Methodenartikel

Intraoperatieve visualisatie van subretinale injectie en netvliesloslating bij ratten

DOI:

10.3791/67483

⸱

7 maart 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institut de la Vision, INSERM, CNRS, Sorbonne Université, 2Department of Ophthalmology, Rothschild Foundation Hospital

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit artikel beschrijft methoden voor subretinale injectie bij ratten, waarbij gebruik wordt gemaakt van intraoperatieve visualisatie om zowel de injectieplaats als het gebied van netvliesloslating te controleren.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Subretinale injectie, de afgifte van een oplossing tussen de fotoreceptoren en het retinale pigmentepitheel (RPE), creëert een subretinale ruimte waar componenten in direct contact staan met fotoreceptoren en RPE-cellen. Deze toedieningsmethode maakt een gerichte behandeling van deze cellen mogelijk. Er zijn therapieën voor subretinale injectie ontwikkeld en goedgekeurd, met name voor erfelijke netvliesaandoeningen. Bij dieren kunnen subretinale injectieprocedures een uitdaging zijn vanwege de lensgrootte, vooral bij knaagdieren. In dit artikel worden methoden beschreven voor subretinale injectie bij ratten, waardoor intraoperatieve visualisatie en controle van zowel de injectieplaats als de grootte van het losgemaakte gebied mogelijk is, zoals uitgevoerd bij mensen. De procedure wordt uitgevoerd onder algemene en plaatselijke verdoving en vereist pupilverwijding. Met behulp van een oogheelkundige microscoop wordt de subretinale injectie uitgevoerd via een scleraal kanaal van 30 G, waarbij de canulepunt voorzichtig op het netvlies wordt aangebracht om een retinotomie te creëren. Volumes variërend van 10-25 μL kunnen worden toegediend, wat overeenkomt met twee vijfde tot de helft van het netvlies van de rat. Onmiddellijke postoperatieve onderzoeken met behulp van fundusfotografie en optische coherentietomografie bevestigen een succesvolle bevalling in de subretinale ruimte met zichtbare subretinale vloeistof. De belangrijkste risico's van deze procedure zijn lensbeschadiging (staar), loslatingsfalen, intravitreale bloeding, subretinale bloeding en postoperatieve keratitis. Naast het toedienen van therapieën in de subretinale ruimte, wordt deze techniek gebruikt om kortdurende of langdurige netvliesloslating te induceren met behulp van respectievelijk waterige of stroperige producten. In tegenstelling tot de transsclerale benadering, maakt deze methode een nauwkeurige intraoperatieve positionering van de netvliesloslating mogelijk.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het netvlies is een lichtgevoelig neuronaal weefsel dat zich in het binnenste en achterste deel van de oogbol bevindt. De buitenste laag van het neuronetvlies bevat fotoreceptoren, dit zijn gespecialiseerde neuronen die zich toeleggen op het omzetten van licht in elektrochemische signalen en dus essentieel zijn voor het gezichtsvermogen. Het retinale pigmentepitheel (RPE), dat zich onder het neuronetvlies bevindt, biedt uitgebreide metabolische ondersteuning aan fotoreceptoren, waardoor visuele pigmentregeneratie en de regelmatige vernieuwing van hun buitenste segmenten worden vergemakkelijkt1.

Fotoreceptordegeneratie is de meest voorkomende oorzaak van onomkeerbaar verlies van het gezichtsvermogen en komt voor bij verschillende aandoeningen van het netvlies, zoals leeftijdsgebonden maculaire degeneratie, retinitis pigmentosa, diabetische retinopathie en netvliesloslating 1,2,3,4. De meeste van deze aandoeningen zijn het gevolg van het primaire of secundaire verlies van fotoreceptoren, vaak secundair aan RPE-verlies of disfunctie. Daarom is het bijzonder belangrijk om fotoreceptoren en RPE-cellen in vivo te bestuderen om hun degeneratie te voorkomen. Tot op heden bestaan er geen effectieve therapieën voor tal van aandoeningen van het netvlies, zoals retinale dystrofieën (waaronder retinitis pigmentosa) of maculaire degeneratie (inclusief leeftijdsgebonden maculaire degeneratie).

