Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een chirurgische benadering voor oogzenuwverbrijzeling in een konijnenmodel

1.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67415

⸱

8 juli 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Spencer Center for Vision Research, Byers Eye Institute, Department of Ophthalmology, Stanford University, 2Department of Ophthalmology, Technical University of Munich, Hospital rechts der Isar, 3Department of Bioengineering, Stanford University, 4Department of Comparative Medicine, Stanford University, 5Glaucoma Center of Excellence, Wilmer Eye Institute, Johns Hopkins University

In dit artikel

Samenvatting

Dit artikel bevat gedetailleerde instructies voor het uitvoeren van oogzenuwverbrijzeling in een konijnenmodel met behulp van standaard oogheelkundige chirurgische technieken.

Samenvatting

Oogzenuwverbrijzeling (ONC) is een experimentele techniek die wordt gebruikt om de mechanismen van optische neuropathieën en mogelijke therapeutische interventies te modelleren en te bestuderen. ONC-studies hebben voornamelijk gebruik gemaakt van knaagdiermodellen; Deze modellen vertonen echter opmerkelijke anatomische en fysiologische verschillen met mensen, waardoor de vertaalbaarheid mogelijk wordt beperkt. Hier beschrijven we de chirurgische techniek om het ONC-model bij konijnen te bereiken, een soort met bolafmetingen die meer lijken op die van menselijke ogen. De ontwikkelde chirurgische techniek maakt gebruik van oogheelkundige chirurgische technieken die worden gebruikt bij scheelzien en oculoplastische operaties en vereist geen het maken van botvensters of canthotomieën. Het model werd gevalideerd door middel van beoordelingen van de pupilrespons onder verschillende lichtomstandigheden en visueel opgeroepen potentialen (VEP's) voor en na ONC. De resultaten toonden een significante afname van zowel de pupilrespons als de VEP-amplitude in de ONC-ogen, vergeleken met onbehandelde contralaterale ogen, wat wijst op verlies van visuele functie na letsel, zoals verwacht. Deze chirurgische techniek kan modellen opleveren voor het onderzoeken van oogzenuwletsels en het testen van mogelijke therapeutische strategieën, met bredere implicaties voor het begrijpen en behandelen van oculaire neurodegeneratieve ziekten.

Inleiding

De oogzenuwverbrijzeling (ONC)-techniek is een experimentele benadering voor het genereren van gecontroleerde oogzenuwletselmodellen die nodig zijn voor het onderzoeken van optische neuropathieën 1,2,3. Door plaatselijke schade aan de oogzenuw te induceren, wat leidt tot axonaal letsel en degeneratie van retinale ganglioncellen, simuleert het ONC-model enkele van de pathologische kenmerken van verschillende optische neuropathieën, zoals traumatische optische neuropathie en glaucoom 4,5,6,7. Dit gecontroleerde model maakt vervolgens een gedetailleerde verkenning mogelijk van de mechanismen die ten grondslag liggen aan zenuwbeschadiging, degeneratie en mogelijke regeneratie binnen oogheelkunde en neurowetenschappen 8,9,10,11,12,13,14.

De toepassing van de ONC-techniek en bijbehorend onderzoek is uitgebreid toegepast met behulp van knaagdiermodellen, met hun voordelen op het gebied van grootte, gebruiksgemak en lage onderhoudskosten. Bovendien bieden knaagdieren een breed scala aan hulpmiddelen voor genetische manipulatie, die essentieel zijn voor gentherapie en moleculaire interventies 12,14,15. Ondanks deze voordelen hebben de aanzienlijke anatomische en fysiologische verschillen tussen knaagdieren en mensen potentiële beperkingen in vertaalbaarheid. Behandelingstechnieken die bij knaagdieren zijn ontwikkeld, kunnen mogelijk niet worden vertaald naar mensen vanwege de grote discrepantie in ooggrootte (aslengte van de rat 6,3 mm16 vergeleken met 22,5 mm bij mensen). Konijnenogen bootsen de grootte van het menselijk oog nauwkeuriger na (aslengte konijn 15,3 mm17,18), waardoor het een beter model is voor de ontwikkeling van chirurgische technieken en farmacokinetische studies dan knaagdieren. Konijnen zijn gebruikt in ONC-modellen, maar de huidige rapporten beschrijven de chirurgische techniek niet adequaat en/of gebruiken canthotomie of botvensters 19,20,21,22,23,24,25. Er zijn anatomische verschillen tussen konijnen en menselijke ogen, namelijk de aanwezigheid van gemyeliniseerde zenuw, relatief avasculair netvlies en gebrek aan collagene lamina cribrosa, die volledige vertaalbaarheid beperken; Toch kan het konijn nog steeds dienen als springplank voor een eventuele menselijke vertaling.

