Methodenartikel

Modellering van de endotheliale glycocalyx na pneumonectomie in een 3D-fluïdische chip - een benadering voor het fabriceren van een vasculair orgaan-op-chip-systeem

1.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67246

⸱

16 september 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Biomedical Engineering Department, Worcester Polytechnic Institute

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol voor het bouwen van een organ-on-chip (OOC) -systeem dat is ontworpen om pneumonectomie na te bootsen. Dit systeem onderzoekt de mogelijke correlatie tussen glycocalyxstoornissen en complicaties na pneumonectomie.

Samenvatting

Endotheliale glycocalyx (GCX), een koolhydraatrijke laag die het luminale oppervlak van endotheelcellen bedekt, speelt een cruciale rol bij het reguleren van cellulaire reacties op stimuli. Het bestaat uit transmembraaneiwitten die dienen als mechanotransducers voor cellulaire reacties. Hoewel het van nature zijn structuur en stabiliteit behoudt onder homeostatische omstandigheden, kan blootstelling aan hoge schuifspanning schade veroorzaken met tal van gevolgen. Algemene effecten van schuifspanning op endotheelcellen zijn onderzocht, maar de omvang en impact van schuifspanning op vasculaire systemen, met name na pneumonectomie, zijn niet goed bestudeerd. Om dit te onderzoeken, werd een uitgebreide aanpak uitgevoerd, waarbij een CAD-model van pulmonale vasculatuur voor en na pneumonectomie werd gemaakt. Met behulp van computationele vloeistofsimulatie werden belangrijke gebieden met verhoogde schuifspanning en druk geïdentificeerd en gerepliceerd in een organ-on-chip (OOC) -systeem. Menselijke longmicrovasculaire endotheelcellen (HLMVEC's) werden op een mal gezaaid in de vorm van de geselecteerde secties om de effecten van verhoogde schuifspanning in vitro te karakteriseren. Na experimenten werden HLMVEC's immuungekleurd om de GCX-gezondheid kwalitatief te evalueren onder normale en verhoogde stress veroorzaakt door pneumonectomie. De integratie van computationele modellering en experimentele analyse vergroot ons begrip van hoe veranderingen in schuifspanning GCX beïnvloeden, waardoor hun effecten op de vasculaire functie en postoperatieve complicaties worden verduidelijkt.

Inleiding

Een pneumonectomie is een invasieve en risicovolle chirurgische ingreep die wordt uitgevoerd om de rechter- of linkerlong te extraheren1. Deze procedure wordt meestal gebruikt als behandelingsoptie voor verschillende ernstige aandoeningen zoals longkanker, longtuberculose en traumatisch longletsel2. Hoewel de procedure veelbelovend is, brengt deze aanzienlijke risico's met zich mee, met als hoogtepunt het verhoogde aantal postoperatieve complicaties, variërend van aritmieën tot longoedeem1.

Pneumonectomieën hebben een grote invloed op de cardiovasculaire dynamiek door het volledige hartminuutvolume van het hart naar de resterende long te leiden3. Het is bekend dat deze omleiding van de bloedstroom de druk en schuifspanningen in de resterende longvasculatuur verhoogt4. Met deze enorme veranderingen in de bloedstroompatronen speelt de endotheliale glycocalyx (GCX) een cruciale rol bij het waarnemen van deze veranderingen in de bloedstroompatronen5.

De GCX is een gelachtige laag die biochemische activiteiten reguleert als reactie op veranderingen in zijn omgeving 6,7. Het is aangetoond dat de expressie ervan toeneemt bij langdurige blootstelling aan uniforme stroming en afneemt bij blootstelling aan verstoorde stroming in vergelijking met statische cultuur 8,9. De GCX vertoont een variabele dikte variërend van 0,1-1 μm over het gehele vaatstelsel en functioneert als een essentiële mechanotransductielaag die de endotheelcellen van bloedvaten bedekt10. Het netwerk bestaat uit een dichte laag suikers, lipiden en eiwitten, zoals weergegeven in figuur 1. Deze suikers binden zich om glycanen te vormen, die vrij in de bloedbaan kunnen bestaan of gehecht kunnen zijn aan eiwitten of lipiden, wat resulteert in de vorming van proteoglycanen, glycoproteïnen of glycolipiden 7,11. Proteoglycanen zijn samengesteld uit glycosaminoglycaan (GAG) ketens, die zich via plasma-eiwitten of receptoren aan het celmembraan binden. Deze GAG's omvatten heparansulfaat (HS), hyaluronzuur (HA), chondroïtinesulfaat (CS), dermatansulfaat en keratansulfaat12. Heparansulfaat is de overheersende GAG, die meer dan 50% uitmaakt van het totale aantal GAG's dat in de GCX wordt aangetroffen. Deze zijketens kunnen zich hechten aan ingebedde kerneiwitten, waaronder glypicans (verankerd door glycosylfosfatidylinositol) en syndecanen (met een membraanoverspannend domein), samen met CD44 (een oppervlakteadhesiereceptor). De hierboven beschreven complexen spelen een cruciale rol bij het reguleren van groeifactoren, ontstekingsremmende reacties, het vergemakkelijken van vaatverwijding en het beheersen van vasculaire permeabiliteit13.

figure-introduction-1
Figuur 1: GCX-componentendiagram. Schema dat de componenten van de endotheliale glycocalyx weergeeft. Dit schema toont de apicale glycocalyx, die zich op het lumen van het vat bevindt, met de membraangebonden proteoglycanen en glycoproteïnen. Gemaakt met BioRender.com Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Hoewel het precieze verband tussen pneumonectomieën en GCX-schade niet goed is bestudeerd, bestaat er een plausibele correlatie tussen de veranderde bloedstroompatronen veroorzaakt door pneumonectomieën en de integriteit van de GCX. Het is bekend dat een verstoorde bloedstroom in het vaatstelsel schade toebrengt aan de GCX6. We veronderstelden dat een verhoogde verstoorde stroming en veranderingen in schuifspanning in het resterende vaatstelsel na een pneumonectomie na verloop van tijd schade aan de GCX kunnen toebrengen. Deze versnelde verslechtering kan postoperatieve complicaties en morbiditeiten katalyseren, waardoor de inherente risico's voor de algehele gezondheid van de patiënt toenemen13.

