Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Modellering van alcoholconsumptie bij knaagdieren met behulp van drinken in een thuiscamer met een keuze uit twee flessen en microstructurele analyse

1.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67486

⸱

8 november 2024

 ,  , 
1Center for Alcohol Research in Epigenetics, Department of Psychiatry, University of Illinois Chicago

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft een standaard home cage drinkparadijs met twee flessen met intermitterende toegang om alcoholconsumptie bij ratten te modelleren. Daarnaast biedt het stapsgewijze instructies om het standaardprotocol aan te vullen met een doe-het-zelf likke-detectiesysteem dat microstructurele analyse van drinkgedrag mogelijk maakt.

Samenvatting

Het drinken vanuit een twee-fles-keuze thuiscastje is een van de meest gebruikte paradigma's om ethanolconsumptie bij knaagdieren te bestuderen. In zijn eenvoudigste vorm krijgen dieren toegang tot twee drinkflessen, waarvan er één normaal kraanwater bevat en de andere ethanol, waarbij het dagelijkse inname wordt gemeten door de verandering in flesgewicht gedurende de 24 uursperiode. Dit benadering vereist geen gespecialiseerde laboratoriumapparatuur. Hoewel deze eenvoud van implementatie waarschijnlijk de grootste bijdrage is aan de wijdverbreide acceptatie door preklinische alcoholonderzoekers, is de resolutie van de drinkgegevens die met deze benadering worden verkregen beperkt door het aantal keren dat de onderzoeker het flesgewicht meet (bijv. één keer per dag). Echter, de wens om drinkpatronen te onderzoeken in de context van de algehele inname, farmacologische interventies en neuronale manipulaties heeft geleid tot de ontwikkeling van thuiscastje likdetectiesystemen die gegevens kunnen verzamelen op het niveau van individuele likjes. Hoewel er recent een aantal van deze systemen is ontwikkeld, heeft het open-source systeem, LIQ HD (Lick Instance Quantifier Home cage Device), veel aandacht gekregen in het veld vanwege zijn betaalbaarheid en gebruiksvriendelijkheid. Hoewel dit opwindend is, is dit systeem ontworpen voor gebruik bij muizen. Hier bespreken we geschikte procedures voor standaard en met een likometer uitgeruste twee-fles-keuze thuiscastje drinken. We introduceren ook methoden voor het aanpassen van het LIQ HD systeem aan ratten, inclusief hardware-aanpassingen om de grotere kooimaat te accommoderen en een opnieuw ontworpen 3D geprinte fleshouder compatibel met standaard kant-en-klare drinkflessen. Door deze aanpak te gebruiken, kunnen onderzoekers dagelijkse drinkpatronen naast innameniveaus bij veel ratten parallel onderzoeken, waardoor de resolutie van verzamelde gegevens wordt verhoogd met minimale investering in extra bronnen. Deze methoden bieden onderzoekers de flexibiliteit om standaard flessen of een met een likometer uitgeruste apparatuur te gebruiken om de neurobiologische mechanismen die ten grondslag liggen aan alcoholdrinken te onderzoeken, afhankelijk van hun precieze experimentele behoeften.

Inleiding

Hoewel matig alcoholgebruik historisch gezien werd geassocieerd met matige gezondheidsvoordelen, hebben recente grootschalige, uitgebreide studies aangetoond dat er geen hoeveelheid alcoholgebruik veilig is1,2. In feite is alcoholgebruik de 7de belangrijkste risicofactor voor sterfte en invaliditeit wereldwijd1 en individuen die zelfs kleine hoeveelheden alcohol drinken, lopen een verhoogd risico op kanker, infectieziekten en letsel1,3. In de Verenigde Staten steeg het aantal sterfgevallen door alcoholgebruik tussen 2016 en 2021 met bijna 30%4. Belangrijk is dat het risico op sterfte en invaliditeit monotoon toeneemt met toenemend gebruik1.

Hoewel studies bij mensen waardevolle inzichten hebben opgeleverd in de neurobiologie van alcoholgebruik en misbruik, is de experimentele controle die door diermodellen wordt geboden cruciaal voor een diepgaand begrip van de mechanismen die ten grondslag liggen aan drinkgedrag en het risico op zwaar drinken. Deze modellen zijn ook waardevolle hulpmiddelen voor de ontwikkeling van behandelingen gericht op het verminderen van ongecontroleerd gebruik. Twee-fles-keuze thuiskooide drinken is een van de meest gebruikte preklinische paradigma's om alcoholconsumptie bij knaagdieren te bestuderen. Dit komt grotendeels door de eenvoud van implementatie, omdat het de meting van totale vrijwillige alcoholconsumptie en voorkeur mogelijk maakt zonder de noodzaak van gespecialiseerde onderzoeksapparatuur of complexe analyses. Met deze aanpak kunnen onderzoekers metingen verzamelen op de gewenste intervallen (bijv. uren, dagen, weken) door de verandering in flesgewicht te berekenen vanaf het begin tot het einde van een drinkensessie. Variaties op deze basismethode zijn door velen in het veld gebruikt om zowel lage tot matige tot bingeniveaus van alcoholinname te faciliteren over zowel korte als lange periodes van tijd. Bijvoorbeeld, continue en intermitterende twee-fles-keuzeprocedures zijn gebruikt om zowel lage en matige niveaus van alcoholinname te vergemakkelijken, respectievelijk bij zowel muizen5 en ratten6,7,8. Dezelfde paradigma's kunnen hoge niveaus van inname bevorderen in alcohol-prefererende stammen7,9. Als alternatief is een aanpassing van deze methode die alcoholtoegang beperkt tot 2-4 uur per dag, beginnend ongeveer 3 uur na het begin van de donkere cyclus, aangetoond dat binge drinken bij muizen veroorzaakt (dwz. Drinken in het donker)10,11. Aanvullende variaties op deze methoden zijn gebruikt in combinatie met methoden die alcoholafhankelijkheid vergemakkelijken (dwz. chronische intermitterende ethanoldampblootstelling) om de escalatie van vrijwillige alcoholconsumptie tijdens ontwenning te onderzoeken12,13,14,15,16,17,18,19.

Hoewel wijdverspreid aangenomen door het veld, is de standaardbenadering van het meten van alcoholinname door verandering in flesgewicht beperkt in resolutie tot totale consumptie per drinkensessie. Bijgevolg is deze aanpak niet in staat om drinkpatronen vast te leggen, die bekend staan om zowel het risico op als de ernst van alcoholgebruiksstoornis (AUD) te beïnvloeden20,21,22. Inderdaad, de gemiddelde inname van een individu over tijd kan een gevolg zijn van verschillende zware drinkepisoden of veel drinkepisoden, elk geassocieerd met relatief lage consumptie en deze nuances blijven onopgemerkt wanneer consumptie wordt gemeten als totale inname per drinkensessie. Belangrijk is dat er significant meer drinkepisoden geassocieerd met grote drinkbouts (dwz. slokken) worden waargenomen bij individuen met AUD in vergelijking met gezonde controles23 en gegevens bij niet-menselijke primaten suggereren dat individuen die een patroon van alcoholconsumptie vestigen dat grote drinkbouts omvat vroeg in hun drinkgeschiedenis, een significant risico op AUD lopen22. Bovendien verhogen drinkepisoden die grote consumptiebouts omvatten het risico op morbiditeit en mortaliteit onafhankelijk van een AUD-diagnose21. Al deze gegevens hebben geleid tot een toegenomen interesse in het onderzoeken van drinkpatronen naast niveaus van algehele inname in preklinische modellen en hebben geleid tot de ontwikkeling van een aantal systemen van verschillende complexiteit die in staat zijn om drinkgegevens op het niveau van individuele slikken vast te leggen.