Hoewel ONC-technieken zijn gerapporteerd in grotere diermodellen zoals varkens 4,6, geiten 5,9 en niet-menselijke primaten 5,26, beperken de complexiteit van de procedure en/of de kosten van deze modellen hun toepasbaarheid. Zo biedt het konijn een middenweg die zowel zuinig is als een oog heeft dat groot genoeg is.

Om aan deze behoefte tegemoet te komen, introduceert onze studie een chirurgische ONC-techniek die is verfijnd voor konijnenmodellen. Door de ONC-techniek toe te passen bij konijnen, willen we de huidige kloof in diermodellen overbruggen, ons begrip van oogzenuwletsels en neurodegeneratieve ziekten vergroten en nieuwe therapeutische strategieën ontwikkelen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

In dit onderzoek werden Nieuw-Zeelandse witte konijnen (4,4 - 4,8 kg) gebruikt. Bij de opzet van dierproeven is voldaan aan de ARVO-richtlijnen voor het gebruik van dieren in oogheelkundig en gezichtsonderzoek. Het Institutional Animal Care and Use Committee van Stanford University heeft deze experimenten beoordeeld en goedgekeurd (protocolnummer: APLAC-33781).

1. ONC

  1. Verdoof het konijn (n = 4) volgens de richtlijnen van het Veterinary Service Center (VSC) om ervoor te zorgen dat het konijn tijdens de procedure voldoende verdoofd en pijnvrij is. Kortom, ketamine (30 mg/kg) en xylazine (3 mg/kg) subcutaan toedienen.
    OPMERKING: Het chirurgische anesthesievlak wordt bevestigd door meerdere diepteparameters van de anesthesie, waaronder teenknijpen en kaaktonus, te beoordelen.
  2. Aan het begin van de procedure wordt buprenorfine met verlengde afgifte (0,15 mg/kg) subcutaan toegediend voor analgesie en maropitantcitraat (2 mg/kg) voor een soepeler herstel. Controleer elke 5-15 minuten de vitale functies en de anesthesiediepte van het dier om de gezondheid te garanderen.
  3. Zorg voor een warmtebron, zoals een elektrisch verwarmingskussen of een circulerende waterdeken, en pas de instellingen aan op basis van de lichaamstemperatuur.
  4. Geef 1-4% isofluraan of 1-6% sevofluraan aan via een gezichtsmasker om de anesthesie indien nodig te behouden.
  5. Dien ongeveer 5-15 minuten voor de ingreep een combinatie van proparacaïne (0,5%), fenylefrine (2,5%) en tropicamide (1%) oogdruppels toe.
    OPMERKING: De oogdruppels zorgen voor lokale verdoving en pupilverwijding27.
  6. Leg het konijn op zijn zij met het rechteroog bloot (Figuur 1). Breng 5% betadine-oplossing aan op het oog, de wimpers en de perioculaire huid voor sterilisatie met behulp van de standaard aseptische techniek.
  7. Dien nogmaals proparacaïne oogdruppels toe voor extra lokale anesthesie.
  8. Om de steriliteit te behouden, drapeert u het dier met huishoudfolie28 en laat u een kleine opening ter grootte van een oog over het rechteroog (Figuur 1).
    1. Zorg ervoor dat u alleen de boven- en onderrand van elk huishoudfolievel hanteert, aangezien deze aan de onderkant van de tafel zijn bevestigd en de steriliteit niet in de weg staan.
    2. Draag steriele handschoenen en zorg ervoor dat alle geautoclaveerde chirurgische instrumenten tijdens de procedure binnen het steriele veld blijven. Gebruik voor elk dier een nieuw instrumentarium.
  9. Plaats een hoornvliestractiehechtdraad (8-0) van gedeeltelijke dikte door het superieure perifere hoornvlies nabij de limbus om het oog voorzichtig te infraducteren, waardoor een betere toegang tot de oogzenuw wordt vergemakkelijkt, die zich superieur bevindt bij een konijn (Figuur 2A).
  10. Voer een conjunctivale peritomie uit (d.w.z. een incisie van het bindvlies rond het hoornvlies)29 van 10 tot 2 uur met behulp van een Westcott-schaar en een tang van 0,12 mm.
  11. Ontleed de capsule van Tenon zorgvuldig bot, met behulp van een Wescott-schaar om de onderliggende superieure rectus en superieure schuine spieren bloot te leggen.
