Methodenartikel

Een muismodel van mechanotransductie-aangedreven, mensachtige hypertrofische littekens

DOI:

10.3791/67156

⸱

29 november 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, University of Arizona, 2Department of Biomedical Engineering, University of Arizona

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol legt uit hoe een hypertrofisch littekenmodel van muizen kan worden opgezet dat de mechanotransductiesignalering verhoogt om mensachtige littekens te simuleren. Deze methode omvat het verhogen van de mechanische spanning over een genezende incisie in een muis en het gebruik van een gespecialiseerd apparaat om reproduceerbaar, overmatig littekenweefsel te creëren voor gedetailleerde histologische en bio-informaticaanalyses.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hypertrofische littekens (HTS) is een abnormaal proces van wondgenezing dat resulteert in overmatige vorming van littekenweefsel. In het afgelopen decennium hebben we aangetoond dat mechanotransductie - de omzetting van mechanische stimuli in cellulaire reacties - overmatige genezing van fibrotische littekens stimuleert. Een muismodel om mensachtige hypertrofische littekens te beoordelen, zou een essentieel hulpmiddel zijn voor het onderzoeken van verschillende therapieën en hun vermogen om littekens te verminderen en de genezing te verbeteren. Concreet heeft ons laboratorium een muizenwondmodel ontwikkeld dat de mechanische belasting verhoogt om mensachtig HTS te bevorderen. Dit protocol maakt gebruik van biomechanische laadapparaten, gemaakt van gemodificeerde 13 mm palatinale expanders, waarvan de armen aan weerszijden van de incisie worden geplaatst en stapsgewijs uit elkaar worden afgeleid om tijdens de genezing continue spanning op het wondbed uit te oefenen. Gedurende bijna twee decennia van gebruik is dit model aanzienlijk geavanceerd om de werkzaamheid en reproduceerbaarheid te verbeteren. Met behulp van het muizen HTS-model kunnen significante dermale fibrotische littekens worden geïnduceerd die histologisch vergelijkbaar zijn met menselijke hypertrofische littekens. Dit muizenmodel biedt een omgeving om biologische geneesmiddelen te ontwikkelen die betrokken zijn bij de behandeling van HTS en mechanotransductie-gerelateerde aandoeningen zoals de reactie van vreemde lichamen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wondgenezing, het proces waarbij het lichaam probeert beschadigd weefsel te herstellen en de huidbarrière opnieuw op te bouwen, kan resulteren in atypische genezing als de processen van hemostase, ontsteking, proliferatie en remodellering onregelmatig zijn1. Hypertrofische littekens (HTS) is een voorbeeld van onregelmatige wondgenezing, gekenmerkt door overmatige afzetting van extracellulaire matrix en bindweefsel op de plaats van verwonding, resulterend in de vorming van een vergroot littekenweefselgebied 1,2,3. Gebieden op het lichaam die herhaalde mechanische rekstimulaties ondergaan, zoals rond gewrichten of op het gezicht, zijn vatbaarder voor het ontwikkelen van HTS en fibrose 4,5,6,7,8,9,10. Wij en anderen hebben aangetoond dat mechanische rek over een wondbed de vorming van HTS bevordert door de activering van mechanotransductieroutes - de omzetting van mechanische stimuli in cellulaire reacties 9,11.

HTS omvat niet alleen complexe biologische processen, maar brengt ook aanzienlijke sociale, medische en economische uitdagingen met zich mee voor de getroffen mensen. Getroffen personen kunnen worstelen met zelfrespect en depressie, vooral wanneer de littekens zich op zichtbare gebieden zoals het gezicht en de handen bevinden 1,9,10,12. Wetenschappelijke overzichtsartikelen geven aan dat de prevalentie van HTS varieert tussen 32% en 72% in de Verenigde Staten10,13. De ernst van deze esthetische zorgen, vooral in gevallen van ernstige brandwonden in het gezicht, wordt onderstreept door het toenemende aantal gevallen van volledige gezichtstransplantatie om het uiterlijk te verbeteren10. Deze littekens kunnen ook functionele beperkingen veroorzaken door de beweging te beperken 6,14, en chirurgische ingrepen zijn vaak nodig om littekens weg te snijden en de mobiliteit te herstellen10. De kosten van HTS-behandeling kunnen aanzienlijk zijn, inclusief kosten voor operaties, behandelingen, fysiotherapie of zelfs langdurige zorg 1,10. Alleen al in de Verenigde Staten bedragen de jaarlijkse kosten van de behandeling van HTS meer dan $ 4 miljard10.

Gezien de alomtegenwoordigheid van HTS en de extreme maatregelen die zijn genomen om de complicaties ervan aan te pakken, blijven conventionele therapieën (bijv. chirurgische excisie, injecties met corticosteroïden en lasertherapie) zeer variabel 1,2,15,16,17. Hoewel deze behandelingen in sommige gevallen verlichting kunnen bieden, kunnen ze onvoldoende zijn vanwege de complexe aard van littekenpathologie. Factoren zoals genetische verschillen tussen individuen en een onvolledig begrip van de mechanismen die HTS aansturen, zorgen ervoor dat therapeutische strategieën klinisch onbevredigend blijven 18,19,20. De toekomst van HTS-therapie lijkt te liggen in nieuwe innovatieve benaderingen die gericht zijn op celmechanistische aanjagers van HTS, zoals mechanotransductie11,21, waarvan we uitgebreid hebben aangetoond dat ze overmatige genezing van fibrotische littekens stimuleren 5,6,7,8,11,21,22,23,24,25. In het bijzonder hadden we eerder een muizenmodel ontwikkeld dat de mechanische belasting van de wond verhoogt om mensachtig HTS9 te bevorderen. Na bijna twee decennia gebruik is het model echter aanzienlijk geavanceerd om de werkzaamheid en reproduceerbaarheid te verbeteren. Dit protocol stelt onderzoekers in staat om optimaal gebruik te maken van een bijgewerkt en geoptimaliseerd HTS-muismodel om de celpopulaties en drijfveren achter overmatige littekens te onderzoeken. Het algemene doel van deze methode is om onderzoekers een protocol te bieden dat is ontworpen om mensachtige hypertrofische littekens bij muizen te produceren.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Voor alle experimenten werd goedkeuring verkregen van het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de Universiteit van Arizona (controlenummer: 2021-0828). Dit protocol maakt gebruik van 15 weken oude C57BL/6J mannelijke muizen, hoewel het ook kan worden toegepast op andere leeftijden en stammen 9,26.

