra. De interacties tussen zuurstof en spin-sonde werken door veranderingen in EPR-signaalintensiteit of lijnvorm te beoordelen, waardoor inzicht wordt verkregen in het zuurstofgehalte in het monster. CW EPR heeft een opmerkelijk voordeel in gevoeligheid voor een breder bereik van pO2 in vergelijking met pulsmethoden. Door verschillende pulssequenties toe te passen, kan informatie zoals elektron-spin-spin-relaxatietijden, spin-roosterrelaxatietijden en interacties met naburige spins worden opgehelderd18,19. Puls-EPR-technieken, zoals inversieherstel met uitlezing van elektronenspinecho (IRESE), meten de relaxatiesnelheid van het spinrooster, waarbij wordt vermeden dat het artefact wordt veroorzaakt door relaxatie van de spinsonde-spinsonde bij lage zuurstofconcentraties19,20. EPR kan worden gebruikt om veranderingen in de zuurstofconcentratie te monitoren met een hoge temporele en ruimtelijke resolutie; bij oximetrie bij hoge zuurstofconcentraties heeft puls-EPR echter te maken met beperkingen als gevolg van de korte relaxatietijden van transversale magnetisatie gemeten met elektronenspinecho (ESE). Uiteindelijk zijn CW en puls-EPR complementair, en een betrouwbaar begrip van het spinsysteem vereist de toepassing van beide methoden.

EPR-oximetrietechnieken zijn gebaseerd op de lineaire relatie tussen zuurstofniveaus en het spinrooster, evenals op spin-spin-relaxatiesnelheden in oplossing. Alle oximetrische sondes worden vaak onderverdeeld in twee typen: oplosbare en deeltjesvormige spinsondes. Het kiezen van de juiste spinsonde hangt af van de experimentele opstelling en de benodigde informatie 21,22,23. Oplosbare spinsondes, zoals nitroxiden of de trinylderivaten24,25 zoals OX063 en de gedeutereerde vorm OX071, verdeeld over het weefsel, leveren informatie uit het hele volume. Als alternatief kunnen voor enkelpuntsmetingen en voor langdurige en terugkerende zuurstofbeoordelingen solid-state sondes zoals LiPc, LiBuO of koolstofderivaten worden gebruikt (zie tabel 1)22,23,26.

Echografie B-mode beeldvorming wordt veel gebruikt in de kliniek voor beeldvorming van zacht weefsel. De resolutie is afhankelijk van de gebruikte transducerfrequentie en voor preklinische onderzoeken bieden 18 MHz en hoger voldoende resolutie in het vlak en de diepte van het beeld. Een bijkomend voordeel van echografie is de mogelijkheid om functionele vaatstelselbeelden te verkrijgen met behulp van de Power Doppler-modus. Hier presenteren we elektronen paramagnetische resonantie zuurstofbeeldvorming (EPROI) als een methode voor het genereren van 3D-zuurstofkaarten van tumoren in levende muizen. Overeenkomstige echografie maakt de noodzakelijke anatomische referentie mogelijk voor tumordefinitie binnen EPROI. Voor elk dier zijn meerdere beeldvormingssessies mogelijk. De laatste stap is de analyse, inclusief beeldreconstructie en registratie tussen de modaliteiten om een pO2-histogram van het tumorvolume te verkrijgen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Muizen werden verkregen van een erkende fokkerij en alle experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met ethische richtlijnen (in ons geval - Toestemming nr. 165/2023, Eerste Lokale Ethische Commissie, Krakau, Polen).

1. Dieren en tumorlijn

OPMERKING: De muizen werden gehuisvest onder standaard laboratoriumomstandigheden: Licht/donker: 12 uur/12 uur, luchtvochtigheid: 60%, temperatuur: 23 °C. Ze kregen een standaard chow-dieet met gratis toegang tot drinkwater in gemeenschapskooien.

