Methodenartikel

Populier onvoorziene wortels geïnduceerd door stengelkankerpathogenen: een experimenteel systeem voor het bestuderen van wortelbiologie en lichtresponsgerelateerde processen

DOI:

10.3791/67304

⸱

11 oktober 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Tree Genetics and Breeding, Institute of Ecological Conservation and Restoration, Chinese Academy of Forestry, 2Comprehensive Experimental Center in Yellow River Delta of Chinese Academy of Forestry, 3Beijing Haidian Kaiwen Academy High School, 4State Key Laboratory of Tree Genetics and Breeding, Research Institute of Forestry, Chinese Academy of Forestry

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier presenteren we een protocol om de productie van onvoorziene wortels (AR's) te induceren via de inoculatieroute voor floëem- of epidermisgordelschimmelpathogenen, die geschikt is voor de studie van wortelbiologie en de lichtresponsgerelateerde fysiologische processen in populier.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Valsa sordida en Botryosphaeria dothidea zijn twee cruciale necrotrofe schimmelpathogenen die veel plantengastheren beschadigen, met name soorten in het geslacht Populus. Deze twee schimmelpathogenen komen voornamelijk voor in populierentakken, stengels en twijgen en veroorzaken klassieke symptomen zoals kankerlaesies, afsterven van het bladerdak en verwelking. Inenting van ziekteverwekkers is de meest efficiënte manier om het mechanisme van plantenziekten te bestuderen. Naast de kankerlaesies rond de inoculatieplaatsen op de stengels, werd een nieuw ontwikkelingsfenomeen, overvloedige onvoorziene wortels (AR's) met een felrode kleur, waargenomen bij populierensoorten na inoculaties van stengelkankerpathogenen. In deze studie beschreven we de methode voor het induceren van AR's met behulp van schimmelpathogenen in populieren. De cruciale stap van deze methode is de inoculatie van de ziekteverwekker na (floëem of epidermis) omgordingsmanipulatie. De tweede cruciale stap is het aanbrengen van het vochtinbrengende materiaal. Vergeleken met de vochtinbrengende manipulatie met Parafilm, kan het inpakken van de geïnoculeerde plaatsen met huishoudelijke polyethyleen (PE) plasticfolie kleurrijke, talrijke en robuuste AR's produceren in 20 dagen na gordel-inoculatie. Ten slotte ontsproten witte AR's uit de geënte ringen in de populierenstengels na een schaduwbehandeling (het omwikkelen van de stengels met aluminiumfolie). Deze methode introduceert een nieuw experimenteel systeem voor het bestuderen van wortelontwikkeling en morfogenese, dat cruciaal is voor het begrijpen van de biologie van wortelontwikkeling, morfogenese en respons onder ziektestress. Bovendien kan deze studie, in combinatie met een schaduwbehandeling, een handig experimenteel systeem bieden voor het onderzoeken van lichtresponsgerelateerde processen, bijvoorbeeld de biosynthese van flavonoïden, anthocyanen of andere verwante metabolieten, en genen of transcriptiefactoren die bij deze processen betrokken zijn.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Populierenstamkankerziekten veroorzaakt door necrotrofe schimmelpathogenen, Valsa sordida en Botryosphaeria dothidea, zijn de twee cruciale boomziekten in Noord-China die de ontwikkeling van ecologische en economische plantages van populierensoorten ernstig hebben geschaad. Populierenkankerziekten komen altijd voor op de schors van de stammen en takken, terwijl aflaesies hun typische symptomen zijn. Na het begin van de ziekten beschadigden de zich uitbreidende kankerlaesies geleidelijk het floëem, camium en xyleem van gastheren. Verder beïnvloedden ze het transport van geassimileerde producten en water door het vaatstelsel. Hoe de kankerpathogenen het floëem- en xyleemtransport belemmeren, blijft echter onduidelijk.

Om de transportmechanismen van koolhydraten en water in populieren die besmet zijn met kankerpathogenen te onthullen, stelden we de floëem- of epidermis-omgordingsinoculatiemethoden 1,2 voor, die de klassieke manipulatie van de tuingordel en de inoculatiemethode van pathogenen combineerden (mycelia blokwondinoculatie). Deze methoden kunnen het besmettingsproces en de verstopping van water en koolhydraten door kankerpathogenen simuleren.

