Methodenartikel

Registratie van naar binnen rectificerende K+- stromen in vers geïsoleerde gladde spiercellen van de arteria basilaris door middel van patch-clamp-techniek

DOI:

10.3791/67414

⸱

7 februari 2025

 ,  , 
1Innovative Institute of Chinese Medicine and Pharmacy, Academy for Interdiscipline, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2Research Center, Fenyang College, Shanxi Medical University

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol beschrijft een snelle en efficiënte methode voor het isoleren van gladde spiercellen uit de basilaire slagader van de rat en het registreren van naar binnen gelijkrichtende kaliumkanaalstromen in deze cellen met behulp van de patchklemtechniek voor de hele cel. Het biedt een nieuwe benadering voor onderzoekers die de basilaire slagader en ionenkanalen bestuderen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cerebrovasculaire aandoeningen zijn een veel voorkomende aandoening bij ouderen en de incidentie neemt gestaag toe. De basilaire slagader is een kritiek hersenvat dat de pons, het cerebellum, de achterste hersengebieden en het binnenoor van water voorziet. Kalium (K+) kanaalactiviteit speelt een belangrijke rol bij het bepalen van de vasculaire tonus door het celmembraanpotentiaal te reguleren. Activering van naar binnen rectificerende K+ (Kir) kanalen, net als andere K+ kanalen, leidt tot hyperpolarisatie en vaatverwijding van het celmembraan. In deze studie werden vers geïsoleerde gladde spiercellen uit de basilaire slagader gebruikt om Kir-stromen te registreren via de patchklemtechniek van de hele cel. De effecten van 100 μmol/L BaCl2, een Kir-kanaalremmer, en 10 μmol/L natriumnitroprusside (SNP), een nitrovasodilatator, op Kir-kanaalstromen werden onderzocht. De resultaten toonden aan dat BaCl2 de stromen van het Kir-kanaal in de gladde spiercellen van de arteria basilaris remde, terwijl SNP deze stromen versterkte. Dit protocol biedt een uitgebreide gids voor het voorbereiden van vers geïsoleerde arteriële gladde spiercellen en het registreren van Kir-kanaalstromen met behulp van de patchklemtechniek, en biedt een waardevolle bron voor onderzoekers die deze methode onder de knie willen krijgen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cerebrovasculaire aandoeningen zijn een veel voorkomende aandoening bij ouderen. Met verbeteringen in de levensstandaard, een hogere levensverwachting en de vergrijzende bevolking neemt de incidentie van cerebrovasculaire aandoeningen gestaag toe1. De basilaire slagader, een ongepaard vat gevormd door de fusie van de bilaterale wervelslagaders, loopt onder de pons in de schedel en verdeelt zich in twee achterste hersenslagaders. Het voedt de pons, het cerebellum, de achterste delen van de hersenen en het binnenoor. Onvoldoende bloedtoevoer naar de basilaire slagader kan leiden tot episodische duizeligheid, vaak gepaard gaand met misselijkheid en braken. Patiënten kunnen ook symptomen ervaren zoals tinnitus, gehoorverlies en andere gerelateerde problemen. Deze symptomen worden vaak geassocieerd met aandoeningen zoals cervicale spondylose, cerebrale atherosclerose en abnormale bloeddruk. Cerebrovasculaire aandoeningen, die vooral voorkomen bij mensen van middelbare leeftijd en ouderen, worden vaak in verband gebracht met deze onderliggende aandoeningen 2,3,4.

