Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Modellering en evaluatie van het model voor diabetische cardiomyopathie bij muizen

2.2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67189

⸱

29 november 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology, West China Hospital, Sichuan University, 2Laboratory of Cardiac Structure and Function, Institute of Cardiovascular Diseases, West China Hospital, Sichuan University, 3Cardiac Structure and Function Research Key Laboratory of Sichuan Province, West China Hospital, Sichuan University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol schetst een methode voor het induceren van diabetische cardiomyopathie door een combinatie van vetrijke dieetvoeding en streptozotocine-injectie. Deze benadering heeft tot doel een betrouwbaar kader te bieden voor wetenschappelijk onderzoek naar diabetische cardiomyopathie en om mogelijke wegen voor klinische behandelingstoepassingen te verkennen.

Samenvatting

De onderliggende pathofysiologische mechanismen van diabetische cardiomyopathie (DbCM), een belangrijke doodsoorzaak bij patiënten met diabetes mellitus type 2 (T2DM), blijven slecht begrepen. De myocardiale toxiciteit geassocieerd met T2DM wordt toegeschreven aan factoren zoals lipotoxiciteit, glucotoxiciteit, oxidatieve stress, verminderde cardiale efficiëntie en lipoapoptose. In vergelijking met ratten bieden muizen een grotere toegankelijkheid, kosteneffectiviteit en bredere toepasbaarheid voor dierproeven. Insulineresistentie en verminderde insulinesecretie zijn cruciale factoren in de pathofysiologie van T2DM. We introduceren een nieuw niet-genetisch muizenmodel dat de progressie van humaan DbCM repliceert, geïnduceerd door een combinatie van vetrijke voeding (HFD) en streptozotocine (STZ) injectie. In deze studie gebruikten we wildtype C57BL/6J-muizen, waarbij we gedurende 12 weken een HFD-regime toedienden, gevolgd door intraperitoneale injecties van STZ gedurende nog eens 12 weken om karakteristieke manifestaties van T2DM te induceren. We voerden orale glucosetolerantietests uit en maten seruminsulineconcentraties om de ontwikkeling van insulineresistentie en onvoldoende insulinesecretie te bevestigen. De structuur en functie van het hart werden grondig beoordeeld door middel van niet-invasieve transthoracale echocardiografie. Pathologische kenmerken werden geëvalueerd door middel van trichrome kleuring van Masson en kleuring van tarwekiemagglutinine (WGA), waarbij pathologische kenmerken gerelateerd aan DbCM werden onthuld. Daarom bieden we een robuuste en veelzijdige methode voor het opstellen van een niet-genetisch muizenmodel van DbCM.

Inleiding

Diabetes mellitus type 2 (T2DM) is een progressief escalerend wereldwijd gezondheidsprobleem en is een belangrijke oorzaak van morbiditeit en mortaliteit onder getroffen personen. De prevalentie van T2DM hangt nauw samen met de toenemende epidemie van obesitas 1,2. Meer dan een derde van de patiënten met T2DM vertoont een duidelijk cardiovasculair fenotype dat diabetische cardiomyopathie (DbCM) wordt genoemd, gekenmerkt door myocardiale disfunctie die onafhankelijk van coronaire hartziekte, hypertensie en hartklepziekteoptreedt 3. Opkomend bewijs suggereert dat ongeveer 20% van de diabetespatiënten vatbaar is voor het ontwikkelen van hartfalen3, een aandoening die nauw verband houdt met hun prognose4. Er zijn verschillende pathofysiologische mechanismen van DbCM voorgesteld, waaronder ontsteking5, hartremodellering en -disfunctie6, mitochondriale disfunctie7, oxidatieve stress8 en metabole stoornissen9. Ondanks uitgebreid onderzoek blijft het volledige spectrum van mechanismen en hun individuele bijdragen aan DbCM onvolledig begrepen10. Daarom zijn gevestigde preklinische diermodellen essentieel voor het bevorderen van de studie van deze aandoening.