Een van de eerste was de ontwikkeling van een twee-fles-systeem uitgerust met fotobeam-slikdetectie ontworpen voor gebruik bij muizen24. Dit systeem werd vervolgens aangepast door een aparte groep voor gebruik bij ratten25. In de jaren sindsdien zijn variaties op dit thema gebruikt om soortgelijke systemen te ontwikkelen die zijn opgenomen in aangepaste knaagdierhuisvesting26, die slikdetectie mogelijk maken van individueel sociaal gehuisveste dieren27,28, en die zowel voedings- en drinkgedrag vastleggen29. Onder deze, LIQ HD (Lick Instance Quantifier Home cage Device)30 heeft significante aandacht gekregen voor het aanbieden van een systeem voor gebruik bij muizen dat parallel loopt

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle representatieve gegevens werden verzameld met behulp van individueel gehuisveste volwassen Long-Evans ratten met goedkeuring van het Institutional Animal Care and Use Committee van de University of Illinois Chicago en in overeenstemming met de NIH-richtlijnen voor de zorg en het gebruik van laboratoriumdieren. Individuele huisvesting is vereist om de vloeistofconsumptie van elk proefdier nauwkeurig te kunnen monitoren. Volwassen mannelijke (n = 38) en vrouwelijke (n = 22) Long-Evans ratten waren P50-80 bij aankomst en kregen één week de tijd om te acclimatiseren in het vivarium voordat het experiment begon. De ratten hadden, tenzij anders vermeld, ad libitum toegang tot standaard voer (Teklad 7912, Envigo) en water.

1. Voorbereiding vóór het experiment

  1. Label drinkflessen als H2O of EtOH. Label vervolgens elke rat met een unieke identificatiecode H12O en één EtOH-fles voor MWF en twee H2O-flessen voor TRS.
    OPMERKING: Gebruik optioneel tape in verschillende kleuren om H te identificeren2O- en EtOH-flessen om potentiële fouten tijdens het wisselen van de flessen te helpen voorkomen.
  2. Vul H2Vul de flessen met drinkwater één dag vóór de startdatum van het experiment. Bereid de EtOH-oplossing door 190 proof EtOH te mengen met drinkwater (20% v/v) één dag vóór de startdatum van het experiment.
    WAARSCHUWING: Het is essentieel dat de gebruikte EtOH niet-gedenatureerd is, aangezien gedenatureerde EtOH giftig is.
  3. Bereid een lege kooi voor op hetzelfde rek als de ratten die aan het experiment deelnemen. Deze kooi zal worden gebruikt om het morsverlies te berekenen.
  4. Rust kooien uit met het LIQ HDR-systeem indien gebruikt (zie stap 3, Figuur 2, Figuur 3, Figuur 4, Figuur 5, Figuur 6, en Aanvullende figuur 1).
  5. Bepaal vóór aanvang van de studie het preciese tijdstip van de dag voor het vervangen van de flessen. De flessen moeten elke dag op hetzelfde tijdstip worden vervangen om een nauwkeurige meting van de 24-uursinname te verkrijgen.
    OPMERKING: Voorgaand onderzoek heeft aangetoond dat knaagdieren de grootste consumptie vertonen kort na het begin van de donkerperiode10,31Daarom wordt aanbevolen om, om de inname tijdens deze zeer actieve periode vast te leggen (zie stap 2.3.1 voor het vastleggen van binge-achtig drinkgedrag), de flessen 30-60 minuten na het uitdoen van de lichten te vervangen. Gebruik tijdens het vervangen van de flessen rode lampen om visualisatie mogelijk te maken zonder de licht-donkercyclus te verstoren.

2. Dagelijkse procedures en onderhoud

  1. Voer op de eerste dag van het experiment het volgende uit.
    1. Verwijder de standaard waterflessen uit de kooien.
    2. Optioneel: Ratten schudden vaak de bovenkant van de kooi heen en weer tijdens het zoeken naar voedsel, wat kan leiden tot morsen dat niet door de lege opvangkooi kan worden gecorrigeerd. Het gebruik van voerbakjes in de kooi kan dit probleem verhelpen. Als u deze gebruikt, verwijder dan nu het voer van de kooibovenkant, plaats een voerbakje in de kooi en vul dit met brokjes. Zorg ervoor dat de aan de rat toegewezen vloeroppervlakte nog steeds voldoet aan de institutionele richtlijnen op basis van de grootte van de rattenkooi en het voerbakje.
    3. Licht het verzorgings- en husbanderypersoneel, indien van toepassing, in dat het onderzoekspersoneel gedurende het experiment voor voedsel en water zal zorgen.
    4. Kooiwissels kunnen de gegevensverzameling verstoren. Voer kooiwissels gelijktijdig uit met het meten van het lichaamsgewicht. Onderzoekers die hiervoor kiezen, dienen hun verzorgings- en husbanderypersoneel dienovereenkomstig te informeren.
  2. Volg op de volgende dagen de hieronder beschreven procedures.
    OPMERKING: Houd er rekening mee dat elke beweging van kooien en flessen kan leiden tot morsen. Daarom is het belangrijk om voorzichtig te bewegen en bij de opvangkooi dezelfde methoden voor het plaatsen en verwijderen van flessen te gebruiken als bij de rattenkooien.
    1. Betreed de ruimte vóór het tijdstip van flessenwissel, zorg dat er voldoende tijd is om de onderstaande stappen uit te voeren, en plaats nieuwe flessen op de kooien op het juiste starttijdstip van de sessie.
    2. Verwijder de filterkappen van de kooien. Ga bij MWF door naar stap 2.2.3. Ga bij TRS door naar stap 2.2.4.
    3. Verwijder op maandag, woensdag en vrijdag de TRS-flessen van de kooibovenkanten. Weeg de MWF-flessen (één EtOH en één H2O). Noteer het startgewicht van de fles voor de drinksessie van vandaag. Voeg indien nodig extra voedsel toe aan de kooibovenkant of de voerbakjes. Plaats op het aangewezen starttijdstip de flessen op de bovenkant van de kooi van elke rat, met de tape naar boven gericht zodat de ratten niet aan het fleslabel knagen.
      OPMERKING: Normaal gesproken wordt de waterconsumptie voor TRS niet geregistreerd of gerapporteerd, maar onderzoekers kunnen deze gegevens optioneel verzamelen door het start- en eindgewicht van de flessen te bepalen, zoals beschreven in stap 2.2.3 en stap 2.2.4. De zijde voor de EtOH-fles moet na elke drinksessie worden gewisseld om de ontwikkeling van een potentiële zijdevoorkeur te voorkomen, wat de consumptiegegevens onbedoeld kan vertekenen.
      1. Optioneel: Eerder werk heeft aangetoond dat veel ratten binge-achtig drinkgedrag vertonen aan het begin van de drinksessie8,32,33. De meeste onderzoekers die binge-drinken tijdens deze periode vastleggen, rapporteren de inname gedurende de eerste 30-60 min van de drinksessie. Om innamegegevens tijdens deze potentiële binge-episode te verkrijgen, volgt u de hieronder beschreven stappen.
      2. Stel een timer in nadat de flessen bij de laatste kooi zijn geplaatst. Verlaat de kamer en laat deze ongestoord tijdens de ingestelde periode.
      3. Betreed de kamer opnieuw wanneer de timer afgaat. Verwijder de EtOH- en H2O-flessen en noteer de flesgewichten. Plaats de EtOH- en H2O-flessen terug in de kooien.
        OPMERKING: Deze stap is niet nodig om binge-episodes vast te leggen bij gebruik van een systeem dat is uitgerust voor lik-detectie.
    4. Verwijder op dinsdag, donderdag en zaterdag de MWF-flessen uit de kooien op het aangewezen eindtijdstip van de sessie, overeenkomend met 24 u na het starttijdstip. Weeg elke fles en noteer het eindgewicht van de fles voor de MWF-drinksessie. Bepaal en noteer het lichaamsgewicht van elke rat. Voeg indien nodig extra voedsel toe aan de kooibovenkant of de voerbakjes. Plaats de TRS H2O-flessen op de kooibovenkant van elke rat, met de tape naar boven gericht zodat de ratten niet aan het fleslabel knagen.
    5. Plaats de filterkappen terug op de kooien en verlaat de dierkamer.
      OPMERKING: Dek optioneel de tuitjes van de EtOH-flessen af om verdamping te voorkomen. Als kooiwissels worden uitgevoerd door onderzoekspersoneel, wijs dan wekelijks 1 dag tijdens de TRS-taken toe om deze taak uit te voeren. Plaats elke rat in een schone kooi na het bepalen van het lichaamsgewicht.
  3. Was de flessen en ververs de vloeistoffen op regelmatige wekelijkse of twee wekelijkse basis, in overeenstemming met de institutionele procedures voor diverzorging en husbandry. Zorg ervoor dat deze taken worden uitgevoerd op een manier die de drinksessies niet onderbreekt. Zo kunnen TRS H2O-flessen worden gewassen en bijgevuld na verwijdering op MWF. Op dezelfde manier kunnen MWF H2O- en EtOH-flessen worden gewassen en bijgevuld na verwijdering op TRS.

