Hier presenteren we een snelle, goedkope workflow voor beeldvorming met hoge resolutie van volwassen Drosophila-ogen om patronen en groeidefecten te kwantificeren. We beschrijven ons protocol voor monstervoorbereiding door middel van puntmontage, beeldacquisitie met hoge resolutie en beeldanalyse.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Een snelle, eenvoudige workflow voor het kwantificeren van externe volwassen Drosophila-structuren
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Het Drosophila-samengestelde oog is een nauwkeurig gevormd weefsel dat moleculaire mechanismen en biologische processen heeft onthuld die morfogenese aandrijven. Het is een eenvoudige structuur van herhalende eenheidsogen, ommatidie genaamd, die wordt gebruikt om genetische interacties en genfuncties te karakteriseren. Mutaties die de oogarchitectuur beïnvloeden, kunnen gemakkelijk worden gedetecteerd en geanalyseerd; Daarom wordt dit systeem vaak gebruikt in instellingen met te weinig middelen. Verdere fenotypische analyse omvat vaak een scanning-elektronenmicroscoop (SEM) om sterk vergrote beelden te genereren die geschikt zijn voor kwantitatieve analyse. SEM's zijn echter duur en vereisen dure reagentia; De monstervoorbereiding duurt dagen; En vaak hebben ze fulltime personeel nodig voor de monstervoorbereiding en het onderhoud van instrumenten. Dit beperkt hun bruikbaarheid bij instellingen met te weinig middelen of tijdens bezuinigingen. In de entomologie is het gebruik van digitale beeldvormingstechnologie met hoge resolutie een gangbare praktijk voor de identificatie en karakterisering van soorten. Dit artikel beschrijft een methode die strategieën combineert en digitale beeldvorming met hoge resolutie van volwassen Drosophila-structuren en kwantitatieve analyse mogelijk maakt met behulp van de open software ImageJ. De workflow is een snel en studentvriendelijk alternatief dat de beperkingen van ondergefinancierde en ondergefinancierde onderzoeksfaciliteiten verhelpt met een kosteneffectieve en snelle benadering van kwantitatieve fenotypische analyse.
Inleiding
Drosophila melanogaster is een krachtig genetisch modelorganisme dat al tientallen jaren wordt gebruikt om moleculaire signaalroutes en cellulair gedrag op te helderen. Veel van de evolutionair geconserveerde signaalroutes die essentieel zijn voor de ontwikkeling van meercellige cellen werden voor het eerst geïdentificeerd en hun werkingsmechanisme werd gedefinieerd in Drosophila. Ongeveer 65-75% van alle met menselijke ziekten geassocieerde genen hebben orthologen in Drosophila 1,2. Het volwassen Drosophila-oog is een belangrijk model dat onbevooroordeelde genetische screenings mogelijk heeft gemaakt die de ontdekking van belangrijke geconserveerde genen die betrokken zijn bij menselijke ziekten, waaronder kanker 3,4, neurodegeneratie5 en stofwisselingsstoornissen6, mogelijk hebben gemaakt.
Het Drosophila-oog bestaat uit ~800 eenheidsogen, ommatidia genaamd, die precies in een zeshoekig patroon over het oppervlak van het volwassen oog zijn gerangschikt7. Elk ommatidium is samengesteld uit acht fotoreceptorneuronen die een aparte locatie innemen binnen een asymmetrisch trapezium. Deze worden ondersteund door vier niet-neurale kegelcellen en twee primaire pigmentcellen die lens en pseudo-kegel afscheiden om licht te concentreren op de lichtgevoelige rhabdomeres van de fotoreceptorneuronen. Naburige ommatidia worden gescheiden door een enkele rij interommatidiale roostercellen, bestaande uit secundaire pigmentcellen, tertiaire pigmentcellen en mechanosensorische borstelcomplexen 8,9,10.
