Dit protocol beschrijft een unieke methode voor het construeren van een orthotopisch model van oppervlakkige blaaskanker.
Methodenartikel
Het opzetten van een model voor oppervlakkige blaaskanker bij muizen via een intravesicale celtoedieningstechniek
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Deze studie presenteert een innovatieve methode voor het opzetten van een orthotopisch tumormodel van de muizenblaas met een hoge efficiëntie en nauwkeurige tumorlokalisatie. Na het verdoven van vrouwelijke C57BL/6J-muizen in rugligging, wordt een intraveneuze naald van 24 G in de blaas ingebracht om de inhoud te evacueren. Een doseernaald van 34 G wordt vervolgens door de katheter ingebracht, vijf keer gedraaid om een focaal letsel aan het slijmvlies van de blaaskoepel te veroorzaken en vervolgens verwijderd. De MB49-celsuspensie wordt aangezogen en aangesloten op een doseernaald van 30 G, die via de katheter in de blaas wordt ingebracht. Tumorcellen worden onder druk submucosaal in de blaas geïnjecteerd. Deze techniek resulteert in minimaal trauma voor de muizen, een hoge tumoropnamesnelheid en een vaste tumorlocatie. Het wordt gekenmerkt door eenvoud en uitstekende reproduceerbaarheid. Dit model biedt een ideaal experimenteel platform voor het ontwikkelen van intravesicale therapieën voor blaaskanker, waardoor de vooruitgang en optimalisatie van behandelingsstrategieën voor deze maligniteit wordt vergemakkelijkt.
Inleiding
Blaaskanker vertegenwoordigt een aanzienlijke wereldwijde gezondheidslast, met opmerkelijke geslachtsspecifieke verschillen in incidentie en prognose. Deze maligniteit wordt gekenmerkt door verschillende moleculaire subtypes, elk geassocieerd met diverse pathogene routes. De moleculaire en pathologische kenmerken verschillen significant tussen niet-spierinvasieve blaaskanker (NMIBC) en spierinvasieve blaaskanker (MIBC)1,2. NMIBC is goed voor ongeveer 75% van de gevallen, met tumoren van transitionele epitheliale oorsprong die gelokaliseerd blijven zonder metastase of verspreiding. Omgekeerd wordt MIBC gekenmerkt door de infiltratie van kankercellen in de spierlaag van de blaas, vergezeld van een hoog risico op verspreiding, waardoor cystectomie in de klinische praktijk vaak nodig is3.
In preklinisch onderzoek zijn modellen die het oppervlakkige stadium van de ziekte nauwkeurig weergeven essentieel voor het evalueren van medicamenteuze therapieën. Het opstellen van een oppervlakkig blaascarcinoom in situ model is daarom van het grootste belang, dat dient als een cruciaal onderzoeksinstrument voor de ontwikkeling van klinische geneesmiddelen en innovatieve instillatietherapieën.
De ontwikkeling van modellen van orthotope blaaskanker bij muizen heeft van oudsher te maken gehad met uitdagingen. Chemisch geïnduceerde modellen beginnen vaak als oppervlakkige tumoren, maar kunnen evolueren naar invasieve vormen, met variabiliteit die hun bruikbaarheid in grootschalige experimenten beperkt4. Traditionele orthotope implantatiemodellen, die gebaseerd zijn op de injectie van tumorcellen door de blaaswand5, hebben moeite om oppervlakkige blaaskanker getrouw te reproduceren. Alternatieve methoden, waaronder slijmvliesbeschadiging in combinatie met instillatie van tumorcellen 6,7,8,9,10, zijn geprobeerd, maar worden beperkt door hoge sterftecijfers en lage tumoropnamepercentages, wat een bredere toepassing ervan belemmert.
Deze studie heeft tot doel een nieuwe methode te ontwikkelen voor het construeren van een oppervlakkig blaaskankermodel dat een grotere stabiliteit, lagere mortaliteit en vaste tumorpositionering vertoont in vergelijking met bestaande modellen. Door een preciezere weergave van de ziekte in een vroeg stadium te bereiken, is het huidige model klaar om de rigoureuze evaluatie van preventieve en therapeutische interventies te verbeteren, waardoor de behandeling van blaaskanker wordt bevorderd.