Subretinale injectie, de afgifte van een oplossing tussen de fotoreceptoren en de RPE, creëert een subretinale ruimte waar componenten in direct contact staan met fotoreceptoren en RPE-cellen. Deze toedieningsmethode maakt een gerichte behandeling van deze cellen mogelijk, waarbij verschillende retinale of vasculaire barrières worden omzeild. Er zijn verschillende therapieën voor subretinale toediening ontwikkeld en goedgekeurd, met name voor erfelijke netvliesaandoeningen 5,6.

Het is belangrijk om chirurgische praktijken voor subretinale toediening te harmoniseren. Bij mensen omvat de standaardprocedure 25 G pars plana vitrectomie, die relatief gemakkelijke toegang biedt tot het achterste segment van het oog omdat de lens klein is in verhouding tot het hele oog. Subretinale toediening wordt uitgevoerd via een trocar van 25 G met behulp van een biocompatibele canule van 38 G of 41 G met siliconenpunt, waardoor een soepele transretinale stroom mogelijk is5.

Bij dieren kunnen subretinale injectieprocedures een uitdaging zijn vanwege de lensgrootte. Bij knaagdieren neemt de lens bijvoorbeeld tot 90% van de glasvochtholte in beslag. Bij ratten neemt de lens minder ruimte in beslag dan bij muizen, maar blijft hij significant (zie figuur 1A). Bovendien kunnen subretinale injecties worden gebruikt om netvliesloslating (RD) te modelleren door viskeuze oplossingen te gebruiken om subretinale vloeistofklaring door RPE-cellen te voorkomen 7,8. Deze modellen worden voornamelijk gebruikt bij de ontwikkeling van therapieën voor netvliesaandoeningen.

Dit artikel beschrijft methoden voor subretinale toediening of geïnduceerde RD bij ratten, waardoor totale intraoperatieve controle van de injectieplaats en het losgemaakte netvliesgebied mogelijk is.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Experimenten en procedures werden goedgekeurd door de lokale ethische commissie voor dieren en uitgevoerd in faciliteiten die verbonden zijn aan het laboratorium, in overeenstemming met de lokale wetgeving. Al het experimentele werk volgde het institutionele beleid inzake biobeveiligings- en veiligheidsprocedures (Local Animal Ethics Committee: Charles Darwin, CEEACD #5) en volgde de Europese Richtlijn 2010/63/EU. Acht weken oude wildtype vrouwelijke Long Evans-ratten (Rattus norvegicus) werden in deze studie gebruikt. Verschillende modellen voor retinale degeneratie van ratten, zoals P23H en RCS, kunnen worden gebruikt om de subretinale toediening van verschillende therapieën, waaronder medicijnen en gentherapieën, te testen. De details van de reagentia en apparatuur die in dit onderzoek zijn gebruikt, zijn te vinden in de materiaaltabel.

1. Bereiding van oplossingen

  1. Subretinale afgifte: Verdunde moleculen in PBS of dimethylsulfoxide voor waterige subretinale afgifte.
  2. Inductie van RD: Gebruik 2% hydroxypropylmethylcellulose of 1%-5% natriumhyaluronaat om RD op lange termijn te induceren.

2. Experimentele opstelling

  1. Monteer een niet-afgeschuinde 10 mm 30 G canule metalen tip gecementeerd op een spuit van 10 μL of 25 μL op een microinjector.
  2. Doe de bereide oplossing in de spuit.

3. Voorbereiding van dieren

  1. Anesthesie
    1. Algemene anesthesie: Verdoof de ratten met een intraperitoneale injectie van 40 mg/kg ketamine en 0,14 mg/kg medetomidine.
      OPMERKING: Deze anesthesie duurt lang genoeg voor de duur van de procedure en voor onmiddellijke postoperatieve onderzoeken.
    2. Pupilverwijding: Doe een druppel 0,5% tropicamide om mydriasis in één oog te verkrijgen.
      OPMERKING: Voor rechtshandige chirurgen zal de procedure gemakkelijker zijn in het linkeroog en vice versa.
    3. Lokale verdoving ( Figuur 2B): Doe één oogdruppel oxybuprocaïne in het te opereren oog.

