Dit protocol presenteert methoden voor het beoordelen van de verdeling en hoeveelheid ijzerafzetting in weefsels, met name de hersenen. Het protocol beschrijft de procedures voor monstervoorbereiding, Perls/DAB-kleuring, beeldopname en gegevensanalyse.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Beoordeling van ijzerafzetting in de hersenen van 5xFAD-muizen door Perls'/DAB-kleuring
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
De ziekte van Alzheimer (AD), een veel voorkomende neurodegeneratieve ziekte, is de belangrijkste oorzaak van dementie bij ouderen. IJzerafzetting is nauw verbonden met de pathogenese van AD. In de hersenen van AD zijn verhoogde ijzerspiegels sterk gecorreleerd met karakteristieke AD-pathologieën, waaronder β-amyloïde plaques, tau neurofibrillaire knopen en apoptose. Toenemend bewijs suggereert dat oxidatieve stress, als gevolg van een ontregeld ijzermetabolisme, een belangrijke rol speelt in de pathofysiologie van AD. Het begrijpen van de rol van ijzeraccumulatie in de pathologie van AD is daarom van cruciaal belang voor de behandeling van AD. Een uitgebreid protocol voor ijzerkleuring is essentieel om ijzerexpressie en -verdeling in de hersenen te detecteren. Dit protocol heeft tot doel een methode te beschrijven om de hoeveelheid en verdeling van ijzerafzetting in de hersenen te beoordelen. We beschrijven de processen die betrokken zijn bij de bereiding van reagens, de behandeling van muizen en de voorbereiding van hersensecties. Daarnaast presenteren we een gedetailleerd stapsgewijs protocol voor histochemische ijzerdetectie in cerebrale weefselcoupes, vergezeld van een systematisch analytisch kader dat zowel kwantitatieve beoordeling als morfologische evaluatie integreert om een uitgebreide interpretatie van de kleuringsresultaten te garanderen. Dit experimentele protocol helpt onderzoekers ijzerafzettingen in de hersenen te begrijpen en ondersteunt AD-onderzoek.
Inleiding
De ziekte van Alzheimer (AD) is de meest voorkomende neurodegeneratieve ziekte en is een serieus probleem geworden voor de samenleving. De prevalentie van AD neemt dramatisch toe metde leeftijd van 1,2,3,4. De primaire pathologische kenmerken van de ziekte van Alzheimer (AD) zijn onder meer de afzetting van β-amyloïde (Aβ) plaques en neurofibrillaire knopen (NFT's) als gevolg van afwijkende fosforylering van tau-eiwitten. Aβ wordt gegenereerd door de sequentiële splitsing van amyloïde voorlopereiwit (APP) door β-secretase- en γ-secretase-enzymen. Ontregeling van de productie of klaring van Aβ leidt tot accumulatie in de hersenen, waarbij amyloïde plaques worden gevormd, die worden erkend als een van de vroegste pathologische markers van AD. Deze plaques veroorzaken niet alleen directe neuronale schade, maar veroorzaken ook een cascade van schadelijke effecten, waaronder neuro-inflammatie, oxidatieve stress en synaptische disfunctie. Samen dragen deze processen bij aan neuronale dood en de progressieve cognitieve achteruitgang die werd waargenomen in AD5. Ondanks tientallen jaren van onderzoek dat voornamelijk gericht is op de pathologische kenmerken van de ziekte van Alzheimer (AD), waaronder afzetting van amyloïde-β plaques en aggregatie van hypergefosforyleerd tau-eiwit, blijven klinisch betekenisvolle therapeutische doorbraken ongrijpbaar, waarbij bestaande interventies een beperkte werkzaamheid aantonen bij het wijzigen van de ziekteprogressie6.
IJzer is een belangrijk metaal voor het behoud van de hersenfunctie en is betrokken bij zuurstoftransport, DNA-synthese, mitochondriale ademhaling, myelinesynthese, synthese van neurotransmitters en metabolisme. IJzer wordt echter schadelijk wanneer de concentraties de capaciteit van cellulaire sekwestratie overschrijden 6,7,8. Verhoogde ijzerafzetting, meestal gelokaliseerd met Aβ-plaques, is waargenomen in zowel corticale als hippocampale gebieden van de hersenen bij patiënten met AD 9,10. Door de Fenton-reactie11 kan intracellulair vrij ijzer hydroxylradicalen (•OH) en reactieve zuurstofsoorten genereren. Deze schadelijke stoffen veroorzaken niet alleen neuro-inflammatie door gliacellen te activeren, maar vallen ook de biomoleculen van de cel aan door oxidatieve stress, waardoor de normale cellulaire functie wordt verstoord en synaptische disfunctie wordt veroorzaakt 8,12. Bovendien is een verhoogd ijzergehalte direct betrokken bij de ontwikkeling van pathologische tekenen van AD: ijzer draagt bij aan de productie van Aβ12 en verhoogt ook de disfunctie van tau-eiwitten, wat leidt tot neurofibrillaire knopen13.