  1. Muizen glioblastoom multiforme LN229 cellijncultuur
    1. Kweek LN229-cellen in25 cm 2 weefselkweekkolven in DMEM-medium aangevuld met 10% door warmte geïnactiveerd foetaal runderserum (FBS) en penicilline-streptomycine in concentraties van respectievelijk 10 E/ml en 0,1 mg/ml.
    2. Bewaar de cellen in een bevochtigde atmosfeer met 5% CO2 bij 37 °C, passeer elke 48 uur met 0,25% trypsine-EDTA en PBS zonder magnesium- en calciumionen (pH 7,4).
  2. Tumor inoculatie
    1. Behandel muizen een week voor de inenting dagelijks om ze vertrouwd te maken met de onderzoeker.
    2. Weeg de muizen op de dag van inoculatie.
    3. Suspendeer 200.000 LN229-cellen in 50 μL extracellulaire matrix zonder groeifactoren. Inoculeer het cellenmengsel met behulp van een naald van 29 G subcutaan in het intrascapulaire vetkussen van 16 weken oude BALB/c naaktmuizen (N = 5).

2. Doppler Amerikaanse beeldvorming

De algemene tijdlijn van tumorbeeldvorming wordt weergegeven in figuur 1. Echografie wordt zowel voor vaatbeeldvorming door Doppler US als Anatomy US gebruikt als referentie vlak voor EPROI (Figuur 2). Anatomische beeldvorming in de B-modus is essentieel voor de analyse van tumoroxygenatie door EPR en wordt beschreven in rubriek 3. Hoewel Doppler-echografie (sectie 2) niet verplicht is voor succesvolle registratieprestaties, biedt het niettemin waardevolle informatie over het optimale tijdvenster voor het EPR-onderzoek en maakt het de bepaling van actief vaatstelsel in het tumorgebied mogelijk.

  1. Voorbereiding van de muis
    1. Wacht tot de tumoren ongeveer 30 mm3 bereiken. Scheer de muizen indien nodig handmatig rond de plaats van de tumor.
    2. Induceer anesthesie met 2% isofluraan en onderhoud deze met 1-1,5% isofluraan.
    3. Breng het dier uit de anesthesiekamer over naar een verwarmingskussen om de lichaamstemperatuur tijdens de bereiding op 37 °C te houden (op basis van de rectale temperatuursonde). Stabiliseer de temperatuur van het dier om de juiste fysiologische parameterfeedback te verkrijgen.
  2. Echografie
    1. Gebruik het ultrasone systeem met een 57-25 MHz transducer voor preklinische beeldvorming (Figuur 2, stap 1).
    2. Verkrijg 3D B-modusmetingen voor visualisatie van tumormorfologie in sagittale richting. Gebruik een stapgrootte van 0,1 mm.
      OPMERKING: Verplaats het dier of de transducer niet om exact dezelfde instellingen te behouden.
    3. Gebruik de Power Doppler-modus om functionele tumorvasculatuur te visualiseren met de volgende parameters: Snelheid: 1,5 kHz, Wandfilter: Laag, Prioriteit: 75%, Persistentie: Gemiddeld, Stapgrootte 0,10 mm.
    4. Draai de transducer om stap 2.2.2 en 2.2.3 in axiale richting te herhalen.
    5. Voer gegevensanalyse uit met de software van de fabrikant van de echografie. Markeer de tumorrand, upload deze naar een 3D-afbeelding en bereken het tumorvolume en het percentage vaatstelsel.