T2DM wordt gekenmerkt door insulineresistentie en progressieve insuline-insufficiëntie11, waarbij de meeste mensen overgewicht of obesitas hebben12. In deze studie stellen we een stabiel en gemodificeerd muizenmodel van DbCM op op basis van eerdere studies, waarbij vetrijke voeding (HFD) en streptozotocine (STZ) injectie worden gecombineerd. Bij T2DM dragen insulineresistentie en vernietiging van β-cellen van de pancreas bij aan de pathofysiologie van de ziekte12. Dit model maakt gebruik van twee prominente risicofactoren van T2DM. In het bijzonder ontwikkelen muizen die met HFD worden gevoed insulineresistentie, en daaropvolgende STZ-injecties tasten de functie van de β-cellen van de pancreaseilandjes verder aan, wat aanzienlijk leidt tot de progressie van T2DM-achtige pathofysiologie. STZ, geïsoleerd uit Streptomyces achromogenes, werd voor het eerst beschreven in 1963 vanwege de selectieve vernietiging van β-cellen van pancreaseilandjes en de diabetogene eigenschappen13. Er zijn twee STZ-behandelmodellen: het toedienen van een relatief hoge dosis STZ resulteert in een kortdurend cardiomyopathiemodel, terwijl herhaalde lage dosis STZ-injecties een T2DM-model induceren dat op natuurlijke wijze evolueert naar DbCM. Als gevolg van de laatste methode ontwikkelen dieren hyperglykemie, polydipsie en polyurie, allemaal kenmerken van menselijk T2DM en ontwikkelen ze op natuurlijke wijze DbCM.

Uit deze studie bleek dat wildtype C57BL/6J-muizen die werden gevoed met HFD gevolgd door intraperitoneale STZ-injecties (30 mg/kg) aan het einde van het experiment een hartfunctie, morfologie en histologie vertoonden die consistent waren met de kenmerken van DbCM. Deze aanpak biedt een effectieve methode voor het opstellen van een muizen DbCM-model.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures volgden de institutionele richtlijnen voor dierproeven in overeenstemming met de Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren, opgesteld door de Amerikaanse National Institutes of Health (NIH-publicatie nr. 85-23, herzien in 1996). Alle dierproeven werden goedgekeurd door de Ethische Commissie voor Dierenverzorging en de Ethische Commissie van de Universiteit van Sichuan. Mannelijke C57BL/6J-muizen werden gekocht bij Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co. (China). Gedurende de experimentele duur werden de muizen gehuisvest onder gecontroleerde omstandigheden van 24 °C en een gereguleerde licht/donkercyclus van 12 uur, met ad libitum toegang tot voedsel en water.

figure-protocol-1
Figuur 1: Schematische tijdlijn van het experiment. De muizen die in de HFD/STZ- en ND-groepen werden gebruikt, waren beide ongeveer 7-8 weken oud. Het lichaamsgewicht en de willekeurige bloedglucosespiegel van elke muis werden wekelijks geregistreerd. Tijdens de voedingsintervallen van 12 weken en 24 weken werd het metabole fenotype van muizen geëvalueerd door middel van een orale glucosetolerantietest (OGTT) en meting van de seruminsulinespiegel. Daarnaast werd echocardiografie beoordeeld bij baseline (week 0), 12 weken en 24 weken. Na de voedingsperiode van 24 weken werden de muizen geëuthanaseerd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

1. HFD-voeding

  1. Voer mannelijke C57BL/6J-muizen (7-8 weken oud) gedurende 24 weken met een normaal dieet (ND) of HFD (60% kcal vet) om obesitas op te wekken.
  2. Noteer elke 4 weken het lichaamsgewicht van elke muis. Zorg ervoor dat de gewichtscurve vóór 12 weken een vergelijkbaar opwaarts patroon vertoont, met een steilere helling in de HFD-groep.

2. Bereiding en injectie van de STZ-oplossing

OPMERKING: Bewaar STZ bij -20 °C om degradatie door de hoge instabiliteit bij kamertemperatuur (RT) te voorkomen. Meng STZ met citraatbuffer onmiddellijk binnen 5 minuten voor injectie.