  12. Gebruik een spierhaak om de superieure spieren te isoleren (Figuur 2B).
  13. Zet de gehaakte spieren vast met een dubbelarmige hechting (8-0) met behulp van standaard scheelzientechnieken30 (Figuur 2C). Steek de hechtdraad kort over de volledige dikte door het midden van de superieure spieren en knoop deze vast met behulp van een chirurgische knoop. Steek vervolgens de naald gedeeltelijke dikte door de lengte van de spier van het midden naar de spierrand. Laad de achterhand van de naald en passeer deze over de volledige dikte vanaf de onderkant van de spier naar voren. Haal de naaldhouder door de lus om de naald vast te pakken.
    OPMERKING: Door aan de naald te trekken, wordt die helft van de spier strakker en vergrendeld. De tweede naald wordt vervolgens gebruikt om de resterende helft van de spier vast te zetten in een spiegelbeeld van de eerste helft.
  14. Gebruik een Wescott-schaar om de spieren van de wereldbol los te maken en zorg ervoor dat u de hechtingen die op de spieren zijn geplaatst niet doorsnijdt.
  15. Infraducteer de bol voorzichtig met de hoornvlieshechting en leg de intraconale orbitale ruimte bloot door de spierhechting superieur terug te trekken (Figuur 2D).
  16. Ontleed voorzichtig het omringende orbitale weefsel om de oogzenuw volledig bloot te leggen.
    1. Snijd geen weefsel in de baan en gebruik alleen stompe dissectie. Beschadig de vortexader niet (Figuur 2D).
    2. Gebruik indien nodig een spierhaak om de oogzenuw te lokaliseren en te isoleren (Figuur 2E).
      OPMERKING: De oogzenuw van het konijn is iets superieur en omgeven door retro-orbitale weefsels, waaronder wit vet. De zenuw is wit, ongeveer 1 mm in diameter. De lange achterste ciliaire slagaders lopen langs de meridianen van 3 en 9 uur die inferieur zijn aan de kop van de oogzenuw en kunnen dienen als richtlijn om de zenuw31 te lokaliseren.
  17. Klem de oogzenuw 60 s vast met een naaldhouder om verbrijzelingsletsel te veroorzaken, waarna een zichtbare markering verschijnt (Figuur 2F,G). De verbrijzelingsplaats bevindt zich ongeveer 3 mm achter de kop van de oogzenuw om beschadiging van de oogslagader te voorkomen. Gebruik een vergrendelingsnaaldhouder om ervoor te zorgen dat er consistente kracht wordt uitgeoefend op alle ONC-behandelingen, wat resulteert in vergelijkbare oogzenuwletsels bij konijnen.
  18. Keer de superieure spieren terug naar hun oorspronkelijke locatie op de wereldbol (Figuur 2H). Haal de twee naalden (eerder gebruikt om de superieure rectus en superieure schuine spieren vast te zetten) gedeeltelijk door de oorspronkelijke spierinsertie. Draai de hechting vast en plaats een chirurgijnsknoop30.
  19. Voltooi de procedure door het bindvlies aan de limbus te hechten met onderbroken hechtingen (Figuur 2I).
  20. Aan het einde van de procedure worden verwarmde kristalloïde vloeistoffen (10 ml/kg) en meloxicam (0,5 mg/kg) subcutaan toegediend voor analgesie. Herstel het dier door de gasanesthesie uit te schakelen en atipamezol (0,3 mg/kg) intramusculair toe te dienen om de effecten van xylazine om te keren. Dien buprenorfine met verlengde afgifte (0,15 mg/kg) subcutaan toe tijdens het herstel.
  21. Dien meloxicam (0,5 mg/kg) eenmaal daags subcutaan toe tijdens de postoperatieve periode van 2-3 dagen en meer indien nodig. Zorg voor ondersteunende zorg, inclusief extra verrijkingsapparaten (d.w.z. speelgoed) en verrijking via de voeding, gedurende de 2-3 dagen na de operatie en indien nodig.
  22. Dien indien nodig extra onderhuidse vloeistoffen toe in de postoperatieve periode. Controleer het dier tweemaal daags gedurende de eerste drie postoperatieve dagen, daarna wekelijks of indien nodig daarna.