3. EPROI

  1. Voorbereiding van de sonde
    1. Los OX071 poeder opgeslagen bij -80 °C in injecteerbare H2O op tot een eindconcentratie van 1 g/10 ml (~70 mM).
  2. Voorbereiding van de muis
    1. Verdoof de muizen met 1%-3% isofluraan gemengd met kamerlucht en plaats ze op een dierhouder.
    2. Dien subcutaan 1 ml fysiologische zoutoplossing toe om het juiste hydratatieniveau te behouden.
    3. Bewaak de ademhalingsfrequentie (80 ± 20 BPM) en temperatuur (37 ± 1 °C) van het dier met behulp van een ademhalingskussensensor en een oppervlaktethermometer die op de huid van de muis is bevestigd. Bewaak de rectale temperatuur als referentiepunt (37 °C ± 1 °C).
    4. Breng polytetrafluorethyleen (PTFE) slang (0,7 mm uitwendige diameter) intraperitoneaal in voor toediening van de spinsonde. Zet de canule vast met behulp van vinyl polysiloxaan (VPS) om te voorkomen dat deze uit de buikholte valt.
    5. Breng een urinekatheter (24 G) in om de uitgescheiden spinsonde op te vangen.
    6. Zet de muis vast in een dierenbed met behulp van VPS-tandklei voor immobilisatie (Figuur 2A).
  3. Anatomische beeldvorming in de VS voor registratie
    1. Zet de 3D-gestuurde tafel en het waterpas bed aan. Stel de temperatuur van het platform in op 60 °C, zodat de temperatuur van het dier dat door de kunststof bedhouder is geïsoleerd, op 37 °C wordt gehouden.
    2. Plaats het dierenbed met het geïmmobiliseerde dier in de bedhouder en breng het over naar een 3D-gestuurde tafel voor anatomische beeldvorming vóór EPR-meting (Figuur 2B). Zorg ervoor dat het dier vastzit in de bedhouder en het verwarmingsplatform niet aanraakt.
    3. Bevestig de positie van de bedhouder in drie dimensies om rotatie te voorkomen, met name XZ (sagittaal vlak) rotatie, wat cruciaal is voor een nauwkeurige registratie.
    4. Plaats een positiemarkering (visdraad op de tape, diameter 0,35 mm) op de bedhouder om het begin van de resonator aan te geven.
    5. Voer de B-modus beeldvorming handmatig uit met een stap van 1 mm in zowel axiale als sagittale richting naar de Y-as.
    6. Beeld de tumorstructuur af met de volgende parameters, afhankelijk van de specifieke transducerfrequentie; voor een 18 MHz transducer, diepte 20 mm, dynamisch bereik 84 dB, vermogen 8 dB, versterking 80%; voor 40 MHz transducer, diepte 20 mm, dynamisch bereik 32 dB, versterking 100%; voor 57 MHz transducer, diepte 13 mm, versterking 6 dB, vermogen 100%. Pas de instelling op de focus van de transducer aan op basis van de specifieke tumorlocatie.
    7. Veeg aan het einde van de anatomische beeldvorming de overtollige gel van de muis en verwijder de geïmmobiliseerde muis in het dierenbed uit de bedhouder.
  4. EPR-zuurstofbeeldvorming
    1. Gebruik de zuurstofimager voor puls-EPR, die werkt binnen radiofrequenties van 685 MHz tot 735 MHz. Gebruik voor de installatie offset-spoelen voor 3D-beeldvorming en analyse van relaxatietijden. Gebruik een horizontale resonator van 32 mm x 35 m.
    2. Breng de geïmmobiliseerde muis in het dierenbed onmiddellijk over naar de EPR-beeldvormer na anatomische echografie (Figuur 2C). Houd de positie van het dierbed zorgvuldig vast om rotaties binnen de resonator tot een minimum te beperken, vergelijkbaar met de procedure beschreven in paragraaf 3.3.
    3. Sluit de temperatuursonde opnieuw aan om ervoor te zorgen dat de temperatuur van het dier continu wordt bewaakt en op peil wordt gehouden, waarbij deze wordt gecorreleerd met de temperatuur in de resonator.
    4. Voer in de EPR-spectrometersoftware een resonatorafstemming uit door het afstemwiel te gebruiken om de frequentie rond 725 MHz te centreren (Afbeelding 3A).
      OPMERKING: Een goed afgestemde resonator moet een dip van 25 dB of beter hebben.
    5. Optimaliseer het microgolfvermogen om een piek bij 60 ns te verkrijgen (Figuur 3B) door de dempingswaarde aan te passen van 20 dB naar 3 dB.
    6. Stem het instrument zo af dat het vrije inductieverval (FID) van fiducialen die zich in het dierbed bevinden, gecentreerd is in het magnetische veld en gefaseerd is (Figuur 3C).
    7. Dien 100 μL OXO71 intraperitoneaal toe via de eerder ingebrachte canule, gevolgd door een spoeling met 50-100 μL zoutoplossing.
    8. Gebruik een geprogrammeerde wachtrijvolgorde om metingen te verkrijgen met ingestelde parameters; een typische sequentie bevat T1, T2-relaxatietijden, 3D Electron Spin Echo (ESE) voor fiduciale beelden en 4D Inversion Recovery Electron Spin Echo (IRESE) voor het dierbeeld. Verzamel de IRESE-beeldvorming met een gradiënt van 1,5 G/cm, herhalingstijd van 55 μs, pretriggering -250 ns, t90 is 60 ns en tau 400 ns; Totale acquisitietijd ~12 min. Herhaal IRESE-beeldvorming ten minste gedurende 30-40 minuten (3-4x) na de injectie met de sonde.
    9. Breng na de beeldvorming de muis over van het dierenbed naar het verwarmingskussen. Dien subcutaan 1 ml fysiologische zoutoplossing toe om het juiste hydratatieniveau te behouden. Houd toezicht totdat de muis weer rechtop voortbeweegt.