  1. Bereid de citraatbuffer voor. Weeg 2,1 g citroenzuur af (relatieve molecuulmassa: 210,14) en los het grondig op in 100 ml gedestilleerd water om oplossing A te bereiden; weeg 2,94 g natriumcitraat af (relatieve molecuulmassa: 294,10) en los dit grondig op in 100 ml gedestilleerd water om oplossing B te bereiden. Meng oplossing A en B in een verhouding van 1: 1,32 om de citroenzuuroplossing te verkrijgen. Filter onzuiverheden eruit met behulp van een filtermembraan van 0,45 μm.
  2. Weeg 1 g STZ af en los het grondig op in 100 ml van de bereide gemengde citroenzuuroplossing. Bewaar de resulterende STZ-oplossing bij 4 °C. Zorg ervoor dat de injectie van de STZ-oplossing indien mogelijk binnen 30 minuten plaatsvindt.
  3. Dien met behulp van een spuit van 1 ml gedurende 7 opeenvolgende dagen intraperitoneale injecties toe van een oplossing die dagelijks 30 mg/kg STZ bevat aan muizen in de HFD/STZ-groep, terwijl een gelijk volume citraatbuffer (0,1 mmol/L, pH = 4,5) wordt toegediend aan muizen in de ND-groep.
  4. Test de bloedglucosespiegel 1 week na de laatste injectie. Classificeer muizen met willekeurige bloedglucoseconcentraties van meer dan 16,7 mmol/L als T2DM-muizen.
    1. Plaats de muis voorzichtig op een bevestigingsmiddel en zorg ervoor dat de staart volledig naar buiten steekt.
    2. Voorafgaand aan de bloedafname moet u de bloedafnameplaats van de staart grondig ontsmetten met een wattenstaafje van 70% alcohol, waarbij u de steriliteit en reinheid handhaaft.
    3. Steek deze met een naald met scherpe punt in de staartader en ga van de punt naar de basis op een diepte van 3-4 mm. Zodra de naald stevig op zijn plaats zit, knijpt u voorzichtig in de bovenkant van de staart om de bloedstroom te stimuleren.
    4. Verzamel ongeveer 10 μL bloed van een muis en breng het verzamelde bloed voorzichtig aan op de daarvoor bestemde teststrip. Zodra het bloed is opgenomen, geeft de glucosemeter onmiddellijk de bloedglucosemeting weer.

3. Orale glucosetolerantietest (OGTT)14

  1. Vóór OGTT, vast elke muis 's nachts gedurende 14 uur, terwijl hij onbeperkte toegang heeft tot water.
  2. Bereid ongeveer 10 ml van een 20% glucose-oplossing. Dien een dosis van 1 g/kg glucose toe via een orale maagsonde aan elke muis tijdens de OGTT.
  3. Controleer de bloedglucosespiegel op verschillende tijdstippen: onmiddellijk (0 min), 15 min, 30 min, 60 min en 120 min na toediening.