Protocol
Alle protocollen en procedures voor dierproeven zijn goedgekeurd door de Ethische Toetsingscommissie voor Dierproeven van de Tianjin Medical University, Tianjin, China (goedkeuringsnummer SYXK: 2020-0010). Voor dit onderzoek werden zes tot acht weken oude vrouwelijke C57BL/6J-muizen gebruikt. De dieren werden gehuisvest onder gecontroleerde omgevingsomstandigheden, waaronder een licht-donkercyclus van 12 uur, temperaturen variërend van 21-25 °C, instelbare vochtigheidsniveaus tussen 30%-70% en onbeperkte toegang tot voedsel en water, tenzij anders aangegeven. De details van de gebruikte reagentia en apparatuur staan vermeld in de materiaaltabel.
1. Voorbereiding van de cellen
- Kweek de muizenblaaskankercellijn MB49 in volledige Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM), aangevuld met 10% foetaal runderserum (FBS) om een optimale groei te ondersteunen.
- Houd de celculturen onder standaardomstandigheden bij 37 °C in een bevochtigde incubator met 5% CO2 . Vernieuw de media elke 2-3 dagen om de gezondheid en levensvatbaarheid van de cellen te garanderen.
- Oogst de cellen met behulp van een gestandaardiseerde trypsineverteringsprocedure. Piket voorzichtig om de cellen uit de kweekkolf te verwijderen na het aanbrengen van trypsine en het incuberen gedurende een korte periode.
- Tel de geoogste cellen met behulp van een hemocytometer om de exacte celdichtheid te bepalen. Bereid een eencellige suspensie door de cellen te resuspenseren tot 2 x 103/μL in met fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS). Bewaar deze suspensie op ijs om de levensvatbaarheid van de cellen te behouden.
2. Voorbereiding van dieren
- De groep huisvest de muizen (5 muizen per kooi) in individueel geventileerde kooien van polycarbonaat.
- Laat de muizen 7 dagen acclimatiseren voor aanvang van het onderzoek.
3. Generatie van orthotope tumormodellen bij dieren
- Dien anesthesie toe aan de muizen via intraperitoneale injectie met een 2,5% oplossing van Avertin (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen).
- Wacht tot de muizen een geschikt niveau van anesthesie bereiken voor een operatie, zoals aangegeven door een afname van de ademhalingsfrequentie met een toename in diepte, de afwezigheid van ooglid- en hoornvliesreflexen, verminderde spierspanning en reflexreacties, en geen reactie op een knelling.
- Plaats de verdoofde muis in rugligging om de procedure te vergemakkelijken.
- Gebruik een intraveneuze katheter van 24 G waarbij de naaldstilet is verwijderd voor de urethrale katheterisatieprocedure. Breng voldoende glijmiddel aan op de katheter om ongemak te minimaliseren en het inbrengen soepel te vergemakkelijken.
- Identificeer de urethra, die zich direct achter de vulvaire plooien en vóór de vagina bevindt, terwijl u de muis in rugligging houdt.
- Begin de katheterisatie door de urethra in een hoek van 45 graden te benaderen om onder het schaambeen te navigeren. Stel in op een ondiepere hoek om de katheter door de urethra en in de blaas te leiden.
- Vermijd het uitoefenen van overmatige kracht tegen weerstand, omdat dit kan leiden tot urethrale of blaasperforatie. Bevestig de locatie van de katheter in het blaaslumen door te controleren of er urine in de katheter is.
- Oefen voorzichtig druk uit op de onderbuik van de muis om de afvoer van urine uit de blaas te vergemakkelijken. Zorg ervoor dat de blaas volledig is geleegd om u voor te bereiden op de volgende stappen van de procedure.
- Duw de 24 G intraveneuze katheter voorzichtig naar de bovenkant van de blaas. Zorg ervoor dat de punt van de katheter contact maakt met de top van de blaas.
- Zodra het contact is bevestigd, laat u de katheter los en laat u deze iets terugtrekken. Houd de katheter in een vaste positie ten opzichte van de muis om stabiliteit te garanderen en losraken te voorkomen.
- Steek de gewijzigde 34 G-doseernaald langs de 24 G-katheter. Beweeg de naald naar voren totdat deze de bovenkant van de blaas bereikt.