Er zijn verschillende technieken ontwikkeld om het ijzergehalte in de hersenen te beoordelen, waaronder magnetische resonantiebeeldvorming (MRI), evenals chemische en histochemische methoden14. In vivo kwantificering van intracerebrale ijzerspiegels met behulp van MRI is klinisch belangrijk voor patiënten met veroudering en neurodegeneratie15. MRI heeft het voordeel dat het niet-invasief en zeer gevoelig is: het kan ijzerafzetting in een vroeg stadium van de ziekte detecteren. Met name de veldafhankelijke R2-verhogingstechniek (FDRI) kan onderscheid maken tussen verschillende vormen van ijzer, zoals ferritine-ijzer en heem-ijzer16. MRI kan echter geen ijzerophoping op cellulair niveau detecteren en het is duur, dus het wordt voornamelijk gebruikt in klinische onderzoeken17.
Colorimetrische meting is een chemische methode die de concentratie van een stof (zoals ijzer) bepaalt door de intensiteit te meten van de kleur die wordt geproduceerd door de reactie van de stof in oplossing met een chromogeen middel18. Deze methode is eenvoudig uit te voeren en maakt gebruik van goedkope reagentia en instrumentatie, waardoor het geschikt is voor laboratoria met beperkte budgetten18. De nauwkeurigheid en gevoeligheid van deze methode zijn echter zeer beperkt, omdat de resultaten worden beïnvloed door omgevingsfactoren, kleurontwikkelingstijd en het subjectieve oordeel van de operator. Vlamatomaire absorptiespectrometrie (FAAS) is een andere methode die kan worden gebruikt om het ijzergehalte te beoordelen19. Bij deze methode wordt een geklaarde monsteroplossing verkregen door het weefsel van belang in een oven op hoge temperatuur te verbranden. Het monster wordt vervolgens opgelost met behulp van zoutzuur en de ijzerconcentratie in de oplossing wordt bepaald met behulp van atoomabsorptiespectrometrie. Deze methode is zeer gevoelig en geschikt voor alle soorten biologische monsters19. Het proces is echter tijdrovend en vereist dure apparatuur, dus het gebruik ervan is beperkt.
Perls'/DAB-kleuring om non-heemijzer te detecteren is de meest gebruikte ijzerdetectiemethode vanwege de hoge specificiteit en het gemak van implementatie in vergelijking met andere histochemische methoden14. In tegenstelling tot colorimetrische analyse is de kleuring van Perls een kwalitatieve histochemische kleuringsmethode die berust op de reactie tussen ijzerionen en kaliumferrocyanide om een blauw neerslag te genereren. Het wordt gebruikt om de aanwezigheid en verdeling van ijzer in weefsels microscopisch te visualiseren. Bovendien stelt deze methode ons in staat om ijzerafzetting in verschillende celtypen te onderscheiden en de subcellulaire verdeling van ijzerafzetting te observeren, wat een methode oplevert voor de studie van AD20. De Perls-kleuring detecteert voornamelijk non-heemijzer en is afhankelijk van de vorming van het Pruisische blauwe complex:
(Pruisisch blauw)
De traditionele Perls-kleuring is echter niet effectief voor het detecteren van ijzerlokalisatie bij een laag ijzergehalte. Wanneer diaminobenzidine (DAB) wordt toegevoegd, reageert het met ijzerhexacyanoferaat om een bruine verbinding te vormen, waardoor de specificiteit van de test toeneemt21.
Het doel van dit protocol is om te beschrijven hoe de hoeveelheid en verdeling van ijzerafzetting in de hersenen van een AD-muismodel kan worden beoordeeld. In dit protocol werden 8 maanden oude 5×FAD (C57BL/6J) transgene muizen gebruikt als AD-muismodel en vergeleken met wildtype muizen van dezelfde leeftijd. Details van de procedures voor het bereiden van het chemische reagens, het doorsnijden van de hersenen, het uitvoeren van de Perls'/DAB-kleuring en het analyseren van afbeeldingen die na de kleuring zijn gemaakt, worden hier gepresenteerd.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van het Institutional Animal Care and Use Committee van de Xuzhou Medical University en de Chinese overheidsvoorschriften voor de verzorging en het gebruik van proefdieren.