4. Chirurgie onder de microscoop

  1. Intraoperatieve visualisatie: Gebruik een oogheelkundige microscoop die is aangesloten op een voetschakelaar om de operatie uit te voeren.
  2. Blootstelling van de sclerus (figuur 2C,D)
    1. Gebruik twee ooglidtrekhechtingen (5-0 of 6-0) verankerd aan het buitenste kwart van de ooglidrand bij de boven- en onderoogleden.
    2. Trek aan de hechtingen om een zachte uitstulping van het oog te krijgen.
  3. Scleraal kanaal (Figuur 2E,F): Gebruik een naald van 30 G om een scleraal kanaal te maken door het temporale bulbaire bindvlies, ongeveer 1-2 mm van de corneale limbus.
    NOTITIE: Steek de afgeschuinde naaldpunt nauwelijks in zonder deze verder te duwen om het risico van lensaanraking en daaropvolgende staar te voorkomen. Let in dit stadium tientallen seconden op conjunctivale bloeding. Vermijd het tamponeren van de bloeding, omdat dit ervoor kan zorgen dat bloed zich in het glasvocht verzamelt en de procedure in gevaar brengt. Veeg voorzichtig al het bloed in het kanaalgebied of dat de visualisatie belemmert weg met een wattenstaafje.
  4. Bescherming van het hoornvlies (Figuur 2G): Gebruik een traangel als lens-ooginterface tijdens de procedure.
  5. Visualisatie van het netvliesvlak (Figuur 2G)
    1. Plaats een platte contactlens (diameter 8 mm) op het oogoppervlak om het netvliesvlak met de juiste vergroting te visualiseren.
    2. Gebruik de voetschakelaar van de microscoop om scherp te stellen op het netvliesvlak.
  6. Subretinale injectie (Figuur 2H - M)
    1. Breng de canule verticaal door het voorgevormde sclerale kanaal (Figuur 2H).
    2. Raak de lens niet aan door de canule verticaal te houden.
    3. Benader langzaam het netvlies en druk er voorzichtig op totdat het netvlies witter wordt (pijlen in figuur 2I).
    4. Behoud de stabiliteit van de tip tijdens het injecteren via de retinotomie die wordt gevormd door de injectiestroom (Figuur 2J). Trek de punt niet te vroeg terug van de retinotomie, omdat hierdoor het product in het glasvocht wordt geïnjecteerd.
    5. Verwijder na de injectie de punt van de retinotomie en trek vervolgens voorzichtig de hele canule uit de glasvochtholte, waarbij u ervoor zorgt dat de lens niet wordt aangeraakt (Figuur 2K).
      OPMERKING: Als de bleb onvoldoende ontwikkeld is of als het losgeraakte netvliesgebied te beperkt is als de spuit leeg is, voer dan een herinjectie uit met hetzelfde sclerale kanaal en breng de punt in de eerder gevormde retinotomie.
    6. Zorg ervoor dat de pupilrode reflex wordt veranderd door de netvliesloslating zonder de bloedstroom in de glasholte te observeren (Figuur 2L,M).
  7. Einde van de operatie (Figuur 2N,O)
    1. Verwijder de ooglidhechtingen en veeg eventuele bloedingen voorzichtig af (Figuur 2N).
    2. Beoordeel kort de intraoculaire druk handmatig.
      OPMERKING: Er kan een kleine hoeveelheid glasvocht in de subconjunctivale ruimte terechtkomen, maar actieve lekkage mag niet optreden (Figuur 2O).