Dit protocol was bedoeld om het longvaatstelsel te modelleren na pneumonectomie, volgens de algemene procedure die wordt beschreven in figuur 2. Vloeistofsimulaties werden uitgevoerd op een computerondersteund ontwerpmodel dat het menselijk longvaatstelsel met en zonder pneumonectomie repliceerde. De pneumonectomiemodellen zijn gemaakt door 3D-pulmonale vasculatuur te ontwerpen in 3D-modelleringssoftware, op basis van afmetingen die zijn afgeleid van CT-scans en literatuurgegevens, en deze vervolgens verder te vereenvoudigen voor stromingssimulaties in computational fluid dynamics (CFD) software. De simulaties identificeerden specifieke interessegebieden, gekozen door gebieden waar de schuifspanning in de pneumonectomiemodellen was verhoogd in vergelijking met de controle. Deze interessegebieden werden gekozen om te repliceren voor het bouwen van een in vitro model. Het in vitro model maakte gebruik van een fluïdisch kamerontwerp om meerdere delen van het vaatstelsel te simuleren met normale geometrie en pneumonectomiegeometrie om het verschil in stromingsomstandigheden te simuleren.

Menselijke longmicrovasculaire endotheelcellen (HLMVEC's) werden gekweekt op met fibronectine gecoate polydimethylsiloxaan (PDMS) substraten, gevormd om een geselecteerd bifurcatiegebied na te bootsen. Microvasculaire endotheelcelkweekmedia werden met behulp van een peristaltische pomp door het systeem geperfundeerd. Ten slotte werden de cellen en GCX gefixeerd, immunogekleurd met een GCX-kleurend antilichaam en gevisualiseerd met behulp van een fluorescerende microscoop om hun toestand na blootstelling aan vloeistofstroom te evalueren. Een algemene tijdlijn van het protocol is te vinden in Tabel 1.

figure-introduction-2
Figuur 2: OOC-ontwikkelingsvolgorde. Sequentie van het ontwikkelen van een nieuw OOC-systeem om de effecten van longpneumonectomie te bestuderen (1) CT-scan gegenereerd van menselijke longvasculatuur. (2) CT-scangeometrie die wordt gebruikt om interessegebieden voor 3D CAD-modellen te identificeren. (3) Vloeistofstroomsimulaties om geometrieën te bepalen die van belang zijn voor een in vitro model. (4) PDMS-mal gemodelleerd met interessegebieden uit simulatieresultaten (5) Mal ingebracht in acrylbehuizing om mal voor perfusie te bevestigen (6) Voltooide installatie van de stroomkamer (7) Volledige opstelling van de stroomkamer overgebracht naar de incubator (8) Helderveld- en fluorescerende beelden gemaakt na blootstelling aan schuifspanning. Gemaakt met BioRender.com Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Tabel 1: Tijdlijn van het algemene protocol. Algemeen Volgorde van het uitvoeren van stappen binnen het protocol met gemiddelde duur (h) van elke stap. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Deze studie maakte gebruik van computertomografie (CT) beeldvormingsgegevens uit eerdere literatuur14 die werden verzameld in overeenstemming met de institutionele en federale ethische normen. Alle beeldvormingsgegevens waarnaar werd verwezen, hadden geïnformeerde toestemming van de deelnemers, na goedkeuring door de Institutional Review Board (IRB) om de bescherming van de rechten en privacy van de deelnemers te waarborgen.

1. Modelleren van longvaatstelsel in CAD-software

  1. Onderzoek fysiologische geometrieën van de primaire bloedvaten die moeten worden gemodelleerd.
  2. Gebruik CT-beelden van de patiënt van de te modelleren bloedvaten om specifieke geometrieën te kiezen om te repliceren, weergegeven in figuur 2.
    OPMERKING: Voor dit protocol werden long-CT-scans van klinische aandoeningen uit eerdere literatuur gebruikt14. Dit protocol maakt ook het gebruik van CT-scangegevens mogelijk om in-vitromodellen te genereren.
    1. Open een DICOM-viewer en importeer de CT-beelden. Navigeer door de segmenten om de schepen van belang te identificeren. Sla de relevante afbeeldingen op voor verdere analyse.
      OPMERKING: Het vat dat voor dit protocol werd gerepliceerd, was longvasculatuur, aangezien de toepassing van dit protocol is om de endotheliale glycocalyx te modelleren in gezonde en post-pneumonectomie-omstandigheden. Andere locaties kunnen voor andere toepassingen worden gebruikt.
  3. Meet met behulp van ImageJ FIJI v1.54f15 de vaatdiameters aan de hand van CT-beelden of literatuurwaarden.
    1. Openen ImageJ FIJI en Importeer de opgeslagen CT-beelden: selecteer Bestand > Openen.
    2. Selecteer het gereedschap Lijn op de werkbalk om een lijn te tekenen over de lengte van de schaalbalk op de CT-afbeelding.
    3. Selecteer vervolgens Analyseren > Schaal instellen. Voer de bekende afstand in (als de schaalbalk in de afbeelding bijvoorbeeld 10 mm is, voert u 10 in als de bekende afstand). Voer de lengte-eenheid in (bijv. mm). Klik op OK.
  4. Gebruik het lijngereedschap om diameters te meten. Selecteer hiervoor het gereedschap Lijn op de werkbalk en teken een lijn die de diameter van het schip overspant. Selecteer vervolgens Analyseren > Meten om de diameterwaarde op te halen.
  5. Herhaal stap 1.3 en 1.4 voor alle interessante schepen en noteer de metingen.
  6. Verzamel scheepsmetingen in segmenttypen om modellering te vergemakkelijken.
    1. Maak een spreadsheet om de afmetingen van het schip te categoriseren en label elke rij met de naam van het schip, de meting en het segmenttype (bijv. slagader, ader).
  7. Maak een referentietabel voor de lengtes en diameters van vasculaire segmenten op basis van literatuur en radiografiemetingen.
  8. Genereer een 3D-model met behulp van 3D-modelleringssoftware om de geometrie en afmetingen van de CT-beelden te repliceren.
    1. Open de software en maak een nieuw onderdeelbestand: selecteer Bestand > Nieuw > onderdeel en selecteer Schets > Schets maken en teken het profiel met behulp van de afmetingen van ImageJ.
    2. Gebruik surface sweeps en lofting voor 3D-geometrie: selecteer voor sweeps de optie Functies > Swept Boss/Base. Selecteer voor lofts Features > Lofted Boss/Base.
    3. Verfijn het model zodat het overeenkomt met de exacte afmetingen.
  9. Identificeer modelvariaties die moeten worden ontwikkeld, zoals een controlemodel en een pneumonectomiemodel.
    1. Geef een overzicht van de verschillende aandoeningen (bijv. normale versus pneumonectomie) en maak een lijst van de structurele veranderingen die nodig zijn voor elke variatie.
  10. Dupliceer het originele model om te wijzigen om de experimentele modellen te maken op basis van uw parameters (d.w.z. rechter- en linkerpneumonectomie).
    1. Sla het originele model op en selecteer vervolgens Bestand > Opslaan als kopie om kopieën te maken voor elke experimentele voorwaarde.
    2. Wijzig elke kopie volgens de gedefinieerde parameters (bijv. rechter en linker pneumonectomie).
  11. Converteer het model van een deelbestand naar een Parasolid-bestand voor CFD-simulaties (Computational Fluid Dynamics).
    1. Selecteer Bestand > Opslaan als. Kies Parasolid (*.x_t) in de vervolgkeuzelijst voor het bestandstype en sla het bestand vervolgens op in de gewenste map.