4. Gegevensanalyse

  1. 4D reconstructie analyse in "ProcessGUI"
    1. Voorafgaand aan de reconstructie past u basislijncorrectie toe op de projecties door scenario "PulseRecon.scn" te selecteren en het parameterbestand "IRESE_64pts_mouse_STANDARD_CHIRALITY.par" te laden om de onbewerkte gegevens van IRESE te analyseren.
    2. Filter elke projectie met een Gaussiaans filter met een breedte van 4 punten, een standaardinstelling voor het geselecteerde scenario.
    3. Neem een submonster van de gefilterde projecties tot 64 punten (matrixgrootte), een standaardinstelling voor het geselecteerde scenario.
    4. Filter de projecties verder met een Ram-Lak-filter met apodisatie op 0,6 keer de Nyquist-frequentie (klik op Reconstructieparameter | FilterCutOff).
    5. Projecteer de gefilterde projecties terug om een 4D spectraal-ruimtelijk beeld te produceren.
    6. Gebruik een passend algoritme om de lijnbreedte van het spinpakket uit het spectrum in elke voxel te extraheren. Sectie Fitting Parameters instellen: Laatste punt extender - 3, fitting methode - standaard.
    7. Gebruik de standaardinstellingen voor parameters in de aanpasprocedure, waaronder de amplitude van het spectrum, de fase, het spectrale centrum en de spectrale spinpakketlijnbreedte.
  2. Registratie tussen anatomische US en EPROI in "ArbuzGUI" (Figuur 4)
    OPMERKING: Voor het uitvoeren van de registratie werd de "ArbuzGUI" MATLAB-procedure gebruikt, ontwikkeld door Boris Epel van de Universiteit van Chicago. De software is verkrijgbaar bij EPR-IT https://github.com/o2mdev/eprit. De registratietoolbox is eerder elders toegelicht27. Zie de gebruikershandleiding voor gedetailleerde stap-voor-stap instructies28.
    1. Laad 2D US-afbeeldingen als een stapel met een stap van 1 mm (stap is strikt gerelateerd aan frame-acquisitie op B-mode imaging, punt 3.3.7) om 3D US-afbeeldingen te maken.
    2. Voeg verzamelde pO2-afbeeldingen toe (gereconstrueerd in stap 4.1) als 3D-afbeeldingstype dat is ingesteld als "PO2_pEPRI"-gegevens. Sla gegevens op in het project.
    3. Maak een registratiereeks en transformatie door Speciaal | MRI-EPRI registratie.
    4. Selecteer de afbeelding die moet worden aangepast in EPRI-gegevens (bijv. US axial 3D) door Volgorde | actie toevoegen te selecteren. Gebruik Stage 5:T2 voor de beste prestaties. In het resultaat verschijnt een zwart plusteken voor de naam van de geselecteerde afbeelding.
    5. Open de Amerikaanse afbeelding in SliceMaskEditPLG. Pas de schaal van de Amerikaanse afbeelding aan op basis van de liniaal die op de afbeeldingen wordt weergegeven. Markeer de Amerikaanse positiemarkering, de omtrek van het dier en de tumorpositie op basis van geselecteerde frames.
    6. Markeer in de SliceMaskEditPLG het overzicht en de fiduciale kaart van pO2 in gereconstrueerde 4D pO2-afbeeldingen .
    7. Gebruik de figuurviewer en de RotateImagePLG-toolbox om de Amerikaanse afbeelding te roteren volgens de Amerikaanse positiemarkering versus fiduciale posities om de pO2-kaart met de Amerikaanse omtrek te registreren.
    8. Transformeer het tumormasker van de Amerikaanse afbeelding naar de pO2-kaart .
    9. Visualiseer het tumormasker in de pO2-kaart van de muis en exporteer pO2-waarden voor elke voxel.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Een representatieve dwarsdoorsnede van het echografiebeeld van een LN229-tumor die groeit in het intrascapulaire vetkussen, samen met het vaatstelsel, wordt weergegeven in figuur 5. Sommige vasculatuur wordt buiten de tumorgrens gezien. Onverwacht nam het percentage van het tumorvaatvolume niet af en bleef het stabiel bij tumorgroei.