4. Echocardiografie beoordeling van de hartfunctie

  1. Voer echocardiografie uit op elke muis bij baseline (0 weken), 12 weken en 24 weken na voeding met HFD of ND.
  2. Voorafgaand aan echocardiografie, verdooft u de muis via inhalatie van 3% isofluraan dat wordt toegediend met 100% zuurstof met behulp van een anesthesiemachine. Zorg ervoor dat de muis geen reactie vertoont op het knijpen van de huid met een tandpincet of het stimuleren van zijn tenen en staart. Breng veterinaire zalf aan op de ogen om uitdroging tijdens de anesthesie te voorkomen.
  3. Plaats de muis op een verwarmingskussen om de lichaamstemperatuur op peil te houden en bevestig de klauwen aan een elektrode om een stabiele rugligging te garanderen. Pas de isofluraanconcentratie aan tussen 1% -2% voor onderhoudsanesthesie om een doelhartslag van ongeveer 450 slagen per minuut te behouden.
  4. Verwijder de vacht van de muis met ontharingscrème en breng ultrasone gel aan op zijn borst. Verwijder de ontharingscrème en ultrasone gel met steriele zoutoplossing na echocardiografie.
  5. Evalueer de hartfunctie en structurele parameters met een 50 MHz-sonde.
    1. Om een optimaal beeld van de lange as van de linkerventrikel (LV) te verkrijgen, plaatst u de sonde aan de linkerkant van de borst van het dier.
    2. Draai, afhankelijk van de individuele anatomie, de sonde tegen de klok in tussen 15° en 45° ten opzichte van de linker parasternale lijn, met de inkeping naar de rechterschouder gericht. Pas de x-as en y-as aan onder de B-modus15.
      OPMERKING: Een geschikt beeld van de LV-lange as moet (i) de aortaklep en de aortawortel omvatten; (ii) de LV-kamer bevindt zich in het midden van het beeld; (iii) De as van basis tot top moet evenwijdig zijn aan de transducer16.
    3. Druk 2x op M-mode om de meetlijn weer te geven. Plaats deze lijn ter hoogte van de papillaire spier. Voer vervolgens metingen uit voor ten minste drie opeenvolgende hartslagen om nauwkeurigheid te garanderen. Tik op Clip opslaan om de cine-loop in de serie op te slaan.
    4. Identificeer de eindsystolische dimensie als de fase die samenviel met de ECG T-golf en bepaal de einddiastolische dimensie als de fase die overeenkomt met de ECG R-golf.
    5. Kantel het bedieningspaneel en zorg ervoor dat de linkerbovenhoek het laagst is en de rechterbenedenhoek het hoogst. Pas de sonde aan om door te dringen in de richting van de cardiale top van de muis, evenwijdig aan de lange as van het hart, om een transapicaal beeld met vier kamers te krijgen.
    6. Selecteer achtereenvolgens de modi C (Color Doppler) en PW (PW Doppler), plaats het monstervolume op het hoogste snelheidspunt, pas de bemonsteringsrichting aan de richting van de bloedstroom aan en registreer hemodynamische informatie van de mitralisklep (E- en A-golf)16. Tik op Clip opslaan om de cine-loop in de serie op te slaan.
  6. Stop de inademing van isofluraan om de muizen weer bij bewustzijn te laten komen. Breng de dieren terug naar hun kooien, gehuisvest in een gecontroleerde omgeving met een licht/donker-cyclus van 12 uur op zowel de 0- als de 12-wekenmarkering. Na de 24 weken durende echocardiografische beoordeling worden de muizen op humane wijze geëuthanaseerd door middel van cervicale dislocatie na inhalatie van isofluraan.
  7. Voer de analyse uit van de ejectiefractie (EF), fractieverkorting (FS), linkerventrikel posterieure wand (LVPW), linkerventrikel inwendige diameter (LVID), interventriculair septum (IVS) en E/A-ratio met behulp van de werkstationdongle.

5. Histologische kleuring

  1. Na voltooiing van de echocardiografische analyse na 24 weken, euthanaseert de muis door middel van een dislocatie van het ruggenmerg na inhalatie van isofluraan.
  2. Ontleed de muis met een oogheelkundige schaar en een pincet. Snijd de ribben voorzichtig door om ervoor te zorgen dat het hart volledig bloot komt te liggen.
  3. Doordrenk het hart door de top met zoutoplossing totdat de lever bleekheid wordt, wat wijst op een succesvolle perfusie. Verwijder het hart en spoel het grondig af met zoutoplossing om volledige bloedverwijdering te garanderen.
  4. Voer paraffine-inbeddinguit 17.
    1. Fixeer het hart met 4% formaline bij RT gedurende ten minste 24 uur.
    2. Plaats de dehydratatiebox met het hart in een dehydrator om een geleidelijk dehydratatieproces te ondergaan waarbij gradiëntalcohol en wax bij 65 °C worden uitgeloogd.
  5. Bereid weefselsecties17 voor.
    1. Plaats het bijgesneden wasblok met papillaire spier in een microtoom om te snijden, met een dikte van 4 μm, en bewaar het bij RT voor pathologische kleuring.
  6. Voer de kleuring uit met behulp van Masson's trichrome18 en tarwekiemagglutinine (WGA)19 kleuring.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Deze studie omvatte een willekeurige toewijzing van muizen in twee groepen: de ND-groep en de HFD/STZ-groep, met 6 muizen in elke groep. Na de laatste echocardiografie en OGTT-tests 24 weken na het voeden, werden de muizen geëuthanaseerd om hun hartweefsel te oogsten voor een histologische beoordeling.