Ons onderzoek illustreerde dat schimmelpathogenen het afsterven van het bladerdak van populieren veroorzaakten door aanvankelijk koolstofhonger te veroorzaken, niet hydraulisch falen 1,3,4,5. Verrassend genoeg hebben we een speciale rhizogenese waargenomen op populierenstengels die geassocieerd waren met de inoculatie van stengelkankerpathogenen: overvloedige rode onvoorziene wortels (AR's) groeien vanaf het onderste uiteinde van de bovenste stengels (tegenover de bovenrand van de floëem of epidermis-gordelringen). Bovendien illustreerden onze experimenten dat de productie van AR's universeel is in de interactie tussen populieren-kankerpathogenen. Ze kunnen worden geproduceerd uit soorten populierensoorten of klonen van verschillende leeftijden (1, 2 of zelfs 6 jaar oud) en kunnen worden geïnduceerd door verschillende kankerpathogenen (V. sordida en B. dothidea) of hun isolaten. Daarnaast hebben we de kleurmechanismen van populieren AR's bestudeerd, en de resultaten toonden aan dat het geassocieerd is met de biosynthese van flavonoïden en anthocyanen, evenals genexpressieregulatie van lichtgerelateerde genen (of genmodules) onder lichtomstandigheden6. Daarom kunnen deze door pathogenen geïnduceerde populieren-AR's worden gebruikt als een stabiel en ideaal experimenteel systeem voor de studie van de interactie tussen plant en ziekteverwekker, wortelbiologie en de functie en expressie van lichtgerelateerde genen.

In deze studie zullen we het protocol introduceren en verstrekken om een experimenteel systeem voor populieren-AR's op te zetten via een omgordingsinoculatieroute; bovendien wijzen we op de cruciale factoren die de vorming van AR's beïnvloeden en gaan we in op de mogelijke toepassing van de gordelinoculatie in de studie van de biologie van populierenwortels en andere fysiologische processen die verband houden met lichtrespons.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Inductie van populieren AR's door middel van gordelinoculatie

  1. Cultuur van schimmelkankerpathogeen
    1. Los 6 g aardappelextract, 20 g dextrose en 20 g agar op in 1000 ml water om het medium aardappeldextrose-agar (PDA) te bereiden. Steriliseer het medium gedurende 30 minuten op 121,1 °C en giet het medium in petrischaaltjes (met een diameter van 9 cm), waarbij elk schaaltje ongeveer 20 ml PDA-medium bevat.
    2. Inoculeer het geactiveerde schimmelmyceliumblokje (~0,5 cm) in het midden van de PDA petrischaal.
    3. Incubeer de geënte PDA-platen in het donker bij 28 °C gedurende 7-10 dagen.
    4. Snijd het geïncubeerde PDA-medium met schimmelmycelium in bandjes (1,2 cm breed; ongeveer 3-6 cm lang).
  2. Bereiding van populierenmaterialen
    1. Selecteer 1-2 jaar oude, krachtig groeiende populierenboompjes.
    2. Selecteer volwassen stengels/takken van populierenboompjes (1-2 cm in diameter, vrij van ziekten en plagen).
    3. Was de inoculatiegebieden (ongeveer 30 cm hoog boven de grond of de basis van de takken) van populierenstengels/takken; Steriliseer de stengels/takken met een oplossing van 75% alcohol.
  3. Inductie van AR's door floëemgordel-inoculatie
    1. Gordel voorzichtig de epidermis en het floëem van de gesteriliseerde populierenstengels/takken om, verwijder de omgorde floëemringen (1 cm breed, inclusief gedeeltelijk cambium) en leg de witte, binnenste cambium/xyleemweefsels bloot.
      OPMERKING: In de stappen 1.3.2-1.3.4 worden alternatieve inoculatiemethoden beschreven.
    2. Bedek het gordelgebied volledig met myceliumbanden (1,2 cm breed) als floëemgordelinoculatiebehandeling (GP). De schimmeldraden zijn naar het blootgestelde xyleem gericht.
    3. Schraap en beschadig het blootgestelde binnenste cambiumweefsel met gesteriliseerde messen en inoculeer vervolgens de PDA-banden (1,2 cm breed) op de gordelgebieden als gordelcambiumverwijderingsbehandeling (GR).
    4. Inoculeer de gordelgebieden rechtstreeks met de ongekweekte PDA medium banden (1,2 cm breed) als gordelcontrole (GC).
    5. Wikkel de geënte stengels/takken in met rekbare, kleurloze en transparante enttape (of PE-plastic folie). Wikkel 4 lagen om vocht binnen te houden.
    6. Bind de geënte stengels/takken vast met (metalen, plastic of houtachtige) stokken (meer dan 50 cm) om te voorkomen dat ze door de wind breken.
    7. Cultiveer de omgorde populierenmaterialen met regelmatige irrigatie tijdens het experiment.
    8. Observeer van buitenaf en registreer de vorming van populieren-AR's 14-30 dagen na inoculatie.
  4. Inductie van AR's door omgording-inoculatie van de epidermis
    1. Selecteer en bereid geënte materialen voor zoals beschreven in stap 1.2.
    2. Omgord de epidermis van populierenstengels/takken voorzichtig.
    3. Verwijder de epidermisringen (1,0 cm breed) en leg het groene floëemweefsel bloot.
    4. Schraap het floëemweefsel vier keer lichtjes en verticaal en leg de inwendige structuur van het floëem bloot.
    5. Inoculeer het omgorde epidermisgebied met het schimmelmycelium (eGP) en PDA-banden (eGC). Voer inoculatiemanipulaties uit die vergelijkbaar zijn met de stappen 1.3.2-1.3.4.
    6. Wikkel de geënte stelen in met enttape (of PE-plastic folie) zoals beschreven in stap 1.3.5.
    7. Beheer populieren en observeer AR's zoals beschreven in stap 1.3.6-1.3.8.