1. Het creëren van het HTS biomechanische laadapparaat

OPMERKING: Het aanpassen van de palatinale expanders in het HTS-apparaat kan op elk moment vóór het experiment plaatsvinden.

  1. Neem de ongewijzigde palatinale expander en presenteer deze aan de makerspace-kern of fabricagekern met specificaties volgens figuur 1A,B.
    OPMERKING: Als er geen makerspace of fabricagekern beschikbaar is, gaat u verder met de volgende stappen.
  2. Gebruik een Mini Universal Bender (MUB) draadbuiggereedschap om de palatinale expander aan te passen aan de specificaties van figuur 1A,B.
  3. Plaats het apparaat plat op een oppervlak zoals weergegeven in afbeelding 1A1.
  4. Buig de armen 90° omhoog voor de bovenarmen en 90° naar beneden voor de onderarmen wanneer het apparaat plat ligt met de MUB, zoals te zien is in afbeelding 1A2. Zie Figuur 1A3 voor het uiterlijk van het apparaat wanneer het plat op een oppervlak rust, waar de armen nu perfect evenwijdig zijn met het lichaam van het apparaat.
  5. Buig elke arm 90° terug in de pagina langs de as van de stippellijn, zoals te zien is in afbeelding 1A4. Zie afbeelding 1A5 voor het apparaat na het buigen.

2. Ontharing en eerste incisie op postoperatieve dag 0 (POD 0)

OPMERKING: Reinig en autoclaveer verschillende sets chirurgische instrumenten vóór de operatie (bijv. dissectieschaar, scalpel, Adson-tang, naalddriver). Bereid gesteriliseerde 5-0 hechtingen voor gebruik voor en houd een chirurgische marker bij de hand.

  1. Reinig de operatieruimte met 70% ethanolspray.
  2. Plaats een verwarmingskussen ingesteld op 35 °C op de preoperatieve voorbereidingstafel. Plak een absorberend kussen over het verwarmingskussen. Plaats een ander absorberend kussentje over het vorige kussentje (om geschoren haar op te vangen). Plak de anesthesiekegel (of kegels) op het absorberende kussen.
    NOTITIE: [Optioneel] Als er een rookafzuiger op het werkblad beschikbaar is, plaatst u de conus in de buurt van de werkruimte en zet u de afzuiging aan.
  3. Plaats de muis in de anesthesie-inductiekamer met 1-3% isofluraan en 2 l/min zuurstofstroom totdat de muizen rustig ademen (2-3 min).
  4. Steek de neus van elke muis in de opening van de neuskegel, zodat anesthesie kan worden ingeademd die bestaat uit 1-3% isofluraan met 2 l/min zuurstof. Bevestig voldoende anesthesie door het ontbreken van een reactie op een teenknijp. Breng oogheelkundige smeerzalf aan op de ogen van de muis.
  5. Gebruik een elektrisch scheerapparaat om het haar op de rug in het gebied te scheren, zoals te zien is in figuur 1C.
  6. Breng de ontharingspasta met een gehandschoende vinger of wattenstaafje aan op de huid en bedek het geschoren gebied. Veeg na 45 s de pasta weg met gaasje en vervolgens een alcoholdoekje. Veeg het dorsum af met een ander alcoholdoekje om de ontharingspasta te verwijderen en laat een haarloze plek achter (Figuur 1C).
    OPMERKING: Het is van cruciaal belang om een matige hoeveelheid pasta te gebruiken, de pasta onmiddellijk te verwijderen en de muis af te vegen na het verwijderen van de pasta om huidbrandwonden door de ontharingspasta te voorkomen. De huid van muizen is dun, waardoor het vatbaar is voor snelle chemische brandwonden die nadelige effecten kunnen hebben op zowel de gezondheid van muizen als op de experimentele kwaliteit.
  7. Oormerk de muis voor identificatie.
  8. Plaats na het verwijderen van de haren de muis terug in de kooi om overmatige blootstelling aan isofluraan te voorkomen. Houd de muis in de gaten.
  9. Verwijder het bovenste absorberende kussentje bedekt met haar om een schoon, preoperatief pep-werkoppervlak te hebben.
  10. Richt een aparte chirurgische werkruimte in. Leg een verwarmingskussen ingesteld op 35 °C op de operatietafel. Plak een absorberend kussen over het verwarmingskussen. Plak de anesthesiekegel (of kegels) op het absorberende kussen.
  11. Plaats een muis in de anesthesie-inductiekamer met 2-4% isofluraan en 2 l/min zuurstofstroom totdat de muis rustig ademt (2-3 min).
  12. Haal de muis uit de inductiekamer en plaats deze op het bedieningsoppervlak. Steek de neus van elke muis in de opening van de neuskegel, zodat anesthesie kan worden ingeademd die bestaat uit 1-3% isofluraan met 2 l/min zuurstof. Bevestig voldoende anesthesie door het ontbreken van een reactie op een teenknijp. Breng oogheelkundige smeerzalf aan op de ogen van de muis.
  13. Injecteer 0,05 mg/kg buprenorfine met vertraagde afgifte subcutaan in de schouder met behulp van een naald van 21 G voor postoperatieve pijnbehandeling.
  14. Desinfecteer de rug van de muis met drie afwisselende rondes scrub op basis van jodium/chloorhexidine en een alcoholdoekje. Markeer met de chirurgische markeerpen en een liniaal een lijn van 2 cm op de dorsale middellijn waar de incisie over de volledige dikte zal worden gemaakt, zoals weergegeven in figuur 1D.
  15. Gebruik een scalpel of dissectieschaar (chirurgische voorkeur) om de dorsale middellijnincisie over de volledige dikte door het gemarkeerde gebied te maken.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat u het onderliggende weefsel (bijv. spier) niet doorsnijdt, zoals te zien is in afbeelding 1D.
  16. Gebruik 5-0 hechtingen in een eenvoudig onderbroken patroon en sluit de incisie door de wond in tweeën te snijden zoals weergegeven in figuur 1D. Gebruik minimaal 5 gelijkmatig verdeelde hechtingen.
  17. Knip een Telfa gaasje in een stuk van 3 cm x 1 cm. Plaats het in het midden van een schuimhoudend verband en plaats het zelfklevende verband op het dorsum van de muis zodat het gaasje de incisie bedekt, zoals weergegeven in afbeelding 1D. Leg een gehalveerd verband op de buik en wikkel het in de omtrek totdat het het dorsale verband raakt.
  18. Nadat het aankleden is voltooid, plaatst u de muis in een aparte steriele kooi en controleert u deze totdat deze volledig is hersteld van de verdoving.
  19. Herhaal de procedure met alle muizen, ongeacht de experimentele groep. Laat de incisie de komende 4 dagen genezen voor de volgende stap.