HFD/STZ veroorzaakte een duidelijke toename van het lichaamsgewicht, bereikte zijn hoogtepunt in 12 weken, en was significant hoger in vergelijking met de ND-gr...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Gezien de wijdverbreide prevalentie van diabetes mellitus en de daarmee gepaard gaande cardiovasculaire complicaties wereldwijd, is er een dringende behoefte om de onderliggende moleculaire mechanismen bloot te leggen en preventieve en therapeutische strategieën voor deze aandoening te ontwikkelen20. De pathogenese van DbCM, een van de cardiovasculaire complicaties voor patiënten met T2DM, blijft onduidelijk, zonder effectieve benaderingen om21

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de National Natural Science Foundation of China (subsidienummers: U23A20395, 81900258 en 82170375); het belangrijkste onderzoeks- en ontwikkelingsproject van de afdeling Wetenschap en Technologie van de provincie Sichuan (2022ZDZX0020); Klinisch Onderzoek Speciaal Fonds Project van de Chinese Medische Vereniging Cardiovasculaire Tak (CSC) (CSCF2020B04); 1· 3· 5 project van het West-Chinese Ziekenhuis, Universiteit van Sichuan (ZYGD23021). Met dank aan Qing Yang (Animal Imaging Core Facilities, West China Hospital, Sichuan University) voor hun hulp bij echografie van kleine dieren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Animal ultrosound systemFujifilm Visual SonicsVEVO 3100Echocardiografie
Blood glucometerYuwellGU100Beoordeel bloedglucoseniveau
Citric acidSigma-Aldrich251275
IsofluraneRWD life scienceR510-22Anesthesie
Isoflurane vaporizerRWD life scienceR500Anesthesie
Mouse insulin (INS) ELISA KitWuhan Feiyue Biotechnology Co.,LtdFY-EM14029Beoordeel serum insulineniveau
Nair hair removal creamNair255gVerwijder de vacht van muis
Rodent diet with 60% kcal fatResearch Diets IncD12492Voeding met hoog vetgehalte
Sodium citrateSigma-AldrichS4641
Sterile filterMerck MilliporeSLHV033N
StreptozocinSolarbioS8050
Ultrasound gelKepplerKL-250Echocardiografie
Workstation DongleFujifilm Visual SonicsVevo LABEchocardiografische gegevensanalyse