5. Postoperatieve zorg en ontwaken

  1. Breng chlooramfenicol-retinol oogzalf aan op het geopereerde oog.
  2. Dien 1 ml 5% glucosemonohydraat intraperitoneaal toe.
  3. Injecteer 0,9 mg/kg atipamezol subcutaan.
  4. Plaats het dier in een kamer met temperatuurregeling en houd het in de gaten totdat het wakker wordt.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het succes van een subretinale injectie is afhankelijk van nauwkeurige en exclusieve afgifte in de subretinale ruimte (d.w.z. tussen de fotoreceptoren en de RPE-lagen) via de retinotomie, waarbij subretinale bloeding wordt vermeden, aangezien bloed giftig is voor fotoreceptoren en RPE-cellen. Succesvolle bevalling wordt bevestigd door intraoperatieve visualisatie (Figuur 2L), onmiddellijke postoperatieve fundusfotografie en optische coherentietomografie (OCT). Fundusfotografie sluit subretinale bloeding uit, terwijl OCT B-scans netvliesloslating (RD) bevestigen met heldere subretinale vloeistof (Figuur 1 en Figuur 3). Bovendien kan fundusfotografie lensaanraking of geïnduceerde staar identificeren die tijdens de procedure onopgemerkt kan blijven (Figuur 3C,D). Zowel fotografie als OCT-scans kunnen de grootte van het losgemaakte gebied of de bleb schatten (Figuur 1B-E).

Verschillende factoren zijn van invloed op de grootte van de bleb: (1) Locatie van de injectieplaats: Hoe verder de injectieplaats van de optische schijf verwijderd is, hoe kleiner het losgemaakte gebied; (2) Geïnjecteerd volume: Een injectievolume van 20-25 μL kan bij ratten ongeveer de helft van het netvlies losmaken; (3) Kwaliteit van het losgeraakte netvlies: In modellen voor retinale degeneratie (bijv. P23H, RCS) kan loslating een uitdaging zijn vanwege verhoogde weerstand tussen fotoreceptoren en RPE-cellen veroorzaakt door degeneratieve processen, zoals gliose en accumulatie van subretinaal materiaal. In dergelijke gevallen zijn geïnduceerde netvliesloslatingen meestal vlak en zijn OCT-scans cruciaal voor het duidelijk afbakenen van het losgemaakte gebied.

Een kleine intravitreale bloeding kan optreden op de injectieplaats omdat retinale microvaatjes niet altijd volledig kunnen worden vermeden (Figuur 3E). Dergelijke bloedingen strekken zich echter meestal niet uit tot in de subretinale ruimte.

In geval van onvoldoende loslating moet het probleem intraoperatief worden herkend, waardoor onmiddellijke herinjectie via de voorgevormde retinotomie noodzakelijk is. Tijdens een experimentele sessie met 20 ratten voerden twee chirurgen (een ervaren en een beginner) de stap-voor-stap methode uit. De ervaren chirurg behaalde succes in 9 van de 10 procedures, terwijl de beginner in 6 van de 10 slaagde.

figure-results-1
Figuur 1: Overzicht van het proces en de resultaten. (A) Schematische weergave van het subretinale injectieproces in een rattenoog, met het aanzienlijke volume van de lens. (B,C) Fundusfotografie direct na de injectie (B) en 6 dagen na de injectie (C). Pijlpunten geven de injectieplaats aan. Het gebied van de netvliesloslating wordt omlijnd door een stippellijn. (D,E) Optische coherentietomografie B-scans onmiddellijk na de injectie (D) en 6 dagen na de injectie (E). AAN: oogzenuw. Vergroting: 1x. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Stappen van het subretinale injectieprotocol. Het protocol wordt gedemonstreerd bij een 8 weken oude Long Evans-rat onder algehele narcose. Voor een gedetailleerde beschrijving van elke stap verwijzen wij u naar de video of het gedeelte "Protocol" in de tekst. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Voorbeelden van verschillende resultaten van postoperatieve fundusfotografie. (A) Normaal postoperatief uiterlijk met lichte pigmentdispersie op de injectieplaats (pijl). (B) Normaal postoperatief uiterlijk met een kleine intravitreale luchtbel op de injectieplaats. Deze kleine luchtbelletjes zijn afkomstig van de spuit en zijn onschadelijk, zelfs in de subretinale ruimte. (C,D) Lensaanraking die resulteert in lichte (C) of significante (D) lenstroebeling (staar). (E,F) Kleine (E) of meer uitgebreide (F) intravitreale bloeding gelokaliseerd in de buurt van de injectieplaats, zonder uitzaaiing naar de subretinale ruimte. (G) Bloeding op de injectieplaats die zich voornamelijk verspreidt naar de subretinale ruimte. In dit geval veroorzaakte retinotomie een verwonding van een retinaal bloedvat. (H) Uitgebreide intravitreale bloeding als gevolg van sclerale penetratie. Vergroting: 1x. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit artikel beschrijft methoden voor transvitreale subretinale toediening bij ratten met intraoperatieve visualisatie en controle van zowel de injectieplaats als het losgemaakte gebied.

