Methodenartikel

Digitale planimetrie voor het beoordelen van de kinetiek van wondsluiting in een muismodel

DOI:

10.3791/67475

⸱

10 januari 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Faculty of Medicine, Autonomous University of the State of Mexico, 2Experimental Chemistry Lab, Faculty of Chemistry, Autonomous University of the State of Mexico, 3National Laboratory for Research and Development of Radiopharmaceuticals, National Institute for Nuclear Research

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wonden vormen een wereldwijde gezondheidsuitdaging. Deze studie ontwikkelde een gestandaardiseerde fotocabine die gebruikmaakt van digitale planimetrie om de variabiliteit van wondmetingen te minimaliseren. Monitoring van wonden bij muizen gedurende 14 dagen toonde een aanvankelijke toename van het wondgebied en de omtrek, gevolgd door geleidelijke sluiting. Deze methodologie kan helpen bij het evalueren van de kinetiek van wondsluiting in preklinische modellen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chronische wonden vormen vanwege hun hoge prevalentie een ernstig wereldwijd gezondheidsprobleem. Effectieve therapeutische strategieën kunnen de genezing aanzienlijk versnellen, waardoor het risico op complicaties wordt verminderd en de economische last voor de gezondheidszorg wordt verlicht. Hoewel tal van experimentele studies wondgenezing hebben onderzocht, vertrouwen de meeste op kwalitatieve observaties of kwantitatieve directe metingen. Het doel van deze studie was het standaardiseren van een indirecte wondmeetmethode met behulp van digitale planimetrie, waarbij digitale schaling en segmentatie worden geïntegreerd. Deze aanpak pakt het gebrek aan gedetailleerde, stapsgewijze methodologieën voor nauwkeurige wondbeoordeling aan. Er werd een fotodocumentatiecabine ontworpen en gebouwd, en er werden computerondersteunde digitale planimetrie-instrumenten gebruikt om de variabiliteit in metingen van het wondgebied, de omtrek en de afstand van het wondcentrum tot de randen te minimaliseren. Er werd een cirkelvormige traumatische wond (5 mm in diameter) gecreëerd op de dorsale middellijn ter hoogte van het schouderblad van mannelijke CD1-muizen (n = 4, 10 weken oud, 30-35 g). De evolutie van de wond werd gedurende 14 dagen gefotodocumenteerd met behulp van de speciaal ontworpen fotocabine, die de lichtomstandigheden, de brandpuntsafstand en de positionering van het onderwerp regelde. Schaal- en wondmetingen werden uitgevoerd met behulp van segmentatie in ImageJ-software en statistische analyse werd uitgevoerd met behulp van statistische analysesoftware. De kinetiek van wondsluiting vertoonde een lichte toename in wondgrootte en omtrek tussen dag 0 en dag 2, gevolgd door een geleidelijke afname tot volledige sluiting op dag 14. De fotodocumentatiecabine en de computerondersteunde digitale planimetrie maakten kwantitatieve metingen mogelijk met minimale variabiliteit. Concluderend bieden deze tools een betrouwbare en reproduceerbare methode voor het evalueren van de kinetiek van wondsluiting in preklinische modellen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Traumatische wondgenezing duurt ongeveer 21 dagen en heeft een goed gedefinieerde opeenvolging van vier verschillende fasen: (1) hemostase, (2) ontsteking, (3) proliferatie en (4) hermodellering1. Als een fase van de wondgenezing wordt verlengd, kan dit leiden tot de ontwikkeling van chronische wonden1. Vanwege hun hoge prevalentie, mogelijke complicaties2 en aanzienlijke economische lasten, worden ze beschouwd als een wereldwijd gezondheidsprobleem.

Preklinische studies zijn gericht op een snellere genezing door uitgebreide wondre-epithelisatie 3,4,5 te bevorderen, complicaties te voorkomen en de behandelingskosten te verlagen. Deze studies evalueren verschillende strategieën, waaronder de ontwikkeling van biomaterialen, farmacologische interventies en andere procedures voor regeneratieve geneeskunde 6,7,8,9.

Er zijn meerdere experimentele modellen ontwikkeld voor de studie van traumatische wonden. Sommige richten zich op macroscopisch zichtbare kwalitatieve kenmerken zoals grootte, ontstekingsindicatoren, aanwezigheid van granulatieweefsel, secreties en korstvorming5. Anderen analyseren kwantitatieve gegevens, waaronder oppervlakte, omtrek, straal, diameter, kleur, diepte en afstanden van het midden tot de randen van wonden.