Verstoringen in de ontwikkeling van het oog zijn zichtbaar in volwassen ogen als een grotere of kleinere ooggrootte, abnormale overvloed of structuur van lenzen of borstelharen, of als een "ruw oog" waarbij het normaal invariante zeshoekige patroon zodanig is verstoord dat een rij ommatidia niet langer over het oogoppervlak kan worden gevolgd. Deze fenotypes kunnen met behulp van ontleedmicroscopen op grof weefselniveau worden gescoord. Gedetailleerde analyse van fenotypes omvat traditioneel scanning-elektronenmicroscopie, gevolgd door kwantitatieve beeldanalyse11. Scanning-elektronenmicroscopie vereist echter dure instrumenten, dure reagentia, monstervoorbereiding die dagen in beslag neemt en vaak fulltime personeel om te onderhouden.
Figuur 1: Workflow voor het in beeld brengen van volwassen Drosophila-structuren . (A) Verzamel en fixeer volwassen Drosophila in 70% ethanol. (B) Bereid monsters voor op beeldvorming door ze op punten te monteren en op pinnen te bevestigen. (C) Verkrijg afbeeldingen met een hoge resolutie door middel van focus stacking en integratie. (D) Kwantificeer afbeeldingen met behulp van FIJI. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Dit artikel presenteert een workflow die relatief goedkoop is, een korte voorbereidingstijd voor monsters heeft, gemakkelijk kan worden opgesteld op een laboratoriumbank van 3 voet, geen gevaarlijke materialen vereist en een langdurige aanvulling kan zijn op Drosophila-onderzoekslaboratoria (Figuur 1). Puntmontage is een entomologische techniek die wordt gebruikt om kleine, zachte insecten, zoals Drosophila12, aan de lucht te drogen en te conserveren. Deze methode is gebaseerd op het combineren van microscoopobjectieven met DSLR-camera's met hoge resolutie voor effectieve vergrotingen van 10x tot 1.000x. De beperkte scherptediepte die inherent is aan macrofotografie wordt overwonnen door focus stacking: het aan elkaar naaien van een reeks afbeeldingen waarbij het brandpuntsvlak door het betreffende exemplaar beweegt13. Deze methode levert beelden met een hoge resolutie op die geschikt zijn voor de kwantificering van fenotypes en kan gemakkelijk worden aangepast voor andere interessante structuren, zoals de vleugel, het been, de borstkas en het achterlijf. De workflow voor beeldanalyse maakt gebruik van het gratis beeldanalyseprogramma FIJI (NIH ImageJ). Deze methodologie maakt monstervoorbereiding, beeldvorming met hoge resolutie en analyse toegankelijk voor niet-gegradueerde studenten en wetenschappers bij instellingen met weinig middelen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
1. Verzameling en fixatie van volwassen Drosophila
- Zet Drosophila-kruisingen of selecteer stammen op en plaats ze in flesjes met vliegenvoer. Incubeer de flesjes bij de gewenste temperatuur (meestal 25 °C) totdat de vliegen zich hebben ontwikkeld en de volwassen dieren sluiten (~10-14 dagen bij 25 °C).
- Verdoof de vliegen met CO2 en plaats ze op een CO2 -pad.
- Sorteer de vliegen met een veer en selecteer de individuen met het gewenste fenotype (bijv. rechte vleugels). Maak een verenvliegensorteerder door een ganzenveer bij te knippen zodat deze in het taps toelopende uiteinde van een serologische pipet van 1 ml past.
- Bereid een microcentrifugebuisje van 1,7 ml voor met 1 ml 70% ethanol. Plaats de geselecteerde vliegen in de microcentrifugebuis en leg ze op ijs. Bewaar de microcentrifugebuisjes een nacht bij 4 °C (figuur 2A).
OPMERKING: Bewaar vliegen niet langer dan 24 uur in ethanol. Langdurige opslag van vliegen in 70% ethanol zal resulteren in verlies van oog- en lichaamspigment.