2. Simulatie van vloeistofstroming

OPMERKING: Deze stap is nuttig bij het lokaliseren van gebieden met gewijzigde schuifspanning na pneumonectomie om de vasculaire geometrie te selecteren die moet worden gerepliceerd voor het in vitro systeem. Bovendien moet de softwarelicentie de importmodule ondersteunen.

  1. Zet een nieuw onderzoek naar laminaire stroming in stationaire toestand op.
    1. Selecteer Modelwizard > 3D (ruimtedimensie) > vloeistofstroom > enkelfasige stroming > laminaire stroming (spf) > selecteer Toevoegen om interface voor laminaire stromingsfysica toe te voegen > selecteer Studie > kies Stationair onder Algemeen onderzoek > selecteer Gereed.
  2. Voeg geometrie toe vanuit het CAD-model.
    1. Parasolid-bestand importeren. Selecteer Dopvlakken en selecteer in het venster Afbeeldingen de omtrek van de binnenwand van het vat bij elke open inlaat en uitlaat. Dit zijn de begrenzingsranden van de dopvlakken. Selecteer Formulier Samenvoegen en Alles maken.
    2. Selecteer Details verwijderen en zorg ervoor dat alle opties zijn geselecteerd onder Details die moeten worden verwijderd en selecteer vervolgens Alles opbouwen om onnodige geometrie te verwijderen.
  3. Het maken van Mesh 1 (vermaasde vaatwand + vermaasd vloeistofdomein).
    1. Zet Size op predefined: extra fijn, kalibreer voor vloeistofdynamica.
    2. Stel Grootte 1 in op vooraf gedefinieerd: extra fijn, kalibreer voor vloeistofdynamica, voor Geometrische entiteitsselectie, specificeer Grens en Handmatig. Selecteer in het venster Afbeeldingen alle zichtbare buitenzijden van het domein van de vaatwand, inclusief de ringachtige zijde rond de kap. Selecteer geen dopvlakken bij de inlaat en uitlaten.
      OPMERKING: Selecteer de dop aan het einde van het verwijderde gedeelte rechts en links van pneumonectomiemodellen, aangezien deze na een pneumonectomie als geometrische grenzen worden beschouwd.
    3. Selecteer onder Hoekverfijning de optie Domein en Handmatig. Selecteer in het grafische venster [Domein] 1 (tankwand) en [Domein] 2 (vloeistof).
    4. Zorg er onder Grensselectie voor dat de grenzen hetzelfde zijn als gespecificeerd in de "Geometrische entiteitsselectie" van "Grootte 1".
    5. Selecteer onder Free Tetrahedral 1 de optie Resterend voor geometrisch entiteitsniveau onder Domeinselectie.
    6. Geef onder Grenslagen 1 en Geometrische entiteitsselectie Domein op en selecteer Handmatig in het grafische venster [Domein] 1 en [Domein] 2. Eigenschappen van de grenslaag zijn dezelfde selectie die is opgegeven in Grootte 1.
    7. Bouw het net door Alles bouwen te selecteren onder Mesh 1.
  4. Mesh 2 maken (alleen meshed fluid domain).
    1. Klik met de rechtermuisknop op Mesh 1, selecteer Importeren om "Mesh 2" te maken en verwijder Import 2.
    2. Selecteer onder Importeren 1 de optie Meshing-volgorde om automatisch Mesh 1 te selecteren. Zorg ervoor dat Automatisch bronmesh bouwen, Domeinelementen importeren en Niet-vermaasde domeinen importeren zijn ingeschakeld en selecteer vervolgens Importeren. Alle instellingen die in Mesh 1 zijn gedefinieerd, worden overgedragen naar Mesh 2.
    3. Klik met de rechtermuisknop op Mesh 2 en selecteer Entiteiten verwijderen. Selecteer voor Objecten 1 onder Geometrische entiteitsselectie de optie Domein, selecteer Handmatig, selecteer in het grafische venster [Domein] 1 (vatwand) en selecteer vervolgens Alles bouwen om alleen de vloeistofgeometrie over te laten omdat het oppervlak van het vloeistofdomeinnet zich op het raakvlak tussen de vloeistofstroom en de binnenwand van de vaten bevindt.
  5. Stroommateriaal toevoegen: Maak een nieuw materiaal met behulp van eigenschappen van bloed uit de literatuur. Klik met de rechtermuisknop op Materialen en selecteer Leeg materiaal. Selecteer Domein in de selectie op geometrisch entiteitsniveau en selecteer Alle domeinen. Selecteer Niet-vast bij Materiaaltype, voeg de materiaaleigenschappen van bloed toe, inclusief viscositeit en dichtheid.
  6. Stel de randvoorwaarden en parameters van de laminaire stromingsstudie in.
    1. Selecteer Laminaire stroming (spf) en selecteer onder Domeinselectie de optie Alle domeinen. Alleen [Domein] 1 wordt vermeld. Domein 1 is in dit geval de vloeistofgeometrie, niet de vaatwand. Vloeistofeigenschappen 1 wordt automatisch gevuld uit het materiaal dat in stap 5 is gedefinieerd.
    2. Stel beginwaarden 1 druk in op fysiologische bloeddruk. Stel de randvoorwaarde voor muur 1 in op antislip.
    3. Selecteer Inlaat 1 in het venster Afbeeldingen en stel de randvoorwaarde in op Volledig ontwikkelde stroom. Zorg ervoor dat de voorwaarde toepassen op elke disjuncte selectie afzonderlijk is aangevinkt.
    4. Selecteer onder Volledig ontwikkeld debiet de optie Debiet en voer de snelheid in.
    5. Selecteer voor stopcontact 1 alle stopcontacten in het grafische venster en zorg ervoor dat de randvoorwaarde is ingesteld op Druk.
    6. Selecteer onder Drukcondities de optie Totaal en voer de druk in. Selecteer Gemiddelde en Backflow onderdrukken.
  7. Stel het onderzoek in en voer het uit.
    1. Zorg er voor Stap 1: Stationair in studie voor dat de sectie Fysica en variabelen overeenkomt met de beoogde studie en dat Mesh-selectiecomponent 1 is ingesteld als Mesh 2. Selecteer Berekenen.
  8. Analyseer de resultaten van schuifspanning.
    1. Klik met de rechtermuisknop op Druk (spf) en selecteer Dupliceren. Hernoemen als Schuifspanning.
    2. Selecteer onder Schuifspanning de optie Oppervlak en wijzig de gegevensset in Studie 1/Oplossing 1 (sol1).
    3. Typ onder Expressie spf.sr*spf.mu en stel eenheden in op Pa.
      OPMERKING: Dit staat voor "enkelfasige stroomafschuifsnelheid * enkelfasige stromingsviscositeit".
    4. Selecteer vervolgens Plot en klik met de rechtermuisknop op Transparantie 1 en selecteer Uitschakelen.
    5. Klik met de rechtermuisknop op Schuifspanning en selecteer Volume om de dataset te wijzigen in Studie 1/Oplossing 1 (sol1).
    6. Typ onder Expressie spf.sr*spf.mu en stel de eenheden in op Pa.
    7. Selecteer Plotten, klik met de rechtermuisknop op Surface en selecteer Uitschakelen om "Volume 1" visueel te analyseren om de interessegebieden van het schip te bepalen die moeten worden bestudeerd in het OOC-model