Weerstandsslagaders spelen een cruciale rol bij de cardiovasculaire functie en het behoud van lichamelijke homeostase. Als de primaire plaats van vasculaire weerstand reguleren ze de bloeddruk en het hartminuutvolume, waardoor ze zorgen voor voldoende bloedstroom om te voldoen aan de metabolische en fysiologische eisen van weefsels en organen5. De basilaire slagader, geclassificeerd als een weerstandsslagader, reguleert voornamelijk de bloedtoevoer naar de hersenstam6. Gladde spiercellen, die de wanden van weerstandsslagaders vormen, zijn belangrijke bemiddelaars van vasculaire weerstand door de regulatie van steady-state contractie of vasculaire spanning. Deze cellen herbergen talrijke ionkanalen, waaronder K+-kanalen, Ca2+-kanalen en Cl-kanalen, die cruciaal zijn voor de modulatie van de vasculaire tonus 5,7.

K+-kanalen zijn van cruciaal belang bij het vaststellen van het membraanpotentiaal en het reguleren van de contractiele tonus van arteriële gladde spiercellen8. Er zijn vier soorten K+-kanalen in arteriële gladde spieren: spanningsafhankelijke K+ (Kᴠ), Ca2+-afhankelijke K+ (KCa), ATP-afhankelijke K+ (KATP) en inwaartse gelijkrichter K+ (Kir)kanalen 9,10,11. Kir-kanalen zijn onderverdeeld in zeven subtypen, waarbij Kir2.x klassieke Kir-kanalen zijn. Hiervan zijn de Kir2.x-subfamilies het meest relevant in het vaatstelsel. Kir-stromen vertonen inwaartse gelijkrichting bij negatieve spanningen, wat wijst op een netto instroom van K+ in de cel, terwijl er bij positieve spanningen minimale tot geen netto K+ stroomstroom is5. In het cardiovasculaire systeem zijn Kir-kanalen essentieel voor het stabiliseren van het membraanpotentiaal. Hun activering induceert hyperpolarisatie en vasodilatatie van het celmembraan 12,13,14.

Patch-clamp-experimenten op vers geïsoleerde gladde spiercellen zijn uitgevoerd in verschillende slagaders, waaronder kransslagaders, cerebrale, nier- en mesenteriale slagaders15,16. Hoewel sommige methoden hetzelfde type collagenase gebruiken voor celisolatie, variëren de precieze procedures. Er zijn maar weinig studies die de methoden voor het isoleren van vasculaire gladde spiercellen volledig hebben samengevat. Daarom richt deze studie zich op de verse isolatie van primaire vasculaire gladde spiercellen uit de basilaire slagader van de rat en de registratie van Kir-kanaalstromen in deze cellen met behulp van de patchklemtechniek van de hele cel, die een gedetailleerd en volledig protocol biedt voor onderzoekers in verwante gebieden.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het dierprotocol werd goedgekeurd door de Chengdu University of Traditional Chinese Medicine Laboratory Animal Welfare Ethics Committee (record nr. 2024035). Mannelijke Sprague-Dawley (SD) ratten, met een gewicht van 260-300 g en een leeftijd van 8-10 weken, werden in deze studie gebruikt. De dieren werden ad libitum voorzien van water en voer (SPF, experimenteel diervoeder). Details van de reagentia en apparatuur die in dit onderzoek zijn gebruikt, staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Dissectie van de basilaire slagader bij ratten

  1. Voorbereiding van de oplossing
    1. Bereid oplossingen voor zoals beschreven in tabel 1.
  2. Verdoof de rat door inademing van 2% isofluraan. Bevestig diepe anesthesie met behulp van een teenknijp. Indien nodig extra anesthetica toedienen. Ga onmiddellijk verder met het openen van de schedel en leg de hersenen bloot op de draagbare operatietafel.
  3. Breng de hersenen snel over naar een petrischaaltje met PSS verzadigd met 95% O2 en 5% CO2 bij 4 °C. Zorg ervoor dat de oplossing een pH van 7,40 heeft.
  4. Plaats de hersenen ventraal omhoog in een petrischaaltje en zet ze vast met naalden. Zoek onder een lichtmicroscoop de basilaire slagader en verwijder voorzichtig het omliggende weefsel met behulp van een geautoclaveerd pincet en een schaar (zie figuur 1A).
  5. Steek een 2 cm lange draad met een diameter van 25 μm in de geïsoleerde basilaire slagader. Wrijf voorzichtig met de draad over de binnenwand om het vasculaire endotheel effectief te verwijderen.
    OPMERKING: De basilaire slagader bij ratten bevindt zich in de basale sulci van de hersenstam aan de basis van de hersenen en wordt gevormd door de samenvloeiing van de linker- en rechterwervelslagaders2. Behandel tijdens het isolatieproces de slagader voorzichtig om overmatige rek of compressie te voorkomen die tot schade kan leiden.