2. Pupillende respons

OPMERKING: Om de visuele functie te beoordelen, test u de pupilrespons van beide ogen pre- (dag -3, -2 en -1) en post-ONC (dag +1, +2 en +3) met behulp van de hieronder beschreven procedures.

  1. Fotografeer met een smartphonecamera zowel het rechter- als het linkeroog bij weinig licht (mesopisch).
  2. Schijn een zaklamp rechtstreeks in het rechteroog vanaf een afstand van ongeveer 6 inch. Fotografeer het oog en herhaal vervolgens dezelfde procedure voor het linkeroog.
    OPMERKING: De pupiltoon moet stabiel zijn binnen 5-10 s.
  3. Zoek met behulp van afbeelding J de verhouding tussen de pupildiameter en de wit-witdiameter van de vastgelegde beelden.

3. Flash visueel opgeroepen potentialen (VEP)

OPMERKING: Om de integriteit van het visuele pad te evalueren, van het netvlies via de oogzenuw naar de visuele cortex, registreert u VEP-golfvormen van beide ogen pre- (dag -2) en post-ONC (dag +7 en +14) onder donkere omstandigheden, met behulp van de hieronder beschreven procedures.

  1. Verdoof het konijn volgens de VSC-richtlijnen. Kortom, toediening ketamine (15 mg/kg), dexmedetomidine (0,05 mg/kg) en midazolam (0,3 mg/kg) intramusculair.
    OPMERKING: Gasanesthesie kan het VEP-signaal verminderen en moet daarom indien mogelijk worden vermeden.
  2. Dien een combinatie van proparacaïne (0,5%), fenylefrine (2,5%) en tropicamide (1%) oogdruppels toe.
  3. Breng drie onderhuidse naaldelektroden in op specifieke plaatsen zoals weergegeven in afbeelding 3A: tussen de mediale canthi (referentie-elektrode met een zwarte kabel), tussen de scapulae (massa-elektrode met een groene kabel) en bij het uitwendige occipitale uitsteeksel (opname-elektrode met een rode kabel)6.
  4. Plaats een ooglidretractor op het linkeroog en bedek het rechteroog om blootstelling aan licht te blokkeren.
  5. Neem de VEP-golfvormen op met behulp van een handheld-apparaat (Figuur 3B,C) terwijl een lichtstimulus wordt geflitst (8.0 cd*s/m2, 0.99 Hz).
    OPMERKING: Zorg er voor < opname voor dat het ruisniveau 20 μV is.
  6. Herhaal dit opnameproces minstens drie keer.
    OPMERKING: Drievoudige metingen worden gemiddeld en behandeld als een enkel gegevenspunt.
  7. Volg dezelfde procedure voor het rechteroog en zorg ervoor dat het linkeroog nu bedekt is om blootstelling aan licht te voorkomen.
  8. Bepaal uit de verzamelde VEP-golfvormen de P1-latentie en amplitude. P1-latentie wordt gedefinieerd als de tijd van de eerste positieve piek (P1) na de eerste negatieve piek (N1), die doorgaans rond de 60 ms optreedt. De P1-amplitude wordt berekend als het verschil tussen de amplitudes op P1 en N1.