2. Monstervoorbereiding door puntmontage
OPMERKING: Drosophila zijn zachte insecten die broos worden en instorten als ze aan de lucht worden gedroogd; Daarom vereist dit protocol dat monsters op dezelfde dag worden afgebeeld als waarop ze zijn gemonteerd. Werk in kleine sets van ~5 vliegen tegelijk om monsterverlies te voorkomen. Verhoog het aantal monsters in een set op basis van efficiëntie. Monsters die meer tijd nodig hebben voordat ze kunnen worden afgemaakt, kunnen worden gedehydrateerd door middel van een toenemende concentratiereeks hexamethyldisilazaan (HMDS)14.
- Snijd kleine driehoekige punten (7,1 mm x 2,7 mm) uit archiefkarton van 65 lb met behulp van een gespecialiseerde puntponser. Bereid punten voor door de punt (smalste 25%) in een hoek van 90° te buigen met een Dumont #5 fijnpunttang (Figuur 2B).
- Verwijder met behulp van Dumont #5 een pincet met fijne punt de vliegen uit de microcentrifugebuisjes (stap 1.4). Dep de vliegen voorzichtig met pluisvrij laboratoriumweefsel om overtollige ethanol te verwijderen. Plaats elke vlieg op zijn linkerzij op een indexkaart onder een ontleedmicroscoop.
OPMERKING: Verwijder de vliegen uit de buis door u vast te houden aan een anatomische structuur die niet het interessegebied is - bij het afbeelden van het hoofd houden we monsters vast bij de vleugel of poot. Houd de monsters niet bij de buik vast, want die structuur wordt gebruikt om de vlieg op de kaartpunt te lijmen. - Bereid de huidlijm voor en pas de consistentie aan de gewenste viscositeit aan. Meng 1-2 druppels huidenlijm met 1-2 druppels gedeïoniseerd (DI) water en meng met een transferpipet op een indexkaart. Pak een voorbereide kaartpunt aan het brede uiteinde op met een tang en plaats een kleine hoeveelheid van de verdunde lijm op de gebogen punt van de punt door deze in het lijm-watermengsel te deppen (Figuur 2C).
OPMERKING: De lijm moet smeerbaar zijn, maar niet vloeibaar. - Breng de gebogen punt van de punt aan op de voorste zijde van de rechterbuik rond de abdominale segmenten 2-3 (Figuur 2C). Voordat de lijm droogt, maakt u kleine aanpassingen aan de vlieg, zodat de voorste-achterste as van de vlieg loodrecht staat op de gebogen punt van de punt.
- Steek een montagepen nr. 3 in het brede uiteinde van de kaartpunt (Figuur 2D) en bevestig deze aan een insectenspeldblok (Figuur 2E). Label elke pin of rij pinnen met het bijbehorende genotype.
Figuur 2: Voorbereiding van het monster. (A) Volwassen Drosophila worden gesorteerd op basis van fenotypische markers en verzameld in geëtiketteerde microcentrifugebuisjes die 70% ethanol op ijs bevatten. Vliegen worden 's nachts bij 4° C bewaard. (B) Papieren kaartpunten worden voorbereid door het smalle uiteinde 90° van de rest van de kaart te buigen met behulp van een paar #5 pincetten. (C) Vliegen worden uit buizen gehaald en kort aan de lucht laten drogen. Huidenlijm wordt aangebracht op het kleine, gevouwen uiteinde van de voorbereide kaartpunt en op de volwassen vlieg gelijmd op de buiksegmenten 2-3. (D) Monsters worden gemonteerd, met een identificatielabel, op een #3 roestvrijstalen insectenpen. (E) Vastgezette monsters worden op een monsterbord bewaard totdat ze klaar zijn voor beeldacquisitie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
3. Beeldacquisitie met hoge resolutie focus stacking
- Maak foto's met een hoge resolutie van vliegenogen met een geassembleerd en op maat gemaakt focus stacking-beeldvormingssysteem dat is geassembleerd en aangepast.
- Maak foto's met een DSLR-camerabody met een 70-200 mm telelens die is aangesloten op een 20x Apo-microscoopobjectief via een 77 mm-lensadapter.