3. Plaatsing van HTS biomechanische laadinrichting (POD 4)

NOTITIE: Reinig en autoclaaf de HTS-apparaten en verschillende sets chirurgische instrumenten vóór de operatie (bijv. dissectieschaar, scalpel, Adson-tang, naalddriver, huidnietmachine, huidnietjes). Bereid gesteriliseerde 5-0 hechtingen voor op gebruik. [Optioneel] Als er een rookafzuiger op het werkblad beschikbaar is, plaatst u de conus in de buurt van de werkruimte en zet u de afzuiging aan.

  1. Bereid het operatiegebied voor zoals beschreven in stap 2.1 en 2.2.
  2. Verdoof de muis en zorg voor analgesie door de stappen 2.11-2.13 te volgen.
  3. Gebruik de tang of naaldschroevendraaier om het verband van de buik van de muis te scheiden door het gereedschap van links naar rechts tegen de buikzijde te werken. Laat het gereedschap tussen de wikkel en de huid om het verband van de huid te tillen en gebruik een schaar om het verband af te knippen.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat u de huid van de muis niet afsnijdt, het verband eraf scheurt of de genezende incisie verstoort.
  4. Reinig de rug met een alcoholdoekje. Onderzoek de incisie op wonddehiscentie of tekenen van infectie.
  5. Zorg ervoor dat het HTS-apparaat niet wordt uitgebreid/uitgebreid en in de meest gereduceerde vorm verkeert, zoals weergegeven in afbeelding 1B. Smeer de armen van het apparaat licht in met medische lijm.
  6. Maak met één hand de huid van de dorsum van de muis iets strak in de dwarsrichting. Plaats met de andere hand het HTS-apparaat op de dorsum van de muis, zodat de incisie op gelijke afstand ligt van elke arm van het HTS-apparaat, waardoor het apparaat over de incisie wordt gecentreerd. Zorg ervoor dat de huid tussen de armen van het HTS-apparaat gelijkmatig strak staat. Houd het apparaat op zijn plaats totdat de lijm is opgedroogd (~30 s), zoals te zien is in afbeelding 2A.
    OPMERKING: Het is belangrijk om de huid gelijkmatig strak te houden om ervoor te zorgen dat er evenveel spanning op de incisie met het apparaat wordt uitgeoefend. Laat de hechtingen tijdens dit proces intact, omdat het proces van het plaatsen van het apparaat mechanische spanning aan de huid toevoegt, waardoor de genezende incisie opnieuw kan worden geopend. De hechtingen blijven op hun plaats tot de eerste dag van het rekken om ervoor te zorgen dat de wond gesloten blijft.
  7. Bevestig vier hechtingen rond elke arm en door de huid, zoals weergegeven in afbeelding 2B. Zorg er tijdens het hechten voor dat de naald de huid verlaat in de richting van de incisie.
    OPMERKING: Het inbrengen van de naald vanaf de incisiezijde van het apparaat kan de incisie soms openscheuren vanwege de kracht die nodig is om de huid te doorboren.
  8. Plaats nu drie huidnietjes rond de armen en door de huid en bevestig het HTS-apparaat aan de huid zoals weergegeven in afbeelding 2B.
  9. Verbind de muis door de stappen 2.17 en 2.18 te volgen.
  10. Herhaal de procedure met alle muizen, ongeacht de experimentele groep.
    OPMERKING: Alle muizen krijgen hetzelfde preparaat; Ze worden echter willekeurig toegewezen in elke experimentele groep (bijv. controle, stretch) om een onbevooroordeelde verdeling van muizen in het experimentele ontwerp te garanderen. In het bijzonder zullen zowel controle- als rekmuizen het apparaat aan hun dorsum hebben bevestigd. De apparaten van de controlemuizen blijven onaangeroerd, terwijl de stretchmuizen de volgende stappen ondergaan.

4. Eerste rek van HTS biomechanisch laadapparaat (POD 5)

NOTITIE: Reinig en autoclaveer verschillende sets chirurgische instrumenten (bijv. dissectieschaar, scalpel, ADSON-tang, naaldschroevendraaier) voorafgaand aan de operatie. [Optioneel] Als er een rookafzuiger op het werkblad beschikbaar is, plaatst u de conus in de buurt van de werkruimte en zet u de afzuiging aan.

  1. Wijs elke muis willekeurig via een oormerk toe aan de gewenste groep. Voor controlemuizen verwijdert u eenvoudig de hechtingen op de incisie en verwisselt u de verbanden van de wonden (stappen 1-6 en vervolgens 8-9). Verwijder desgewenst het apparaat op het moment van rekken en maak een foto met een meetinstrument voor schaal om de littekengrootte te volgen.
  2. Bereid het operatiegebied voor, verdoof de muis en verwijder het verband door de stappen 3.1-3.4 uit te voeren.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat u het verband niet afscheurt of de genezende incisie verstoort. Als een arm van het HTS-apparaat is losgekomen van de huid, lijm deze dan lichtjes terug op zijn plaats en voeg een huidnietje of hechtdraad toe, afhankelijk van de grootte van het loskomen.
  3. Verwijder de hechtingen uit de wond met een dissectieschaar of een andere methode naar keuze.
  4. Steek de HTS-apparaatsleutel in het apparaat en draai om het apparaat uit te vouwen totdat de huid strak staat maar niet het risico loopt de huid te scheuren, zoals te zien is in afbeelding 2C.
    OPMERKING: Deze eerste afleiding kan ongeveer 4-8 volledige omwentelingen van de sleutel duren, omdat de huid los kan zitten tussen de armen van het apparaat.
  5. Verbind de muis door stap 2.17 en 2.18 uit te voeren.