Zoals beschreven in afbeelding 2, omvat stap 2 het immobiliseren van...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Er zijn een paar cruciale stappen in het beschreven beeldvormingsprotocol. Ten eerste, om de anatomiebeelden met de zuurstofkaarten te registreren, kan MRI een betere keuze zijn dan echografie vanwege de betere resolutie en de mogelijkheid om gedetailleerde 3D-gegevens te verstrekken19. Echografie met een hoogfrequente transducer zorgt voor een uitstekende resolutie en voldoende beelddiepte voor preklinische studies. Zowel MRI als US vereisen echter het gebruik va...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Prof. H. Halpern en B. Epel zijn medeoprichters van O2M Technologies. De andere auteurs: G. Dziurman, A. Bienia, A. Murzyn, B. Płóciennik, J. Kozik, G. Szewczyk, M. Szczygieł, M. Krzykawska-Serda en M. Elas hebben geen belangenconflicten te verklaren.

Dankbetuigingen

We danken O2M Technology voor de gracieuze technische ondersteuning. Subsidies van het Poolse Nationale Wetenschapscentrum 2020/37/B/NZ4/01313 (Jiva-25 imager) en NCBiR: ENM3/IV/18/RXnanoBRAIN/2022 (dierkosten) worden erkend. De aankoop van VevoF2-echografie is ondersteund door de Faculteit Biochemie, Biofysica en Biotechnologie in het kader van het Strategic Programme Excellence Initiative van de Jagiellonian University.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
aqua pro injectionePolpharma1280610-
ArbuzGUI O2M Technologies-toegankelijk in het github-repository
disodium phosphatePOCH S.A.799280115-
Dulbecco′s Modified Eagle′s Medium - high glucoseMerck Life ScienceD56484500 mg/L glucose en L-glutamine
fetal bovine serum Gibco, Thermo Fisher Scientific10500064-
fishing wireGood FishA-55A-035US positiemarkering - 0,35 mm
GeltrexGibco, Thermo Fisher ScientificA1413302gereduceerde groeifactor basement membraan matrix
ibGUIO2M Technologies-toegankelijk in het github-repository
injectio natrii chlorati isotonicaPolpharmameerdere artikelen werden gebruikt9 mg/mL
insulin needles 29 G Becton, Dickinson and Companymeerdere artikelen werden gebruikt-
Jiva 25O2M Technologies-EPROI
MATLABMathWorks-versie R2021b
penicillin-streptomycinMerck Life ScienceP4333met 10.000 eenheden penicilline en 10 mg streptomycine/mL
potassium chloridePOCH S.A.739740114-
potassium dihydrogen phosphatePOCH S.A.742020112-
ProcessGUIO2M Technologies-toegankelijk in het github-repository
PTFE tubing Cole Palmer Instrument Co06412-11-
sodium chloridePOCH S.A.794121116-
SpecMan4EPRFEMI Instruments-versie 3.4 CS 64bit
Surflash I.V. CatheterTerumoSR*FF2419maat: 24G x ¾"
tape3M meerdere artikelen werden gebruiktmicropore
Trypsin-EDTA Gibco, Thermo Fisher Scientific25200072-
UltrasonographyTelemed-Anatomische US
US gelKONIXNUG-0019-
VetfluraneVirbac1373171000 mg/g
Vevo F2FujiFilms, Visual Sonics-B-modus en Doppler
vinyl polysiloxane dental clay 3M ESPEmeerdere artikelen werden gebruikt-