In dit opzicht meten de meeste in vivo onderzoeken direct de wondradius en -diepte. Handmatige afbakening van wondranden in een macroscopisch beeld kan echter leiden tot vertekeningen in de meting10. Andere studies gebruiken mechanische planimetrie, met behulp van transparante gerasterde plastic platen, waar de wondranden eerder zijn afgebakend; In beide gevallen vereist het verkrijgen van het gebied of de omtrek handmatige instrumenten zoals linialen of digitale planimeters. Tegenwoordig maakt computerondersteunde digitale planimetrie computeranalyse van macroscopische beelden van wonden of plastic vellen mogelijk. In situ manipulatie en de kwaliteit van het macroscopische beeld zijn een beperking, maar deze tool 11,12,13,14 vermindert de variabiliteit tussen oppervlakte- en omtrekmetingen aanzienlijk.

Deze voorgestelde methodologie biedt aanzienlijke voordelen ten opzichte van bestaande technieken voor het evalueren van wondsluiting bij muizen 15,16,17,18,19,20. Hoewel fotodocumentatie werd beschouwd als een nauwkeurig en consistent hulpmiddel voor het beoordelen van de kinetiek van wondsluiting, hebben eerdere studies21,22 de beperkingen van handmatige wondmeting benadrukt, zoals vooringenomenheid van de waarnemer en variabiliteit als gevolg van inconsistente belichting en camerapositionering. De huidige aanpak pakt deze problemen aan door beeldvormingsomstandigheden te standaardiseren via een op maat gemaakte cabine, waardoor de reproduceerbaarheid en precisie worden verbeterd. Bovendien maakt geautomatiseerde digitale planimetrie nauwkeurigere kwantitatieve beoordelingen mogelijk, waardoor de evaluatie van therapeutische interventies wordt verbeterd en meetfouten worden geminimaliseerd, zoals blijkt uit andere onderzoeken waarin handmatige en digitale technieken worden vergeleken12,22, waardoor het bijzonder geschikt is voor onderzoeken naar de kinetiek van wondsluiting in muizenmodellen, waardoor nauwkeurige evaluatie van behandelingen mogelijk is door strikte controle te houden over de omstandigheden voor beeldacquisitie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle experimentele procedures met laboratoriummuizen werden uitgevoerd in overeenstemming met de ethische normen en voorschriften die zijn vastgelegd in de officiële Mexicaanse norm (NOM-062-ZOO-1999) voor de behandeling en verzorging van proefdieren. Het protocol werd beoordeeld en goedgekeurd door het Intern Comité voor de Zorg en het Gebruik van Proefdieren (CICUAL) van het Nationaal Instituut voor Nucleair Onderzoek (ININ) onder referentienummer CICUAL-01-23. Mannelijke CD1-muizen (n = 4), 10 weken oud, met een lichaamsgewicht variërend van 28-32 g, werden in deze studie gebruikt. Alle dieren werden geselecteerd om uniformiteit in stam, leeftijd, geslacht en lichaamsgewicht te garanderen, waardoor de variabiliteit in de experimentele resultaten werd geminimaliseerd. Nadere gegevens over de gebruikte reagentia en de gebruikte apparatuur staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Fotocabinebouw voor het maken van macroscopische beelden

OPMERKING: Gelicentieerde SolidWorks-software (versie 2015) werd gebruikt om een fotocabine te ontwerpen om externe lichtbronnen te elimineren. Een kubus van 40 cm × 40 cm werd gebouwd met behulp van een wit aluminium profiel van één inch dik. De kubus bestond uit drie delen, die achtereenvolgens in elkaar werden gezet: het dak, de zijwanden en de vloer (Figuur 1A).