1. Perfusie van dieren
- Bereid het fixeermiddel voor: Los 4% paraformaldehyde (PFA) op in 1× fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) (zie tabel 1).
- Verdoof de muis door intraperitoneale injectie met ketamine (100 mg/kg) en xylazine (15 mg/kg). Zodra de muis is verdoofd, bevestigt u deze met vier pinnen aan de perfusieoperatiebak om de ledematen vast te zetten.
LET OP: Om een goede anesthesie te garanderen, controleert u op het verlies van reacties op teenknijpen, ontspanning van ledemaatspieren en diepe, langzame en gestage ademhaling. - Knip de kist open met een schaar om het hart bloot te leggen en knip het rechter atrium door. Injecteer 20 ml 1× PBS in de linker hartkamer met een spuit om het bloed te spoelen. Injecteer vervolgens 20 ml 4% PFA voor fixatie.
OPMERKING: Controleer de diepte en richting van de naald om te voorkomen dat het interventriculaire septum wordt doorboord. Vergeet niet dat een optimale perfusie een bleke lever en stijve ledematen heeft na de eerste tremor. - Onthoofd de geperfuseerde muis, knip het bot rond de schedel af met een fijne schaar, til de schedel voorzichtig op met een stompe tang en haal de hersenen eruit. Week de hersenen vervolgens een nacht in 4% PFA bij 4 °C.
LET OP: Wees voorzichtig met 4% PFA, wat sterk irriterend is voor de luchtwegen. Draag een geschikt masker en voer deze stap uit in een zuurkast.
OPMERKING: De methode van euthanasie is goedgekeurd door IACUC van het Xuzhou Medical University Animal Care and Use Program Euthanasia Guidelines: Muizen / Ratten.
2. Cryosectie van de hersenen
- Droog de hersenen uit met graduele sacharoseoplossingen (15% en 30%) bij 4 °C gedurende 24 uur voor elke stap. De hersenen zouden uiteindelijk naar de bodem van de sucrose-oplossing moeten zinken.
- Hemisecteer de hersenen langs de interhemisferische spleet met een scalpel. Doe de linkerhelft in een microcentrifugebuis van 5 ml gevuld met 1 ml 30% sucrose-oplossing en een gelijk volume optimale snijtemperatuurverbinding (OCT) om het contact tussen de OCT en de hersenen te verbeteren.
- Snijd vreemd weefsel van de linkerhersenhelft af met een scheermesje en verplaats het naar het OCT-platform.
- Veranker het weefsel in OCT met behulp van een cirkelvormige wand van aluminiumfolie.
- Vries het weefsel in een cryostaatmicrotoom in bij -22 °C gedurende ten minste 1 uur en stel de temperatuur van de snijkop in op -19 °C.
NOTITIE: Vergeet niet om het anti-rolglas en de borstels samen met het monster voor te koelen in de cryostaat. - Monteer het bevroren weefselblok. Knip het weefselblok opnieuw af naar een geschikte positie, afhankelijk van het interessegebied, en begin dan de hersenen in 20 μm dikke sagittale secties te verdelen.
OPMERKING: Als de secties vouwen, gebruik dan zachte penselen om de secties uit te vouwen. - Verzamel elk deel op de met gelatine beklede dia's en smeer er een druppel 1× PBS op. Draai het hersengedeelte om met een fijne borstel en monteer het gedeelte vervolgens snel op de dia.
- Droog de verzamelde secties een nacht bij kamertemperatuur en bewaar ze bij -20 °C.
LET OP: Het protocol kan hier maximaal 2 weken worden gepauzeerd. Een langere bewaartijd kan de weefselkwaliteit verstoren en zo de uitkomst van het experiment beïnvloeden.
3. Perls'/DAB-kleuring
- Bereid de volgende oplossingen: 2% kaliumferrocyanide (K4[Fe(CN)6]/3H2O), 2% zoutzuur (HCI) en 20× DAB-oplossing (zie tabel 1).
- Plaats een dia met secties in een kleurpot gevuld met 1× PBS en plaats de pot 5 minuten op een orbitale shaker om de OCT uit het weefsel te wassen.
NOTITIE: Pas de snelheid van de orbitale schudder zorgvuldig aan (aanbevolen snelheid: 20 tpm) om te voorkomen dat weefsel bij hoge snelheden van de dia valt. - Meng 20 ml 2% kaliumferrocyanideoplossing en een gelijk volume 2% zoutzuur in een centrifugebuis van 50 ml.