Referenties

  1. Defronzo, R. A., et al. Type 2 diabetes mellitus. Nat Rev Dis Primers. 1, 15019(2015).
  2. Htay, T., et al. Mortality and cardiovascular disease in type 1 and type 2 diabetes. Curr Cardiol Rep. 21 (6), (2019).
  3. Jia, G., Hill, M. A., Sowers, J. R. Diabetic cardiomyopathy: An update of mechanisms contributing to this clinical entity. Circ Res. 122 (4), 624-638 (2018).
  4. Kenny, H. C., Abel, E. D. Heart failure in type 2 diabetes mellitus. Circ Res. 124 (1), 121-141 (2019).
  5. Biernacka, A., et al. Smad3 signaling promotes fibrosis while preserving cardiac and aortic geometry in obese diabetic mice. Circ Heart Fail. 8 (4), 788-798 (2015).
  6. Van Linthout, S., et al. Reduced MMP-2 activity contributes to cardiac fibrosis in experimental diabetic cardiomyopathy. Basic Res Cardiol. 103 (4), 319-327 (2008).
  7. Ni, R., et al. Therapeutic inhibition of mitochondrial reactive oxygen species with mito-tempo reduces diabetic cardiomyopathy. Free Radic Biol Med. 90, 12-23 (2016).
  8. Tan, Y., et al. Diabetic downregulation of Nrf2 activity via erk contributes to oxidative stress-induced insulin resistance in cardiac cells in vitro and in vivo. Diabetes. 60 (2), 625-633 (2011).
  9. Maack, C., et al. Heart failure and diabetes: Metabolic alterations and therapeutic interventions: A state-of-the-art review from the translational research committee of the heart failure association-european society of cardiology. Eur Heart J. 39 (48), 4243-4254 (2018).
  10. Ho, K. L., et al. structural and biochemical changes in diabetes and the development of heart failure. Diabetologia. 65 (3), 411-423 (2022).
  11. Saisho, Y. Beta-cell dysfunction: Its critical role in prevention and management of type 2 diabetes. World J Diabetes. 6 (1), 109-124 (2015).
  12. Galicia-Garcia, U., et al. Pathophysiology of type 2 diabetes mellitus. Int J Mol Sci. 21 (17), 6275(2020).
  13. Junod, A., et al. Studies of the diabetogenic action of streptozotocin. Proc Soc Exp Biol Med. 126 (1), 201-205 (1967).
  14. Einwallner, E., Nagy, C. Study of in vivo glucose metabolism in high-fat diet-fed mice using oral glucose tolerance test (OGTT) and insulin tolerance test (ITT). J Vis Exp. (131), e56672(2018).
  15. Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. J Vis Exp. (147), e59431(2019).
  16. Zacchigna, S., et al. Towards standardization of echocardiography for the evaluation of left ventricular function in adult rodents: A position paper of the ESC working group on myocardial function. Cardiovasc Res. 117 (1), 43-59 (2021).
  17. Paraffin sides experiment report. , Servicebio. At https://www.servicebio.com/data-detail?id=5556&code=BLZPSYBG (2022).
  18. staining experiment report. , Servicebio. At https://www.servicebio.com/data-detail?id=5588&code=RSSYBG (2022).
  19. Paraffin WGA staining protocol. , Servicebio. At https://www.servicebio.com/data-detail?id=5041&code=MYYGSYBG (2022).
  20. Guariguata, L., et al. Global estimates of diabetes prevalence for 2013 and projections for 2035. Diabetes Res Clin Pract. 103 (2), 137-149 (2014).
  21. Tan, Y., et al. Mechanisms of diabetic cardiomyopathy and potential therapeutic strategies: Preclinical and clinical evidence. Nat Rev Cardiol. 17 (9), 585-607 (2020).
  22. Prasad, M., et al. A comprehensive review on high -fat diet-induced diabetes mellitus: An epigenetic view. J Nutr Biochem. 107, 109037(2022).
  23. Zhang, Y., et al. Positional cloning of the mouse obese gene and its human homologue. Nature. 372 (6505), 425-432 (1994).
  24. Adingupu, D. D., et al. Sglt2 inhibition with empagliflozin improves coronary microvascular function and cardiac contractility in prediabetic ob/ob(-/-) mice. Cardiovasc Diabetol. 18 (1), 16(2019).
  25. Huynh, K., et al. Coenzyme q10 attenuates diastolic dysfunction, cardiomyocyte hypertrophy and cardiac fibrosis in the db/db mouse model of type 2 diabetes. Diabetologia. 55 (5), 1544-1553 (2012).