- Eenmaal gepositioneerd, draait u de naald zes keer om een gelokaliseerde slijmvliesbeschadiging aan de top van de blaas te creëren. Trek na het voltooien van de rotatie de naald voorzichtig terug langs de katheter.
- Sluit de doseernaald van 30 G aan op de bovenkant van een spuit van 1 ml. Zorg voor een goede verbinding tussen de naald en de spuit.
- Eenmaal aangesloten, zuigt u de vooraf voorbereide 2 x 10³/μL MB49-celsuspensie in de spuit door de zuiger voorzichtig terug te trekken. Controleer of de celsuspensie zonder luchtbellen in de spuit wordt aangezogen.
- Steek de 30 G-doseernaald langs de 24 G-katheter. Zorg ervoor dat de naald goed is uitgelijnd en vastzit in de katheter.
- Eenmaal geplaatst, oefent u druk uit op de zuiger van de spuit van 1 ml om de inhoud te injecteren (voorbereid in stap 1). Houd gedurende 60 s een constante druk op de zuiger om ervoor te zorgen dat de inhoud wordt afgeleverd zonder aanzienlijke volumevermindering.
- Trek na 60 s voorzichtig de spuit en de 30 G-doseernaald uit de katheter.
4. Postoperatieve monitoring
- Plaats de verdoofde muis in rugligging op een verwarmingskussen totdat de oprichtreflex terugkeert.
- Zorg ervoor dat het dier niet zonder toezicht wordt achtergelaten totdat het weer voldoende bij bewustzijn is.
- Breng het dier pas terug naar het gezelschap van andere dieren als het volledig hersteld is.
Resultaten
De werkzaamheid van submucosale injecties werd aanvankelijk beoordeeld door toediening van Trypan Blue. Na de injectie werd de verdeling van de kleurstof in de submucosale laag duidelijk gevisualiseerd, wat de nauwkeurige en gecontroleerde afgifte van de geïnjecteerde stoffen bevestigde (Figuur 1).
De ontwikkeling van de tumor werd nauwgezet gevolgd. Ongeveer 14 dagen na implantatie werd een opmerkelijke incidentie van hematurie waargenomen, een kritiek symptoom dat wijst op blaasneoplasie. De tumoren werden geïdentificeerd als stevig verankerd in de submucosale laag van de blaas. Het vroege groeipatroon van deze tumoren werd gekenmerkt door expansieve, niet-invasieve expansie, consistent met de classificatie van NMIBC. Histologisch onderzoek bevestigde de afwezigheid van spierinvasie, met tumoren beperkt tot de submucosale laag, waardoor ze in overeenstemming waren met de criteria voor NMIBC (Figuur 2).
Macroscopische waarnemingen bevestigden het tumorvormingsproces verder. De tumoren waren visueel verschillend en vertoonden papillaire groei met een scala aan maten en vormen (Figuur 3). Bovendien groeiden de tumoren relatief langzaam, waardoor er voldoende tijd was voor onderzoek in het experiment (Figuur 4).
In deze studie gebruikten we, om de tumorlocatie en de afwezigheid van urethrale uitzaaiing te verifiëren, MB49-luc-cellen voor implantatie, gevolgd door beeldvorming van kleine dieren. Figuur 5 toont de in vivo bioluminescentiebeelden die 35 dagen na injectie van de tumorcel zijn gemaakt, wat duidelijk aantoont dat de tumor zich in de blaas bevindt zonder bewijs van ectopische uitzaaiing, zoals in de urethra.
Tumorweefsel wordt doorgaans 14 dagen na implantatie detecteerbaar. Onze ervaring is dat 70% of meer van de muizen op dag 14 hematurie vertoont. De procedure leidt over het algemeen niet tot sterfte. Zonder ingrijpen wordt euthanasie op dag 60 noodzakelijk. Euthanasiecriteria zijn onder meer lethargie, cachexie, gegolfde vacht, voorovergebogen, niet-reagerend gedrag of een verlies van ≥20% van het oorspronkelijke lichaamsgewicht.