2. Opzetten van een experimenteel systeem voor het onderzoek van lichtgerelateerde genen door middel van een gordelinoculatiemethode

  1. Induceer populieren-AR's met behulp van de floëemgordel-inoculatiemethode (stappen 1.3.2-1.3.4).
  2. U kunt ook populieren-AR's induceren met behulp van de inoculatiemethode voor het omgorden van de opperhuid, zoals beschreven in stap 1.4.5.
  3. Wikkel de ziekteverwekker-geïnoculeerde gebieden van populierenstengels/takken (15 cm hoog) in met aluminiumfolie (schaduwbehandeling, S) of zonder aluminiumfoliefolie (verlichtingsbehandeling, L).
  4. Bind de stengels/takken vast aan stokken van >50 cm lang om te voorkomen dat ze door de wind breken. Kweek en beheer de populieren regelmatig en houd ze goed geïrrigeerd tijdens het experiment zoals beschreven in stap 1.3.6-1.3.7.
  5. Verwijder de aluminiumfolie van de stelen ~20 dagen na inoculatie.
  6. Observeer en fotografeer de aluminiumfolie gearceerde (S) en niet-gearceerde populieren AR's (L) onmiddellijk.
  7. Kweek de gearceerde populier AR's in zonlicht of andere kunstmatige lichtbronnen/omstandigheden.
  8. Verwijder de entbanden (of PE-plastic folies) en oogst de populieren-AR's 1-5 dagen na blootstelling aan licht.
  9. Wikkel alle AR-monsters in aluminiumfolie. Voor de populieren-AR's die een schaduwbehandeling hebben ondergaan, oogst de monsters in het donker.
  10. Week de AR-monsters in vloeibare stikstof en bewaar ze bij -80 °C voor verder onderzoek.
  11. Oogst de aan licht blootgestelde of niet-belichte populieren-AR's (uitgevoerd in het donker) nadat u ze in aluminiumfolie hebt omwikkeld en bewaar ze bij 4 °C voor morfologische en andere in situ-testen .