- Zorg ervoor dat het preparaat met een flits wordt verlicht door een diffuser (Figuur 3).
- Bedien de Z-positionering met behulp van een Stackshot Controller en Macro Rail.
- Sluit de camera, flitser en gemotoriseerde tafel aan op een zwaar geanodiseerd aluminium statief.
- Plaats elk op het punt gemonteerd monster op een universele tafelophanging met het hoofd zo gericht dat het oog naar de lens is gericht. Pas de positie van het hoofd aan door het hoofd voorzichtig met de pincet te bewegen.
LET OP: Grote en snelle aanpassingen kunnen leiden tot onbedoelde onthoofding. - Terwijl de camera is vastgemaakt aan een laptopcomputer, past u de acquisitie-instellingen in de software aan. Fotografeer exemplaren met een vergroting van 20x met de volgende instellingen: flitsvermogen 1/32, sluitertijd 1/200, diafragma f2.8 en ISO 400. Zorg ervoor dat alle functies voor autofocus en beeldstabilisatie zijn uitgeschakeld.
OPMERKING: Deze instellingen zorgen voor een optimale flitsverlichting, sluitertijd en scherptediepte. Ze moeten worden aangepast voor andere vergrotingen en/of lenscombinaties. - Stel de locatie in voor het opslaan van de resulterende afbeeldingsstapel (10-50 afbeeldingen) in de gewenste bestandsmap. Zorg voor voldoende opslagcapaciteit voor de afbeeldingen (~8,5 MB per afbeelding).
- Pas de instellingen van de focusstapel aan op de Stackshot-besturingseenheid in de Auto Distance-modus .
- Stel de stapgrootte in op 5 μm en bereken het aantal stappen door de start - en stopposities van de focusstapel in te stellen.
- Bekijk het preparaat in de LiveView-modus en met de camera in de Auto Shoot-modus om de start- en stopposities te identificeren.
- Verplaats de rail zodat het dichtstbijzijnde deel van het preparaat scherp is ( startpositie instellen) en ga vervolgens naar de plaats waar het meest interessante kenmerk scherp is ( eindpositie instellen).
- Zet de camera terug in de handmatige opnamemodus en start de beeldacquisitie vanaf de Stackshot-besturingseenheid.
OPMERKING: De opnametijd van het beeld is afhankelijk van de grootte van het monster. Hoe groter de scherptediepte die nodig is voor grote preparaten, hoe meer plakjes er in de beeldstapel worden opgenomen, wat de totale acquisitietijd zal verlengen. - Open bestanden in de software voor focusstapeling waarnaar wordt verwezen. Genereer een gestapelde afbeelding door te klikken op Stapelen | Alles uitlijnen en stapelen (PMax).
- Sla de uiteindelijke afbeelding op de harde schijf van de computer op als een .tif bestand door te klikken op Bestand | Sla de uitvoerafbeelding op.
OPMERKING: Afhankelijk van de resolutie van het gestapelde afbeeldingsbestand en het aantal afgebeelde exemplaren, kunnen grote externe harde schijven (1 TB) nodig zijn voor de back-up van de afbeelding. In dit protocol zijn gestapelde afbeeldingen elk ongeveer 100 MB voordat ze worden gecomprimeerd.
Figuur 3: Beeldacquisitie. (A) Beeldvormingsapparatuur met onderdelen die als volgt zijn gelabeld: a) DSLR-camerabody; b) telelens; c) 20x Apo Microscoop Objectief en Adapter; d) Flits; e) Lens- en koepeldiffusors; f) Stackshot-controller, macrorail en roterende trap; g) Universele Stage Gimbal; h) Statief. (B) Beeldvormingsapparatuur met lichtverspreider. (C) Close-up van het gemonteerde monster in positie voor beeldvorming. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
4. FIJI-analyseworkflow om het gebied rond de ogen van volwassenen te berekenen
- Voor beeldanalyse verkrijgt u de FIJI-software15 van de ImageJ.net website.