Figuur 1: Werkzaamheid van submucosale injectie met trypanblauw. Demonstratie van de werkzaamheid van submucosale injectie met behulp van Trypan Blue. Pijlen geven de injectieplaatsen aan waar resterend Trypan Blue zichtbaar blijft, zelfs na drie wasbeurten met PBS. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Histologische bevestiging van tumorimplantatie. Histologische bevestiging van tumorimplantatie in de submucosa via H&E-kleuring. Schaal balk: 50 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Directe visualisatie van blaastumoren. Directe visualisatie van blaastumoren, waarbij duidelijke vasculaire proliferatie aan de basis van de tumor wordt benadrukt. Schaal balk: 2 mm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Tumorstatus op dag 35 na implantatie. Beoordeling van de tumorstatus op dag 35 na implantatie. De blaaswand aan de tumorbasis vertoont vergrote en ongeorganiseerde bloedvaten, vergezeld van een breed uitgebreide tumorbasis. Schaal balk: 2 mm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5: In vivo bioluminescentiebeeldvorming van blaaskanker. In vivo bioluminescentiebeelden van muizen 35 dagen na implantatie met MB49-LUC blaaskankercellen. De afbeeldingen zijn kleurgecodeerd om de fluorescentie-intensiteit weer te geven: rood geeft hoge fluorescentie (hoge tumoractiviteit) aan en blauw geeft lage fluorescentie (lage tumoractiviteit) aan. Regions of Interest (ROI) werden geselecteerd in het blaasgebied om het bioluminescentiesignaal te kwantificeren dat specifiek is voor de tumor. De resultaten tonen aan dat tumoren gelokaliseerd zijn in de blaas zonder bewijs van ectopische zaaiing, zoals in de urethra. Gebieden met een laag signaal kunnen te wijten zijn aan verspreide signalen van gebieden met hoge intensiteit die door het weefsel dringen en duiden niet noodzakelijkerwijs op de aanwezigheid van tumorcellen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 6: Diagram van intravesicale toediening van kankercellen. Schematische weergave van de intravesicale toediening van kankercellen om het orthotopische model van oppervlakkige blaaskanker te construeren. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 7: Configuratie van gemodificeerde doseernaalden. Configuratie van gemodificeerde doseernaalden in de 24 G-katheter. (A) Foto van de 34 G-doseernaald in de 24 G-katheter. (B) Foto van de 30 G-doseernaald in de 24 G-katheter. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Discussie
Onderzoek naar blaaskanker is gebaseerd op diermodellen, die onmisbaar zijn voor zowel fundamenteel als toegepast onderzoek. Om de tumorgroeiomgeving beter na te bootsen, bieden orthotope blaastumormodellen een superieure benadering in vergelijking met subcutane tumormodellen11.
Momenteel kunnen orthotope blaaskankermodellen op basis van experimentele doeleinden worden gecategoriseerd in twee hoofdtypen: muizen die gebruik maken van immunodeficiënte muizen, zoals patiënt-afgeleide xenotransplantaat (PDX) -modellen1 en cellijn-afgeleide xenotransplantaat (CDX) -modellen5, en die gebruik maken van immunocompetente muizen, zoals syngene implantatiemodellen12.
Het PDX-model omvat het implanteren van van patiënten afgeleide tumorweefsels in immunodeficiënte muizen, waardoor een gepersonaliseerde beoordeling van de reactie van de tumor op chemotherapeutische geneesmiddelen mogelijk is. Het ontbreken van een intact immuunsysteem bij deze muizen brengt echter aanzienlijke beperkingen met zich mee voor het bestuderen van immuungerelateerde mechanismen. Evenzo biedt het CDX-model, dat gebruik maakt van van mensen afgeleide tumorcellijnen, hoge tumorvormingssnelheden, maar lijdt het ook aan de afwezigheid van een immuunmicro-omgeving5.
In de context van immunocompetente muizen is de primaire methode voor het construeren van orthotope blaastumoren het injecteren van van muizen afgeleide MB49-cellijnen in de blaaswand om in situ blaastumoren te vormen12. Deze procedure vereist laparotomie en intravesicale injectie van tumorcellen, wat uitdagingen met zich meebrengt zoals mogelijke lekkage van tumorcellen en het zaaien van het naaldkanaal. Bijgevolg is het moeilijk om oppervlakkige blaastumoren te creëren, wat de nauwkeurige replicatie van de progressie van menselijke blaaskanker van niet-spierinvasieve naar spierinvasieve stadia13 belemmert.