  1. Dakconstructie
    OPMERKING: Het dak werd geregionaliseerd als voorrand (A), achterrand (B) en zijranden (C en D) om te oriënteren (Figuur 1B).
    1. Bevestig aan de binnenkant van de zijrand van het dak (C en D) een aluminium profiel met sleuven (ontworpen om glas te houden) van 1,5 cm breed, 2,51 cm dik en 34,9 cm lang (Figuur 1B).
    2. Plaats twee rechthoekige aluminium platen van 34,5 cm lang x 13 cm breed met polyethyleen in het midden in de groef van elk dakprofiel (plaat 1 en 2 in figuur 1C) om door de groef van beide profielen te kunnen glijden.
    3. Installeer een RGB LED-buislamp van 20 cm met een kleurtemperatuurbereik van 2500-9000 K (Figuur 1C) in een hoek van 45° aan de onderkant van paneel 1 met behulp van dubbelzijdige tape.
    4. Monteer op de dakpanelen 1 en 2 een rechthoekig schuimplaatpaneel van 32 cm x 12 cm met een centrale ronde uitsparing met een diameter van 7,82 cm om de installatie van de cameralens mogelijk te maken (Figuur 1C).
  2. Constructie van de vloer
    1. Plaats een vierkant stuk witte schuimplaat van 40 cm x 40 cm op de vloerprofielen. Snijd vierkanten met een zijlengte van 2,54 cm uit elke hoek van het foamboard (Figuur 1E).
  3. Constructie van zijwanden
    1. Snijd vier vierhoekige schuimplaatpanelen van 40 cm x 40 cm.
    2. Lijm twee panelen met siliconen aan de zijden C en D om de linker- en rechterzijwanden te vormen (Figuur 1F).
    3. Bevestig klittenbandstrips aan de aluminium profielen A en B voor eenvoudige manipulatie van interne fotocabine-elementen. Bevestig bovendien 1 cm vanaf de rand van een lijn zelfklevende bevestigingsmiddelen aan één kant aan twee vierkanten van schuimkarton en plaats ze op de voor- en achterwanden (Figuur 1F).
  4. Opbouw van de referentiebasis
    OPMERKING: Een referentiebasis was nodig om de muis in buikligging te houden tijdens de anesthesie en tijdens de documentatie van de wondevolutie. 3D-componenten werden ontworpen en gefabriceerd met behulp van de Fused Deposition Modeling (FDM) techniek met PLA-materiaal en een 3D-printer23,24.
    1. 3D-print het masker met een basis van 2 cm in breedte, lengte en hoogte en plaats het op 11,5 cm vanaf de rand van een voorgesneden rechthoek van 40 cm x 28 cm wit schuimkarton om de muizen onder inademingsnarcose te houden (Figuur 1D, rode kleur).
    2. 3D-print het rechthoekige platform (9 cm lang, 5 cm breed, 2,5 cm hoog) met vier geëxtrudeerde gebieden om de muis uit te lijnen dorsum tijdens het verkrijgen van afbeeldingen. Deze gebieden ondersteunden het hoofd, de ledematen en de buikstreek om de buikligging te behouden. Lijm dit platform op het midden van de referentiebasis (Figuur 1D, groene kleur).
    3. 3D-print het liniaalblok (2 cm breed, 8 cm lang, 2,5 cm hoog) en bevestig het op 1 cm vanaf de linkerkant van de muisbasis om het meetreferentie-element te plaatsen dat nodig is voor digitale beeldverwerking (Figuur 1D, blauwe kleur).
    4. Bevestig een roestvrijstalen liniaal van 15 cm met schaalverdeling aan het liniaalblok en installeer de volledige referentiebasis in de cabine voor het schalen van afbeeldingen (Afbeelding 1D).

figure-protocol-1
Figuur 1: Schema voor de constructie van de macroscopische beeldacquisitiekast. (A) Secties van de cabine (dak, zijwanden, vloer). (B)Oriëntatie van de profielen die het dak vormen; voorkant (A), achterkant (B) en zijkanten (binnenkant van de profielen in rode "C,D"). (C) Dakpanelen 1 en 2, installatie van de LED-lichtbuis, cameralensplaat en vloerinstallatie. (D) Installatie van het anesthesiemasker (ROOD), muisplatform (GROEN) en rechthoekig platform voor het positioneren van de meetliniaal (BLAUW) op de referentiebasis. (E) Definitieve locatie voor de referentiebasis. (F) Installatie van zij-, voor- en achterwanden. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. Onderhoud van dieren

  1. Verkrijg toestemming van de bio-ethische commissie van de instelling voor dierproeven. Gebruik CD1-muizen (n = 4), 10 weken oud, met een gewicht van 28-32 g.
  2. Huisvest de muizen onder standaardomstandigheden: houd een temperatuur van 21 °C aan, 12/12 uur licht/donkercycli, 45% luchtvochtigheid en zorg ad libitum voor toegang tot water en voedsel, behalve tijdens fotodocumentatiesessies.