3. Voorbereiding van PDMS-mallen

  1. Gebruik de resultaten van vloeistofsimulatie om geometrieën voor controle en pneumonectomie te kiezen door gebieden te selecteren die significante verschillen in schuifspanning vertonen tussen controle- en pneumonectomiemodellen en deze te repliceren als negatieve mallen in CAD. Afmetingen van CAD-modellen van controle- en pneumonectomievasculatuur worden weergegeven in figuur 3 en figuur 4.
  2. Bovendien ontwerpen pluggen voor de inlaat en uitlaat van de mal om lekkage tijdens het zaaien van cellen te voorkomen.
  3. Print met een 3D-printer de mallen en pluggen met PLA-filament.
  4. Verkrijg de polymelkzuur (PLA) mallen die 3D-geprint zijn (controle + pneumonectomie) (Figuur 5A).
  5. Weeg 10 delen siliconen elastomeer basis en 1 deel siliconen elastomeer uithardingsmiddel om in totaal 30 ml mengsel te maken (10:1 massa/massa verhouding) om de mallen te vullen tot een dikte van 3 mm (Figuur 5B).
    OPMERKING: Meng geen stockoplossingen tijdens het weegproces. Gebruik voor elk reagens afzonderlijk weegmateriaal.
  6. Giet de elastomeerbasis en het uithardingsmiddel bij elkaar en meng grondig
    LET OP: Dit kan in een weegboot.
  7. Giet de goed gemengde oplossing in de vormpjes (ongeveer 15 ml voor de helft van de vorm) (Figuur 5C).
  8. Ontgas het PDMS door het 30 - 60 minuten in een vacuümkamer te plaatsen of totdat er geen luchtbellen meer zijn (Figuur 5D).
  9. Verwijder PDMS uit de vacuümkamer en hard uit bij kamertemperatuur gedurende 48 uur.
    OPMERKING: Er werd geen oven gebruikt voor het uitharden vanwege de thermische capaciteit van de PLA-mallen.
  10. Haal de PDMS uit de PLA-mal.
  11. Spoel de PLA-vorm royaal af met DI-water om ervoor te zorgen dat er geen onzuiverheden op het oppervlak achterblijven, zodat deze opnieuw kan worden gebruikt.

figure-protocol-1
Figuur 3: 3D CAD-tekening van de controlevasculatuur. Afmetingen, in mm, van het model van het controlevaatstelsel in bovenaanzicht en zijaanzicht. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-protocol-2
Figuur 4: 3D CAD-tekening van het vaatstelsel van pneumonectomie. Afmetingen, in mm, van het pneumonectomie vaatstelsel model in een bovenaanzicht en zijaanzicht. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-protocol-3
Afbeelding 5: PDMS-mallen maken. PDMS-mallen maken. (A) 3D-geprinte PLA-mallen voor controle- (oranje) en pneumonectomie (groen) experimenten. (B) Wegende schaal met PDMS die materialen maken. (C) Het PDMS-mengsel (10:1 basis + uithardingsmiddel) in de 3D-geprinte mallen gieten. (D) Ontgassing PDMS in een vacuümkamer. Gemaakt met BioRender.com Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