3. Detectie van likken tijdens twee-fleskeuse-experimenten

OPMERKING: Onderzoekers die geïnteresseerd zijn in het vastleggen van drinkgegevens met een hoge resolutie kunnen de bovenstaande procedure aanpassen door likdetectiecapaciteiten aan de flessen toe te voegen. LIQ HD30 is een goedkoop doe-het-zelf (DIY) systeem dat dit type gegevensverzameling bij muizen mogelijk maakt. De hieronder beschreven procedures bevatten de aanpassingen die nodig zijn om LIQ HD geschikt te maken voor gebruik bij ratten (aangeduid als LIQ HDR). Raadpleeg de Tabel met Materialen voor een lijst van alle commercieel verkrijgbare en op maat 3D-geprinte onderdelen die nodig zijn om één likdetectiesysteem te bouwen, waarmee keuzegegevens van twee flessen voor maximaal 18 ratten kunnen worden vastgelegd. De 3D-print .stl-bestanden en instructies zijn te vinden op de website van de auteur (www.ejgloverlab.com/3dprints).

  1. Installeren van capacitieve sensoreenheden
    OPMERKING: Elk LIQ HDR-systeem bestaat uit drie capacitieve sensoreenheden die samen lick-gegevens van 36 flessen parallel vastleggen, overeenkomend met 18 individueel gehuisveste ratten. Elke sensoreenheid bestaat uit één differentiële I2C-communicatie-breakoutboard en één capacitief sensorboard met 12 toetsen, dat via zes paren 2-pins kabels, kleurgecodeerd per lickometer, wordt verbonden met lickometers van zes afzonderlijke kooien (Figuur 2A).
    1. Verzamel de materialen die nodig zijn voor het bouwen van alle drie de capacitieve sensoreenheden, zoals weergegeven in Figuur 2B, samen met de benodigde soldeergereedschappen.
    2. Om sensoreenheid A te bouwen, bedek je een 2-pins female-connectorkabel met een 7 inch lange, rode krimpkous, steek je de rode en zwarte draaduiteinden in pin #0 en #1 op het sensorboard (Figuur 2C-1) en soldeer je deze op hun plaats (Figuur 2C-2). Zorg ervoor dat de kabel zich aan de voorzijde van het sensorboard bevindt, zoals afgebeeld, om de kooien in het vivarium in numerieke volgorde van links naar rechts te kunnen plaatsen zonder dat de kabels elkaar overlappen en de registratie mogelijk verstoren (zie stap 3.6 en Figuur 6).
    3. Bedek vijf extra kabels met duidelijk verschillend gekleurde krimpkousen en soldeer deze aan pin #2-11 zoals afgebeeld (Figuur 2C-3). Zorg ervoor dat alle rode draden aan even genummerde pinnen worden gesoldeerd, die verbinding maken met alle flessen aan de linkerkant, en alle zwarte draden aan oneven genummerde pinnen, die verbinding maken met alle flessen aan de rechterkant.
    4. Bedek de soldeerverbindingen aan alle zijden met hete lijm ter bescherming (Figuur 2C-4). Label de connectoren in numerieke volgorde en ken een unieke ID toe aan elke lickometer (Figuur 2C-4).
    5. Om sensoreenheid A te assembleren, verbind je sensorboard A met een communicatie-breakout EndPoint via een 4-pins kabel van 50 mm, en verbind je het EndPoint met de 3,3 V-uitgang van de 5V-naar-3V-levelshifter via een 4-pins kabel van 100 mm (Figuur 2D-1). Hoewel zowel het sensorboard als het communicatie-breakoutboard twee identieke 4-pins connectoren hebben, is het nog steeds belangrijk om ervoor te zorgen dat de bedrading exact is zoals afgebeeld (Figuur 2D-1 en Figuur 2F) om de 3D-geprinte sensorbehuizingen en de voorgestelde vivariumopstelling te kunnen gebruiken (zie stap 3.6 en Figuur 6). Plaats sensoreenheid A in de 3D-geprinte behuizing (Figuur 2D-2). Sluit de bovenkant voorzichtig, waarbij je erop let dat de kabel van de levelshifter niet wordt bekneld (Figuur 2D-3).
    6. Pas de I2C-adressen van sensorboards B en C aan door een jumperdraad te solderen van de ADDR-pin naar de 3Vo- of SDA-pin, zoals aangegeven (Figuur 2E).
    7. Soldeer zes kleurgecodeerde female-connectorkabels aan sensorboards B en C in dezelfde volgorde als gebruikt voor board A. Label elke connector met het bijbehorende lickometer-ID-nummer. Verbind board B met het communicatie-breakout MidPoint en board C met een EndPoint met 4-pins kabels van 50 mm (Figuur 2F).
    8. Plaats sensoreenheden B en C in hun respectievelijke 3D-geprinte behuizingen. Verbind de drie sensoreenheden in serie (daisy-chain) met Ethernet-kabels om de sensoropstelling te voltooien (Figuur 2G).
  2. Installeren van de microcontroller-interface
    OPMERKING: De LIQ HDR-microcontroller-interface (Supplementary Figure 1A) is identiek aan die beschreven voor LIQ HD30 met zeer geringe wijzigingen. De hieronder beschreven procedures geven een algemeen overzicht van de stappen die nodig zijn om de interface te installeren, met de wijzigingen beschreven in stappen 3.2.6 en 3.2.8. Voor meer gedetailleerde stapsgewijze instructies wordt verwezen naar het oorspronkelijke protocol en de videotutorial op de GitHub-pagina van de auteur30.
    1. Verzamel de materialen en soldeergereedschappen die nodig zijn om de microcontroller-interface te bouwen (Supplementary Figure 1B). Maak op de achterzijde van het touch-shield (Supplementary Figure 1C-1) een soldeerjumper over de backlight-soldeerpads (Supplementary Figure 1C-2).
    2. Verbreek op de achterzijde van het datalogging-shield de jumper-padtrace van de CS-pin (Supplementary Figure 1D-1). Soldeer op de voorzijde van de datalogger een korte jumperdraad van de CS-pin naar pin #7 (Supplementary Figure 1D-2).
    3. Om de shield-stacking-headers te installeren, stapel je deze eerst op de achterkant van het touchscreen-shield (Supplementary Figure 1E-1). Stapel de datalogger op het touchscreen, gebruik tape ter stabilisatie en soldeer alle headerpinnen aan de datalogger (Supplementary Figure 1E-2). Verwijder vervolgens het touchscreen.
    4. Stapel de resterende 2 x 3 header op de microcontroller (Supplementary Figure 1F-1), stapel daarna de datalogger op de microcontroller voordat je de headerpinnen vastsoldeert (Supplementary Figure 1F-2).