3. Traumatische wondgeneratie

  1. Vast de muizen 8 uur voorafgaand aan de procedure. Verdoving de muizen met intraperitoneaal natriumpentobarbital in een dosis van 65 mg/kg25 (volgens institutioneel goedgekeurde protocollen).
    1. Bevestig de diepte van de anesthesie door te controleren op een gebrek aan terugtrekkingsreflex tijdens een interdigitale kneep. Breng oogzalf aan op de ogen om uitdroging tijdens de anesthesie te voorkomen. Houd de muizen op een stabiele temperatuur van 37 °C tijdens de operatie en het herstel (20 min).
  2. Plaats de muis in een ventrale decubituspositie en onthar een gebied van 2.5 cm x 3 cm vanaf het cervicale gebied caudaal met behulp van chirurgische mesjes. Trek de huid uit om snijwonden te voorkomen. Voer asepsis en antisepsis uit met behulp van afwisselend povidonjodium en steriel water spoelen.
  3. Gebruik een steriele biopsiepons van 5 mm en oefen druk uit met cirkelvormige bewegingen om een dermo-epidermale incisie te maken ter hoogte van het schouderblad. Verwijder de flap met een gekartelde tang en knip af met een schaar met irische punt (Figuur 2A).
  4. In het geval van de aanwezigheid van bloedpunten in de wond, brengt u een elektrische schok toe met een elektrocauterisatieapparaat om hemostase te bereiken.
  5. Plaats een cirkelvormige huidfilm met een diameter van 1 cm over de wond met behulp van een juwelierstang om besmetting en samentrekking te voorkomen.
  6. Voer alle overlevingsoperaties uit onder steriele omstandigheden. Bereid de operatieplaats voor met ontsmettingsmiddelen zoals povidon-jodium. Draag steriele handschoenen en een masker en handhaaf de steriliteit tijdens de procedure door steriele instrumenten te gebruiken en contact met niet-steriele oppervlakken tot een minimum te beperken.
    1. Plaats de muizen na de operatie in individuele kooien bij 24 °C en houd ze in de gaten totdat ze weer voldoende bewustzijn hebben om de sternale positie te behouden. Zorg ervoor dat de lichaamstemperatuur tijdens en na de operatie onder controle wordt gehouden om onderkoeling te voorkomen door externe warmtebronnen te gebruiken.
  7. Analgesie toedienen tot dag 4 door ketorolac te verdunnen in drinkwater tot 5 mg/kg26.
  8. Na 14 dagen, wanneer de wonden bij gezonde knaagdieren doorgaans een vergevorderd stadium van genezing bereiken, euthanaseren de muizen door O2-vervanging in een CO2 -kamer volgens internationale normen. Dit markeert het eindpunt van het onderzoek.

4. Macroscopische beeldacquisitie

  1. Maak dagelijks beelden van de wonden gedurende 14 opeenvolgende dagen om de continue kinetiek van de wondsluiting te controleren. Gebruik een semi-professionele of professionele camera; Plaats de lens door de ronde opening in het dak van de fotocabine.
    NOTITIE: Pas het schema indien nodig aan op basis van experimentele omstandigheden.
  2. Gebruik een RGB LED-lichtbuis in de modus Gecorreleerde kleurtemperatuur (CCT), ingesteld op 9000 K en 100% helderheid voor verlichting.
  3. Plaats de referentiebasis in het midden van de vloer van de fotocabine.
  4. Plaats de muis gedurende 3 minuten in de inhalatieanesthesiekamer (Figuur 2B).
  5. Plaats na het induceren van anesthesie de muis in buikligging op het muisplatform. Zet de snuit vast in het sevofluraan-anesthesiemasker en dien 5% sevofluraan toe bij een zuurstofdebiet van 1,5 l/min (Figuur 2C).
  6. Voordat u foto's maakt, verwijdert u de huidfilm van de wond met behulp van een juwelierstang en lijnt u de referentiebasis uit met de cameralens.
  7. Installeer de voorwand van de fotocabine en maak macroscopische beelden met de volgende instellingen: diafragma f/3.2, belichtingstijd 1/200s, ISO-snelheid 80, brandpuntsafstand 4 mm.
  8. Plaats met een Jeweller-tang een huidfilm met een diameter van 1 cm op de wond voordat u het anesthesiemasker verwijdert. Breng de muizen over naar individuele kooien en observeer totdat de motor hersteld is.