  26. Moellmann, J., et al. Empagliflozin improves left ventricular diastolic function of db/db mice. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis. 1866 (8), 165807(2020).
  27. Ramirez, E., et al. Eplerenone attenuated cardiac steatosis, apoptosis and diastolic dysfunction in experimental type-ii diabetes. Cardiovasc Diabetol. 12, 172(2013).
  28. Fuentes-Antras, J., et al. Updating experimental models of diabetic cardiomyopathy. J Diabetes Res. 2015, 656795(2015).
  29. Riehle, C., Bauersachs, J. Of mice and men: Models and mechanisms of diabetic cardiomyopathy. Basic Res Cardiol. 114 (1), 2(2018).
  30. Zhao, S., Kusminski, C. M., Scherer, P. E. Adiponectin, leptin and cardiovascular disorders. Circ Res. 128 (1), 136-149 (2021).
  31. Parilla, J. H., Willard, J. R., Barrow, B. M., Zraika, S. A mouse model of beta-cell dysfunction as seen in human type 2 diabetes. J Diabetes Res. 2018, 6106051(2018).
  32. Wang, B., Chandrasekera, P. C., Pippin, J. J. Leptin- and leptin receptor-deficient rodent models: Relevance for human type 2 diabetes. Curr Diabetes Rev. 10 (2), 131-145 (2014).
  33. Vasanji, Z., Cantor, E. J., Juric, D., Moyen, M., Netticadan, T. Alterations in cardiac contractile performance and sarcoplasmic reticulum function in sucrose-fed rats is associated with insulin resistance. Am J Physiol Cell Physiol. 291 (4), C772-C780 (2006).
  34. Wright, J. J., et al. Mechanisms for increased myocardial fatty acid utilization following short-term high-fat feeding. Cardiovasc Res. 82 (2), 351-360 (2009).
  35. Flister, K. F. T., et al. Long-term exposure to high-sucrose diet down-regulates hepatic endoplasmic reticulum-stress adaptive pathways and potentiates de novo lipogenesis in weaned male mice. J Nutr Biochem. 62, 155-166 (2018).
  36. Kanwal, A., Pillai, V. B., Samant, S., Gupta, M., Gupta, M. P. The nuclear and mitochondrial sirtuins, sirt6 and sirt3, regulate each other's activity and protect the heart from developing obesity-mediated diabetic cardiomyopathy. FASEB J. 33 (10), 10872-10888 (2019).
  37. Winzell, M. S., Ahren, B. The high-fat diet-fed mouse: A model for studying mechanisms and treatment of impaired glucose tolerance and type 2 diabetes. Diabetes. 53 Suppl 3, S215-S219 (2004).
  38. Poucher, S. M., et al. Effects of saxagliptin and sitagliptin on glycaemic control and pancreatic beta-cell mass in a streptozotocin-induced mouse model of type 2 diabetes. Diabetes Obes Metab. 14 (10), 918-926 (2012).
  39. Islam, M. S., Loots Du, T. Experimental rodent models of type 2 diabetes: A review. Methods Find Exp Clin Pharmacol. 31 (4), 249-261 (2009).
  40. Heydemann, A. An overview of murine high fat diet as a model for type 2 diabetes mellitus. J Diabetes Res. 2016, 2902351(2016).
  41. Surwit, R. S., Kuhn, C. M., Cochrane, C., Mccubbin, J. A., Feinglos, M. N. Diet-induced type ii diabetes in c57bl/6j mice. Diabetes. 37 (9), 1163-1167 (1988).
  42. Clee, S. M., Attie, A. D. The genetic landscape of type 2 diabetes in mice. Endocr Rev. 28 (1), 48-83 (2007).
  43. Lee, J. Y., Kim, M. J., Moon, C. K., Chung, J. H. Degradation products of streptozotocin do not induce hyperglycemia in rats. Biochem Pharmacol. 46 (11), 2111-2113 (1993).
  44. Ozturk, N., Uslu, S., Ozdemir, S. Diabetes-induced changes in cardiac voltage-gated ion channels. World J Diabetes. 12 (1), 1-18 (2021).
  45. Bohne, L. J., Johnson, D., Rose, R. A., Wilton, S. B., Gillis, A. M. The association between diabetes mellitus and atrial fibrillation: Clinical and mechanistic insights. Front Physiol. 10, 135(2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Muismodelvetrijk dieetstreptozotocine-injectieinsulineresistentieorale glucosetolerantietransthoracale echocardiografiehartdisfunctieMasson's trichroomkleuringseruminsuline
Modellering en evaluatie van het model voor diabetische cardiomyopathie bij muizen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.