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De workflow van stengelkankerpathogenen die onvoorziene wortels induceren door middel van gordelinoculatie wordt weergegeven in figuur 1. De experimenten die hier zijn uitgevoerd, toonden aan dat zowel stengelkankerpathogenen, V. sordida, B. dothidea, en hun isolaten (van verschillende gastheren, regio's of pathogeniteit) de vorming van AR's bij populierensoorten kunnen induceren. In dit protocol gebruikten we V. sordida isolaat CZC, CFCC86775 en B. dothidea isolaten SD50 en SD81 om AR's te produceren in P. alba var. pyramidalis. V sodida CZC is een typische ziekteverwekker die wordt gebruikt en is gedeponeerd in het China General Microbiological Culture Collection Center (CGMCC 40575); V. sordida isoleren CFCC86775 werd gekocht van het China Forestry Culture Collection Center, terwijl twee SD-isolaten werden verzameld uit de populierenbomen met kankerziekte in de provincie Shandong en in ons laboratorium werden gedeponeerd. Zoals te zien is in Figuur 2, vormde zich callus op het gordelgebied (Figuur 2A, paneel 1) en werden er weinig AR's gevormd bij vergulding en cambiumverwijderingsbehandeling (Figuur 2A, paneel 2), terwijl rood, veel vezelige wortels werden geproduceerd na de floëem-omringende inoculatiebehandeling (Figuur 2A, panelen 3-6). We zagen ook dat de AR's werden geïnduceerd in verschillende populierensoorten of klonen, zoals P. alba var. pyramidalis, Populus × beijingensis, P. alba × P. tremula var. glandulosa kloon 84K, P. euramericana cv. 'Bofeng 3', of andere hybride populieren). In dit protocol worden de AR's echter alleen geproduceerd op de stengels van 1-jarige P. alba var. pyramidalis. Ten slotte, zoals te zien is in figuur 2 paneel 7, werden ARs-structuren ook geïnduceerd in de stammen van de 6-jarige P. alba var. pyramidalis na floëem-omringende inoculatie door ziekteverwekker V. sordida. De diameters van de populierenstam zijn ongeveer 6-7 cm en de lengte van de langste vezelige wortels was langer dan 7,0 cm.

Zoals te zien is in figuur 2, werden de rode segmenten geproduceerd in de arcerende populieren-AR's na blootstelling aan zonlicht, van witte melkachtige of lichtrode AR's geproduceerd op de in aluminiumfolie omwikkelde populieren (Figuur 2B, paneel 1) tot de rode AR's 3 dagen later (Figuur 2B, paneel 4). Bovendien merkten we ook op dat rode pigmenten werden geproduceerd in een korte periode na blootstelling aan licht, en de genexpressieanalyse illustreerde dat de biosynthese van pigmenten (voornamelijk cyanidine-3-O-glucoside) rechtstreeks werd getransformeerd uit hun anthocyanidinesubstraten, niet de de nieuwe biosynthese vanaf het begin van de fenylpropaan metabole route6.

In dit protocol kunnen beide omgordingsmethoden (floëem en epidermisgordel) de vorming van AR's op populierenstengels induceren na inoculatie van ziekteverwekkers. Er traden minder windschermen op en er was minder invloed op de fysiologie (zoals transport van water en koolhydraten) bij epidermis-omgordende populieren; het lijkt er echter op dat de productie van AR's een beetje snel en efficiënt is bij het omgorden van floëemen. Daarom wordt de floëem omgordende inoculatiemethode aanbevolen bij het onderzoek naar populieren AR's.