5. Beeldverwerking

  1. Genereer een reservekopie van de macroscopische afbeeldingen. Verwerk de afbeeldingen met behulp van de ImageJ-software.
  2. Open de back-upafbeelding in ImageJ door het pad te volgen: Bestand > Open > Zoeken in de afbeeldingen en klik vervolgens op Openen.
  3. Schaal de afbeelding op referentie: Maximaliseer de afbeelding, selecteer het gereedschap Rechtlijn , zoom in op de liniaal naast de muis met de +-toets, teken een rechte lijn van 10 mm op de afbeelding van de liniaal, ga vervolgens naar Analyseer > Schaal instellen > Voer " 10" in voor Bekende afstand > Stel de lengte-eenheid in op mm en klik vervolgens op Ok. Dit bepaalt de pixels-afstandsverhouding voor het macroscopische beeld (Figuur 2D).
  4. Scheid het wondgebied van de afbeelding: Gebruik het rechthoekige hulpmiddel om het gebied rond de wond te selecteren (w = 150, h = 150). Noteer de X- en Y-waarden, klik met de rechtermuisknop op de rechthoek > Dupliceer > geef het onderwerp een naam > druk op Enter. Druk in de nieuwe afbeelding twee keer op + om in te zoomen (Afbeelding 2E).
  5. Sla de bijgesneden afbeelding op door het pad te volgen: Bestand > Opslaan als > Tiff > Voer de naam in > Opslaan.
  6. Maak een duplicaat van de bijgesneden afbeelding om te voorkomen dat deze tijdens de segmentatie wordt gewijzigd: Klik met de rechtermuisknop op de bijgesneden afbeelding > Dupliceer > Noem deze door "Segmentatie" aan het einde toe te voegen. Druk vervolgens op Enter. Druk in de nieuwe afbeelding twee keer op + om in te zoomen.
  7. Scheid de afbeelding in kleurkanalen door dit pad te volgen: Afbeelding > Type > RGB-stack. Klik in de rode kanaalafbeelding (1/3 rood) met de rechtermuisknop op Dupliceren en druk op OK in het venster Dupliceren.
  8. Segmenteer de afbeelding van het rode kanaal. Klik op de afbeelding van het rode kanaal, afbeelding > Pas > drempel aan. Selecteer vervolgens Standaard > Toepassen (Afbeelding 2F).
  9. Corrigeer de Region of Interest (ROI) om volledige wonddekking te garanderen en segmentatievervormingen te voorkomen.
    OPMERKING: Als gebieden rond de wond niet zijn opgenomen in de segmentatie, ga dan naar Verwerken > binaire > gaten opvullen. Om zwarte stippen buiten de wond te verwijderen, ga je naar Proces > binaire > Erode. Als de opdracht Erode de wondgrootte verkleint, corrigeert u deze met behulp van Proces > Binair > Dilateren.
  10. Markeer de omtrek van de ROI: Bewerk > Selectie > Maak selectie. De ROI wordt in het geel omlijnd. Voeg het toe aan de ROI Manager door Bewerken > Selectie > Toevoegen aan Manager te volgen (Afbeelding 2G).
  11. Valideer de segmentatie: Open het ROI Manager-venster en selecteer de ROI die u wilt bekijken: Meer > vertalen. Voer de X- en Y-waarden in die in stap 4 zijn geregistreerd en druk op OK.
    1. Maximaliseer de originele afbeelding en selecteer vervolgens de ROI in de ROI-manager. Pas de ROI aan met de pijltjestoetsen totdat deze is uitgelijnd met de wond (Figuur 2H). Als de ROI overeenkomt met de wond, was de segmentatie succesvol. Herhaal anders vanaf stap 2.
  12. Zodra de segmentatie is bevestigd, verkrijgt u de wondmetingen: Analyseer > Maatregel. Een resultatentabel geeft de waarden voor het gebied, de omtrek en de X/Y-positie weer. Kopieer deze waarden naar SPSS-software voor documentatie en statistische analyse (Figuur 2I).

figure-protocol-2
Figuur 2: Workflow van wondmeting met behulp van digitale planimetrie en segmentatietechnieken. (A) Dermo-epidermale incisie met behulp van een steriele biopsiepons van 5 mm. (B) De muis gedurende 3 minuten in een inhalatie-anesthesiekamer plaatsen. (C) Fotodocumentatie door de verdoofde muis in de fotocabine te plaatsen en zijn snuit in een sevofluraanmasker vast te zetten. (D) Het openen van de verkregen afbeelding in AfbeeldingJ en het schalen ervan met behulp van de liniaal als referentie. (E) Het wondgebied extraheren met behulp van het rechthoekige gereedschap. (F) Het scheiden van de afbeelding in RGB-kanalen en het verwerken van het rode kanaal. (G) Het schetsen en beheren van de interesseregio (ROI). (H) Valideren van de segmentatie door de ROI te matchen met de wond. (I) Het meten van wondparameters en het vastleggen van de resultaten voor statistische analyse. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

6. Euthanasie na de procedure

OPMERKING: De studie eindigt na 14 dagen, waarna de wonden bij gezonde knaagdieren doorgaans een vergevorderd stadium van genezing bereiken. In dit stadium werden de muizen op humane wijze geëuthanaseerd volgens de vastgestelde institutioneel goedgekeurde euthanasieprocedure.