Om oppervlakkige orthotope blaastumoren vast te stellen, omvatten traditionele modelleringstechnieken doorgaans het induceren van slijmvliesbeschadiging met behulp van middelen zoals zuur-base-oplossingen of elektrocauterisatie, gevolgd door de intravesicale instillatie van tumorcelsuspensiespen, met retentietijden van 2 uur of meer 8,14. Deze methodologieën hebben echter een aantal belangrijke beperkingen. Ten eerste zorgen ze niet voor uniformiteit in het aantal en de locatie van tumorimplantaten in de blaas, waardoor de reproduceerbaarheid van het model in het gedrang komt. Bovendien leiden deze technieken vaak tot ernstige blaasbeschadiging, wat leidt tot hoge sterftecijfers. De resulterende littekens in de blaas en de verminderde capaciteit vormen aanzienlijke obstakels voor studies naar nieuwe therapeutische middelen die herhaalde intravesicale instillaties noodzakelijk maken. Dit ondermijnt niet alleen de betrouwbaarheid van experimentele resultaten, maar roept ook ethische zorgen op over dierenwelzijn.
Daarom zou het ontwikkelen van een diermodel dat oppervlakkige menselijke blaaskanker nauwkeurig kan simuleren, een beter experimenteel platform bieden voor het begrijpen van tumorproliferatie en -progressie. Een dergelijk model zou van onschatbare waarde zijn voor het onderzoeken van nieuwe intravesicale therapeutische middelen en het vergroten van onze kennis van de biologie van blaaskanker.
Deze studie schetst een in situ implantatiemethode waarbij een injectienaald met stompe punt wordt gebruikt om tumorcellen submucosaal onder druk te injecteren (Figuur 6). De studie maakt gebruik van de MB49-cellijn en vrouwelijke C57BL/6J-muizen voor het construeren van een in situ tumormodel.
Tijdens de bouw van dit model vormt de beschermlaag op het normale oppervlak van het blaasslijmvlies een grote uitdaging voor directe instillatie van tumorcellen, waardoor vaak effectieve tumorvorming wordt voorkomen8. Daarom is het noodzakelijk om plaatselijk letsel aan de blaaskoepel te veroorzaken met behulp van een stompe naald van 34 G om een geschikte "grond" te creëren voor de implantatie van tumorcellen.
De doseernaalden van 34 G en 30 G die in dit onderzoek zijn gebruikt, hebben gedeeltelijke wijzigingen ondergaan. De punt van de 34 G-naald is vastgeklemd om een enigszins onregelmatig uiteinde te creëren, waardoor het beter in staat is om slijmvliesbeschadiging te veroorzaken. De aansluitpunten van zowel de 34 G- als de 30G-naalden zijn bijgesneden om ervoor te zorgen dat de blootgestelde delen op de 24 G-katheter respectievelijk 0,3 mm tot 0,5 mm (Figuur 7A) en 1 mm tot 1,5 mm (Figuur 7B) zijn.
Deze hele procedure kan binnen 10 minuten worden voltooid, waardoor laparotomie of langdurige urethrale ligatie voor intravesicale instillatie niet meer nodig is. Deze aanpak heeft echter ook beperkingen. Vanwege de vele technische stappen die bij deze modelleringsmethode betrokken zijn, zoals het inbrengen van de verblijfskatheter door de urethra in de blaas en het draaien van de 34 G stompe naald om de juiste mate van slijmvliesbeschadiging te bereiken zonder de blaaswand te perforeren, moeten experimentatoren oefenen om het slagingspercentage van tumorimplantatie te verbeteren. Bovendien, als er overmatige kracht wordt gebruikt tijdens slijmvliesbeschadiging of injectie van tumorcellen, kan dit leiden tot blaasperforatie of tumorimplantatie in de spierlaag.
Concluderend biedt deze techniek aanzienlijke voordelen ten opzichte van traditionele methoden, waaronder kortere proceduretijd, lagere mortaliteit en verbeterde consistentie in tumorlokalisatie en -groei, zonder de noodzaak van invasieve procedures of langdurige intravesicale retentie. Deze voordelen maken het een waardevol hulpmiddel voor preklinische studies die gericht zijn op het evalueren van nieuwe therapeutische middelen voor blaaskanker.