figure-results-1
Figuur 1: De schematische workflow van onvoorziene wortelvorming (ARs) geïnduceerd door stengelkankerpathogeen door middel van gordelinoculatiemethoden in populieren. Eerst werd de stengelkankerpathogeen (gekweekt bij 28 °C in het donker gedurende 7-10 dagen) in myceliumbanden (1,2 cm breed) gesneden. Eenjarige populierenboompjes of de eenjarige takken werden op de stengels omgord (op ~30 cm boven de grond of de basis van de takken, aangegeven door de blauwe pijlen) door middel van twee methoden: floëem omgording (omgorden en weggooien van de omgorde ringen die inclusief epidermis, floëem en gedeeltelijk cambiumweefsel op de stengels waren) of epidermis omgording (omgorden en weggooien van de omgorde ringen die alleen inclusief epidermis van de stengels waren). De breedte van omgorde floëem of floëemringen is 1,0 cm. Vervolgens werden de omgorde gebieden volledig bedekt met myceliumbanden en onmiddellijk omwikkeld met PE-plastic tape; De myceliumzijden van de band waren naar het omgorde gebied gericht. Voor het onderzoek naar wortelbiologie, zoals rhizogenese en wortelontwikkeling, werden de geënte populierenboompjes/takken gedurende 14-30 dagen gekweekt onder regulier beheer (Routeweg I, gemarkeerd met gele pijlen). Voor het onderzoek naar biosynthese van segmenten, fotomorfogenese of expressieregulatie van de lichtgerelateerde genen, werd extra aluminiumfolie omwikkeld, waarna de geënte jonge boompjes/takken ~20 dagen werden gekweekt om de AR's te produceren. Toen de AR's werden geproduceerd, werd de aluminiumfolie van de stengels/takken verwijderd en werden de populieren-AR's blootgesteld aan zonlicht of andere lichtomstandigheden (gevarieerd in het lichtspectrum, intensiteit, periode of hun combinaties) (Pathway II, gemarkeerd in rode pijlen). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Stengelkankerpathogenen induceerden de vorming van onvoorziene wortels (AR's) en segmenten biosynthese in de lichtomstandigheden van AR's in populier. (A) Verschillende stengelkankerpathogenen induceren AR-vorming in populierenstengels. A1: omgordingsbediening; A2: gordel en cambiumverwijdering (GR); A3-6: Verschillende pathogenen van stengelkanker (V. sordida en B. dothidea) induceren AR-vorming bij 1-jarige P. alba var. pyramidalis jonge boompjes; A7: AR's geproduceerd op de tak van 6 jaar oude P. alba var. pyramidalis. (B) Blootstelling aan licht induceert de biosynthese van segmenten op populieren-AR's. B1-B4 vertegenwoordigen populieren-AR's die zijn blootgesteld in lichtomstandigheden op 0, 1, 2 en 3 dagen na blootstelling. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Populierensoorten zijn geneigd om AR's of laterale wortels (LR's) te produceren uit stengelstekken, wat bijdraagt aan hun voortplanting en als model voor wortelbiologie bij houtplanten 7,8. Bovendien wees onderzoek uit dat inoculatie van specifieke micro-organismen, zoals nuttige bacteriën (Agrobacterium rhizogenes 9,10; Plantengroeibevorderende rhizobacteriën [PGPR]11), endofytenbacteriën12,13, arbusculaire mycorrhiza-schimmels (AMF)14,15 of ectomycorrhiza-schimmels (EMF)16,17 kunnen de groei of ontwikkeling van plantenwortels bevorderen. Er werd echter geen melding gemaakt van ziekteverwekkers (noch bacteriën noch schimmelpathogenen) die de AR-structuur op de waardplanten induceren of bevorderen.

De experimenten hier hebben aangetoond dat verschillende pathogenen van populierenkanker (zoals V. sordida, B. dothidea) de vorming van AR's in populierenstengels/takken kunnen induceren (Figuur 2A, panelen 3-6). Bovendien toonden experimenten aan dat AR's kunnen worden geïnduceerd op verschillende populierensoorten/klonen, bijvoorbeeld 1-2 jaar oude jonge boompjes van P. alba var. pyramidalis, Populus × beijingensis, P. alba × P. tremula var. glandulosa kloon 84K, P. euramericana cv. 'Bofeng 3', en zelfs 6-jarige populierentakken (Figuur 2A, paneel 7). Er werd echter geen AR-structuur geproduceerd op de 1-jarige jonge boompjes/takken van Malus spp., Prunus spp., Cedrus deodara en Pinus massoniana. Vervolgens zorgde dit protocol voor een nieuwe route voor de productie van populieren-AR's: het induceren van AR's door omgordingsinoculatie van ziekteverwekkers van boomschimmelkanker (V. sordida en B. dothidea) op populierenstengels/takken.

Experimenten gaven ook aan dat zowel de floëem- als de epidermis-gordelmethode de vorming van AR's op populierenstengels konden induceren na inoculatie van pathogenen; Populierenstengels na floëem-omringende inoculatie breken echter gemakkelijk door de wind op de omgordingsplaatsen voor de significante afname van de taaiheid die wordt veroorzaakt door het omgorden en verwijderen van schors (floëem) manipulatie en invasie van ziekteverwekkers. Daarom moeten voor de inductie van de AR's de populierenstengels/takken goed aan stokken worden vastgemaakt om te voorkomen dat ze breken, vooral wanneer de floëem-omgordingsmethode werd gebruikt.