2. Isolatie van gladde spiercellen

  1. Verwarm 1 ml celscheidingsoplossing, 1 ml enzymatisch hydrolysaat I en 1 ml enzymatisch hydrolysaat II voor tot 37 °C in respectievelijk reageerbuisjes 1, 2 en 3 (zie figuur 1B).
  2. Breng de geïsoleerde basilaire slagader over naar reageerbuis 2. Injecteer continu een mengsel van 95% O2 en 5% CO2 in de tube en houd de enzymatische behandeling gedurende 30 minuten vol (zie figuur 1C).
  3. Breng de basilaire slagader over van reageerbuis 2 naar reageerbuis 3. Ga door met het injecteren van 95% O2 en 5% CO2 in de tube en houd de enzymatische behandeling gedurende 5 minuten vol (zie figuur 1D).
  4. Voeg 1 ml 37 °C celscheidingsoplossing uit reageerbuis 1 toe aan reageerbuis 3. Ga door met het injecteren van 95% O2 en 5% CO2 met behoud van de enzymatische behandeling gedurende 3 minuten. Tritureer het preparaat van de basilaire slagader om cellen vrij te maken (zie figuur 1E).
  5. Voeg een scheidingsoplossing van 4 °C toe aan reageerbuis 3 om het enzymatische proces te beëindigen (zie figuur 1F). Centrifugeer het mengsel op 59 × g gedurende 6 min. Gooi het bovenstaande met een pipet weg, voeg opnieuw een scheidingsoplossing van 4 °C toe (zie figuur 1G) en herhaal het centrifugeren tweemaal om de resterende enzymen te verwijderen.
  6. Verwijder het bovenstaande met behulp van een pipet en bewaar 1 ml van de celsuspensie bij 4 °C gedurende maximaal 6-8 uur.
  7. Neem 100 μL van de celsuspensie en plaats deze in het bad (zie figuur 1H). Voeg 1 ml extracellulaire vloeistof toe aan het bad en laat de cellen 40 minuten bezinken om zich aan de bodem te hechten (zie figuur 2).
    OPMERKING: Voor cellen in de behandelingsgroep (bijv. BaCl2 of natriumnitroprusside), pre-incuberen met de respectievelijke stoffen bij kamertemperatuur (22-26°C) gedurende 40 minuten tijdens de hechtingsperiode.