    5. Plaats de knoopcelbatterij in de datalogger (Supplementary Figure 1G-1). Stapel het touchscreen op de datalogger (Supplementary Figure 1G-1). Plaats de microSD-kaart samen met de adapter in de datalogger (Supplementary Figure 1G-2).
    6. Om de extra aarddraad te maken, knip je één male-connector van een jumperdraad af en strip je het uiteinde tot ~1/4 inch (Supplementary Figure 1H-1). Soldeer een streng gestripte massadraad aan de jumperdraad en bedek de soldeerverbinding met krimpkous (Supplementary Figure 1H-2).
    7. Sluit de 4-pins jumperdraden en de extra aarddraad aan op de microcontroller (Zwart - GND, Rood - 5V, Geel - pin #21, Blauw - pin #20, Supplementary Figure 1I-1). Bevestig de verbindingen met hete lijm (Supplementary Figure 1I-2). Optioneel kunnen de jumperdraden worden omwikkeld met krimpkous (Supplementary Figure 1I-2).
    8. Plaats de volledig geassembleerde microcontroller-interface in de 3D-geprinte behuizing, waarbij de 4-pins jumperdraden en de aarddraad door de opening aan de bovenkant worden geleid (Supplementary Figure 1J).
    9. Volg het oorspronkelijke protocol voor de installatie van de software van de microcontroller-interface30.
  3. Bouwen van LIQ HDR lickometers
    OPMERKING: De aangepaste 3D-print die de flessen vasthoudt, is ontworpen voor gebruik met een standaard drinkfles voor knaagdieren met een drinkrietjesdiameter van 8 mm (zie Tabel van Materialen, Figuur 3A). Deze fleshouder kan eenvoudig worden aangepast voor gebruik met soortgelijke flessen en drinkrietjes met minimale of geen wijzigingen.
    1. Verzamel de materialen, 3D-prints en soldeergereedschappen die nodig zijn voor het bouwen van één lickometer, zoals weergegeven in Figuur 3B. Let op dat elk LIQ HDR-systeem maximaal 18 lickometers voor 36 flessen kan accommoderen.
    2. Om de male-connectorkabel te verlengen, strip je beide uiteinden tot een lengte van ~1/4 inch, evenals de zwarte en rode verlengdraden (Figuur 3C-1).
    3. Soldeer de verlengdraden aan de connectorkabel (Figuur 3C-2) en bedek de soldeerverbindingen met krimpkous (Figuur 3C-3). Bedek de male-connectorkabel met krimpkous in een kleur die overeenkomt met de bijbehorende female-connectorkabel op de sensoreenheid (Figuur 3C-4).
    4. Om consistent te zijn met de bedrading van het sensorboard (Figuur 2), leid je de rode en zwarte draad respectievelijk door de linker- en rechterinterne kabeldoorgang van de fleshouder (Figuur 3D-1).
    5. Soldeer elke draad aan het uiterste uiteinde van de 1 ¾ inch geleidende kopertape (Figuur 3D-2) en vouw de kopertapes dubbel (Figuur 3D-3).
    6. Trek de kopertape los en gebruik een pincet om deze voorzichtig in de drinkrietjeshouder te manoeuvreren (Figuur 3E-1) voordat je deze stevig aan de binnenwanden van de drinkrietjeshouder bevestigt (Figuur 3E-2). Zorg ervoor dat de soldeerzijde van de kopertape wordt bevestigd aan de wand die zich dichter bij de middellijn van de fleshouder bevindt, zoals aangegeven (Figuur 3E-2). Duw een drinkrietje door de houder om de tape stevig tegen de wand te drukken en de houder voor te bereiden.
    7. Om de soldeerzijde van de kopertape, die minder adhesief is en de neiging heeft los te laten, te versterken, breng je een klodder hete lijm aan op de soldeerverbinding (Figuur 3E-3). Versmeer de lijm zodat zowel de kopertape als elk aangrenzend blootgesteld deel van de 3D-print worden bedekt (Figuur 3E-4).
    8. Leid de kabel door de interne doorgang van de kabelbeschermer (Figuur 3F). Kies de juiste kabelbeschermer (links- of rechtsgericht) voor elke lickometer om de voorgestelde vivariumopstelling te kunnen gebruiken (zie stap 3.6 en Figuur 6). OPMERKING: Lickometers 5-6, 11-12 en 17-18, die in de huidige opstelling zijn afgebeeld met blauw- of paarsgekleurde kabels, vereisen een linksgerichte kabelbeschermer (Figuur 4D-1), terwijl alle andere lickometers een rechtsgerichte kabelbeschermer vereisen (Figuur 4D-2).
    9. Om de kabelklem te installeren, plaats je eerst één draad in de groef van één helft van de kabelklem (Figuur 3G-1), plaats je daarna de andere helft over de tweede draad, en sluit je vervolgens beide helften stevig met de moer (Figuur 3G-2).
    10. Label de male-connector met het bijbehorende lickometer-ID-nummer (Figuur 3H). Herhaal deze stappen totdat alle 18 lickometers zijn gebouwd.
  4. Installeren van LIQ HDR lickometers
    OPMERKING: LIQ HDR is ontworpen voor installatie op een standaard schoenendoos-rattenkooi met een metalen draadtop (Figuur 4A-1).
    1. Identificeer twee paren staven met een hart-op-hart afstand van ~75 mm op de draadtop van de kooi om de fleshouder te kunnen plaatsen. Gebruik een tang om de metalen staven rond de drinkrietjesopeningen iets te openen. Isoleer deze staven met isolatietape om metaal-op-metaal contact tussen de drinkrietjes en de kooitop te voorkomen (Figuur 4A-2).
      OPMERKING: Hoewel de isolatietape niet toegankelijk is voor ratten en daarom niet gevoelig is voor knagen, raden we aan deze aan het einde van de studie weg te gooien en niet opnieuw te gebruiken tussen studies door.
    2. Installeer de lickometer en het 1/8-inch dikke laser-acrylpaneel op de kooitop met twee sets M5-schroeven en moeren (Figuur 4B). Zorg ervoor dat de drinkrietjesopeningen op de lickometer en het acrylpaneel uitgelijnd zijn, en dat de drinkrietjes geen contact maken met enig deel van de kooitop.
    3. Bevestig de kabelklem aan de buitenste staaf (~4 mm in diameter) van de draadtop van de kooi (Figuur 4C). Pas de kabelklem indien nodig aan om ervoor te zorgen dat de kooitop stevig op de kooi-onderkant rust en dat de kabel niet wordt getrokken of onder te veel spanning wordt gebogen. Zorg ervoor dat de juiste kabelbeschermer voor elke lickometer wordt gebruikt (Figuur 4D en zie stap 3.8.8).