  1. Bereid de apparatuur voor. Zorg ervoor dat de euthanasiekamer schoon, droog en van de juiste grootte is om de muizen te huisvesten zonder overbevolking. Sluit de kamer aan op een CO2 -voeding van medische kwaliteit met een debietregelaar.
  2. Breng de muizen voorzichtig over in de kamer om stress te minimaliseren. Zorg ervoor dat ze zich in een rustige omgeving bevinden met minimale verstoringen van buitenaf.
  3. Stel het CO2 -debiet in op 20%-30% van het volume van de kamer per minuut, zoals aanbevolen door de AVMA-richtlijnen voor de euthanasie van dieren. Verhoog geleidelijk de CO2 -concentratie om te voorkomen dat u angst of ongemak bij de muizen veroorzaakt.
  4. Observeer de muizen nauwlettend tijdens de procedure. Zoek naar tekenen van geleidelijk bewustzijnsverlies, waaronder verminderde activiteit en ademhaling, gevolgd door apneu en hartstilstand.
  5. Bevestig de dood zodra de muizen niet meer ademen en geen tekenen van beweging vertonen; Wacht nog 1-2 minuten om ervoor te zorgen dat de vitale functies volledig worden stopgezet. Verifieer het overlijden door de afwezigheid van reflexen (bijv. hoornvliesreflex) en hartactiviteit te bevestigen.
  6. Breng de karkassen over naar de daarvoor bestemde containers voor biologisch gevaarlijk afval. Volg institutionele protocollen en nationale richtlijnen voor de veilige verwijdering van dierlijke resten.
  7. Noteer het aantal geëuthanaseerde dieren, de datum en alle relevante observaties om ervoor te zorgen dat aan ethische en institutionele normen wordt voldaan.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Na het schalen van de beelden in de ImageJ-software werden de gemiddelde omtrek (tabel 1) en oppervlakte (tabel 2) van de wonden, samen met hun respectievelijke standaarddeviaties, verkregen door middel van digitale segmentatie. Deze waarden werden geregistreerd van dag nul tot dag veertien (D0-D14).

DagOmtrek (mm)

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In preklinische modellen wordt het kwantitatief analyseren van de evolutie van traumatische wonden in preklinische modellen geconfronteerd met uitdagingen als gevolg van factoren zoals wondgrootte, gelokaliseerde ontstekingsreactie34, locatie en/of manipulatie. Voor deze metingen bestaan directe handmatige36 en indirecte digitale 11,16,37,38 planimetriemethoden.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat er geen belangenconflicten zijn in verband met dit onderzoek.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs willen de Consejo Nacional de Humanidades, Ciencias y Tecnologías (CONAHCyT, CVU: 933600) bedanken via de subsidie voor het verstrekken van financiering, en het Laboratorio Nacional de Investigación y Desarrollo de Radiofármacos del Instituto Nacional de Investigaciones Nucleares (LANIDER-ININ) voor hun steun. Daarnaast is Figuur 2 opgesteld met behulp van BioRender-software (2020), beschikbaar bij BioRender.com/p67z056.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
5 mm Biopsy PunchMILTEX, USA33-35Om de wondranden te markeren
Aluminium met polyethyleen kernAlucobond, USABright Silver 119Voor de constructie van de macroscopische beeldverwervingskamer
Cameralens Sony, JapanSEL2470ZOm de afbeeldingen te scherpstellen voor het fotograferen
ElektrocauterisatieBonart, USAART-E1Om bloedingspunten in de wond te elimineren indien aanwezig.
Haak- en lusbevestigingsstroken VELCRO
IBM SPSS Statistics Versie 22IBM Corporation, USAhttps://www.ibm.com/analytics/spss-statisticsGebaat voor statistische analyse van wondmetingen, inclusief oppervlakte- en omtrekgegevens.
ImageJ Versie 1.53tNational Institutes of Health, USAhttps://imagej.nih.gov/ij/Gebaat voor het verwerken van macroscopische afbeeldingen, inclusief schalen, segmentatie en meting van wondparameters.
KetorolacSIEGFRIED RHEIN, Mexico493977Voor pijnbestrijding na de operatie
Miltex Iris Schaar, 4-1/8" GebogenMILTEX, USAV95-306Om de wondflap te snijden die met de biopsiepunch is gemaakt
RGB LED-lichtbuisANDOER, China‎ B09F8RLMSYOm de macroscopische beeldverwervingskamer te verlichten
Semi-professionele cameraSony, Japan DSC-HX300Om de foto's te maken
Gekartelde pincetMILTEX, USAV96-118Om de flap vast te houden tijdens het snijden
SevofluraanBaxter, USAAMX2L9117PRVoor inhalatieanesthesie
NatriumpentobarbitalAranda, Mexico734.448.001.212Voor intraperitoneale anesthesie
SolidWorks Versie 2015Dassault Systèmes, Frankrijk https://www.solidworks.com/Gebaat voor het ontwerpen en maken van 3D-modellen voor het construeren van  accessoires voor de fotodocumentatiekamer.
Chirurgische bladen HERGOM, MexicoH10Om het haar te scheren in het gebied waar de wond zal worden gemaakt
Transparant zelfklevend verband3M, USAF51CA07Om de traumatische wond te bedekken