- Kies afbeeldingen voor analyse waarbij het oog gecentreerd en uitgelijnd is met voldoende verlichting en minimale perifere vervaging, wat de juiste uitlijning met de camera aangeeft.
- Kalibreer de afbeeldingsschaal.
- Download de afbeelding van de schaalbalk voor een vergroting van 20x die overeenkomt met 500 μm. U kunt ook op het moment van beeldverwerving een liniaal fotograferen met dezelfde instellingen. Open de afbeelding in FIJI Software.
- Meet de lengte van de schaalbalk (Figuur 4A). Gebruik het gereedschap Rechte lijn om de lijn exact over te trekken. Klik op Analyseren | Maatregel. Deze pixelafstand komt overeen met 500 μm (Figuur 4B).
- Bereken het aantal pixels per micron. Gebruik dit om pixelmetingen om te zetten in micrometermetingen.
- Open het gestapelde afbeeldingsbestand in FIJI (Figuur 4C).
- Selecteer Vergrootglas op de werkbalk om het scherpstelgebied te vergroten. Probeer het scherm te vullen met het oog en de direct omringende nagelriem van het hoofd (Figuur 4D).
- Selecteer Gereedschap uit de vrije hand selecteren op de werkbalk. Omlijn het netvliesgebied zo nauwkeurig mogelijk en volg de contouren van de buitenste rij ommatidia (Figuur 4E). Als u een deel van de selectie wilt verwijderen, houdt u de Option-toets ingedrukt en selecteert u de pixels die u wilt verwijderen. Als u de selectie wilt uitbreiden, houdt u de Option- en Shift-knoppen ingedrukt en selecteert u de pixels die u wilt toevoegen.
- Als u de oppervlakte wilt berekenen, selecteert u Analyseren | Meet vanuit het bovenste menu (Figuur 4F). Er verschijnt een nieuw venster met de parameters Oppervlakte, Gemiddelde, Minimum en Maximum . Kopieer en plak deze gegevens in een spreadsheet voor documentatie en conversie van pixels naar micrometermetingen.
- Voer de juiste statistische analyses uit.
Figuur 4: Beeldanalyse in FIJI. (A) Schaal de originele afbeelding. Download de kalibratieafbeelding en meet de lengte van de 500 μm staaf. (B) Pas de schaal aan met behulp van de functie Schaal instellen . (C) Open de gestapelde afbeelding. (D) Vergroot het beeld zodat het oog gecentreerd is en bijna volledig scherm. (E) Gebruik het gereedschap Selecteren uit de vrije hand om het oog te omlijnen op de grens tussen de buitenste rij ommatidia en de omringende cuticula. (F) Meet de oppervlakte binnen het geselecteerde gebied wordt berekend door te klikken op Analyseren | Maatregel | Gebied. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Het Drosophila-oog is een uitstekend modelsysteem voor het bestuderen van weefselpatronen, groeicontrole en celdood. We hebben onlangs een studie gepubliceerd waarin we onderzoeken hoe intracellulaire pH (pHi) de weefselgroei beïnvloedt. Ten eerste hebben we een genetisch systeem opgezet waarbij overexpressie van de natrium-protonenwisselaar DNhe2 (de ortholoog van zoogdier NHE1) in het zich ontwikkelende oog patroondefecten en verhoogde proliferatie veroorzaakt
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Hier beschrijven we een methode voor monstervoorbereiding, beeldvorming met hoge resolutie en analyse van volwassen Drosophila-structuren . Het Drosophila-oog is een genetisch handelbaar modelsysteem dat cruciale inzichten heeft opgeleverd in moleculaire mechanismen die ten grondslag liggen aan ziekten, waaronder kanker19, neurodegeneratie20 en stofwisselingsziekten21. In het bijzonder worden "avata...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben geen belangenconflicten bekend te maken.