    4. Pas de drinkrietjes indien nodig aan, zodat slechts ~2 cm van het drinkrietje uit de dop steekt (Figuur 4E-1). Om de flessen te installeren, steek je het drinkrietje door de drinkrietjeshouder van de fleshouder tot het stopt (Figuur 4E-2). Alleen het uiterste puntje van het drinkrietje mag voorbij het acrylpaneel steken (Figuur 4E-3). Het is cruciaal dat geen enkel ander deel van het drinkrietje is blootgesteld om fout-positieve licks door niet-consumptief gedrag, zoals het aanraken of spelen van de rat met het drinkrietje, te voorkomen. Een filtertop moet stevig over de draadtop van de kooi en de kabelklem kunnen rusten zonder de kabel zelf te verstoren (Figuur 4F).
      OPMERKING: Een dikker acrylpaneel of een stapel van meerdere 1/8-inch panelen kan worden gebruikt om drinkrietjes van grotere lengte volledig af te sluiten voor experimenten waarbij drinkrietjes verder de kooi in moeten steken, bijvoorbeeld bij het meten van het drinken bij jonge ratten die mogelijk moeite hebben om een kort drinkrietje te bereiken.
  5. Installeren en gebruiken van drinkrietjesblokkeerders
    ​OPMERKING: De drinkrietjesblokkeerder (Figuur 5A) is ontworpen om de toegang van de rat tot het drinkrietje tijdens het wisselen van de flessen te beperken en om een nauwkeurige kalibratie van de lickometer aan het begin van elke drinksessie te garanderen.
    1. Verzamel de 3D-geprinte onderdelen en een M5-schroef, moer en ring voor één drinkrietjesblokkeerder, zoals weergegeven in Figuur 5B.
    2. Plaats de SIPPER_Gear in de SIPPER_Base (Figuur 5C-1). Zorg ervoor dat de SIPPER_Gear precies is georiënteerd zoals weergegeven in de 3D-rendering inzet. Steek de SIPPER_Worm in de opening aan de bovenkant van de SIPPER_Base. Draai de worm met de klok mee tijdens het inbrengen totdat de kop gelijk ligt met de basis (Figuur 5C-2).
    3. Schroef de SIPPER_Nut aan het uiteinde van de Worm vanaf de onderkant van de Base (Figuur 5C-3). Gebruik een pincet om de moer aan te draaien terwijl je aan de wormdraaischijf draait. Steek de ronde, smalle halzen van de SIPPER_Blockers in de gleuven van de Gear (Figuur 5C-4).
    4. Installeer de geassembleerde drinkrietjesblokkeerder op de kooitop met de M5-schroefset (Figuur 5D). Zorg ervoor dat beide drinkrietjesblokkeerders zijn uitgelijnd met de drinkrietjesopeningen.
    5. Om de toegang tot de drinkrietjes te blokkeren, draai je de wormdraaischijf met de klok mee om de blokkeerders te laten zakken totdat ze de drinkrietjesopeningen volledig bedekken (Figuur 5E).
    6. Om toegang tot de drinkrietjes te geven, draai je de schijf tegen de klok in totdat de blokkeerders in een verticale positie loodrecht op de kooitop staan (Figuur 5F-1). Trek elke blokkeringsarm handmatig omhoog totdat de koppen zich net onder de draadtop van de kooi bevinden. Draai de blokkeerders 90° zodat de koppen parallel lopen aan de metalen staven op de kooitop en de armen op hun plaats vergrendeld zijn (Figuur 5F-2). Blijf de schijf tegen de klok in draaien totdat beide blokkeerders boven de kooitop zijn verheven (Figuur 5F-3) en de drinkrietjes volledig toegankelijk zijn (Figuur 5F-4).
  6. Gebruiken van het LIQ HDR-systeem in het vivarium
    OPMERKING: De volgende vivariumopstelling is geoptimaliseerd voor het vastleggen van drinkkeuzes uit twee flessen met behulp van één microcontroller-interface verbonden met 18 standaard schoenendoos-rattenkooien. Alle elektronische componenten, inclusief de microcontroller-interface, sensoreenheden en diverse kabels, zijn bevestigd aan wandgemonteerde metalen draadplanken waarop de kooien staan (Figuur 6A). Sommige aanpassingen kunnen nodig zijn om aan te sluiten bij de dierfaciliteiten en de behoeften van de gebruiker.
    1. Bevestig elke sensoreenheid aan de planken van het vivarium met de aangepaste 3D-geprinte bevestigingsschroef (Figuur 6B). Zorg ervoor dat elke sensoreenheid direct onder de kooi met de geelgekleurde lickometer is gemonteerd om onnodige kabelspanning te voorkomen (Figuur 6A).
    2. Rangschik en bevestig elke female-connectorkabel en zorg ervoor dat ze elkaar niet overlappen of overmatig buigen bij hun soldeereinden, wat zou kunnen leiden tot een slechte lick-detectie (Figuur 6B). Als er metalen staafplanken worden gebruikt, kan dit eenvoudig worden bereikt door de connectorkabels met kabelbinders aan afzonderlijke staven van de plank te bevestigen, zoals afgebeeld.
    3. Monteer de microcontroller-interface naast sensoreenheid A met dezelfde 3D-geprinte bevestigingsschroef en steek de 4-pins connector in de 5 V-ingangspoort van de 5V-naar-3V-levelshifter die is verbonden met sensoreenheid A (Figuur 6C).
    4. Gebruik isolatietape om de extra aarddraad te bevestigen aan een aardbron, zoals de metalen planken (Figuur 6D).
    5. Rangschik elke kooi op basis van de kleur en ID van de geïnstalleerde lickometer conform de weergave in Figuur 6A om kabeloverlap en spanning te minimaliseren.
    6. Verbind alle male-lickometer-connectorkabels stevig met de bijbehorende female-sensor-connectorkabels (Figuur 6E). Sluit de voeding aan om de microcontroller-interface in te schakelen (Figuur 6F).
    7. Tik op de hoofdpagina van de GUI (grafische gebruikersinterface) (Figuur 6G) op het Instellingen-symbool om de instellingenpagina te openen. Gebruikers kunnen de tijden voor Lights ON en OFF aanpassen op basis van het schema van het vivarium om ervoor te zorgen dat het display van de interface automatisch dimt wanneer de donkercyclus begint (Figuur 6H-1).
    8. Tik op Edit Sensor Settings (Figuur 6H-1) om de Touch Threshold aan te passen naar 8 en de Release Threshold naar 2; we hebben vastgesteld dat dit de meest consistente lick-detectie mogelijk maakt voor ratten bij de huidige opstelling (Figuur 6H-2). Let op dat gebruikers echter mogelijk moeten experimenteren met andere instellingen als er wijzigingen in het huidige systeem worden aangebracht.
    9. Vink Auto Calibrate uit als gegevens slechts over een periode van 24 uur of minder worden verzameld (Figuur 6H-2).