5. Volgend stuk van HTS biomechanisch laadapparaat (POD 7, 9, 11, 13, 15, 17)

NOTITIE: Reinig en autoclaveer verschillende sets chirurgische instrumenten (bijv. dissectieschaar, scalpel, ADSON-tang, naaldschroevendraaier) voorafgaand aan de operatie. [Optioneel] Als er een rookafzuiger op het werkblad beschikbaar is, plaatst u de conus in de buurt van de werkruimte en zet u de afzuiging aan.

  1. Voor controlemuizen verwisselt u eenvoudig de verbanden van de wonden (stappen 1-5 en vervolgens stappen 13-14). Verwijder desgewenst het apparaat op het moment van rekken en maak een foto van het litteken met een meetinstrument voor schaal om de littekengrootte te volgen.
  2. Bereid het operatiegebied voor, verdoof de muis en verwijder het verband door de stappen 3.1-3.4 te volgen.
    NOTITIE: Als een arm van een HTS-apparaat is losgekomen van de huid, lijm deze dan op zijn plaats en voeg een huidnietje of hechtdraad toe, afhankelijk van de grootte van het loskomen.
  3. Steek de HTS-apparaatsleutel in het apparaat en draai om het apparaat uit te vouwen totdat de huid strak staat, maar niet het risico loopt de huid te scheuren.
    OPMERKING: Dit kan ongeveer 4 omwentelingen of ~2 mm totale afleiding vergen. Als het apparaat de maximale extensie heeft bereikt en niet verder kan worden uitgebreid, voert u stap 5.4-5.7 uit om een nieuw apparaat op te stijgen en opnieuw te bevestigen. Anders verbindt u de muis door de stappen 2.17 en 2.18 uit te voeren.
  4. Als het apparaat de maximale extensie heeft bereikt, verwijdert u het apparaat uit de rug van de muis door de nietjes te verwijderen met een nietjesverwijderaar of schaar door de uitsteeksels van de nietjes open te wrikken. Verwijder vervolgens de hechtingen en verwijder het apparaat voorzichtig.
  5. Reinig het apparaat met een scalpel, alcoholdoekjes en keukenpapier. Week het apparaat ~ 70 minuten in 20% ethanol om het schoonmaken te vergemakkelijken. Gebruik vervolgens de sleutel om het apparaat samen te trekken tot de dunste vorm.
  6. Sluit het HTS-apparaat opnieuw aan volgens de stappen 3.5-3.8.
  7. Verbind de muis door de stappen 2.17 en 2.18 te volgen.

6. Oogsten van het HTS-weefsel (POD 19)

OPMERKING: Het oogsten van weefsel kan op elk moment in het proces plaatsvinden. We hebben weefsel geoogst na slechts 4 dagen rekken om vroege tijdstippen te onderzoeken; weefsel wordt echter het meest consistent geoogst bij POD 19 (2 weken nadat de stam is gestart). Reinig en autoclaveer verschillende sets chirurgische instrumenten (bijv. dissectieschaar, scalpel, Adson-tang) voorafgaand aan de operatie. Om na verloop van tijd foto's van het litteken te krijgen, kan het apparaat vóór elke rekstap worden verwijderd om een foto van het litteken te maken voordat het apparaat opnieuw wordt aangebracht en de mechanische belasting opnieuw wordt gestart. [Optioneel] Als er een rookafzuiger op het werkblad beschikbaar is, plaatst u de conus in de buurt van de werkruimte en zet u de afzuiging aan. De tafelmodel rookafzuiger kan worden uitgeschakeld wanneer het isofluraangas niet meer wordt gebruikt.

  1. Bereid het operatiegebied voor, verdoof de muis en verwijder het verband door de stappen 3.1-3.4 te volgen.
  2. Offer de muis via cervicale dislocatie.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat u niet aan de huid trekt en de rug van de muis scheurt.
  3. Gebruik een ontleedschaar of een verwijderaar voor huidnietjes om de huidnietjes te verwijderen. Knip de hechtingen af. Verwijder het HTS-apparaat voorzichtig en zorg ervoor dat de huid niet scheurt.
  4. Knip met een scalpel of een schaar de huid rond het HTS-litteken af. Bewaar de huid voor histologische analyse op de gewenste manier.
    OPMERKING: Als de huid moet worden gebruikt voor transcriptomische of eiwitanalyse (bijv. qPCR, western blot, single-cell analyse), zorg er dan voor dat u alleen het HTS-littekenweefsel wegsnijdt om de hoeveelheid omringend gezond weefsel te minimaliseren. Dit zorgt ervoor dat de analyse alleen het littekenweefsel vastlegt.
  5. Schraap de HTS-apparaten schoon met een scalpel. Plaats het apparaat in een bekerglas met 70% ethanol om de achtergebleven lijm of tissue zachter te maken.
    OPMERKING: Na onderdompeling in 70% ethanol moeten de apparaten mogelijk verder worden afgeveegd, geschraapt en gereinigd voordat ze in de autoclaaf worden geplaatst.

7. Meten van de gemiddelde littekenbreedte

OPMERKING: Dit werd gedaan met beeldanalysesoftware ImageJ en de informatie werd vastgelegd in een spreadsheet.