4. Axon-labeling en beeldvorming

  1. Injecteer een week na ONC het anterograde axontracer choleratoxine B (CTB; geconjugeerd met Alexa Fluor 488) intravitreaal in beide ogen (50 μl van 1 μg/μl CTB in PBS per oog; steriel gefilterd) met behulp van een insulinespuit van 29 G.
  2. Euthanaseer de konijnen twee weken na ONC met intraveneus pentobarbitalnatrium (100 mg/kg) en fenytoïnenatrium (12,8 mg/kg) en bevestig overlijden door cardiale auscultatie.
  3. Snijd de oogbollen open, verwijder de resterende weefsels met een Westcott-schaar en fixeer de bollen in 4% paraformaldehyde (in PBS) gedurende 24 uur bij 4 °C.
  4. Na het wassen van de oogbollen met PBS gedurende 4 uur, ontleedt u de gefixeerde oogzenuwen en cryosectie u ze in de lengterichting.
  5. Was de secties 3 keer met PBS gedurende 5 minuten elk.
  6. Incubeer de sectie in PBS die 4',6-diamidino-2-fenylindol (DAPI; 1:1.000) bevat gedurende 5 min.
  7. Was de secties met PBS, 3 keer gedurende 5 minuten elk.
  8. Monteer de secties in montagemedium en maak ze scherp met een confocale microscoop.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Om de visuele functie te beoordelen, werd de pupilrespons gekwantificeerd door de verhouding te vinden tussen de pupildiameter (ononderbroken gele lijn in figuur 4A) ten opzichte van de wit-witdiameter (gele stippellijn in figuur 4A) onder mesopische en flitslichtomstandigheden, zoals weergegeven in figuur 4. Voorafgaand aan de ONC-procedure werd een aanzienlijke vernauwing van de p...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze studie introduceert een gedetailleerd protocol voor het uitvoeren van de ONC-procedure bij konijnen, waarbij de nadruk ligt op een minder invasieve benadering om toegang te krijgen tot de oogzenuw. Eerdere rapporten misten uitgebreide beschrijvingen, visuele begeleiding of vertrouwden op meer invasieve technieken, waarvoor implantaten, laterale canthotomie en/of botresectie nodig waren 19,20,21,22,23,24,25.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen conflict of concurrerende financiële belangen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door het National Eye Institute in het kader van subsidies K08-EY033407 en P30-EY026877 en Research to Prevent Blindness.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
8-0 Coated Vicryl Violet Suture TG140-8 Double ArmedEthiconJ547GGebruikt voor optic nerve crush procedure
Antisedan (atipamezole hydrochloride 5.0 mg/mL oplossing)ZoetisNDC:54771-6293Gebruikt voor operatieve toepassing
Bonn Tying Forceps Angled Tip 0.2mm, TitaniumTitan MedicalTMF502Gebruikt voor optic nerve crush procedure
Castroviejo Needle Holder Curved, TitaniumTitan MedicalTMH105Gebruikt voor optic nerve crush procedure
Castroviejo Suturing Forceps 1x2 0.12mm Straight, TitaniumTitan MedicalTMF411Gebruikt voor optic nerve crush procedure
Cerenia (maropitant citraat 10 mg/mL oplossing)ZoetisNDC:54771-8179Gebruikt voor operatieve toepassing
Disposable Stainless Steel Subdermal Needle ElectrodesNatus019-476600Gebruikt voor visuele evoked potentiaal testen
Euthasol (390 mg/mL pentobarbital natrium en 50 mg/mL fenytoïne natrium)VirbacNDC: 51311-050Gebruikt voor euthanasie
Graefe Muscle Hook, TitaniumTitan MedicalTME133Gebruikt voor optic nerve crush procedure
Insulin Syringe 1/2 mL, 29 G, 1/2"Monoject8881600350Gebruikt voor intravitreale injectie
Jameson Muscle HookTitan MedicalTME122Gebruikt voor optic nerve crush procedure
McPherson Tying Forceps Straight Tip 0.2mm, TitaniumTitan MedicalTMF501Gebruikt voor optic nerve crush procedure
Normosol-R (isotone oplossing van gebalanceerde elektrolyten; kristaloïde vloeistof)ICU Medical Inc.NDC:0990-7670Gebruikt voor operatieve toepassing
Ofloxacin Ophthalmic Solution 0.3%Bausch & Lomb60505-0560-0Gebruikt voor post-operatieve toepassing
Olympus FLUOVIEW FV3000OlympusFLUOVIEW FV3000Confocale laser scanning microscoop
Phenylephrine HCl 2.5% Ophthalmic SolutionBausch & Lomb82260-102-10Gebruikt voor pre-operatieve toepassing
ProLong Gold Antifade MountantInvitrogenP36934Montagemedium
Proparacaine HCl 0.5% Ophthalmic SolutionBausch & Lomb24208-730-06Gebruikt voor pre-operatieve toepassing
RETeval Visual Electrodiagnostic DeviceLKC Technologies, Inc.RETevalGebruikt voor visuele evoked potentiaal testen
Tropicamide 1.0% Ophthalmic SolutionBausch & Lomb24208-585-64Gebruikt voor pre-operatieve toepassing
Westcott Scissors CurvedTitan MedicalTMS401Gebruikt voor optic nerve crush procedure