Openbaarmakingen
De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende belangen hebben.
Dankbetuigingen
Deze studie werd ondersteund door het Tianjin Municipal Health Industry Key Project-fonds (subsidienr. TJWJ2022XK014), het Scientific Research Project-fonds van de Tianjin Municipal Education Commission (subsidienr. 2022ZD069), het Tianjin Institute of Urology Talent Funding Program (subsidienr. MYSRC202310), het Clinical Medicine Research Project-fonds van het Tweede Ziekenhuis van Tianjin Medical University (subsidie nr. 2023LC03), het Jeugdfonds van het Tweede Ziekenhuis van Tianjin Medical University (subsidie nr. 2022ydey15) en het Talent Cultivation Project van de afdeling Urologie, het Tweede Ziekenhuis van Tianjin Medical University (subsidienr. MNRC202313). De sponsors speelden een rol bij de voorbereiding, beoordeling en goedkeuring van het manuscript.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 34 G dispensing needle | Suzhou Haorun Fluid Technology Co., Ltd., Suzhou, China | SGL-362 | |
| 30 G dispensing needle | Suzhou Haorun Fluid Technology Co., Ltd., Suzhou, China | SGL-362 | |
| Avertin | Sigma-Aldrich LLC | T48402 | |
| Trypan blue | Sigma-Aldrich LLC | 302643 |
Referenties
- Tran, L., Xiao, J. F., Agarwal, N., Duex, J. E., Theodorescu, D. Advances in bladder cancer biology and therapy. Nat Rev Cancer. 21 (2), 104-121 (2021).
- Dyrskjøt, L., et al. Bladder cancer. Nat Rev Dis Primers. 9 (1), 58(2023).
- Sim, W. J., et al. C-met activation leads to the establishment of a TGFβ-receptor regulatory network in bladder cancer progression. Nat Commun. 10 (1), 4349(2019).
- Overdevest, J. B., et al. CD24 expression is important in male urothelial tumorigenesis and metastasis in mice and is androgen-regulated. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (51), E3588-E3596 (2012).
- Theodorescu, D., Cornil, I., Fernandez, B. J., Kerbel, R. S. Overexpression of normal and mutated forms of HRAS induces orthotopic bladder invasion in a human transitional cell carcinoma. Proc Natl Acad Sci U S A. 87 (22), 9047-9051 (1990).
- Cohen, S. M. Comparative pathology of proliferative lesions of the urinary bladder. Toxicol Pathol. 30 (6), 663-671 (2002).
- Ninalga, C., Loskog, A., Klevenfeldt, M., Essand, M., Tötterman, T. H. Cpg oligonucleotide therapy cures subcutaneous and orthotopic tumors and evokes protective immunity in murine bladder cancer. J Immunother. 28 (1), 20-27 (2005).
- Chade, D. C., et al. Histopathological characterization of a syngeneic orthotopic murine bladder cancer model. Int Braz J Urol. 34 (2), 220-226 (2008).
- Chan, E. S., et al. Optimizing orthotopic bladder tumor implantation in a syngeneic mouse model. J Urol. 182 (6), 2926-2931 (2009).
- Kasman, L., Voelkel-Johnson, C. An orthotopic bladder cancer model for gene delivery studies. J Vis Exp. 82, e50181(2013).
- Puzio-Kuter, A. M., et al. Inactivation of p53 and PTEN promotes invasive bladder cancer. Genes Dev. 23 (6), 675-680 (2009).
- Tu, M. M., et al. Targeting DDR2 enhances tumor response to anti-PD-1 immunotherapy. Sci Adv. 5 (2), eaav2437(2019).
- Li, G., et al. Fluorinated chitosan to enhance transmucosal delivery of sonosensitizer-conjugated catalase for sonodynamic bladder cancer treatment post-intravesical instillation. ACS Nano. 14 (2), 1586-1599 (2020).
- Watanabe, T., et al. An improved intravesical model using human bladder cancer cell lines to optimize gene and other therapies. Cancer Gene Ther. 7 (12), 1575-1580 (2000).
Herprints en machtigingen
Dit artikel is gepubliceerd
Video binnenkort beschikbaar