Dankbetuigingen
De auteurs willen de leden van het Grillo-Hill pHly-lab bedanken voor de discussies en de steun. We danken Tim Andriese, Randy Kirschner, Kitty (Ngoc-Huong) Nguyen, Marco Parent, Jonny Shaloub en Librado Veliz voor de uitstekende technische ondersteuning. Dit werk werd ondersteund door NIH SC3GM132049 en 1R16GM153640 awards (BKGH), een CSU Biotechnology Faculty-Student Research Award (LM en BKGH) en start-up fondsen van het College of Science en het Department of Biological Sciences aan de San José State University (FJL). Een speciale vermelding gaat uit naar Bernd Becker voor hun vindingrijkheid en hulp tijdens dit proces. We danken de BioIcons (https://bioicons.com/) gemeenschap voor het leveren van hoogwaardige iconen voor onze figuren en in het bijzonder aan Serviere voor het pipetpictogram, en DBCLS voor de Drosophila-, pincet- en desktop-elektronenmicroscooppictogrammen die worden gebruikt in Figuur 1 en Figuur 2, die zijn gelicentieerd onder CC-BY 4.0 Unported. We danken ook de SciDraw (https://scidraw.io/) gemeenschap voor het leveren van hoogwaardige iconen voor onze figuren, met name Diogo Losch De Oliveira (doi.org/10.5281/zenodo.3925953), die zijn gelicentieerd onder de Creative Commons 4.0-licentie (CC-BY).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
```html
```
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 1 mL serologische pipette | ThermoFisher Scientific | 170353N | |
| 1,7 mL microcentrifugebuisjes | Genesee Scientific | 24-282LR | |
| 20x Apo Microscoop Objectief | Mitutoyo Corp. | 378-804-3 | |
| Archivaal 65 lb karton | Neenah, Inc. | 91901 | |
| Canon EF 70-200 mm USM II telefotolens | Canon | 3044C002 | |
| Canon EOS 6D Mark II DSLR Camera Body | Canon | 1897C002 | |
| Diffuser Dome | Macroscopic Solutions | PA-DIF-GIM-SM | |
| Diffuser voor Mitutoyo M Plan APO Objectieven | Macroscopic Solutions | mitutoyo-diffusers | |
| Drosophila vialen en pluggen | Genesee Scientific | 32-117BF | |
| Dumont #5 pincet met fijne punt | Fisher Scientific | NC9889584 | |
| Gazen veren | Amazon | B01CMMJI6U | |
| Heavy-Duty Geanodiseerd Aluminium Statief | Really Right Stuff, LLC | TFA-32G | |
| Kimwipes | Fisher Scientific | 06-666A | vezelvrij lab tissue |
| Levenhuk M1000 Plus Digitale Camera | Levenhuk | 70358 | |
| Nr. 3 montagespeld | Indigo Instruments | 33414-3 | |
| Nutri-Fly Bloomington Drosophila medium | Genesee Scientific | 66-113 | vliegvoer |
| Puns | M.C. Mieth Manufacturing, Inc. | 448Detail | |
| Schroefklemming | Really Right Stuff, LLC | SK-Clamp | Voor het bevestigen van de macro rail aan het statief |
| Stackshot Controller en Macro Rail | Cognisys Inc. | ST3X_100_BUNDLE | |
| Step-down Ring Adapter | RAF Camera | 763461174207 | Lens adapter om het microscoopobjectief op de cameralens aan te sluiten |
| Titebond Lijm | Franklin International | 5013 | |
| Yongnuo YN-24-EX Macro Twin Lite Flitser | Shenzhen Yongnuo Photographic Equipment Co. | YN-24EX | |
| Software | |||
| Canon EOS Utility (v. 3.16.1). | Canon | acquisitiesoftware | |
| FIJI | National Institutes of Health | Fiji wordt uitgebracht als open source onder de GNU General Public License. FIJI Versie 2.14.0/1.54f | |
| GraphPad Prism | GraphPad Software, Boston, Massachusetts USA | Prism Versie 10.3.1 | |
| Zerene Stacker (v.1.04) | Zerene Systems, LLC | Focus Stacking Software |
Referenties
- Rubin, G. M., et al. Comparative genomics of the eukaryotes. Science. 287 (5461), 2204-2215 (2000).