Referenties

  1. Chierzi, S., Strettoi, E., Cenni, M. C., Maffei, L. Optic nerve crush: Axonal responses in wild-type and bcl-2 transgenic mice. J Neurosci. 19 (19), 8367-8376 (1999).
  2. Tang, Z., et al. An optic nerve crush injury murine model to study retinal ganglion cell survival. J Vis Exp. (50), e2685(2011).
  3. Tan, H. -B., et al. Evaluation of a partial optic nerve crush model in rats. Exp Ther Med. 4 (3), 401-404 (2012).
  4. Bramblett, G. T., Harris, J. N., Scott, L. L., Holt, A. W. Traumatic optic nerve injury elevates plasma biomarkers of traumatic brain injury in a porcine model. J Neurotrauma. 38 (8), 1000-1005 (2020).
  5. Zhang, Y., et al. Cold protection allows local cryotherapy in a clinical-relevant model of traumatic optic neuropathy. Elife. 11, e75070(2022).
  6. Heng, K., et al. Bdnf and camp are neuroprotective in a porcine model of traumatic optic neuropathy. JCI Insight. 9 (3), e172935(2024).
  7. Benowitz, L. I., Yin, Y. Optic nerve regeneration. Arch Ophthalmol. 128 (8), 1059-1064 (2010).
  8. Li, Y., Struebing, F. L., Wang, J., King, R., Geisert, E. E. Different effect of sox11 in retinal ganglion cells survival and axon regeneration. Front Genet. 9, 633(2018).
  9. Zhang, Y., et al. In vivo evaluation of retinal ganglion cells and optic nerve's integrity in large animals by multi-modality analysis. Exp Eye Res. 197, 108117(2020).
  10. Boia, R., et al. Neuroprotective strategies for retinal ganglion cell degeneration: Current status and challenges ahead. Int J Mol Sci. 21 (7), 2262(2020).
  11. Cameron, E. G., et al. Optic nerve crush in mice to study retinal ganglion cell survival and regeneration. Bio Protoc. 10 (6), e3559(2020).
  12. Zhang, Z. -Y., et al. Promotion of axon regeneration and protection on injured retinal ganglion cells by rcxcl2. Inflamm Regen. 43 (1), 31(2023).
  13. Suter, T. aC. S., Wang, J., Meng, H., He, Z. Utilizing mouse optic nerve crush to examine cns remyelination. STAR Protoc. 2 (3), 100796(2021).
  14. Ross, A. G., et al. Rescue of retinal ganglion cells in optic nerve injury using cell-selective aav mediated delivery of sirt1. Gene Ther. 28 (5), 256-264 (2021).
  15. Yue, J., et al. Cell-specific expression of human sirt1 by gene therapy reduces retinal ganglion cell loss induced by elevated intraocular pressure. Neurotherapeutics. 20 (3), 896-907 (2023).
  16. Pazos, M., et al. Rat optic nerve head anatomy within 3d histomorphometric reconstructions of normal control eyes. Exp Eye Res. 139, 1-12 (2015).
  17. Bozkir, G., Bozkir, M., Dogan, H., Aycan, K., Güler, B. Measurements of axial length and radius of corneal curvature in the rabbit eye. Acta Med Okayama. 51 (1), 9-11 (1997).
  18. Loiseau, A., Raîche-Marcoux, G., Maranda, C., Bertrand, N., Boisselier, E. Animal models in eye research: Focus on corneal pathologies. Int J Mol Sci. 24 (23), 16661(2023).
  19. Pellegrino, R. G., Ritchie, J. M. Sodium channels in the axolemma of normal and degenerating rabbit optic nerve. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 222 (1227), 155-160 (1984).
  20. Mantyh, P. W., et al. Substance p receptor binding sites are expressed by glia in vivo after neuronal injury. Proc Natl Acad Sci. 86 (13), 5193-5197 (1989).