  1. Open afbeeldingen in ImageJ. Trek de randen van het litteken over met het polygoongereedschap . Klik op analyseren | meten om dit gebied te meten.
    OPMERKING: Het litteken is te herkennen aan de verkleuring en het ontbreken van haarzakjes.
  2. Meet de lengte van het litteken van begin tot eind met behulp van het segmentgereedschap . Klik op analyseren | meten om deze lengte te meten.
  3. Meet de lengte van 1 cm of een andere gestandaardiseerde lengte-eenheid in de afbeelding met behulp van het segmentgereedschap . Klik op analyseren | meten om deze lengte te meten.
  4. Neem met behulp van de spreadsheet de oppervlakte van het litteken (in pixels; px) en deel dat door de lengte van het litteken (px-lengte). Dat resultaat geeft de gemiddelde littekenbreedte in pixels.
  5. Deel dat resultaat door de gemeten standaardeenheid van lengte (px lengte). Het resultaat is de gemiddelde littekenbreedte in de eenheid van de standaardlengte-eenheid (bijv. cm) die voor het experiment is gebruikt.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Om het effectieve gebruik van het HTS-protocol duidelijk aan te tonen en succesvolle "positieve" resultaten te identificeren, werd het model opgesteld zoals weergegeven in Figuur 3A. In de representatieve studie waren er twee groepen: No Stretch Control (n = 6) en Mechanical Stretch HTS-groep (n = 6) waarbij mensachtige niveaus van mechanische belasting over de incisie werden geïnduceerd om een HTS te genereren, te zien in figuur 3B,C. Binnen het experimentele plan in figuur 3A-C werd grove fotografie gemaakt van het litteken op POD's 5, 9, 15 en 19. De littekens werden getraceerd met ImageJ en geanalyseerd op de gemiddelde breedte van de littekens op de verschillende tijdstippen (Figuur 3D). De gemiddelde littekenbreedtes werden in Figuur 3E in een grafiek weergegeven tegen de tijd en tussen de groepen. Na de toepassing van mechanische belasting bij POD 5, waar de littekens niet significant verschilden tussen de Stretch en Control, vertoonde de Stretch Group significant bredere littekens dan de Control, met een piekbreedte van 0,99 mm bij POD 9 (p = 0,045). Deze significant grotere littekenbreedte in vergelijking met de controle zette zich voort bij POD 15 (p = 0,043) en 19 (p = 0,045). Het wordt aanbevolen om alleen grove fotografie te maken op dagen dat het HTS-apparaat moet worden verwijderd (dwz het HTS-apparaat heeft de maximale uitzetting bereikt en moet opnieuw worden bevestigd of tijdens explantatie), aangezien het apparaat een goede fotografie van het litteken blokkeert. In dit protocol geven beelden en littekenbreedteanalyses over meerdere tijdstippen een duidelijker beeld van de wondprogressie van het model voor de lezer.

Analyse van het HTS-weefsel kan op een aantal manieren worden gedaan, zoals IHC-kleuring voor fibrotische markers, H&E- en Trichrome-kleuring om de histologische littekengebieden te onderzoeken, picrosirius-rode kleuring om de collageenarchitectuur van de littekens te beoordelen, en andere methoden voor wondanalyse - die allemaal in het verleden door het laboratorium zijn gebruikt6, 8,21,24,25,27,28 (Figuur 4). Figuur 4 toont histologische kenmerken van het HTS-weefsel, zoals verheven littekenweefsel (Figuur 4A), verlies van adnexale structuren en haarzakjes (Figuur 4B), uitlijning van collageenvezels in de richting van mechanische belasting (Figuur 4C) en collageenkransen (Figuur 4F). Figuur 4 toont ook immunohistochemische kleuring van mestceldichtheid en vasculatuur van muizen HTS en vergelijkt deze met humaan HTS-weefsel (Figuur 4D,E,G,H). Bovendien kan analyse van het HTS-litteken worden gedaan met eencellige analyse als het weefsel onmiddellijk na de excisie wordt geoogst, geprepareerd en naar een bio-informaticakern wordt gebracht.