3. Registratie van de Kir-stroom met behulp van de patchklem voor de hele cel

  1. Fabricage van micropipetten
    1. Zet de micropipettrekker aan (raadpleeg de materiaaltabel).
    2. Plaats een glazen buis (buitendiameter: 1,5 mm, binnendiameter: 1,10 mm, lengte: 10 cm) in de trekker. Selecteer Programma 1, klik op Enter en open Programma 1. Voer een hellingstest uit door op het bedieningspaneel op Ramp te klikken om de warmtewaarde van de glazen buis te meten.
      OPMERKING: Bewerk programma 1 met de volgende parameters: Warmte: Helling, Trekkracht: 0, Snelheid: 25, Vertraging: 1, Druk: 500, Modus: Vertraging, Veilige verwarming ingeschakeld. De ramptest moet worden uitgevoerd bij het wisselen van filamenten of soorten glazen pipetten. Micropipetten moeten een puntdiameter hebben van ~1-2 μm en een kegellengte van ongeveer 5 mm. Kleinere tipdiameters en langere conussen resulteren in een hogere pipetweerstand.
    3. Plaats een nieuwe glazen buis en selecteer Programma 1. Klik op Enter om de micropipet te fabriceren.
  2. Opname Kir Current
    1. Schakel de hardwareapparaten achtereenvolgens in: digitaal-naar-analoog-converter, signaalversterker, micromanipulator, microscoop, camera en computer.
    2. Start de software in de volgende volgorde: camera, signaalversterker en software voor gegevensverzameling.
      OPMERKING: Als een microscoop niet is uitgerust met een camera, hoeft alleen de instrumentsoftware te worden geactiveerd. Zorg ervoor dat de software wordt geopend na de initialisatie van de hardware om de juiste functionaliteit mogelijk te maken.
    3. Selecteer in de software voor gegevensverzameling Bestand > Gegevensbestandsnamen instellen om een gegevensopslagpad tot stand te brengen.
    4. Bewerk het protocol voor het opnemen van Kir-stromen als volgt:
      1. Golfvorminterface: Tijdperk A & D: Type = stap; Eerste niveau = −60 mV; Delta-niveau = 0 mV; Eerste duur = 100 ms; Delta duur = 0 ms. Epoch B: Type = stap; Eerste niveau = −160 mV; Delta-niveau = 0 mV; Eerste duur = 1 ms; Delta duur = 0 ms. Epoch C: Type = helling; Eerste niveau = 40 mV; Delta-niveau = 20 mV; Eerste duur = 500 ms; Delta-duur = 0 ms.
      2. Modus/Rate-interface: Proefvertraging = 0 s; Runs = 1; Vegen = 1; Duur van de sweep = 0,8 s.
      3. Uitgangen-interface: Kanaal #0; Vasthouden niveau = −60 mV. Sla het protocol op en geef het een naam als 'Kir-protocol'.
        OPMERKING: De protocolinstelling is op maat gemaakt voor specifieke huidige opnamen en kan na het opslaan opnieuw worden gebruikt. Zorg ervoor dat de uitgangsinterface overeenkomt met de bedrading van het instrument (bijv. kanaal #0).
    5. Schakel de functie Membraantest in het menu Extra van de data-acquisitiesoftware in.
    6. Plaats de cel voor meting in het midden van het camerabeeld van de microscoop.
    7. Dompel de punt van de referentiedraad onder in de badoplossing. Vul 20% van de micropipet (vervaardigd in stap 3.1) met de intracellulaire oplossing en bevestig deze op de opname-elektrodehouder.
      1. Oefen positieve druk uit met behulp van een spuit, beweeg de pipetpunt in de badoplossing en pas de pipetoffset op de signaalversterkersoftware aan om de huidige basislijn in te stellen op 0 pA (zie afbeelding 3A).
        OPMERKING: Gebruik Ag/AgCl-referentiedraden. De pipetweerstand moet 4-6 MΩ zijn.
    8. Druk de pipet voorzichtig tegen het celmembraan. Observeer een toename van de afdichtingsweerstand (Rt) tot ten minste 1 MΩ (Figuur 3B). Verwijder de positieve druk en oefen onderdruk uit om een hoge weerstand tot stand te brengen met Rt ≥ 1 GΩ (Figuur 3C).
      1. Stel de houdspanning in op -60 mV en compenseer de elektrodecapaciteit met Cp Fast en Cp Slow (Figuur 3D).
        OPMERKING: Als Rt boven 1 GΩ blijft, ga dan verder met de volgende stap; Plaats anders de cel of pipet terug en herhaal de stappen 3.2.6-3.2.8.
    9. Oefen korte onderdruk uit om het celmembraan te scheuren en een configuratie van de hele cel te vormen (Figuur 3E). Selecteer Hele cel in de signaalversterkersoftware, klik op Auto voor membraancapaciteitscompensatie (Afbeelding 3F), laad het Kir-protocol en begin met het opnemen van gegevens. Herhaal stap 3.2.6-3.2.9 voor behandelde cellen.
      OPMERKING: Als de serieweerstand (Ra) >30 MΩ is, selecteert u een nieuwe cel. Als 30 MΩ > Ra > 10 MΩ is, pas dan serieweerstandscompensatie toe voordat u opneemt. Dit protocol vereist Ra < 10 MΩ.
  3. Data analyseren
    1. Open de data-analysesoftware en laad de opgenomen gegevens. Gebruik cursors om huidige sporen te analyseren en gegevens te exporteren voor het uitzetten van I-V-curves.
    2. Maak een stimulusgolfvormsignaal door Bewerken > Stimulusgolfvormsignaal maken te selecteren en te bevestigen.
    3. Exporteer de tracering van het Kir-protocol door Bewerken > Sporen overdragen te selecteren, het volledige spoorgebied en signaal (A0 #0) op te geven en gegevens te kopiëren voor verdere analyse.
    4. Exporteer vertegenwoordiger Kir huidige sporen door Bewerken > Sporen overdragen te selecteren, het volledige spoorgebied en signaal (IN 0) op te geven en gegevens te kopiëren om actuele traceringsplots te genereren.
      OPMERKING: Normaliseer stroomgegevens met behulp van stroomdichtheid (pA/pF) voor een nauwkeurige vergelijking tussen cellen van verschillende groottes. Zorg ervoor dat de membraancapaciteit (Cm) wordt geregistreerd tijdens het experiment17.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Isolatie van arteriële gladde spiercellen
Het eerste deel van de procedure beschrijft het proces van het isoleren van gladde spiercellen uit de cerebrale basilaire slagader van de rat. Dit proces wordt geïllustreerd in figuur 1. De procedure omvat enzymatische vertering en celscheidingsstappen om gladde spiercellen uit de slagader te bevrijden.