4. Celcultuur en zaaien

  1. Gebruik de juiste aseptische techniek volgens de lokale laboratoriumprotocollen.
  2. Spuit met 70% ethanol en breng alle benodigde materialen en componenten in de bioveiligheidskast (BSC) (Figuur 6A), inclusief PDMS-stukjes en vier stuks dubbelzijdige tape.
  3. Plaats twee stukken dubbelzijdig plakband in elke celkweekplaat (Figuur 6B).
  4. Plaats elke PDMS-vaatstelselhelft in zijn eigen celkweekschaaltje bovenop de dubbelzijdige tape (Figuur 6C).
  5. Steriliseer verder alle componenten door blootstelling aan UV-licht gedurende 20 minuten in de BSC.
  6. Ontdooi trypsine, HLMVEC-kweekmedia en 20 μg/ml fibronectine bij 37 °C indien nodig.
  7. Breng met een micropipet meerdere druppels van 30 μl 20 μg/ml fibronectine langs het PDMS-vaatstelsel aan. Kantel PDMS Gebruik indien nodig een pipetpunt om het PDMS gelijkmatig te coaten (Figuur 7A).
  8. Incubeer de PDMS-stukken gedurende 30 minuten terwijl ze in de BSC zijn.
  9. Zuig na incubatie de fibronectineoplossing op en laat de PDMS-stukjes drogen in de BSC (Figuur 7B).
  10. Breng een confluente kolf met HLMVEC-cellen uit de incubator (37 °C, 5 % CO2) naar de BSC.
  11. Aspireer HLMVEC-cultuurmedia uit de cultuurfles. Spoel kort met trypsine of steriel PBS.
  12. Zuig de was op en voeg 3 ml trypsine toe aan de kolf. Incubeer bij 37 °C, 5% CO2 gedurende 5 min. Observeer de cellen met een microscoop om te bevestigen dat alle cellen van de kolf zijn losgemaakt.
  13. Voeg 9 ml HLMVEC compleet kweekmedium toe om de trypsinewerking te stoppen.
  14. Breng de celsuspensie over in een conische buis van 50 ml en spoel de kolf vervolgens met 10 ml HLMVEC-kweekmedium om de resterende cellen op te vangen.
  15. Breng over naar de tube van 50 ml. Centrifugeer de cellen op 220 x g gedurende 5 min.
  16. Als u klaar bent, bevestigt u visueel de celpellet op de bodem van de buis. Spuit de tube in met 70% ethanol en breng deze in de bioveiligheidskast. Zuig het supernatant op en laat de pellet achter.
  17. Resuspendeer de cellen voorzichtig in 1 ml vers HLMVEC-kweekmedium en tel de cellen met behulp van een hemocytometer. Bereken het totale aantal cellen met behulp van de onderstaande vergelijkingen, waarbij AH het aantal cellen is dat per vierkant van de hemocytometer wordt geteld. Houd cellen op ijs.
    figure-protocol-4
  18. Breng de concentratie van cellen op 2 x 106 cellen/ml met HLMVEC kweekmedium.
  19. Plaats de 3D-geprinte pluggen aan de uiteinden van elke vaatstelselhelft om lekkage van de celsuspensie uit de PDMS-mal te voorkomen, zoals weergegeven in afbeelding 5 (4 stekkers in totaal, 2 per PDMS-stuk) (afbeelding 7C).
  20. Zaai 300 μL HLMVEC-celsuspensie (600 k-cellen) met behulp van een micropipet in elk PDMS-stuk (Figuur 7D).
  21. Breng de PDMS-stukken met HLMVEC-cellen voorzichtig 1-2 uur over naar de incubator (37 °C, 5% CO2) om ze te bevestigen (Afbeelding 7E).
  22. Inspecteer met een microscoop om een succesvolle HLMVEC-bevestiging aan de PDMS-substraten visueel te bevestigen.
  23. Breng de PDMS-vaatstelselhelften terug naar de BSC.
  24. Verwijder de vier pluggen, voeg voldoende HLMVEC-kweekmedium toe om de PDMS-vaatstelselhelften onder te dompelen en breng de kweekplaten met de PDMS-vasculaturen terug naar de broedmachine (Figuur 7F).
  25. 6-10 uur na het zaaien pipetteer u handmatig de HLMVEC-kweekmedia rond het PDMS naar het vaatstelsel om de media die zich het dichtst bij de cellen bevinden te verversen.

figure-protocol-5
Afbeelding 6: PDMS-mallen aan platen bevestigen. Basisstappen bij het bevestigen van het PDMS-vaatstelsel aan celkweekplaten. (A) Materialen die nodig zijn voor het plaatsen van PDMS-vaatstelselhelften in kweekplaten. (B) Twee stukken dubbelzijdig plakband worden diagonaal in elke steriele kweekplaat geplaatst. (C) PDMS-vaatstelselhelften die bovenop de dubbelzijdige lijm zijn gemonteerd. Gemaakt met BioRender.com Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-protocol-6
Figuur 7: HLMVEC's zaaien in PDMS-mallen. Stappen voor het zaaien van HLMVEC's in PDMS-vasculatuur. (A) Vul het vaatstelsel 150-300 μL met 20 μg/ml fibronectine. (B) Zuig overtollig fibronectine op met behulp van de tilt tap-techniek. (C) Sluit de uiteinden van de PDMS-vaatstelselhelft af met 3D-geprinte pluggen. (D) Zaai 500-600K cellen in media van 300 μL in elke vaatstelselhelft. (E) Plaats PDMS-helften 1-2 uur in de couveuse om de celhechting te vergemakkelijken. (F) Bedek PDMS-helften met media en verwijder de stekkers. Gemaakt met BioRender.com Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