4. Dagelijkse procedures voor twee-fleskeuze drinkgedrag in de thuiskooi met likdetectie

  1. Volg de stappen beschreven in stap 2 voor standaard twee-fleskeuzeprocedures met de volgende aanpassingen.
  2. Blokkeer op maandag, woensdag en vrijdag, voordat de MWF-flessen worden geplaatst, de drinkopeningen op alle kooien met de sipper-blokkeerders (zie stap 3.5.5 en Figuur 5E).
  3. Selecteer vóór het registreren de juiste Experimental Side op de hoofdpagina van de GUI, wat de zijde van de EtOH-fles voor die dag zal zijn (Figuur 6G).
  4. Tik na het installeren van alle MWF-flessen op START! op de hoofdpagina (Figuur 6G) om de sensoren te kalibreren; tijdens dit proces wordt aanbevolen dat gebruikers afstand houden van het systeem en ervoor zorgen dat de ratten niet aan de drinktuiten likken (Figuur 6I-1). De kalibratie duurt enkele seconden, waarna het systeem overgaat naar de hoofdpagina voor registratie, waarop het cumulatieve aantal likken per fles voor elke lickometer wordt weergegeven (Figuur 6I-2).
  5. Trek alle sipper-blokkeerders boven de bovenkant van de kooi om toegang tot de drinktuiten mogelijk te maken (zie stap 3.5.6 en Figuur 5F), en plaats alle filterdoppen voorzichtig terug zoals beschreven (zie stap 3.4.4 en Figuur 4F).
  6. Tik op Refresh om de aantal likken op het scherm bij te werken, aangezien deze niet in real-time automatisch worden bijgewerkt (Figuur 6I-2).
  7. Tik op dinsdag, donderdag en zaterdag op Save & Quit om de registratie te stoppen en terug te keren naar de hoofdpagina (Figuur 6I-2) voordat de MWF-flessen worden verwijderd.
  8. Tik op Eject SD voordat u de SD-kaart loskoppelt om deze te verwijderen voor datagebruik (Figuur 6G). Plaats de SD-kaart in een computer en kopieer/plak het .csv-gegevensbestand, dat is vernoemd naar de datum waarop de fles is geplaatst, naar die computer (Figuur 6K). Om de SD-kaart opnieuw te monteren voor de volgende registratie, plaatst u de kaart in de interface en tikt u op Mount SD (Figuur 6J).
    OPMERKING: Wij raden aan om gegevensbestanden dagelijks te back-uppen.
  9. Het is raadzaam om lichaamsgewichtmetingen te beperken tot één keer per week, mits dit compatibel is met het diermodel en het protocol voor diergebruik, en deze taak uit te voeren op de dag die is aangewezen voor de kooi-wissel om onnodige verstoring van de lickometers en sensoren te minimaliseren. Koppel alle mannelijke lickometerkabels los van de bijbehorende vrouwelijke sensorkabels voordat u de kooien verplaatst. Plaats elke rat na het wegen terug in een schone kooi. Verplaats de lickometer naar een nieuwe kooi-top en sluit elke lickometer indien nodig opnieuw aan op de overeenkomstige sensor.
  10. Voor experimenten waarbij het effect van een interventie (bijv. injectie van een geneesmiddel) op de EtOH-inname en de drinkmicrostructuur wordt getest, dienen dergelijke interventies indien mogelijk vóór het begin van de drinksessie te worden gepland. In gevallen waarin dit niet mogelijk is, kunnen onderzoekers de lick-detectie onderbreken door op Pause te tikken (Figuur 6I-2) en de gegevensverzameling hervatten door op Resume te tikken nadat de interventie is voltooid. Wij suggereren om tijdens elke pauze in de drinksessie het gewicht van de flessen te bepalen om veranderingen in de EtOH-inname vóór en na de interventie vast te leggen, alsmede om rekening te houden met morsen dat kan optreden bij het verwijderen van de kooi-top om toegang tot het dier te verkrijgen.
  11. Aan het einde van de studie moeten alle componenten in de kooi grondig worden gedesinfecteerd voordat ze bij nieuwe dieren worden gebruikt om de overdracht van contaminanten tussen dieren te beperken. Wij raden aan om de lickometer voorzichtig te besproeien en af te nemen met een 70% EtOH-oplossing, waarbij men ervoor zorgt de interne elektrische componenten niet te verstoren. De sipper-blokkeerder en het acrylpaneel kunnen worden gewassen met warm zeepsop.

5. Data-analyse

  1. Corrige vóór de evaluatie van de afhankelijke variabelen de innamedata voor morsverlies, dat onvermijdelijk optreedt als gevolg van het dagelijks wisselen van de flessen. Bereken hiervoor het gemiddelde gewichtsverschil van de EtOH- en H2O-flessen in de controlekooi voor morsverlies over de gehele studieperiode.
  2. Sluit alle waarden uit die meer dan twee standaarddeviaties van het gemiddelde per fles afwijken. Trek na het uitsluiten van deze uitbijters de berekende gemiddelden af van de gewichtsveranderingen van de EtOH- en H2O-flessen uit de kooien met dieren. Door dit bedrag af te trekken, kunnen onderzoekers er zeker van zijn dat het gemiddelde verlies door morsen van een bepaalde oplossing niet wordt meegerekend in de consumptiematen. Het aftrekken van de gemiddelde morshoeveelheid kan voor sommige dieren op bepaalde momenten leiden tot een negatieve waarde. Zet deze om naar nul en interpreteer ze als de afwezigheid van inname van die oplossing.
  3. De primaire afhankelijke variabelen voor drinkexperimenten met een keuze uit twee flessen zijn de EtOH-inname (g/kg) en de preferentie (%). Bereken de inname op basis van de gewichtsverandering van de EtOH-fles (g) en normaliseer dit naar het lichaamsgewicht (kg) met de volgende stappen.
    1. Zet de gewichtsverandering van de fles (g) om in een volumeverandering (mL) met behulp van de volgende vergelijking:
      figure-protocol-1
      De dichtheid van pure ethanol is 0,789 g/mL. Daarom is de bijdragende dichtheid van 20% EtOH 0,1578 g/mL. H2O weegt 1 g/mL. Daarom is de bijdragende dichtheid van 80% H2O = 0,80 g/mL. Bijgevolg bestaat elke mL van een 20% EtOH-oplossing (v/v) uit 0,1578 (EtOH) + 0,80 (H2O) = 0,9578 g/mL. De uiteindelijke vergelijking bij gebruik van een 20% (v/v) EtOH-concentratie is daarom:
      figure-protocol-2
    2. Bereken de geconsumeerde dosis ethanol met de onderstaande vergelijking. Gebruik lichaamsgewichten die in dezelfde week als de innamedata zijn bepaald om de geconsumeerde ethanol te berekenen in relatie tot het lichaamsgewicht van het dier.
      figure-protocol-3
    3. Bereken de preferentie met de volgende vergelijking:
      figure-protocol-4
  4. Net als de overeenkomstige variant voor muizen30, registreert LIQ HDR diverse variabelen van de drinkmicrostructuur, waaronder likduur, aantal bouts, boutduur, aantal likken per bout en likduur per bout (Figuur 6K). Een drinkbout wordt gedefinieerd als een reeks likken die begint met ten minste 3 likken in minder dan 1 sec en eindigt nadat er 3 sec zijn verstreken zonder aanvullende likken. Deze maten kunnen vervolgens worden gebruikt om de gemiddelde individuele likduur, de gemiddelde individuele boutduur, het gemiddelde aantal likken per bout, de gemiddelde likfrequentie, het geschatte inter-likinterval en het geschatte inter-boutinterval te berekenen.
    OPMERKING: De microcontroller-interface levert deze microstructuurgegevens met een resolutie van 1 min in een .csv-bestand (Figuur 6K). Onderzoekers kunnen de analyse-app gebruiken die bij het oorspronkelijke LIQ HD-protocol is geleverd30, of hun eigen voorkeursplatform voor post-processing om gegevens te verzamelen en samen te vatten volgens de behoeften van het onderzoek. Microstructuurgegevens worden doorgaans gesommeerd over de gehele periode van 24 u om gemiddelde verschillen op macroniveau te vergelijken, of in bins van 30 min tot 1 u om variaties in het drinkpatroon gedurende een licht-donkercyclus te onderzoeken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Standaard data voor intermitterende drinkkeuze uit twee flessen van ethanol in de thuiskooi
Met gebruik van de standaardprocedure (Figuur 7A), kunnen onderzoekers de inname over 24 uur vastleggen (Figuren 7B-D) alsmede binge-achtig drinkgedrag indien de flessgewichten kort na het begin van de drinksessie worden verzameld (Figuren 7E-F). Door de ethanolinname te berekenen ten o...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het huidige protocol biedt stapsgewijze instructies voor het vastleggen van ethanol drinkgegevens met behulp van een intermittent-access twee-fles keuze thuiskooicage procedure. Deze methode kan met relatieve gemak worden geïmplementeerd en met weinig tot geen kosten of behoefte aan gespecialiseerde onderzoeksapparatuur. Met behulp van de hier verstrekte procedures voor het construeren en implementeren van LIQ HDR - een likdetectiesysteem voor gebruik bij ratten - kunnen onderzoekers hoge resolutie drinkmicrostructuurgeg...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Alle auteurs verklaren geen belangenconflicten te hebben.