Er zijn twee cruciale stappen in dit protocol: blootstelling aan de clerus en retinotomie. De juiste positionering, belichting en toegang zijn fundamentele voorwaarden voor elke chirurgische ingreep. In dit geval is het van cruciaal belang om te zorgen voor een optimale toegang tot de sclera en de injectieplaats. Onvoldoende blootstelling van de sclerus kan leiden tot vermijdbare problemen in de volgende stappen. Bovendien bepaalt de kwaliteit van de retinotomie het risico op bloedingen. Het moet zo voorzichtig mogelijk worden uitgevoerd en zo ver mogelijk van eventuele netvliesvaten. Als het correct wordt gedaan, is het risico op significante intravitreale of subretinale bloedingen zeer laag.

Bij gebruik van deze benadering voor subretinale injectie kan de inductie van netvliesloslating (RD) om verschillende redenen mislukken. De meest uitdagende stap in het leerproces is de injectie zelf. De injectieplaats moet zorgvuldig worden gekozen om de vloeistof door de retinotomie over het netvlies te laten stromen. Vanwege het dichte achterste glasvocht bij knaagdieren, kan het fungeren als een fysieke barrière voor de transretinale stroom. Onze ervaring is dat transretinale penetratie soepel verloopt wanneer de canulepunt zich in een hoek van ongeveer 90° ten opzichte van het netvlies bevindt. Het wordt ten zeerste aanbevolen, vooral in het begin, om te oefenen met het gebruik van gekleurde oplossingen, zoals fluoresceïne, om te bevestigen dat de geïnjecteerde oplossing alleen in de subretinale ruimte stroomt.

Er kunnen twee beperkingen van deze techniek worden vastgesteld. Ten eerste loopt de transvitreale passage het risico de lens te raken. Een aanraking van de lens kan onschadelijk zijn als het achterste lenskapsel bewaard blijft, omdat dit niet mag leiden tot staarvorming. Als het achterste lenskapsel echter beschadigd is, is het risico op staarvorming groot en is het dier mogelijk niet langer geschikt voor het experimentele project, vooral als netvliesvervolgonderzoeken nodig zijn. Ten tweede kan deze techniek in verschillende stadia tot bloedingen leiden, wat het experimentele proces zou kunnen belemmeren. Conjunctivale bloedingen kunnen het gevolg zijn van de hechtingen van de oogleden, hoewel dit meestal geen probleem is en kan worden gereinigd met een wattenstaafje. Bovendien worden tijdens de procedure twee retinotomieën uitgevoerd, die beide een risico op bloeding met zich meebrengen. De eerste retinotomie wordt uitgevoerd terwijl de onderzoeker blind is voor het netvlies (via het sclerale kanaal), wat kan leiden tot intravitreale bloeding tijdens sclerale perforatie, wat de procedure verder bemoeilijkt. In zeldzame gevallen kunnen subretinale of choroïdale bloedingen optreden. Deze 'ingangsretinotomie' kan worden vermeden door injectie via het hoornvlies9, hoewel deze benadering het aantal mogelijke injectieplaatsen aanzienlijk beperkt. De tweede retinotomie loopt een hoger risico op bloedingen als de retinale vaten worden aangeraakt door de punt van de canule. Subretinale bloeding moet strikt worden vermeden, omdat bloedbestanddelen giftig zijn voor fotoreceptoren10. Vanwege deze risico's moeten beginnende onderzoekers een faalpercentage van 1 op de 5 tot 1 op de 10 injecties verwachten. Onze ervaring is dat er geen gevallen van choroïdale loslating, endoftalmitis of door hypertonie geïnduceerde netvliesbeschadiging zijn aangetroffen.