  21. Mantyh, P., et al. Beta 2-adrenergic receptors are expressed by glia in vivo in the normal and injured central nervous system in the rat, rabbit, and human. J Neurosci. 15 (1), 152-164 (1995).
  22. Yu, J., Luan, X., Lan, S., Yan, B., Maier, A. Fasudil, a rho-associated protein kinase inhibitor, attenuates traumatic retinal nerve injury in rabbits. J Mol Neurosci. 58 (1), 74-82 (2016).
  23. Xue, F., et al. Morphological and functional changes of the optic nerve following traumatic optic nerve injuries in rabbits. Biomed Rep. 4 (2), 188-192 (2016).
  24. Wang, D., et al. Localized co-delivery of cntf and fk506 using a thermosensitive hydrogel for retina ganglion cells protection after traumatic optic nerve injury. Drug Deliv. 27 (1), 556-564 (2020).
  25. Rogers, S. D., et al. Endothelin b receptors are expressed by astrocytes and regulate astrocyte hypertrophy in the normal and injured cns. Glia. 41 (2), 180-190 (2003).
  26. Levkovitch-Verbin, H., et al. Optic nerve transection in monkeys may result in secondary degeneration of retinal ganglion cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 42 (5), 975-982 (2001).
  27. Lodhi, S. A. K., Ramsali, M. V., Kulkarni, D. K., Surender, P., Murty, S. Safety of tropicamide and phenylephrine in pupillary mydriasis for cataract surgery. Saudi J Ophthalmol. 35 (2), 108-111 (2021).
  28. Emmer, K. M., Celeste, N. A., Bidot, W. A., Perret-Gentil, M. I., Malbrue, R. A. Evaluation of the sterility of press'n seal cling film for use in rodent surgery. J Am Assoc Lab Anim Sci. 58 (2), 235-239 (2019).
  29. Sami, D. A. Conjunctival incisions for strabismus surgery: A comparison of techniques. Tech Ophthalmol. 5, 125-129 (2007).
  30. Coats, D. K., Olitsky, S. E. Strabismus surgery and its complications. , Springer. (2007).
  31. Chiang, B., Kim, Y. C., Edelhauser, H. F., Prausnitz, M. R. Circumferential flow of particles in the suprachoroidal space is impeded by the posterior ciliary arteries. Exp Eye Res. 145, 424-431 (2016).
  32. Davis, F. A. The anatomy and histology of the eye and orbit of the rabbit. Trans Am Ophthalmol Soc. 27, 400-402 (1929).
  33. Peiffer, R. L., Pohm-Thorsen, L., Corcoran, K. The biology of the laboratory rabbit (second edition). , Academic Press. San Diego. 409-433 (1994).
  34. Xu, J., et al. Gene editing in rabbits: Unique opportunities for translational biomedical research. Front Genet. 12, 642444(2021).
  35. Zernii, Y. E., et al. Rabbit models of ocular diseases: New relevance for classical approaches. CNS Neurol Disord Drug Targets. 15 (3), 267-291 (2016).
  36. Del Amo, E. M., Urtti, A. Rabbit as an animal model for intravitreal pharmacokinetics: Clinical predictability and quality of the published data. Exp Eye Res. 137, 111-124 (2015).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Oftalmische chirurgieoptische neuropathievisueel opgeroepen potentialenpupilresponsaxonale traceringfluorescentiebeeldvormingletsel van de oogzenuwneurodegeneratieve ziekten
Een chirurgische benadering voor oogzenuwverbrijzeling in een konijnenmodel
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.