Dankbetuigingen

De auteurs danken Joseph Pitock en Katie Przybysz, PhD voor hun technische hulp tijdens de ontwikkeling van LIQ HDR. We danken ook Nicholas Petersen en Marie Doyle, PhD voor de vele nuttige gesprekken tijdens de ontwikkeling van LIQ HDR. Dit werk werd ondersteund door het National Institute on Alcohol Abuse and Alcoholism van de National Institutes of Health (P50 AA022538 en R01 AA029130 aan EJG).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Commercieel verkrijgbare componentenAantal
12-Key capacitieve touchsensor breakout (MPR121)Adafruit19823
2-Pin kabel matchend paar (JST XH 2.5mm pitch)Adafruit487218
4-Pin breadboard jumper (Qwiic)SparkFunPRT-179121
4-Pin kabel (100mm Qwiic)SparkFunPRT-172591
4-Pin kabel (50mm Qwiic)SparkFunPRT-172603
5V-to-3V niveau shifter breakoutAdafruit56371
Capacitieve touch shield (2.8inch)Adafruit19471
Koper geleidend tape (1/4inch)DigiKey4393-CFT-1/4-ND1
Data logging shieldAdafruit11411
Differentiële I2C communicatie breakout kit (QwiicBus)SparkFunKIT-172501
Elektrische tapeDigiKey3M156004-ND1
Heat shrink sleeve (3/16inch verschillende kleuren)Cable Ties and MoreHS357-S106
Heat shrink sleeve kit (4inch zwart)Jameco20959631
Lithium muntbatterij (3V 12.5mm)DigiKey1908-CR1220JAUCHSB-ND1
M5 platte ringGrainger54FN661
M5 zeskantmoerGrainger6CA721
M5 machineschroef (12mm)Grainger6GU881
M5 machineschroef (25mm)Grainger 6GU912
Male/male jumper kabelAdafruit19571
Microcontroller board (Arduino Mega 2560 Rev3)DigiKey1050-1018-ND1
PETG filament (2.85mm zilver)MatterHackersM-DDH-UZR22
PLA filament (2.85mm zwart)MatterHackersM-SEW-RUAW2
PLA filament (2.85mm zilver)MatterHackersM-66P-6CLE1
Voeding (DC 9V 1A)Newegg9SIBPPKJYR59911
SD/microSD geheugenkaart (8GB)Adafruit12941
Shield stacking headersAdafruit851
Solid-core draad (22AWG rood)Adafruit2881
Gestrande draad (22AWG zwart)Adafruit29761
Gestrande draad (22AWG rood)Adafruit30681
Twist cap sipperslang met balAlternative DesignTCCN8.5-ST2.5SB38
Waterfles (8oz)Alternative DesignWB8FS38
Aangepaste 3D-geprinte componentenAantal
3D-geprint Arduino kastje onderN/AARDUINO_Bottom.stl1
3D-geprint Arduino kastje bovenN/AARDUINO_Top.stl1
3D-geprint kabelklem LN/ACLIP_L.stl18
3D-geprint kabelklem moerN/ACLIP_Nut.stl18
3D-geprint kabelklem RN/ACLIP_R.stl18
3D-geprint lickometer fleshouderN/ALICKOMETER_Bottle Holder.stl19
3D-geprint lickometer kabelbeschermer LN/ALICKOMETER_Cable Protector_L.stl6
3D-geprint lickometer kabelbeschermer RN/ALICKOMETER_Cable Protector_R.stl12
3D-geprinte lickometer lettersN/ALICKOMETER_Letters.stl19
3D-geprinte montageschroefN/AMount Screw.stl4
3D-geprint sensor kastje A onderN/ASENSOR_A_Bottom.stl1
3D-geprint sensor kastje A bovenN/ASENSOR_A_Top.stl1
3D-geprint sensor kastje B onderN/ASENSOR_B_Bottom.stl1
3D-geprint sensor kastje B bovenN/ASENSOR_B_Top.stl1
3D-geprint sensor kastje C onderN/ASENSOR_C_Bottom.stl1
3D-geprint sensor kastje C bovenN/ASENSOR_B_Top.stl1
3D-geprint sensor lettersN/ASENSOR_Letters.stl1
3D-geprint sipperstopN/ASIPPER_Blocker.stl36
3D-geprint sipperstop basisN/ASIPPER_Base.stl18
3D-geprint sipperstop tandwielN/ASIPPER_Gear.stl18
3D-geprint sipperstop moerN/ASIPPER_Nut.stl18
3D-geprint sipperstop wormN/ASIPPER_Worm.stl18
Lasergesneden lickometer acryl paneelN/ALICKOMETER_Acrylic Panel_Sketch.dxf19