figure-results-1
Figuur 1: Voorbereiding van het HTS-apparaat en van het dorsum van de muis. (A) Modificatieproces van een 13 mm palatinale expander om het HTS-apparaat te creëren, (1) het tonen van de initiële expanderstructuur, (2) buiging van de armen 90° omhoog voor de bovenarmen en naar beneden voor de onderarmen wanneer het apparaat plat ligt, (3) resultaat van initiële buiging, waar de armen nu perfect evenwijdig zijn aan het lichaam van het apparaat, (4) buigen van armen om het uiteindelijke apparaat met metingen te vormen; De armen moeten elk 90° in de pagina worden gebogen, zoals te zien is in het (5) laatste apparaat. (B) Het volledig geassembleerde HTS-apparaat vanuit verschillende hoeken, zowel niet-uitgeschoven als uitgeschoven. (C) Opeenvolgende stappen voor het voorbereiden van de rug van de muis: (1) eerste toestand met vacht, (2) na het scheren en (3) na het aanbrengen van ontharingspasta. (D) Procedure voor het maken van de dorsale incisie: (1) het markeren van de incisieplaats met een richtlijn van 2 cm, (2) het maken van de incisie, (3) het hechten van de wond, (4) het aanbrengen van het Telfa-gaasje en (5) het vastzetten met zelfklevend verband. (E) Grove fotografie van de (1) incisie, en (2) na het hechten van de gesloten incisie. Afkorting: HTS = hypertrofische littekens. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Positioneren en strekken van het HTS-apparaat. (A) Illustratie van de juiste positionering van het HTS-apparaat op de rug van de muis, waarbij wordt gezorgd voor een goede uitlijning met de incisieplaats. De linker afbeelding toont de plaatsing van het apparaat vanuit een achterste positie. De rechterafbeelding toont de plaatsing van het apparaat zijdelings bekeken. (B) Illustratie van de bevestiging van het HTS-apparaat: (1) eerste plaatsing, (2) locatie van de hechtingen, (3) locatie van de huidnietjes. (C) Demonstratie van het uitrekken van het HTS-apparaat met de gelabelde HTS-apparaatsleutel: (1) startconfiguratie, (2) toepassing van spanning, (3) de uiteindelijke geëxpandeerde toestand die is ontworpen om consistente mechanische spanning uit te oefenen over de genezende incisie om hypertrofische littekenvorming te bevorderen, 2 mm expansie toegepast. (D) Grove fotografie van het uitoefenen van spanning op het HTS-apparaat, met HTS-apparaatsleutel gelabeld. (E) Grove fotografie van de volledig verbonden muis. Afkorting: HTS = hypertrofische littekens. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Toepassing van mechanische belasting om littekens te ontwikkelen. (A) Tijdlijn van de experimentele procedure vanaf het maken van de incisie (POD 0) tot de toepassing van mechanische belasting (POD 4) en door de rekperiode (POD 5 tot POD 19), culminerend in weefselexplantatie (POD 19). (B) Illustratie van de twee groepen: No Stretch Control en Mechanical Stretch HTS-groepen. (C) Dwarsdoorsnedeschema dat het verschil in weefselrespons weergeeft tussen de No Stretch Control- en Stretch HTS-groepen. (D) Representatieve grove beelden van littekens van No Stretch Control- en Stretch HTS-groepen op postoperatieve dagen (POD 5, 9, 15 en 19), met de hypertrofische littekens getraceerd in een gele stippellijn. (E) Kwantitatieve analyse van de gemiddelde littekenbreedte in de loop van de tijd, waarbij significante verschillen in littekenontwikkeling tussen de No Stretch- en Stretch-groepen worden aangetoond, waarbij foutbalken de standaarddeviatie vertegenwoordigen. Significante verschillen zijn gemarkeerd met sterretjes (*). Statistische analyse werd uitgevoerd met behulp van tweerichtingsvariantieanalyse (ANOVA). Waarden van *p < 0,05 werden als statistisch significant beschouwd. Afkortingen: HTS = hypertrofische littekens; POD = postoperatieve dag. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 4: Histologie van het litteken. Deze histologie van muizenlittekens is geoogst na 2 weken mechanische stress in ons eerder gepubliceerde werk9,26. (A) De grotere afbeelding toont H&E histologische beeldvorming van de littekendoorsnede, terwijl rechtsonder trichrome histologische beeldvorming van de littekendoorsnede te zien is, die laat zien hoe het littekengebied is opgetild. (B) De grotere afbeelding toont H&E histologische beeldvorming van de dwarsdoorsnede van het litteken, terwijl rechtsonder trichrome histologische beeldvorming van de dwarsdoorsnede van het litteken te zien is, die laat zien hoe het littekengebied een verlies van adnexale structuren en haarzakjes vertoont. (C) De grotere afbeelding toont picrosirius rode beeldvorming van de littekendoorsnede, terwijl rechtsonder trichrome histologische beeldvorming van de littekendoorsnede te zien is, met uitgelijnde collageenvezels in de richting van mechanische belasting. (D) De grotere afbeelding toont beeldvorming van CD117-immunohistochemie in muizen HTS-weefsel, terwijl rechtsonder beeldvorming van CD117-immunohistochemie in menselijk weefsel te zien is, waarbij mestceldichtheid wordt aangetoond die vergelijkbaar is met menselijk HTS-weefsel. (E) De grotere afbeelding toont beeldvorming van CD31-immunohistochemie van vasculatuur in muizen HTS-weefsel, terwijl rechtsonder beeldvorming van CD117-immunohistochemie in menselijk weefsel te zien is, waarbij een mestceldichtheid wordt aangetoond die vergelijkbaar is met menselijk HTS-weefsel. (F) Collageenkransen, te zien in volwassen menselijke hypertrofische littekens in de afbeelding rechtsonder, worden ook gezien in geladen muizenlittekens na 24 weken in het omcirkelde gebied in muizen H&E-beeldvorming. (G) Representatieve grove beelden van littekens van een controlegroep (incisie + geen rek), een rekcontrolegroep (geen incisie + rek) en een rek HTS-groep. (H) Toont immunohistochemie waarbij de controlegroep (incisie + geen rek) en de Stretch HTS-groep worden vergeleken. Bij gebruik van een co-kleuring voor fibrotische markers pEPF, aSMA en YAP met DAPI, is er een toename van de fibrotische markers in de HTS-groep. A-F zijn overgenomen van Aarabi, S. et al.9. G,H zijn overgenomen van Mascharak, S. et al. Overgenomen met toestemming van FASEB26. Afkortingen: HTS = hypertrofische littekens; H&E = hematoxyline en eosine; pEPF = Engrailed-positieve fibroblast; aSMA = alfa-gladde spieractine; YAP = Ja-geassocieerd eiwit; DAPI = 4',6-diamidino-2-fenylindool. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het HTS-muismodel is een kosteneffectieve en zeer reproduceerbare methode voor het induceren van HTS via mechanotransductie en het ontwikkelen van potentiële therapieën. Hoewel er een eerste leercurve is om het model effectief te gebruiken, kan het protocol, met oefening, worden uitgevoerd door elke onderzoeker zonder chirurgische opleiding. Door dit model te gebruiken, kunnen onderzoekers de vorming van HTS en de rol van mechanotransductie bij wondgenezing beter begrijpen, wat kan leiden tot tastbare verbeteringen in de wondverzorging van patiënten. De videodemonstratie bij dit protocol zal idealiter de leercurve voor onderzoekers verkorten en de vlotte implementatie van dit model in toekomstige studies vergemakkelijken. Er zijn echter een aantal kritieke stappen in het protocol die baat zouden kunnen hebben bij verdere uitleg om de duidelijkheid voor gebruikers te vergroten.

Chronologisch voortgaand vanaf het begin van het protocol, is de eerste belangrijke stap het sluiten van de chirurgische incisie op postoperatieve dag 0 (POD 0). Het is absoluut noodzakelijk dat de incisie volledig wordt gesloten met de huidlagen in perfecte positie29. Dit is om ervoor te zorgen dat de incisie goed geneest en niet opengaat zodra het apparaat is geplaatst en er spanning over de wond wordt opgewekt. Als de wond opengaat (dehiscentie), mag het dier niet worden gebruikt voor verdere experimenten.

Bij het plaatsen van het HTS-apparaat op POD 4 is het van cruciaal belang om te zorgen voor een gelijke hoeveelheid spanning over de rug van de muis. Met de juiste plaatsing van het apparaat zal de uitgeoefende spanning gelijkmatig zijn langs de gehele incisie, waardoor het risico van variabele krachtuitoefening wordt beperkt die zou kunnen leiden tot suboptimale experimentele resultaten (niet-uniforme littekens). Als het apparaat verkeerd is bevestigd, zullen delen van de incisie niet om de dag gemiddeld 2 mm worden afgeleid om HTS te veroorzaken. Uitzetting van het apparaat moet de speling in de huid elimineren en strak maken. Tegelijkertijd moet ervoor worden gezorgd dat het apparaat niet te veel wordt uitgerekt, waardoor de wond zou kunnen dehisce. Als de apparaten voor meerdere experimenten worden gebruikt, kan het roterende tandwiel waarin de sleutel is geplaatst om het apparaat uit te zetten en in te krimpen, losraken. Als dit gebeurt, moet er een nieuw apparaat worden gemaakt en moet het oude apparaat worden weggegooid.

Wanneer de spanning wordt gestart bij POD 5, moet worden begonnen met het toedienen van elke therapie die bedoeld is voor het voorkomen van littekens. Therapieën zoals topische zalven worden meestal om de dag toegediend wanneer de spanning wordt geïnitieerd door deze over de incisieplaats te verspreiden. Hydrogels worden op dezelfde manier over de incisieplaats geplaatst. Systemische therapieën kunnen via de staartader of retroorbitaal in de bloedbaan worden geïnjecteerd.