Representatieve beelden van geïsoleerde gladde spiercellen<...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opname van hele cellen met behulp van vers geïsoleerde cellen dateert uit het begin van de jaren 198018, en de registratie van kanaalstromen van knaagdierbasilaire gladde spiercellen werd op grote schaal toegepast in de jaren1990 19. Met technologische vooruitgang richten onderzoekers zich steeds meer op de resultaten die met deze technologieën worden bereikt. De aandacht die wordt besteed aan het actualiseren en samenvatten van technische ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door het Special Talent Program van de Chengdu University of Traditional Chinese Medicine voor "Xinglin Scholars and Discipline Talents Research Promotion Plan" (33002324) en het Key Research and Development Project voor de introductie van wetenschappelijke en technologische talenten op hoog niveau in Luliang City (2022RC28).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Bovine serum albuminSigma, USAB2064
BariumchlorideMacklin Biochemical Co.,Ltd.,Shanghai, ChinaB861682
CaCl2Sangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA501330
CameraHamamatsu, JapanC11440
Camera softwareImage J, USAMicro-manager 2.0.0-gammal
Collagenase FSigma, USAC7926
Collagenase HSigma, USAC8051
ComputerLenovo, China~
Data acquisition softwareMolecular Devices, USAClampex 10.4
Data analysis softwareAxon, USAclampfit 10.4
D-glucoseSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA610219
Digital-analog converterMolecular Devices, USAAxon digidata 1550B
DithiothreitolSigma, USAD0632
Drawing softwareSan Diego, California, USAGraphPad 
EGTASangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA600077
Glass tubeDL Naturegene Life Sciences.USAB150-86-10
HEPESXiya Reagent Co., Ltd., Shandong, ChinaS3872
KClSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100395
KH2PO4Sangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100781
MgCl2·6H2OSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100288
Micromanipulatorsutter, USAMP285A
Micropipette pullersutter, USAP1000
MicroscopeOlympus, JapanIX73
Na2-ATPSigma, USAA26209
Na2HPO4Sangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA610404
NaClSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100241
NaH2PO4Sangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA600878
NaHCO3Sangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100865
NaOHSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA100173
PapainSigma, USAP4762
Potassium-D-gluconateSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA507810
Signal amplifierMolecular Devices, USAAxon MutiClamp 700B
Signal amplifier softwareMolecular Devices, USAMultiClamp Commander software
Sodium nitroprussideSangon Biotech Co., Ltd., Shanghai, ChinaA600867
Statistical analysis softwareSan Diego, California, USAGraphPad 