De planten zelf bepalen vooral de vorming van AR's. Het wordt echter ook beïnvloed door enkele omgevingsfactoren. AR's kunnen bijvoorbeeld worden geïnduceerd bij wateroverlast of overstromingen bij sommige tweezaadlobbige soorten18,19. Het vasthouden van vocht was de cruciale stap van de inductie van AR's op de bovengrondse stengels/takken. In dit protocol werden zowel de Parafilm als de huishoudelijke PE-folie gebruikt voor vochtconservering. De parafilmomhulling kan echter worden gepenetreerd door de nieuw gevormde AR's, wat waterverlies, groeivertraging, bruinverkleuring en verhouting van populieren-AR's veroorzaakt. Integendeel, overvloedige, malse en waterrijke AR's werden geoogst in de met PE omwikkelde populierenstengels. Daarom werd in dit protocol huishoudelijke PE-folie aanbevolen, geen parafilmfilm.

Wortels zijn cruciale organen van planten en spelen een belangrijke rol bij de voortplanting, groei, voedingsstoffen en wateropname van planten. Vervolgens moeten de methoden worden gebruikt bij de studie van rhizogenese20, morfologie en ontwikkeling, en wortelsysteemarchitectuur (RSA)21 bij populierensoorten. Bovendien wees onderzoek uit dat associaties tussen het wortelstelsel en de rhizosfeerbacteriën de ziekteresistentie van waardplanten kunnen verbeteren22; dan zou inoculatie van gordelkankerpathogenen enkele moleculaire en epigenetische veranderingen in populieren-AR's moeten veroorzaken, die een potentiële toepassing hebben in de teelt van ziekteresistente zaailingen.

Licht is een kritische omgevingsfactor die van invloed is op de groei, ontwikkeling en voortplanting van planten. Het schaduwblootstellingsexperiment (Figuur 2B) gaf aan dat de door pathogenen geïnduceerde populieren-AR's een ideaal experimentsysteem zijn voor de biosynthese van plantensegmenten (flavonoïden, anthocyanen23, enz.). Eerder onderzoek illustreerde ook dat lichtomstandigheden (intensiteit, kwaliteit, duur en kwantiteit blootgesteld aan de moederplant) van invloed zijn op wortelvorming of rhizogenese en de ontwikkeling van zowel onvoorziene als zijwortels 24,25,26. Daarom kan het door ziekteverwekkers geïnduceerde populieren-AR's-systeem in dit protocol worden gebruikt voor het onderzoek naar wortelbiologie en andere lichtresponsgerelateerde processen van populierenplanten.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit onderzoek werd gezamenlijk gefinancierd door het Central Public-interest Scientific Institution Basal Research Fund van State Key Laboratory of Tree Genetics and Breeding (subsidienummer CAFYBB2020ZY001-2) en de National Natural Science Foundation of China (subsidienummer 32171776) aan Jiaping Zhao.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AgarSolarbioA8190  Voeding bieden voor schimmelgroei
AluminiumfoliebiosharpBS-QT-027BOm schaduw te bieden voor het geïnfecteerde gebied
GirdlingmesMoGong Hardware tool firmsDe epidermis van populierenstammen/takken afknippen
EngraftingtapeCAPI5cmOm schimmels op de planten te bevestigen
PD (Aardappelextractie, Dextrose) SolarbioP7360Voeding bieden voor schimmelgroei
PE kunststoffolieMiaoJie413703Om schimmels op de planten te bevestigen
PetrischalenBkman biological Co.,Ltd 90mmDe PDA-medium voorbereiden
ThermostaatincubatorShanghai Kuntian Laboratory Instrument Co., LtdKTD-6000Een omgeving bieden voor schimmelgroei