Referenties

  1. Chen, P. -S. Pathophysiological implications of hypoxia in human diseases. J Biomed Sci. 27, 63(2020).
  2. Lopez-Pascual, A., Trayhurn, P., Martínez, J. A., González-Muniesa, P. Oxygen in metabolic dysfunction and its therapeutic relevance. Antioxid Redox Signal. 35 (8), 642-687 (2021).
  3. Vaupel, P., Mayer, A., Höckel, M. Tumor hypoxia and malignant progression. Methods Enzymol. 381, 335-354 (2004).
  4. Gertsenshteyn, I., et al. Absolute oxygen-guided radiation therapy improves tumor control in three preclinical tumor models. Front Med (Lausanne). 10, 1269689(2023).
  5. Epel, B., et al. Oxygen-guided radiation therapy. Int J of Radiat Oncol Biol Phys. 103 (3), 977-984 (2019).
  6. Hockel, M., et al. Association between tumor hypoxia and malignant progression in advanced cancer of the uterine cervix. Cancer Res. 56 (19), 4509-4515 (1996).
  7. Semenza, G. L. Intratumoral hypoxia and mechanisms of immune evasion mediated by hypoxia-inducible factors. Physiology (Bethesda). 36 (2), 73-83 (2021).
  8. Dewhirst, M. W., Mowery, Y. M., Mitchell, J. B., Cherukuri, M. K., Secomb, T. W. Rationale for hypoxia assessment and amelioration for precision therapy and immunotherapy studies. J Clin Invest. 129 (2), 489-491 (2019).
  9. Tatum, J. L., et al. Hypoxia: importance in tumor biology, noninvasive measurement by imaging, and value of its measurement in the management of cancer therapy. Int J Radiat Biol. 82 (10), 699-757 (2006).
  10. O'Connor, J. P. B., et al. Oxygen-enhanced MRI accurately identifies, quantifies, and maps tumor hypoxia in preclinical cancer models. Cancer Res. 76 (4), 787-795 (2016).
  11. Colliez, F., et al. Oxygen mapping within healthy and acutely infarcted brain tissue in humans using the NMR relaxation of lipids: A proof-of-concept translational study. PLoS One. 10 (8), e0135248(2015).
  12. Gouel, P., et al. Advances in PET and MRI imaging of tumor hypoxia. Front Med (Lausanne). 10, 1055062(2023).
  13. Płonka, P. M. Paramagnetomics. Electron Spin Resonance Spectroscopy in Medicine. , 189-221 (2019).
  14. Kavetskyy, T. S., et al. EPR study of self-organized magnetic nanoparticles in biomaterials. Semiconductor Physics, Quantum Electronics and Optoelectronics. 25, 146-156 (2022).
  15. Eaton, G. R., Eaton, S. S., Ohno, K. EPR Imaging and in Vivo EPR. , CRC Press. (2018).
  16. Berliner, L. J. The evolution of biomedical EPR (ESR). Biomed Spectrosc Imaging. 5 (1), 5-26 (2017).
  17. Matsumoto, K. -I., et al. EPR-based oximetric imaging: a combination of single point-based spatial encoding and T1 weighting. Magn Reson Med. 80 (5), 2275-2287 (2018).
  18. Kishimoto, S., et al. Pulsed electron paramagnetic resonance imaging: Applications in the studies of tumor physiology. Antioxid Redox Signal. 28 (5), 1378-1393 (2018).
  19. Epel, B., Halpern, H. J. In vivo pO2 imaging of tumors: Oxymetry with very low-frequency electron paramagnetic resonance. Methods Enzymol. 564, 501-527 (2015).
  20. Epel, B., et al. Absolute oxygen R1e imaging in vivo with pulse electron paramagnetic resonance. Magn Reason Med. 72 (2), 362-368 (2014).
  21. Ahmad, R., Kuppusamy, P. Theory, instrumentation, and applications of electron paramagnetic resonance oximetry. Chem Rev. 110 (5), 3212-3236 (2010).