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Goins, R. T., et al. Lower body functioning and correlates among older american indians: The cerebrovascular disease and its consequences in american indians study. BMC Geriatrics. 18 (1), 1-9 (2018).
  2. Mattle, H. P., Arnold, M., Lindsberg, P. J., Schonewille, W. J., Schroth, G. Basilar artery occlusion. Lancet Neurol. 10 (11), 1002-1014 (2011).
  3. Morales, A., Parry, P. V., Jadhav, A., Jovin, T. A novel route of revascularization in basilar artery occlusion and review of the literature. BMJ Case Reports. , 1-6 (2015).
  4. Ghantous, C. M., Azrak, Z., Rahman, F. A., Itani, H. A., Zeidan, A. Assessment of basilar artery reactivity in stroke and subarachnoid hemorrhage using wire myograph. Methods Mol Biol. 34, 625-643 (2016).
  5. Tykocki, N. R., Boerman, E. M., Jackson, W. F. Smooth muscle ion channels and regulation of vascular tone in resistance arteries and arterioles. Compr Physiol. 7 (2), 485-581 (2017).
  6. Wu, B. -N., et al. Hyposmotic challenge inhibits inward rectifying K+ channels in cerebral arterial smooth muscle cells. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292 (2), H1085-H1094 (2007).
  7. Jackson, W. F. Ion channels and vascular. Hypertension. 35 (2), 173-178 (2000).
  8. Jackson, W. F. Potassium channels in the peripheral microcirculation. Microcirculation. 12 (1), 113-127 (2005).
  9. Dogan, M. F., Yildiz, O., Arslan, S. O., Ulusoy, K. G. Potassium channels in vascular smooth muscle: A pathophysiological and pharmacological perspective. Fundam Clin Pharmacol. 33 (5), 504-523 (2019).
  10. Daghbouche-Rubio, N., López-López, J. R., Pérez-García, M. T., Cidad, P. Vascular smooth muscle ion channels in essential hypertension. Front Physiol. 13, 1-9 (2022).
  11. Sahranavard, T., et al. The role of potassium in atherosclerosis. Eur J Clin Invest. 51 (3), 1-19 (2020).
  12. Crecelius, A. R., Dinenno, F. A. Vascular regulation via kir channels and Na+/K+-ATPase. Channels. 9 (4), 171-172 (2015).
  13. Liu, Y., et al. Prostanoids contribute to regulation of inwardly rectifying K+ channels in intrarenal arterial smooth muscle cells. Life Sci. 250, 1-9 (2020).
  14. Li, W., et al. Luteolin-induced coronary arterial relaxation involves activation of the myocyte voltage-gated K+ channels and inward rectifier K+ channels. Life Sci. 221, 233-240 (2019).
  15. Guo, P., et al. Coronary hypercontractility to acidosis owes to the greater activity of tmem16a/ano1 in the arterial smooth muscle cells. Biomed Pharmacother. 139, 1-14 (2021).
  16. Jing, Y., et al. Apigenin relaxes rat intrarenal arteries, depresses Ca2+-activated Cl− currents and augments voltage-dependent K+ currents of the arterial smooth muscle cells. Biomed Pharmacother. 115, 1-9 (2019).
  17. Manz, K. M., Siemann, J. K., Mcmahon, D. G., Grueter, B. A. Patch-clamp and multi-electrode array electrophysiological analysis in acute mouse brain slices. STAR Protocols. 2 (2), 1-30 (2021).
  18. Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Arch. 391 (2), 85-100 (1981).