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Xing, J., et al. Fungal pathogens of canker disease trigger canopy dieback in poplar saplings by inducing functional failure of the phloem and cambium and carbon starvation in the xylem. Physiol Mol Plant Pathol. 101523, 112(2020).
  2. Xing, J., et al. Stem canker pathogen Botryosphaeria dothidea inhibits poplar leaf photosynthesis in the early stage of inoculation. Front Plant Sci. 13, 1008834(2022).
  3. Li, P., et al. Fungal canker pathogens trigger carbon starvation by inhibiting carbon metabolism in poplar stems. Sci Rep. 9, 10111(2019).
  4. Li, J., et al. Effects of Valsa sordida infection on photosynthetic characteristics and carbon-water metabolism in Populus alba var. Pyramidalis. For Res. 34 (05), 58-68 (2021).
  5. Xing, J., et al. Comparisons of photosythetic response and characteristics in leaves of Populus alba var. pyramidalis infected by the stem canker pathogen Valsa sordida and Botryosphaeria dothidea at Early Stage. Scientia Silvae Sinicae. 57 (09), 121-129 (2021).
  6. Li, M. Physiological and molecular mechanisms of adventitious root formation in poplar induced by stem canker pathogens [Master's Thesis]. , Chinese Academy of Forestry. (2023).
  7. Ahkami, A. H. Systems biology of root development in Populus: Review and perspectives. Plant Sci. 335, 111818(2023).
  8. Dickmann, D. I. Silviculture and biology of short-rotation woody crops in temperate regions: then and now. Biomass Bioenergy. 30, 696-705 (2006).
  9. De Almeida, M. R., et al. Environmental control of adventitious rooting in Eucalyptus and Populus cuttings. Trees. 31, 1377-1390 (2017).
  10. Zavattieri, M. A., Ragonezi, C., Klimaszewska, K. Adventitious rooting of conifers: influence of biological factors. Trees. 30, 1021-1032 (2016).
  11. Bhattacharyya, P. N., Jha, D. K. Plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR): emergence in agriculture. World J Microbiol Biotechnol. 28, 1327-1350 (2012).
  12. Khan, Z., et al. Growth enhancement and drought tolerance of hybrid poplar upon inoculation with endophyte consortia. Curr Plant Biol. 6, 38-47 (2016).
  13. Paz, I. C., et al. Eucalyptus growth promotion by endophytic Bacillus spp. Genet Mol Res. 11, 3711-3720 (2012).
  14. Olah, B., Briere, C., Becard, G., Denarie, J., Gough, C. Nod factors and a diffusible factor from arbuscular mycorrhizal fungi stimulate lateral root formation in Medicago truncatula via the DMI1/DMI2 signalling pathway. Plant J. 44, 195-207 (2005).
  15. Maillet, F., et al. Fungal lipochitooligosaccharide symbiotic signals in arbuscular mycorrhiza. Nature. 469, 58-63 (2011).
  16. Felten, J., et al. The ectomycorrhizal fungus Laccaria bicolor stimulates lateral root formation in poplar and Arabidopsis through auxin transport and signaling. Plant Physiol. 151, 1991-2005 (1991).
  17. Splivallo, R., Fischer, U., Gobel, C., Feussner, I., Karlovsky, P. Truffles regulate plant root morphogenesis via the production of auxin and ethylene. Plant Physiol. 150, 2018-2029 (2009).
  18. Druege, U., et al. Molecular and physiological control of adventitious rooting in cuttings: phytohormone action meets resource allocation. Ann Bot. 123, 929-949 (2019).
  19. Steffens, B., Rasmussen, A. The physiology of adventitious roots. Plant Physiol. 170, 603-617 (2016).
  20. Bannoud, F., Bellini, C. Adventitious rooting in Populus species: update and perspectives. Front Plant Sci. 12, 668837(2021).
  21. Li, Y., et al. Signal communication during microbial modulation of root system architecture. J Exp Bot. 75 (2), 526-537 (2024).
  22. Pascale, A., Proietti, S., Pantelides, I. S., Stringlis, I. A. Modulation of the root microbiome by plant molecules: the basis for targeted disease suppression and plant growth promotion. Front Plant Sci. 10, 1741(2020).
  23. Zoratti, L., Karppinen, K., Luengo Escobar, A., Häggman, H., Jaakola, L. Light-controlled flavonoid biosynthesis in fruits. Front Plant Sci. 5, 534(2014).
  24. Bellini, C., Pacurar, D. I., Perrone, I. Adventitious roots and lateral roots: similarities and differences. Annu Rev Plant Biol. 65, 639-666 (2014).
  25. Sorin, C., et al. Auxin and light control of adventitious rooting in Arabidopsis require ARGONAUTE1. Plant Cell. 17 (5), 1343-1359 (2005).
  26. Jung, J. K., McCouch, S. Getting to the roots of it: Genetic and hormonal control of root architecture. Front Plant Sci. 4, 186(2013).

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Populierenstamkankerpathogenen inoculatiewortelontwikkelingschimmelpathogenenwortelmorfogeneseschaduwbehandelingflavono dbiosyntheseanthocyaninebiosynthese

Gerelateerde artikelen