- Ugur, B., Chen, K., Bellen, H. J. Drosophila tools and assays for the study of human diseases. Dis Model Mech. 9 (3), 235-244 (2016).
- Hodgson, J. A., Parvy, J. -P., Yu, Y., Vidal, M., Cordero, J. B. Drosophila larval models of invasive tumorigenesis for in vivo studies on tumour/peripheral host tssue interactions during cancer cachexia. Int J Mol Sci. 22 (15), 8317(2021).
- Lam Wong, K. K., Verheyen, E. M. Metabolic reprogramming in cancer: mechanistic insights from Drosophila. Dis Model Mech. 14 (7), dmm048934(2021).
- Bonini, N. M. A perspective on Drosophila genetics and its insight into human neurodegenerative disease. Front Mol Biosci. 9, e1060796(2022).
- Drummond-Barbosa, D., Tennessen, J. M. Reclaiming Warburg: using developmental biology to gain insight into human metabolic diseases. Development. 147 (11), dev189340(2020).
- Ready, D. F., Hanson, T. E., Benzer, S. Development of the Drosophila retina, a neurocrystalline lattice. Dev Biol. 53 (2), 217-240 (1976).
- Johnson, R. I. Hexagonal patterning of the Drosophila eye. Dev Biol. 478, 173-182 (2021).
- Weasner, B. P., Kumar, J. P. The early history of the eye-antennal disc of Drosophila melanogaster. Genetics. 221 (1), iyac041(2022).
- Pichaud, F., Casares, F. Shaping an optical dome: The size and shape of the insect compound eye. Semin Cell Dev Biol. 130, 37-44 (2022).
- Oster, I. I., Crang, R. E. Scanning electron microscopy of Drosophila mutant and wild type eyes. Trans Am Microsc Soc. 91 (4), 600-602 (1972).
- Gibb, T. J., Oseto, C. Insect collection and identification: Techniques for the field and laboratory. , Academic Press. (2019).
- Mertens, J., Roie, M. V., Merckx, J., Dekoninck, W. The use of low cost compact cameras with focus stacking functionality in entomological digitization projects. ZooKeys. 712, 141-154 (2017).
- Brown, B. V. A further chemical alternative to critical-point-drying for preparing small (or large) flies. Fly Times. 11, 10(1993).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Method. 9 (7), 676-682 (2012).
- Grillo-Hill, B. K., Choi, C., Jimenez-Vidal, M., Barber, D. L. Increased H+ efflux is sufficient to induce dysplasia and necessary for viability with oncogene expression. eLife. 4, e03270(2015).
- White, K. A., Grillo-Hill, B. K., Barber, D. L. Cancer cell behaviors mediated by dysregulated pH dynamics at a glance. J Cell Sci. 130 (4), 663-669 (2017).
- Peralta, J., et al. Drosophila Nhe2 overexpression induces autophagic cell death. Mol Biol Cell. 35 (7), br13(2024).
- Munnik, C., Xaba, M. P., Malindisa, S. T., Russell, B. L., Sooklal, S. A. Drosophila melanogaster: A platform for anticancer drug discovery and personalized therapies. Front Genet. 13, 949241(2022).
- Nitta, Y., Sugie, A. Studies of neurodegenerative diseases using Drosophila and the development of novel approaches for their analysis. Fly. 16 (1), 275-298 (2022).
- Pletcher, R. C., et al. A genetic screen using the Drosophila melanogaster TRiP RNAi collection to identify metabolic enzymes required for eye development. G3: Genes|Genomes|Genetics. 9 (7), 2061-2070 (2019).
- Bangi, E., et al. A personalized platform identifies trametinib plus zoledronate for a patient with KRAS-mutant metastatic colorectal cancer. Sci Adv. 5 (5), eaav6528(2019).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