Het is raadzaam om op POD 19 of voorafgaand aan het fotograferen van het litteken ontharingspasta te scheren en/of licht aan te brengen op het dorsum van de muis, rond het litteken. Dit verbetert de zichtbaarheid en de daaropvolgende analyse van de littekengrootte met ImageJ. Bovendien, als u ontharingspasta gebruikt, kies dan voor minder pasta en kortere tijd. Overmatige blootstelling van de rug van de muis aan de pasta kan chemische brandwonden veroorzaken die het wondgenezingsproces kunnen verstoren. De huid van muizen is dunner dan de huid van mensen en is vatbaarder voor chemische brandwonden30.

Het HTS-muismodel is inherent beperkt omdat het geen menselijke huid gebruikt en dus geen volledige recapitulatie van menselijk HTS kan zijn. Het heeft echter een aanzienlijk aantal logistieke voordelen ten opzichte van andere diermodellen; goed uitgevoerd, dit muis HTS-model is betrouwbaar, goedkoop en gemakkelijk uit te voeren. Biologisch gezien wordt de HTS geïnduceerd door fysieke verhogingen van mechanische signalering. Andere modellen van HTS bij konijnen induceren HTS op het oor of de rug met behulp van thermische en chemische verwonding 30,31,32. De huid aan de ventrale zijde van het konijnenoor bevat tijdens de genezing niet veel andere cellen dan huidcellen, zoals chondrocyten 1,30. Een andere methode is een HTS-brandwond op varkenshuid33, maar het kan logistiek uitdagend zijn in termen van kosten en verwerking. Het varkensmodel lijkt waarschijnlijk het meest op het recapituleren van menselijke HTS; Het is echter een dure methode om de eerste resultaten te verzamelen. Een definitief HTS-model is xenotransplantatie van weggesneden menselijke HTS-huid op muizen, maar dit kan een immuunrespons veroorzaken en onderzoekt de vorming van nieuwe littekens niet34.

De bovenstaande methoden voor het induceren van HTS in diermodellen activeren de natuurlijke genezingsreactie van het lichaam niet adequaat op dezelfde manier als menselijke HTS-littekens worden gevormd. Daarentegen maakt het op mechanotransductie gebaseerde HTS-model van de muis gebruik van mechanische spanning om hypertrofische littekens te initiëren, een goede afspiegeling van de menselijke HTS 1,9,21. Deze methode is gebaseerd op het fysiologische proces van mechanotransductiesignalering om de onderliggende weefselbiomechanica en de aanjagers van de celpopulatie achter fibrose vast te leggen. Dit model is optimaal voor het bestuderen van biologische doelen om mechanotransductieroutes te remmen of zelfs te induceren, wat mogelijk kan leiden tot de ontdekking van nieuwe translationele therapieën.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen concurrerende belangen of andere conflicten in verband met de inhoud van dit artikel.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door het Center for Dental, Oral, and Craniofacial Tissue and Organ Regeneration Interdisciplinary Translational Project Awards, ondersteund door het National Institute of Dental and Craniofacial Research (U24 DE026914) (G.C.G) en de Plastic Surgery Foundation Translational Research Grant (837107) (K.C.).

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
100 mL PYREX Griffin beakerMilipore SignmaCLS1000100
Aesculap Exacta mini trimmerAesculap
AutoClip SystemFine Surgical Instruments12020-00
BD merk isopropyl alcohol wattenschijfjesFisher Scientific13-680-63
Buprenorfine SR (0,5 mg/mL)Buprenex, Indivior Inc.12496-0757-1
C57/BL6 vrouwtjes (6–8 weken oud)The Jackson Laboratory000664
Covidien steriele gaasFisher Scientific2187
Covidien TelfaTM niet-adherente padsFisher Scientific, Covidien1961
Tandheelkundige chirurgische liniaalDoWell Dental ProductsS1070
Depilatiecrème (Nair Hair Remover Lotion)Church&Dwight, CVS339823
Ethanol 70% oplossingFisher Scientific64-17-5
ExcelMicrosoft CooperationMicrosoft.comsoftwareprogramma 
ImageJImageJ, Wayne Rasbandimagej.netsoftwareprogramma 
InhalatieanesthesiesysteemVetEquip922130
Iris schaar 4½ in. roestvrijMcKesson43-2-104
Isofluraan, USPDechra Veterinary Products17033-094-25
Kaka industrial MUB-1Kaka Industrial 173207Alleen nodig als er geen maker space of fabricagewerkplaats beschikbaar is 
Leone Rapid Palatal Expander- 13 mmGreat Lakes Dental Technologies125-004De sleutel die nodig is om het apparaat uit te breiden en samen te trekken, wordt bij dit product in de doos geleverd
Vloeistofdicht doek 75 x 90 cm met kleefgat 6 x 9 cmOmnia S.p.A.12.T4362
Medequip Depot Silk Black Braided Sutr 6-0 RxMedequip Depot D707N, Fisher ScientificNCO835822
Naaldhouder 5 inch met gekartelde kakenMcKesson43-2-842
Prism 9GraphPad Holdings, LLCgraphpad.comsoftwareprogramma 
Puralube oogzalfDechra, NDC17033-211-38
R studio DesktopRStudio PBCrstudio.comsoftwareprogramma 
Chirurgisch huidmerkMcKesson19-1451_BX
Tegaderm, 3 MVWR56222-191schuim kleefpleister 
Thermo-peep verwarmingspadK&H, Amazon
Weefseltang 4¾ inch roestvrij 1 x 2 tandenMckesson43-2-775
Vetbond (3 M)Saint Paul, MN1469SB