Referenties

  1. GBD 2016 Alcohol Collaborators. Alcohol use and burden for 195 countries and territories, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. Lancet. 392 (10152), 1015-1035 (2018).
  2. Fillmore, K. M., Stockwell, T., Chikritzhs, T., Bostrom, A., Kerr, W. Moderate alcohol use and reduced mortality risk: systematic error in prospective studies and new hypotheses. Annals Epidemiol. 17 (5 Suppl), S16-S23 (2007).
  3. GBD 2020 Alcohol Collaborators. Population-level risks of alcohol consumption by amount, geography, age, sex, and year: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2020. Lancet. 400 (10347), 185-235 (2020).
  4. Esser, M. B., Sherk, A., Liu, Y., Naimi, T. S. Deaths from excessive alcohol use - United States, 2016-2021. Morbidity Mortality Weekly Rep. 73, 154-161 (2024).
  5. Melendez, R. I. Intermittent (every-other-day) drinking induces rapid escalation of ethanol intake and preference in adolescent and adult C57BL/6J mice. Alcohol Clin Exp Res. 35 (4), 652-658 (2011).
  6. Wise, R. A. Voluntary ethanol intake in rats following exposure to ethanol on various schedules. Psychopharmacologia. 29 (3), 203-210 (1973).
  7. Simms, J. A., et al. Intermittent access to 20% ethanol induces high ethanol consumption in Long-Evans and Wistar rats. Alcohol Clin Exp Res. 32 (10), 1816-1823 (2008).
  8. Carnicella, S., Ron, D., Barak, S. Intermittent ethanol access schedule in rats as a preclinical model of alcohol abuse. Alcohol. 48 (3), 243-252 (2014).
  9. Loi, B., et al. Increase in alcohol intake, reduced flexibility of alcohol drinking, and evidence of signs of alcohol intoxication in Sardinian alcohol-preferring rats exposed to intermittent access to 20% alcohol. Alcohol Clin Exp Res. 34 (12), 2147-2154 (2010).
  10. Rhodes, J. S., Best, K., Belknap, J. K., Finn, D. A., Crabbe, J. C. Evaluation of a simple model of ethanol drinking to intoxication in C57BL/6J mice. Physiol Behavior. 84 (1), 53-63 (2005).
  11. Thiele, T. E., Navarro, M. "Drinking in the dark" (DID) procedures: a model of binge-like ethanol drinking in non-dependent mice. Alcohol. 48 (3), 235-241 (2014).
  12. Rimondini, R., Sommer, W., Heilig, M. A temporal threshold for induction of persistent alcohol preference: behavioral evidence in a rat model of intermittent intoxication. J Studies Alcohol. 64 (4), 445-449 (2003).
  13. Sommer, W. H., et al. Upregulation of voluntary alcohol intake, behavioral sensitivity to stress, and amygdala crhr1 expression following a history of dependence. Biol Psychiatry. 63 (2), 139-145 (2008).
  14. Nentwig, T. B., et al. The lateral habenula is not required for ethanol dependence-induced escalation of drinking. Neuropsychopharmacol. 47 (12), 2123-2131 (2022).
  15. Becker, H. C., Lopez, M. F. Increased ethanol drinking after repeated chronic ethanol exposure and withdrawal experience in C57BL/6 mice. Alcohol Clin Exp Res. 28 (12), 1829-1838 (2004).
  16. Lopez, M. F., Becker, H. C. Effect of pattern and number of chronic ethanol exposures on subsequent voluntary ethanol intake in C57BL/6J mice. Psychopharmacology. 181 (4), 688-696 (2005).
  17. Griffin, W. C., Lopez, M. F., Becker, H. C. Intensity and duration of chronic ethanol exposure is critical for subsequent escalation of voluntary ethanol drinking in mice. Alcohol Clin Exp Res. 33 (11), 1893-1900 (2009).
  18. Hwa, L. S., et al. Persistent escalation of alcohol drinking in C57BL/6J mice with intermittent access to 20% ethanol. Alcohol Clin Exp Res. 35 (11), 1938-1947 (2011).
  19. Vierkant, V., Xie, X., Wang, X., Wang, J. Experimental models of alcohol use disorder and their application for pathophysiological investigations. Curr Prot. 3 (6), e831(2023).
  20. Greenfield, T. K., et al. Risks of alcohol use disorders related to drinking patterns in the U.S. general population. J Studies Alcohol Drugs. 75 (2), 319-327 (2014).
  21. Rehm, J., Greenfield, T. K., Rogers, J. D. Average volume of alcohol consumption, patterns of drinking, and all-cause mortality: results from the US National Alcohol Survey. Am J Epidemiol. 153 (1), 64-71 (2001).
  22. Grant, K. A., et al. Drinking typography established by scheduled induction predicts chronic heavy drinking in a monkey model of ethanol self-administration. Alcohol Clin Exp Res. 32 (10), 1824-1838 (2008).
  23. Nathan, P. E., O'Brien, J. S. An experimental analysis of the behavior of alcoholics and nonalcoholics during prolonged experimental drinking: A necessary precursor of behavior therapy. Behav Ther. 2 (4), 455-476 (1971).
  24. Godynyuk, E., Bluitt, M. N., Tooley, J. R., Kravitz, A. V., Creed, M. C. An open-source, automated home-cage sipper device for monitoring liquid ingestive behavior in rodents. eNeuro. 6 (5), (2019).
  25. Frie, J. A., Khokhar, J. Y. An open source automated two-bottle choice test apparatus for rats. HardwareX. 5, e00061(2019).
  26. Melo, M. C., Alves, P. E., Cecyn, M. N., Eduardo, P. M. C., Abrahao, K. P. Development of eight wireless automated cages system with two lick-o-meters each for rodents. eNeuro. 9 (4), (2022).
  27. Wong, K., et al. Socially integrated polysubstance (SIP) system: An open-source solution for continuous monitoring of polysubstance fluid intake in group housed mice. Addiction Neurosci. , (2023).
  28. Frie, J. A., Khokhar, J. Y. FARESHARE: An open-source apparatus for assessing drinking microstructure in socially housed rats. NPP-Digit Psychiatry Neurosci. 2 (1), 1-7 (2024).
  29. Zhao, Z., et al. INGEsT: An open-source behavioral setup for studying self-motivated ingestive behavior and learned operant behavior. bioRxiv. , (2024).
  30. Petersen, N., Adank, D. N., Raghavan, R., Winder, D. G., Doyle, M. A. LIQ HD (Lick Instance Quantifier Home Cage Device): An open-source tool for recording undisturbed two-bottle drinking behavior in a home cage environment. eNeuro. 10 (4), (2023).
  31. Trujillo, J. L., Roberts, A. J., Gorman, M. R. Circadian timing of ethanol exposure exerts enduring effects on subsequent ad libitum consumption in C57 mice. Alcohol Clin Exp Res. 33 (7), 1286-1293 (2009).
  32. Nentwig, T. B., Margaret Starr, E., Judson Chandler, L., Glover, E. J. Absence of compulsive drinking phenotype in adult male rats exposed to ethanol in a binge-like pattern during adolescence. Alcohol. 79, 93-103 (2019).
  33. Patwell, R., Yang, H., Pandey, S. C., Glover, E. J. An operant ethanol self-administration paradigm that discriminates between appetitive and consummatory behaviors reveals distinct behavioral phenotypes in commonly used rat strains. Neuropharmacology. 201, 108836(2021).
  34. Bito-Onon, J. J., Simms, J. A., Chatterjee, S., Holgate, J., Bartlett, S. E. Varenicline, a partial agonist at neuronal nicotinic acetylcholine receptors, reduces nicotine-induced increases in 20% ethanol operant self-administration in Sprague-Dawley rats. Addict Biol. 16 (3), 440-449 (2011).
  35. Mill, D. J., Bito-Onon, J. J., Simms, J. A., Li, R., Bartlett, S. E. Fischer rats consume 20% ethanol in a long-term intermittent-access two-bottle-choice paradigm. PloS One. 8 (11), e79824(2013).
  36. Carnicella, S., Amamoto, R., Ron, D. Excessive alcohol consumption is blocked by glial cell line-derived neurotrophic factor. Alcohol. 43 (1), 35-43 (2009).
  37. Moore, C. F., Lynch, W. J. Alcohol preferring (P) rats as a model for examining sex differences in alcohol use disorder and its treatment. Pharmacol Biochem Behav. 132, 1-9 (2015).
  38. Pitock, J. R., et al. Presence of distinct operant phenotypes and transient withdrawal-induced escalation of operant ethanol intake in female rats. bioRxiv. , (2024).
  39. Carnicella, S., Yowell, Q. V., Ron, D. Regulation of operant oral ethanol self-administration: a dose-response curve study in rats. Alcohol Clin Exp Res. 35 (1), 116-125 (2011).
  40. De Oliveira Sergio, T., et al. Sex- and estrous-related response patterns for alcohol depend critically on the level of compulsion-like challenge. Prog Neuro-Psychopharmacol Biol Psychiatry. 133, 111008(2024).
  41. Foo, J. C., Skorodumov, I., Spanagel, R., Meinhardt, M. W. Sex- and age-specific effects on the development of addiction and compulsive-like drinking in rats. Biol Sex Diff. 14 (1), 44(2023).
  42. Moolten, M., Kornetsky, C. Oral self-administration of ethanol and not experimenter-administered ethanol facilitates rewarding electrical brain stimulation. Alcohol. 7 (3), 221-225 (1990).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Alcoholconsumptie bij knaagdierendrinkmicrostructuurlikmeter-systeemethanolopname bij rattendrinkpatronenbloethanolconcentratiebinge-achtig drinkgedrag
Modellering van alcoholconsumptie bij knaagdieren met behulp van drinken in een thuiscamer met een keuze uit twee flessen en microstructurele analyse
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.