Als alternatief zijn methoden beschreven die gebruik maken van transsclerale benaderingen voor subretinale toediening, waarbij transvitrueuze passage wordt vermeden 8,11. Onze ervaring is echter dat deze procedures geen nauwkeurige of reproduceerbare injectieplaatsen of blebs mogelijk maken en alleen mogen worden uitgevoerd bij het gebruik van muizen. Bovendien vereisen deze procedures een zelfdichtende sclerale incisie met een naald die het vaatvlies en het retinale pigmentepitheel (RPE) kruist op de plaats van de RD. Dit brengt een risico met zich mee op subretinale pigmentmigratie, wat kan leiden tot ontstekingsgevolgen en het RD-model11 kan verstoren. Bovendien wordt de injectie uitgevoerd zonder dat de punt van de spuit zichtbaar is, waardoor het risico op supra- of subchoroïdale loslating toeneemt in plaats van RD. Er is ook een risico op onbedoelde retinotomie, wat leidt tot daaropvolgende intravitreale toediening, vooral bij het werken met modellen voor retinale degeneratie die dunnere en kwetsbaardere netvliezen hebben.

Toepassingen van subretinale toediening of geïnduceerde RD omvatten het testen van verschillende therapieën op modellen voor retinale degeneratie of in gevallen van RD 8,11,12,13,14. In beide omstandigheden is het doel van de procedure om processen na te bootsen die uiteindelijk bij mensen plaatsvinden. Zowel transsclerale als transvitreous benaderingen kunnen RD modelleren, zolang de hoogte en duur van de RD voldoende zijn15. In het geval van subretinale toediening lijken de huidige methoden beter op die van niet-menselijke primaten16 en mensen5, waardoor de vertaalbaarheid van de gegevens wordt verbeterd.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

S.P: Consultant en persoonlijke financiële belangen -Pixium Vision, GenSight Biologics (geen van deze activiteiten is van enig belang voor de hier gepresenteerde gegevens).

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie werd ondersteund door de IHU FOReSIGHT (Parijs), de Fondation Voir & Entendre (Parijs), UNADEV/Aviesan (in het kader van het "cone photoreceptor neuroprotection"-project, Parijs), HyVIS (GA 964468), de Fighting Blindness Foundation (FFB PPA Vision Restoration: PPA-0919-0772-INSERM; FFB PPA Usher 1B: PPA-0922-0840-INSERM). De salarissen van A.D. werden verstrekt door subsidies van de Fondation pour la Recherche Médicale (subsidienummer M2R202106013349, Parijs), de Fondation de France (subsidienummer WB-2023-49302, Parijs) en de Franse Vereniging voor Oogheelkunde. De sponsor of financierende organisaties hadden geen rol in de opzet of uitvoering van dit onderzoek.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Atipemazol (Antidorm 4.27mg/mL)Axience SAS, Pantin, Frankrijk/Ontwaking
Chloramfenicol-retinol (Ophtalon 10mg/g)TVM, Lempdes, FrankrijkFR/V/3787889 6/1989Postoperatieve zorg
Cover slips Mini 8mmWorld Precision Instruments, Sarasota, FL/https://www.wpiinc.com/var-1040-cover-slips-pkg-100.html?srsltid=AfmBOoraZfMhuUuY_7rQbM5YKfqM2VR1PT0L-UHQ5uQUdjaeZuogbKP1&utm_source=chatgpt.com
HydroxypropylmethylcelluloseFCI S.A.S., Parijs, Frankrijk/Viscose subretinale toediening
Ketamine (Ketamidor 100 mg/mL)Axience SAS, Pantin, Frankrijk/Algemene anesthesie
Lumera 700Carl Zeiss, Oberkochen, Duitslandhttps://www.zeiss.com/meditec/en/products/surgical-microscopes/ophthalmic-microscopes/opmi-lumera-700.html?utm_source=chatgpt.comOogheelkundig microscoop
Medetomidine (Domitor 0.85 mg/mL)Vetoquinol S.A., Parijs, Frankrijkhttps://www.vetoquinol.com/enAlgemene anesthesie
Microinjector Micro 4World Precision Instruments, Sarasota, FLSYS-MICRO4Injectie
Oxybuprocaïne 1,6 mg/0,4 mLThéa, Clermont-Ferrand, Frankrijkhttps://www.laboratoires-thea.com/en/chlorhydrate-doxybuprocaine-thea?utm_source=chatgpt.comLokaal verdovingsmiddel
PBSLife Technologies Europe B.V., Bleiswijk, Nederland14190-094Waterige subretinale toediening
Spuit (10 of 20 µL)Hamilton, Reno, NV80300Injectie
Traanvocht (Lubrithal)Dechron, Shrewsbury, VKhttps://www.dechra.ca/our-products/ca/companion-animal/dog/non-prescription/lubrithal?utm_source=chatgpt.comBescherming van het hoornvlies
Tropicamide (Mydriaticum 1 mg/mL)Théa, Clermont-Ferrand, Frankrijk/Pupilverwijding