5. Het samenstellen en het uitvoeren van het stroomsysteem

  1. Voer de flowprocedure uit zodra de cellen in de PDMS-vaatstelselhelften volledig samenvloeien, zoals bepaald door visuele inspectie onder een microscoop.
  2. Kalibreer de peristaltische pomp volgens het protocol van de fabrikant voordat u een experiment uitvoert.
  3. Autoclaveer alle autoclaveerbare componenten, inclusief de flowslang, slangconnectoren, spuitreservoir en rubberen stop.
  4. Dompel de acrylblokken, schroeven, pluggen, 1-inch lange Masterflex L/S 16 buisstukken en 15 mm petrischaalplaatdeksel 15 minuten onder in 70% ethanol en 20 minuten UV-behandeling in een BSC, halverwege omdraaien.
  5. Zodra alle andere apparatuur en materialen zijn gesteriliseerd, brengt u de PDMS-vaatstelselhelften in de BSC.
  6. Aspireer de HLMVEC-media uit de petrischaal met de vaatstelselhelften (Figuur 8A,B).
  7. Plaats de PDMS-helften in de twee blokken van polycarbonaat en zorg ervoor dat ze zijn uitgelijnd (Figuur 8C).
  8. Breng siliconenkit aan op de uiteinden van het vaatstelsel, waar de slang aan de PDMS-helften wordt bevestigd, en plaats de centimeterlange slang in de twee uiteinden van het onderste vaatstelsel (Figuur 8D).
  9. Draai het bovenste acrylblok (met de bovenste helft van de PDMS-vasculatuur) om op het onderste acrylblok (met de onderste helft van de PDMS-vasculatuur) (Figuur 8E).
  10. Schroef de acrylblokken aan elkaar met het schroefdraadblok aan de onderkant en sluit de vrije uiteinden van de inchlange buizen af met de 3D-geprinte pluggen (Figuur 8F).
  11. Verwijder een plug en injecteer voorzichtig 500 μL HLMVEC-kweekmedium in het vaatstelsel, kantel het om luchtbellen te voorkomen en plaats vervolgens de plug terug.
  12. Plaats de gehele gemonteerde chip in de broedmachine om de siliconen 1-2 uur te laten uitharden.
  13. Breng de geassembleerde chip en alle andere steriele materialen in de BSC en sluit alles aan om het stroomsysteem op te zetten volgens afbeelding 9. Zorg ervoor dat de slang die door de slangenpomp naar de vaatstelselinlaat loopt, is bevestigd aan de bodem van het spuitreservoir. Hierdoor kan de zwaartekracht de slang voeden en worden luchtbellen in het systeem verminderd.
  14. Vul het stroomsysteem voorzichtig voor met HLMVEC-media. Injecteer met een serologische pipet van 50 ml 30 ml media in de bovenkant van het spuitreservoir (Figuur 10B). Laat de slangenpomp op een laag debiet draaien om de slang te vullen. Ga door met het toevoegen van media aan het reservoir totdat het systeem volledig is gevuld en alle luchtbellen zijn verwijderd.
    OPMERKING: Luchtbellen kunnen cellen verscheuren tijdens het stromingsexperiment.
  15. Bevestig de slang aan de reservoirinlaat (vanaf de uitlaat van de vasculaire vorm) met behulp van een fitting die is bevestigd aan een rubberen stop die aan de bovenkant van het reservoir is geplaatst (Figuur 10C).
  16. Maak het stroomsysteem los van de slangenpomp en plaats het op de metalen pan. Transporteer de hele opstelling voorzichtig van de BSC naar de broedmachine (37 °C, 5% CO2). Voer de slang via de achterkant van de couveuse naar de slangenpomp.
  17. Sluit de peristaltische pomp weer aan en stel deze in op het gewenste debiet om de bloedstroomsnelheid door het vasculaire model na te bootsen.
  18. Start de pomp en zorg ervoor dat er geen lekken zijn. Laat het systeem 24 uur of de gewenste duur draaien. Controleer regelmatig op lekken.

figure-protocol-7
Figuur 8: Constructie van de flowchip. Het construeren van de flowchip. (A) Aspiratiemedia van de celkweekplaat. (B) PDMS halveert nadat de media zijn opgezogen. (C) Verwijder PDMS-helften van de plaat met andere materialen die nodig zijn om de chip te bouwen (plug, spuitfilter, 1/2" slangstukken, siliconenkit, 10-voudige schroeven en acrylblokken). (D) Plaats de PDMS-helften in de acrylblokken en breng siliconenkit aan op de rood gemarkeerde plaatsen. (E) Plaats de slang in de respectievelijke uitsparingen. (F) Sluit de helften van de stroomkamer aan en bevestig de plug en het spuitfilter. Gemaakt met BioRender.com Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-protocol-8
Afbeelding 9: Opstelling van het debietsysteem. Opstelling van het stroomsysteem. Het complete stroomsysteem is geconstrueerd met behulp van slangen, slangconnectoren, een peristaltische pomp, een spuitreservoir, een steunstandaard en de stroomchip. Gemaakt met BioRender.com Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-protocol-9
Figuur 10: Aanzuigen van het debietsysteem. Het doorstroomsysteem voorstrijken met media. (A) Eenvoudige opstelling van het stroomsysteem zonder media. (B) De rubberen stop wordt uit het spuitreservoir verwijderd en de media wordt continu toegevoegd totdat de slang is gevuld en er 20-30 ml overtollige media in het reservoir zit. (C) Stroomsysteem geprimed met HLMVEC-media. Gemaakt met BioRender.com Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

6. Fixeren en beitsen

  1. Was elk PDMS-vaatstelsel voor de helft in PBS gedurende 5 minuten. Voeg genoeg toe om het hele vaatgedeelte onder te dompelen.
  2. Zuig de PBS uit het vaatstelsel door de plaat te kantelen en de PBS weg te laten lopen, en zuig vervolgens de afvoer vacuüm op.
  3. Voeg 600 μL 4% paraformaldehyde (PFA) in PBS toe aan elke vasculaire helft en incubeer gedurende 20 minuten bij kamertemperatuur (RT).
  4. Zuig de PFA-oplossing op in een geschikte afvalcontainer met behulp van de methode in stap 2.
  5. Was vaste cellen 3x in PBS gedurende elk 5 minuten met behulp van de procedure in stap 2.
    OPMERKING: Gooi elk van deze wasbeurten weg in een geschikte afvalcontainer voor formaldehyde.
  6. Plug de uiteinden van de PDMS-vaathelften af met de schone 3D-geprinte pluggen.
  7. Bereid 3% runderserumalbumine (BSA) in PBS voor blokkering.
  8. Vul de vasculaire helften met 600 μl blokkeeroplossing en incubeer gedurende 30 minuten bij RT.
  9. Verwijder de pluggen en de aspiratieblokkerende oplossing.
  10. Bereid 1:200 verdunning van tarwekiemagglutinine (WGA) lectine met een geconjugeerde biotine (primair antilichaam) in 3% BSA-oplossing om GCX9 te kleuren.
  11. Plaats de pluggen terug om de uiteinden van het vaatstelsel af te sluiten en voeg 500 μL primaire antilichaamoplossing toe aan elke vaathelft.
  12. Incubeer de monsters gedurende 1 uur bij kamertemperatuur.
  13. Aspireer het primaire antilichaam voorzichtig volgens de eerder gebruikte techniek.
  14. Was 3 keer met PBS gedurende 5 minuten elk.
  15. Bereid 1:500 verdunning van WGA-streptavidineconjugaat (secundair antilichaam) in 3% BSA-oplossing.
  16. Plaats de pluggen terug om de uiteinden van het vaatstelsel af te sluiten en voeg 500 μl secundaire antilichaamoplossing toe aan elke vasculaire helft.
  17. Herhaal stap 6.12-6.14.
  18. Voeg DAPI-montagemedium toe aan het vaatoppervlak door met tussenpozen 30 μL druppels af te geven om het vaatstelsel volledig te vullen.
  19. Plaats glazen dekglaasjes op het PDMS om de vaatkanalen te bedekken.
  20. Sluit de randen van de dekglaasjes af met transparante nagellak.
  21. Dek de platen af met aluminiumfolie en bewaar ze bij 4 °C tot ze beeldvorming zijn.