  19. Langton, P. D., Standen, N. B. Calcium currents elicited by voltage steps and steady voltages in myocytes isolated from the rat basilar artery. J Physiol. 469 (0), 535-548 (1993).
  20. Kittiwoot, T. -O., et al. Isolation of intrapulmonary artery and smooth muscle cells to investigate vascular responses. J Vis Exp. (184), e63686(2022).
  21. Trask, A. J., Lucchesi, P. A., Mccallinhart, P. E., Zhang, X., Husarek, K. E. Isolation of murine coronary vascular smooth muscle cells. J Vis Exp. 111, e53983(2016).
  22. Ribeiro, M. P., Relvas, R., Chiquita, S., Correia, I. J. Isolation of human umbilical arterial smooth muscle cells (HUASMC). J Vis Exp. (41), e1940(2010).
  23. Kim, H. J., et al. Increased inward rectifier K+ current of coronary artery smooth muscle cells in spontaneously hypertensive rats; partial compensation of the attenuated endothelium-dependent relaxation via Ca2+-activated K+ channels. Clin Exp Pharmacol Physiol. 47 (1), 38-48 (2019).
  24. Qiao, Y., et al. Kir2.1 regulates rat smooth muscle cell proliferation, migration, and post-injury carotid neointimal formation. Biochem Biophys Res Commun. 477 (4), 774-780 (2016).
  25. Tykocki, N. R., Bonev, A. D., Longden, T. A., Heppner, T. J., Nelson, M. T. Inhibition of vascular smooth muscle inward-rectifier K+channels restores myogenic tone in mouse urinary bladder arterioles. Am J Physiol Renal Physiol. 312 (5), F836-F847 (2017).
  26. Ko, E. A., Han, J., Jung, I. D., Park, W. S. Physiological roles of K+ channels in vascular smooth muscle cells. Smooth Muscle Res. 44 (2), 65-81 (2008).
  27. Standen, N. B., Quayle, J. M. K+ channel modulation in arterial smooth muscle. Acta Physiol Scand. 164, 549-557 (1998).
  28. Smith, P. D., et al. Kir channels function as electrical amplifiers in rat vascular smooth muscle. J Physiol. 586 (4), 1147-1160 (2008).
  29. Kanda, H., Tonomura, S., Dai, Y., Gu, J. G. Protocol for pressure-clamped patch-clamp recording at the node of Ranvier of rat myelinated nerves. STAR Protocols. 2 (1), 1-12 (2021).
  30. Witchel, H. J., Milnes, J. T., Mitcheson, J. S., Hancox, J. C. Troubleshooting problems with in vitro screening of drugs for qt interval prolongation using HERG K+ channels expressed in mammalian cell lines and Xenopus oocytes. J Pharmacol Toxicol Methods. 48 (2), 65-80 (2002).
  31. Kodandaramaiah, S. B., Franzesi, G. T., Chow, B. Y., Boyden, E. S., Forest, C. R. Automated whole-cell patch-clamp electrophysiology of neurons in vivo. Nat Methods. 9 (6), 585-587 (2012).
  32. Park, W. S., Han, J., Earm, Y. E. Physiological role of inward rectifier K+ channels in vascular smooth muscle cells. Pflugers Arch. 457 (1), 137-147 (2008).
  33. Thomas, C., Svehla, L., Moffett, B. S. Sodium nitroprusside induced cyanide toxicity in pediatric patients. Expert Opin Drug Saf. 8 (5), 599-602 (2009).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Naar binnen gelijkrichtende stromingenbasilaire arteriecellenkaliumkanaalactiviteitwhole cell registratiecelmembraanpotentiaalbariumchloride inhibitieeffect van natriumnitroprussidecelisolatieprotocol

Gerelateerde artikelen