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mony, M. P., Harmon, K. A., Hess, R., Dorafshar, A. H., Shafikhani, S. H. An updated review of hypertrophic scarring. Cells. 12 (5), 678(2023).
  2. Limandjaja, G. C., Niessen, F. B., Scheper, R. J., Gibbs, S. Hypertrophic scars and keloids: Overview of the evidence and practical guide for differentiating between these abnormal scars. Exp Dermatol. 30 (1), 146-161 (2021).
  3. Cao, X., Sun, L., Luo, Z., Lin, X., Zhao, Y. Aquaculture derived hybrid skin patches for wound healing. Engineered Regeneration. 4 (1), 28-35 (2023).
  4. Ishise, H., et al. Hypertrophic scar contracture is mediated by the trpc3 mechanical force transducer via nfkb activation. Sci Rep. 5 (1), 11620(2015).
  5. Padmanabhan, J., et al. Allometrically scaling tissue forces drive pathological foreign-body responses to implants via rac2-activated myeloid cells. Nat Biomed Eng. 7 (11), 1419-1436 (2023).
  6. Kussie, H. C., et al. Avenanthramide and β-glucan therapeutics accelerate wound healing via distinct and nonoverlapping mechanisms. Adv Wound Care (New Rochelle). 13 (4), 155-166 (2024).
  7. Chen, K., et al. Disrupting biological sensors of force promotes tissue regeneration in large organisms. Nat Commun. 12 (1), 5256(2021).
  8. Chen, K., et al. Role of boundary conditions in determining cell alignment in response to stretch. Proc Natl Acad Sci USA. 115 (5), 986-991 (2018).
  9. Aarabi, S., et al. Mechanical load initiates hypertrophic scar formation through decreased cellular apoptosis. FASEB J. 21 (12), 3250-3261 (2007).
  10. Aarabi, S., Longaker, M. T., Gurtner, G. C. Hypertrophic scar formation following burns and trauma: New approaches to treatment. PLoS Med. 4 (9), e234(2007).
  11. He, J., et al. Mechanical stretch promotes hypertrophic scar formation through mechanically activated cation channel piezo1. Cell Death Dis. 12 (3), 226(2021).
  12. Weng, W., et al. Ellipsoidal porous patch with anisotropic cell inducing ability for inhibiting skin scar formation. Engineered Regeneration. 3 (3), 262-269 (2022).
  13. Lawrence, J. W., Mason, S. T., Schomer, K., Klein, M. B. Epidemiology and impact of scarring after burn injury: A systematic review of the literature. J Burn Care Res. 33 (1), 136-146 (2012).
  14. Ziolkowski, N., et al. Psychosocial and quality of life impact of scars in the surgical, traumatic and burn populations: A scoping review protocol. BMJ Open. 9 (6), e021289(2019).
  15. Gauglitz, G. G., Korting, H. C., Pavicic, T., Ruzicka, T., Jeschke, M. G. Hypertrophic scarring and keloids: Pathomechanisms and current and emerging treatment strategies. Mol Med. 17 (1-2), 113-125 (2011).
  16. Fu, X., et al. Oxygen atom-concentrating short fibrous sponge regulates cellular respiration for wound healing. Advanced Fiber Materials. 5 (5), (2023).
  17. Fu, X., et al. Living electrospun short fibrous sponge via engineered nanofat for wound healing. Advanced Fiber Materials. , (2022).
  18. Fomovsky, G. M., Holmes, J. W. Evolution of scar structure, mechanics, and ventricular function after myocardial infarction in the rat. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298 (1), H221-H228 (2010).
  19. Macintyre, L., Baird, M. Pressure garments for use in the treatment of hypertrophic scars--a review of the problems associated with their use. Burns. 32 (1), 10-15 (2006).
  20. Brissett, A. E., Sherris, D. A. Scar contractures, hypertrophic scars, and keloids. Facial Plast Surg. 17 (4), 263-272 (2001).
  21. Chen, K., et al. Disrupting mechanotransduction decreases fibrosis and contracture in split-thickness skin grafting. Sci Transl Med. 14 (645), eabj9152(2022).
  22. Ogawa, R., et al. Clinical applications of basic research that shows reducing skin tension could prevent and treat abnormal scarring: The importance of fascial/subcutaneous tensile reduction sutures and flap surgery for keloid and hypertrophic scar reconstruction. J Nippon Med Sch. 78 (2), 68-76 (2011).
  23. Chen, K., Henn, D., Gurtner, G. C. Holy grail of tissue regeneration: Size. Bioessays. 44 (9), e2200047(2022).
  24. Sivaraj, D., et al. Nitric oxide-releasing gel accelerates healing in a diabetic murine splinted excisional wound model. Front Med (Lausanne). 10, 1060758(2023).
  25. Chen, K., et al. Pullulan-collagen hydrogel wound dressing promotes dermal remodelling and wound healing compared to commercially available collagen dressings. Wound Repair Regen. 30 (3), 397-408 (2022).
  26. Mascharak, S., et al. Preventing engrailed-1 activation in fibroblasts yields wound regeneration without scarring. Science. 372 (6540), eaba2374(2021).
  27. Fischer, K. S., et al. Protocol for the splinted, human-like excisional wound model in mice. Bio Protoc. 13 (3), e4606(2023).
  28. Wang, P. H., Huang, B. S., Horng, H. C., Yeh, C. C., Chen, Y. J. Wound healing. J Chin Med Assoc. 81 (2), 94-101 (2018).
  29. Azmat, C. E. Martha Council. Wound closure techniques. Statpearls. , StatPearls Publishing LLC. Treasure Island (FL). (2024).
  30. Tunca, M., et al. Cryosurgery to remove perichondrium for the rabbit ear hypertrophic scar model: A simplified method. Acta Dermatovenerol Alp Pannonica Adriat. 28 (2), 57-59 (2019).
  31. Sun, Q., et al. The effects of timing of postoperative radiotherapy on hypertrophic scar in a rabbit model. Med Sci Monit. 26, e921263(2020).
  32. Zu, W., Jiang, B., Liu, H. Establishment of a long-term hypertrophic scar model by injection of anhydrous alcohol: A rabbit model. Int J Exp Pathol. 102 (2), 105-112 (2021).
  33. Molina, E. A., et al. Angiogenic gene characterization and vessel permeability of dermal microvascular endothelial cells isolated from burn hypertrophic scar. Sci Rep. 12 (1), 12222(2022).
  34. Li, Z., et al. A highly simulated scar model developed by grafting human thin split-thickness skin on back of nude mouse: The remodeling process, histological characteristics of scars. Biochem Biophys Res Commun. 526 (3), 744-750 (2020).

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

WondgenezingMechanische SpanningFibrotisch LittekenBiomechanische BelastingWeefselregeneratieVreemdlichaamsreactieLittekenreductie

Gerelateerde artikelen