7. Beeldvorming

  1. Zet de microscoop aan en open de weergavetoepassing op de aangesloten computer.
  2. Open de microscoop en doe het licht omhoog. Bevestig het juiste platform voor de monsters (veelzijdige petrischaalhouder).
  3. Plaats een monster op de schaalhouder in de microscoop met het interessegebied gecentreerd boven het objectief.
  4. Laat het licht zakken en sluit het deksel van de microscoop.
  5. Selecteer in de microscoopsoftware de optie Stilstaand beeld vastleggen .
  6. Kies het type monster, gebruik veelzijdig.
  7. Selecteer het juiste doel in het lensgedeelte voor de beste visualisatie.
  8. Pas in de microscoopsoftware de objectiefpositie aan om uit te lijnen met een interessegebied (ROI).
  9. Selecteer autofocus en de cellen moeten ongeveer scherp worden.
  10. Pas de scherpstelling handmatig aan om het beeld volledig te verduidelijken.
  11. Pas de helderheid en belichting aan om de cellen duidelijker te visualiseren.
  12. Schakel multicolor en color in de software in.
  13. Schakel in de CH-instellingen CH1 Floor DAPI en CH2 Floor GFP in.
  14. Pas de helderheid van elk kanaal afzonderlijk aan om de beelden duidelijk zichtbaar te maken.
  15. Selecteer Z-Stack in de microscoopsoftware.
  16. Pas de focus aan op het hoogste vlak van de afbeelding en selecteer instellen om de bovengrens in te stellen
  17. Pas de focus aan op het laagste vlak van de afbeelding en selecteer instellen om de ondergrens in te stellen
  18. Selecteer naar wens een plakdikte en druk op Start Capture om de afbeelding te maken.
    OPMERKING: Deze afbeeldingen worden ook uitgevoerd naar microscoopanalysesoftware voor verdere wijziging.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De resultaten van de vloeistofsimulatie laminaire stroming steady state studie toonden een toename van de schuifspanning in bepaalde bifurcaties in de pneumonectomiemodellen in vergelijking met het controlemodel, weergegeven in figuur 11. Gevisualiseerd in stap 2.8 van het protocol, geven de rode gebieden gebieden met hoge schuifspanning aan, terwijl de blauwe gebieden gebieden met lage schuifspanning aangeven.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Vasculaire modellering is een belangrijk nieuw gebied voor exploratie. De succesvolle creatie van een nauwkeurig vasculair model is veelbelovend voor de vooruitgang op het gebied van weefselmanipulatie en de ontwikkeling van geneesmiddelen. Dit artikel schetst een nieuwe methode voor het genereren van een OOC-vasculair systeem dat kan worden gebruikt om een pneumonectomie of een ander vasculair systeem of geometrie na te bootsen om een mogelijk verband tussen GCX-stoornissen en complicat...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen belangenconflicten.