  22. Kuppusamy, P. Sense and sensibility of oxygen in pathophysiology using EPR oximetry. Measuring oxidants and oxidative stress in biological systems. Berliner, L. J., Parinandi, N. L. , Springer. Cham (CH). (2020).
  23. Flood, A. B., Satinsky, V. A., Swartz, H. M. Comparing the effectiveness of methods to measure oxygen in tissues for prognosis and treatment of cancer. Adv Exp Med Biol. 923, 113-120 (2016).
  24. Ardenkjær-Larsen, J. H., et al. EPR and DNP properties of certain novel single electron contrast agents intended for oximetric imaging. J Magn Reason. 133, 1-12 (1998).
  25. Reddy, T. J., Iwama, T., Halpern, H. J., Rawal, V. H. General synthesis of persistent trityl radicals for EPR imaging of biological systems. J Org Chem. 67 (14), 4635-4639 (2002).
  26. Kmiec, M. M., Tse, D., Kuppusamy, P. Oxygen-sensing paramagnetic probes for clinical oximetry. Adv Exp Med Biol. 1269, 259-263 (2021).
  27. Pandian, R. P., Parinandi, N. L., Ilangovan, G., Zweier, J. L., Kuppusamy, P. Novel particulate spin probe for targeted determination of oxygen in cells and tissues. Free Radic Biol Med. 35 (9), 1138-1148 (2003).
  28. O2M Technologies LLC. JIVA-25 Oxygen Imager User Manual. , (2024).
  29. Epel, B., et al. Electron paramagnetic resonance oxygen imaging of a rabbit tumor using localized spin probe delivery. Med Phys. 37 (6 Part1), 2553-2559 (2010).
  30. Epel, B., Viswakarma, N., Sundramoorthy, S. V., Pawar, N. J., Kotecha, M. Oxygen imaging of a rabbit tumor using a human-sized pulse electron paramagnetic resonance imager. Mol Imaging Biol. 26 (3), 403-410 (2023).
  31. Epel, B., Redler, G., Tormyshev, V., Halpern, H. J. Towards human oxygen images with electron paramagnetic resonance imaging. Adv Exp Med Biol. 876, 363-369 (2016).
  32. Elas, M., et al. EPR oxygen images predict tumor control by a 50% tumor control radiation Dose. Cancer Res. 73 (17), 5328-5335 (2013).
  33. Elas, M., et al. Electron paramagnetic resonance oxygen images correlate spatially and quantitatively with Oxylite oxygen measurements. Clin Cancer Res. 12 (14), 4209-4217 (2006).
  34. Redler, G., Epel, B., Halpern, H. J. Principal component analysis enhances SNR for dynamic electron paramagnetic resonance oxygen imaging of cycling hypoxia in vivo. Magn Reson Med. 71 (1), 440-450 (2014).
  35. Naz, S., Kishimoto, S., Mitchell, J. B., Krishna, M. C. Imaging metabolic processes to predict radiation responses. Semin Radiat Oncol. 29 (1), 81-89 (2019).
  36. Yamamoto, K., et al. Molecular imaging of the tumor microenvironment reveals the relationship between tumor oxygenation, glucose uptake, and glycolysis in pancreatic ductal adenocarcinoma. Cancer Res. 80 (11), 2087-2093 (2020).
  37. Kawai, T., et al. Continuous monitoring of postirradiation reoxygenation and cycling hypoxia using electron paramagnetic resonance imaging. NMR Biomed. 35 (10), e4783(2022).
  38. Takakusagi, Y., et al. Pyruvate induces transient tumor hypoxia by enhancing mitochondrial oxygen consumption and potentiates the anti-tumor effect of a hypoxia-activated prodrug TH-302. PLoS One. 9 (9), e107995(2014).
  39. Li, T., et al. Evaluations of an early change in tumor pathophysiology in response to radiotherapy with oxygen enhanced electron paramagnetic resonance imaging (OE EPRI). Mol Imaging Biol. 26 (3), 448-458 (2024).