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Martinengo, L., et al. Prevalence of chronic wounds in the general population: systematic review and meta-analysis of observational studies. Ann Epidemiol. 29, 8-15 (2019).
  2. Chen, X., Shi, X., Xiao, H., Xiao, D., Xu, X. Research hotspot and trend of chronic wounds: A bibliometric analysis from 2013 to 2022. Wound Repair Regen. 31 (5), 597-612 (2013).
  3. Gould, L., Li, W. W. Defining complete wound closure: Closing the gap in clinical trials and practice. Wound Repair Regen. 27 (3), 201-224 (2019).
  4. Baron, J. M., Glatz, M., Proksch, E. Optimal support of wound healing: New insights. Dermatology. 236 (6), 593-600 (2020).
  5. Tiwari, R., Pathak, K. Local drug delivery strategies towards wound healing. Pharmaceutics. 15 (2), 634(2023).
  6. Gupta, B., Agarwal, R., Alam, M. S. Hydrogels for wound healing applications. Biomed Hydrogels. , 184-227 (2011).
  7. Pastar, I., et al. Pre-clinical models for wound-healing studies. Skin Tissue Models Regen Med. , 223-253 (2018).
  8. Shen, Z., Zhang, C., Wang, T., Xu, J. Advances in functional hydrogel wound dressings: A Review. Polymers (Basel). 15 (9), 2000(2000).
  9. Wong, V. W., Sorkin, M., Glotzbach, J. P., Longaker, M. T., Gurtner, G. C. Surgical approaches to create murine models of human wound healing. J Biomed Biotechnol. 2011, 1-8 (2011).
  10. Peterson, N., Stevenson, H., Sahni, V. Size matters: How accurate is clinical estimation of traumatic wound size. Injury. 45 (1), 232-236 (2014).
  11. Öien, R. F., Håkansson, A., Hansen, B. U., Bjellerup, M. Measuring the size of ulcers by planimetry: a useful method in the clinical setting. J Wound Care. 11 (5), 165-168 (2002).
  12. Rogers, L. C., Bevilacqua, N. J., Armstrong, D. G., Andros, G. Digital planimetry results in more accurate wound measurements: a comparison to standard ruler measurements. J Diabetes Sci Technol. 4 (4), 799-802 (2010).
  13. Shamata, A., Thompson, T. Documentation and analysis of traumatic injuries in clinical forensic medicine involving structured light three-dimensional surface scanning versus photography. J Forensic Leg Med. 58, 93-100 (2018).
  14. Foltynski, P., Ladyzynski, P., Ciechanowska, A., Migalska-Musial, K., Judzewicz, G., Sabalinska, S. Wound area measurement with digital planimetry: Improved accuracy and precision with calibration based on 2 rulers. PLoS One. 10 (8), e0134622(2015).
  15. Frank, S., Kämpfer, H. Excisional wound healing. Wound Healing: Methods Protoc. , 3-15 (2003).
  16. Dunn, L., et al. Murine model of wound healing. J Vis Exp. (75), e50265(2013).
  17. Barakat, M., DiPietro, L. A., Chen, L. Limited Treatment options for diabetic wounds: Barriers to clinical translation despite therapeutic success in murine models. Adv Wound Care (New Rochelle). 10 (8), 436-460 (2021).
  18. Goh, C. C., et al. Inducing ischemia-reperfusion injury in the mouse ear skin for intravital multiphoton imaging of immune responses. J Vis Exp. (118), e54956(2016).
  19. Wang, Y., et al. Autologous fat grafting promotes macrophage infiltration to increase secretion of growth factors and revascularization, thereby treating diabetic rat skin defect. Diabetes, Metab Syndr Obes: Targets and Therapy. 13, 4897-4908 (2020).
  20. Notodihardjo, S. C., et al. A comparison of the wound healing process after the application of three dermal substitutes with or without basic fibroblast growth factor impregnation in diabetic mice. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 73 (8), 1547-1555 (2020).
  21. Thawer, H. A., Houghton, P. E., Woodbury, M. G., Keast, D., Campbell, K. A comparison of computer-assisted and manual wound size measurement. Ostomy Wound Manage. 48 (10), 46-53 (2002).
  22. Huang, C. X., et al. Comparison of digital and traditional skin wound closure assessment methods in mice. Lab Anim Res. 39 (1), 25(2023).