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Guymer, R. H., Campbell, T. G. Age-related macular degeneration. Lancet. 401 (10386), 1459-1472 (2023).
  2. Hartong, D. T., Berson, E. L., Dryja, T. P. Retinitis pigmentosa. Lancet. 368 (9549), 1795-1809 (2006).
  3. Cheung, N., Mitchell, P., Wong, T. Y. Diabetic retinopathy. Lancet. 376 (9735), 124-136 (2010).
  4. Murakami, Y., et al. Photoreceptor cell death and rescue in retinal detachment and degenerations. Prog Retin Eye Res. 37, 114-140 (2013).
  5. Russell, S., et al. Efficacy and safety of voretigene neparvovec (AAV2-hRPE65v2) in patients with RPE65-mediated inherited retinal dystrophy: A randomised, controlled, open-label, phase 3 trial. Lancet. 390, 849-860 (2017).
  6. Gagliardi, G., Ben M'Barek, K., Goureau, O. Photoreceptor cell replacement in macular degeneration and retinitis pigmentosa: A pluripotent stem cell-based approach. Prog Retin Eye Res. 71, 1-25 (2019).
  7. Zeng, R., Zhang, Y., Shi, F., Kong, F. A novel experimental mouse model of retinal detachment: Complete functional and histologic recovery of the retina. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 1685-1695 (2012).
  8. Matsumoto, H., Miller, J. W., Vavvas, D. G. Retinal detachment model in rodents by subretinal injection of sodium hyaluronate. J Vis Exp. 79, e50660(2013).
  9. Timmers, A. M., Zhang, H., Squitieri, A., Gonzalez-Pola, C. Subretinal injections in rodent eyes: Effects on electrophysiology and histology of rat retina. Mol Vis. 7, 131-137 (2001).
  10. Benner, J. D., Hay, A., Landers, M. B., Hjelmeland, L. M., Morse, L. S. Fibrinolytic-assisted removal of experimental subretinal hemorrhage within 7 days reduces outer retinal degeneration. Ophthalmology. 101, 672-681 (1994).
  11. Secondi, R., Kong, J., Blonska, A. M., Staurenghi, G., Sparrow, J. R. Fundus autofluorescence findings in a mouse model of retinal detachment. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 5190-5197 (2012).
  12. Becker, S., Wang, H., Stoddard, G. J., Hartnett, M. E. Effect of subretinal injection on retinal structure and function in a rat oxygen-induced retinopathy model. Mol Vis. 23, 832-843 (2017).
  13. Sene, A., Apte, R. S. Inflammation-induced photoreceptor cell death. Adv Exp Med Biol. 1074, 203-208 (2018).
  14. Zhang, Z. Y., Sun, Y. J., Song, J. Y., Fan, B., Li, G. Y. Experimental models and examination methods of retinal detachment. Brain Res Bull. 169, 51-62 (2021).
  15. Machemer, R. Experimental retinal detachment in the owl monkey. IV. The reattached retina. Am J Ophthalmol. 66, 1075-1091 (1968).
  16. Dentel, A., et al. Adaptive optics flood illumination ophthalmoscopy in nonhuman primates: Findings in normal and short-term induced detached retinae. Ophthalmol Sci. 3 (4), 100316(2023).

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Subretinal InjectionRetinal DetachmentIntraoperative VisualizationRat RetinaPhotoreceptor DegenerationRetinotomy TechniqueOphthalmic MicroscopeOptical Coherence TomographyFundus PhotographyRetinal Pigment Epithelium

Gerelateerde artikelen