  40. Schaner, P. E., et al. First-in-human study in cancer patients establishing the feasibility of oxygen measurements in tumors using electron paramagnetic resonance with the OxyChip. Front Oncol. 11, 743256(2021).
  41. Swartz, H. M., et al. How best to interpret measures of levels of oxygen in tissues to make them effective clinical tools for care of patients with cancer and other oxygen-dependent pathologies. Physiol Rep. 8 (15), 14541(2020).
  42. Tseytlin, M., et al. A combined positron emission tomography (PET)-electron paramagnetic resonance imaging (EPRI) system: initial evaluation of a prototype scanner. Phys Med Biol. 63 (10), 105010(2018).
  43. Kim, H., et al. Development of a PET/EPRI combined imaging system for assessing tumor hypoxia. J Instrum. 16 (03), P03031(2021).
  44. Shen, J., et al. Development of isoindoline nitroxides for EPR oximetry in viable systems. Appl Magn Reason. 22, 357-368 (2002).
  45. Alecci, M., Ferrari, M., Quaresima, V., Sotgiu, A., Ursini, C. L. Simultaneous 280 MHz EPR imaging of rat organs during nitroxide free radical clearance. Biophys J. 67 (3), 1274-1279 (1994).
  46. Hyde, J. S., Subczynski, W. K. Simulation of ESR spectra of the oxygen-sensitive spin-label probe CTPO. J Magn Reson (1969). 56 (1), 125-130 (1984).
  47. Sarna, T., Dulȩba, A., Korytowski, W., Swartz, H. Interaction of melanin with oxygen. Arch Biochem Biophys. 200 (1), 140-148 (1980).
  48. Bratasz, A., Kulkarni, A. C., Kuppusamy, P. A highly sensitive biocompatible spin probe for imaging of oxygen concentration in tissues. Biophys J. 92 (8), 2918-2925 (2007).
  49. Gluth, T. D., et al. Biocompatible monophosphonated trityl spin probe, HOPE71, for in vivo measurement of pO2, pH, and [Pi] by electron paramagnetic resonance spectroscopy. Anal Chem. 92 (2), 946-954 (2022).
  50. Gluth, T. D., et al. Large-scale synthesis of a monophosphonated tetrathiatriarylmethyl spin probe for concurrent in vivo measurement of pO2, pH and inorganic phosphate by EPR. RSC Adv. 11 (42), 25951-25954 (2022).
  51. Vahidi, N., et al. In vivo and in vitro EPR oximetry with fusinite: A new coal-derived, particulate EPR probe. Magn Reson Med. 31 (2), 139-146 (1994).
  52. Gallez, B., et al. Small particles of fusinite and carbohydrate chars coated with aqueous soluble polymers: preparation and applications for in vivo EPR oximetry. Magn Reson Med. 40 (1), 152-159 (1998).
  53. James, P. E., et al. Gloxy: An oxygen-sensitive coal for accurate measurement of low oxygen tensions in biological systems. Magn Reson Med. 38 (1), 48-58 (1997).
  54. Goda, F., et al. In vivo oximetry using EPR and India ink. Magn Reson Med. 33 (2), 237-245 (1995).
  55. Liu, K. J., et al. Lithium phthalocyanine: a probe for electron paramagnetic resonance oximetry in viable biological systems. Proc Natl Acad Sci. USA. 90 (12), 5438-5442 (1993).
  56. Ilangovan, G., Zweier, J. L., Kuppusamy, P. Mechanism of oxygen-induced EPR line broadening in lithium phthalocyanine microcrystals. J Magn Reason. 170 (1), 42-48 (2004).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Pulse EPRIweefseloxygenatieechografiespin-probe oximetrie3D-zuurstofmappingtumormicro-omgevingrelaxatietijdmeting
Beoordeling van tumorhypoxie: in vivo 3D-zuurstofbeeldvorming door middel van paramagnetische resonantie met elektronen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.