  23. Subramaniam, S. R., et al. 3D printing: Overview of PLA progress. AIP Conf Proc. , 020015(2019).
  24. Oleksy, M., Dynarowicz, K., Aebisher, D. Rapid prototyping technologies: 3D printing applied in medicine. Pharmaceutics. 15 (8), 2169(2023).
  25. Césarovic, N., Nicholls, F., Rettich, A., Kronenberg, S., Häussler, A. K., Boillat, C. S., Spahn, D. R., Arras, M. Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anaesthesia in laboratory mice. Lab Anim. 44 (4), 329-336 (2010).
  26. Domer, F., et al. Characterization of the analgesic activity of ketorolac in mice. Eur. J. Pharmacol. 177, 127-135 (2016).
  27. Cukjati, D., Reberšek, S., Miklavčič, D. A reliable method of determining wound healing rate. Med Biol Eng Comput. 39 (2), 263-271 (2001).
  28. Payne, W. G., Bhalla, R., Hill, D. P., Pierpont, Y. N., Robson, M. C. Wound healing trajectories to determine pressure ulcer treatment efficacy. Wound Repair Regen. 11, e1(2011).
  29. Cardinal, M., Eisenbud, D. E., Phillips, T., Harding, K. Early healing rates and wound area measurements are reliable predictors of later complete wound closure. Wound Repair Regen. 16 (1), 19-22 (2008).
  30. Tallman, P. Initial rate of healing predicts complete healing of venous ulcers. Arch Dermatol. 133 (10), 1231(1997).
  31. Hopkins, N. F. G., Jamieson, C. W. Antibiotic concentration in the exudate of venous ulcers: The prediction of ulcer healing rate. Br J Surg. 70 (9), 532-534 (2005).
  32. Robson, M. C. Wound healing trajectories as predictors of effectiveness of therapeutic agents. Arch Surg. 135 (7), 773(2000).
  33. Jessup, R. L. What is the best method for assessing the rate of wound healing? A comparison of 3 mathematical formulas. Wounds. 19 (3), 138-147 (2006).
  34. Landén, N. X., Li, D., Ståhle, M. Transition from inflammation to proliferation: A critical step during wound healing. Cell Mol Life Sci. 73 (20), 3861-3885 (2016).
  35. Szpaderska, A. M., DiPietro, L. A. Inflammation in surgical wound healing: Friend or foe. Surgery. 137 (5), 571-573 (2005).
  36. Hamed, E., Al Balah, O. F. A., Refaat, M., Badr, A. M., Afifi, A. Photodynamic therapy mediated by methylene blue-loaded PEG accelerates skin mouse wound healing: An immune response. Lasers in Med Sci. 39 (1), 141(2024).
  37. Ibraheem, W. I., et al. Comparison of digital planimetry and ruler methods for the measurement of extraction socket wounds. Medicina (Kaunas). 59 (1), 135(2023).
  38. Mayrovitz, H. N., Soontupe, L. B. Wound areas by computerized planimetry of digital images: accuracy and reliability. Wounds. 22 (5), 222-229 (2009).
  39. Galiano, R. D., Michaels, J., Dobryansky, M., Levine, J. P., Gurtner, G. C. Quantitative and reproducible murine model of excisional wound healing. Wound Repair Regen. 12 (4), 485-495 (2004).
  40. Price, A., Grey, J. E., Patel, G. K., Cbe, K. G. H. ABC of wound healing. , John Wiley & Sons, ISBN. 0470658975(2022).
  41. Eming, S. A., Krieg, T., Davidson, J. M. Inflammation in wound repair: Molecular and cellular mechanisms. J Invest Dermatol. 127 (3), 514-525 (2007).
  42. Carmeliet, P. Angiogenesis in life, disease and medicine. Nature. 438 (7070), 932-936 (2005).
  43. López, N., Cervero, S., Jiménez, M. J., Sanchez, J. F. Cellular characterization of wound exudate as a predictor of wound healing phases. Wounds. 26 (4), 101-107 (2014).
  44. Liu, N. T., et al. Quantifying the effects of wound healing risk and potential on clinical measurements and outcomes of severely burned patients: A data-driven approach. Burns. 46 (2), 303-313 (2020).
  45. Han, C., Barakat, M., DiPietro, L. A. Angiogenesis in wound repair: Too much of a good thing. Cold Spring Harb Perspect Biol. 14 (10), a041225(2022).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

MuizenwondmodelWondmetingImageJ segmentatieFotodocumentatiecabineWondoppervlakteanalysePreklinische wondgenezingComputerasteunende metingWondomtrek

Gerelateerde artikelen