Dankbetuigingen

De auteurs willen onze diepste dankbaarheid betuigen aan de afdeling Biomedische Technologie van het Worcester Polytechnic Institute voor hun steun en begeleiding. We willen graag een speciale dank betuigen aan Megan Ouellette, John Martel en Sudish Vengat voor hun gezamenlijke inspanningen en innovatieve ideeën die de kwaliteit en levensvatbaarheid van dit onderzoek aanzienlijk hebben verbeterd. Daarnaast willen we Samantha Cocchiaro en Udaya Rattan bedanken voor hun bijdragen in het lab en hun essentiële steun en hulp.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html
Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
#8-32 x 3/4 in. Combo Round Head Zinc Plated Machine Screw (8-Pack)Everbilt204274613-
0.25% EDTA-TrypsinThermoFisher Scientific25200056 -
15mL Conical Sterile Polypropylene Centrifuge TubesThermo Scientific12-565-269-
35x10mm Dish, Nunclon DeltaThermo Scientific153066-
50mL Conical Sterile Polypropylene Centrifuge TubesThermo Scientific12-565-271-
Assorted Rubber StoppersFisherbrand14-132
BioLite Cell Culture Treated Flasks (25cm^2)Thermo Scientific12-556-009-
BioLite Cell Culture Treated Flasks (75cm^2)Thermo Scientific12-556-010-
COMSOL MultiphysicsCOMSOLN/A-
Double Sided adhesive 3M16758005-
Epredia Richard-Allan Scientific Cover Glass Thermo Scientific22-050-218-
Fetal Bovine SerumThermoFisher Scientific A5256701 -
FibronectinThermoFisher Scientific 33016015 20 μg/mL dilution
Fisherbrand Isotemp Digital-Control Water Baths: Model 210Fisherbrand15-462-10Q-
Fisherbrand Sterile Syringe (60mL)Fisherbrand14-955-461-
Human Lung Microvascular Endothelial CellsSigma Aldrich540-05A -
Keyence BZX810 Fluorescent MicroscopeKeyenceN/A-
Krayden Dow Sylgard 184 Silicone Elastometer Kit. Clear, (1.1LB)Dow4019862-
Marga Cipta cast acrylic sheet 1/2' thick, 48x96'Marga CiptaN/A-
Masterflex L/S Easy-Load II Pump HeadMasterFlex77200-50
Masterflex L/S Precision Pump Tubing, Platinum-Cured Silicone, L/S 16; 25 ftMasterFlex96410-16-
Masterflex L/S Standard Peristaltic PumpMasterflex07522-20
Micropipette 0.2 to 2 μLFisherbrandFBE00002-
Micropipette 10 to 100 μLFisherbrandFBE00100-
Micropipette 100 to 1000 μLFisherbrandFBE01000-
Micropipette 5 to 50 μLFisherbrandFBE00050-
Microvascular Endothelial Cell Growth Medium (500ml)Sigma - Aldrich111-500-
Nalgene Sterile Syringe FiltersThermo Scientific725-2520-
Nikon Eclipse TS-100 Fluorescent MicroscopeNikonNI-TS100
Phosphate-buffered saline (DPBS, 10X), Dulbecco's formulaThermo ScientificJ61917.K3-
Prusament PLA Prusa Galaxy Black 1kgPrusaPRM-PLA-GLX-1000-
Rebel Hybrid Microscope, Upright and Inverted, Discover EchoECHO76376-746-
Silicone Sealant Loctite908570-
SolidWorksDassault SystemesN/A
Sterile Polystyrene Disposable Serological Pipets with Magnifier Stripe (10mL)Fisherbrand13-678-11E-
Sterile Polystyrene Disposable Serological Pipets with Magnifier Stripe (25mL)Fisherbrand13-678-11-
Sterile Polystyrene Disposable Serological Pipets with Magnifier Stripe (50mL)Fisherbrand13-678-11F-
Sterile Polystyrene Disposable Serological Pipets with Magnifier Stripe (5mL)Fisherbrand13-678-11D-
Streptavidin, Alexa Fluor 488 ConjugateInvitrogen S32354
Streptavidin, Alexa Fluor 488 ConjugateInvitrogenS32354-
Syringe resevoir BD300865
Thermo Scientific Alfa Aesar 1LT Albumin, Bovine, Fraction V, 35% soln., Reagent Grade, Fatty Acid Free, with azide as preservatiThermo ScientificN12H004-
Tubing ConnectorsFisherbrand01-000-161-
VECTASHIELD Antifade Mounting Medium with DAPI VectashieldH-1200-10-
VWR Water Jacketed CO2 IncubatorAvantar 10810-744 -
WGA Biotinylated AntibodyVectorB-1025-
```

Referenties

  1. Sharma, S., Beshara, M., Bora, V. Pneumonectomy. , StatPearls Publishing LLC. (2024).
  2. Grapatsas, K., et al. Pneumonectomy for primary lung tumors and pulmonary metastases: a comprehensive study of postoperative morbidity, early mortality, and preoperative clinical prognostic factors. Curr. Oncol. 30 (11), 9458-9474 (2023).
  3. Lucas, G. F. N., James, M. I., David, R. J., Victor, E. L. Chapter 24. Topics in thoracic surgery. Guerreiro Cardoso, P. F. , IntechOpen. (2012).
  4. Sentenac, P., et al. Pulmonary hypertension after pneumonectomy: a preclinical model in rats and human pulmonary endothelial cells. Eur. J. Cardiothorac. Surg. 59 (1), 147-154 (2020).
  5. Russo, T. A., Banuth, A. M. M., Nader, H. B., Dreyfuss, J. L. Altered shear stress on endothelial cells leads to remodeling of extracellular matrix and induction of angiogenesis. PLoS One. 15 (11), e0241040(2020).
  6. Milusev, A., Rieben, R., Sorvillo, N. The endothelial glycocalyx: a possible therapeutic target in cardiovascular disorders. Front. Cardiovasc. Med. 9, e897087(2022).
  7. Vittum, Z., Cocchiaro, S., Mensah, S. A. Basal endothelial glycocalyx's response to shear stress: a review of structure, function, and clinical implications. Front. Cell Dev. Biol. 12, e1371769(2024).
  8. Villalba, N., Baby, S., Yuan, S. Y. The endothelial glycocalyx as a double-edged sword in microvascular homeostasis and pathogenesis. Front. Cell Dev. Biol. 9, e711003(2021).
  9. Harding, I. C., et al. Endothelial barrier reinforcement relies on flow-regulated glycocalyx, a potential therapeutic target. Biorheology. 56 (2-3), 131-149 (2019).
  10. Alphonsus, C. S., Rodseth, R. N. The endothelial glycocalyx: a review of the vascular barrier. Anaesthesia. 69 (7), 777-784 (2014).
  11. Möckl, L. The emerging role of the mammalian glycocalyx in functional membrane organization and immune system regulation. Front. Cell Dev. Biol. 8, e00253(2020).
  12. Nian, K., Harding, I. C., Herman, I. M., Ebong, E. E. Blood-brain barrier damage in ischemic stroke and its regulation by endothelial mechanotransduction. Front. Physiol. 11, 605398(2020).
  13. Dietz, N. M. Pathophysiology of postpneumonectomy pulmonary edema. Semin. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 4 (1), 31-35 (2000).
  14. Bozlar, U., et al. Pulmonary artery diameters measured by multidetector-row computed tomography in healthy adults. Acta Radiol. 48 (10), 1086-1091 (2007).
  15. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  16. Kataoka, H., et al. Fluorescent imaging of endothelial glycocalyx layer with wheat germ agglutinin using intravital microscopy. Microsc. Res. Tech. 79, 31-37 (2016).
  17. Wood, K. M., Stone, G. M., Peppas, N. A. Wheat germ agglutinin functionalized complexation hydrogels for oral insulin delivery. Biomacromolecules. 9 (4), 1293-1298 (2008).
  18. Tarnowski, B. I., Spinale, F. G., Nicholson, J. H. DAPI as a useful stain for nuclear quantitation. Biotech. Histochem. 66 (6), 297-302 (1991).
  19. Emde, B., Heinen, A., Gödecke, A., Bottermann, K. Wheat germ agglutinin staining as a suitable method for detection and quantification of fibrosis in cardiac tissue after myocardial infarction. Eur. J. Histochem. 58 (4), 2448(2014).
  20. Hu, Z., Cano, I., D'Amore, P. A. Update on the role of the endothelial glycocalyx in angiogenesis and vascular inflammation. Front. Cell Dev. Biol. 9, e734276(2021).
  21. Choi, J., Lee, E. J., Jang, W. B., Kwon, S. M. Development of biocompatible 3D-printed artificial blood vessels through multidimensional approaches. J. Funct. Biomater. 14 (10), e14100497(2023).
  22. Fallon, M. E., Mathews, R., Hinds, M. T. In vitro flow chamber design for the study of endothelial cell (patho)physiology. J. Biomech. Eng. 144 (2), e4051765(2021).
  23. Basehore, S., Garcia, J., Clyne, A. M. The science, etiology and mechanobiology of diabetes and its complications. Gefen, A. , Acad. Press. 291-312 (2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

SchuifspanningVasculaire ModelleringLongvasculatuurVloistsimulatieHLMVEC cellenPDMS vasculatuurImmunokleuringPeristaltische Pomp

Gerelateerde artikelen