- Gebruik een plastic tang om de dia over te brengen naar de buis van 50 ml en verwarm de buis vervolgens gedurende 30 minuten in een waterbad op 60 °C.
- Spoel het glaasje af met 1× PBS en dep overtollige oplossing af met tissuepapier.
- Gebruik een pipet om 50 μL DAB-oplossing toe te voegen aan elk hersendeel en incubeer gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur.
- Zuig de overtollige DAB-oplossing op met een pipet en was de dia vervolgens 3 keer in PBS.
- Dehydrateer de secties met gesorteerde alcoholoplossingen (50%, 70%, 95%, 100%) en xyleen (100%, 100%). Incubeer de dia's elk 3 minuten.
- Dicht de secties af met neutrale gom22 en plaats vervolgens het dekglaasje.
- Droog de objectglaasjes 24 uur in een zuurkast voordat u ze in een microscoopdoosje opbergt.
4. Beeldvorming
- Zet de microscoop aan, pas de helderheid van de lichtbron aan en stel scherp op het hersengedeelte onder een vergrotingsobjectief van 4×.
- Leg het beeld vast met camerabesturingssoftware en pas de parameterinstellingen aan om overbelichting te voorkomen. De specifieke instellingen (10×, 40× objectief) worden weergegeven in Figuur 1.
OPMERKING: Vermijd het gebruik van automatische witbalans om voor elke afbeelding dezelfde belichtingstijd te garanderen. - Schakel over naar een 10× vergrotingsobjectief, verplaats de microscooptafel om scherp te stellen op de gebieden met hoge Perls'/DAB-kleuringssignalen, met name de hippocampus en de hersenschors, en maak beelden (Figuur 1A).
- Schakel over naar een objectief met een vergroting van 40x om beelden vast te leggen met duidelijke kleursignalen.
- Sla elke afbeelding op als een 8-bits TIFF en exporteer de afbeeldingen voor verdere analyse.
5. Analyse van het beeld
- Selecteer in ImageJ/Fiji Plugins > stitching > Grid/Collection stitching in het menu en selecteer vervolgens Onbekende positie om de afbeeldingen te kiezen die bedoeld zijn om te worden gestitcht (Afbeelding 2A).
- Kies Bestand > Opslaan als > Tiff om de voltooide afbeelding op te slaan als een TIFF (Afbeelding 2B).
- Gebruik ImageJ/Fiji om een afbeelding te openen en zorg ervoor dat het afbeeldingsformaat RGB-kleur is (Afbeelding 2C).
- Selecteer Plug-ins > IHC Profiler-afbeelding in het menu en kies vervolgens Modus > cytoplasmatisch gekleurd beeld en de standaard kleurdeconvolutie H DAB (Afbeelding 2D). Converteer vervolgens het afbeeldingsformaat naar 8-bits grijstinten.
- Converteer de grijswaarden van de afbeelding naar OD-waarden door Analyseren > Kalibreren > niet-gekalibreerde OD te selecteren (Afbeelding 2E).
- Gebruik de drempelfunctie om het gebied met positieve Perls'/DAB-kleuring te selecteren en pas vervolgens de horizontale schuifbalken aan totdat alle bruine signaalvlekken rood zijn (Afbeelding 2F).
- Klik op Analyseren > Metingen instellen en selecteer vervolgens de opties Gebied, Gemiddelde grijswaarde, Geïntegreerde dichtheid en, belangrijker nog, Beperken tot drempel om achtergrondruis uit te sluiten (Afbeelding 2G).
- Selecteer Analyseren > meten om de resultatentabel te verkrijgen (Afbeelding 2H).
- Groepeer de resultaten en gebruik statistische software om statistische analyses uit te voeren. In ons geval vergeleken we de ijzeraccumulatie in de hippocampus en cortex van 5xFAD transgene muizen met die in de negatieve controle (wildtype muizen). Voor vergelijkingen in drie groepen werd eenrichtingsvariantieanalyse (ANOVA) gebruikt voor gegevens van de Gauss-verdeling met dezelfde standaarddeviatie.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Om de verdeling en accumulatie van ijzer in een muismodel van AD te onderzoeken, voerden we Perls'/DAB-kleuring uit in sagittale plakjes van 8 maanden oude 5xFAD-muizen. Zoals te zien is in figuur 3, werden Perls'/DAB-kleuringssignalen waargenomen bij 8 maanden oude 5xFAD- en wildtype muizen en bij 2 maanden oude wildtype muizen. Bij 5xFAD-muizen werden hoge Perls'/DAB-kleuringssignalen waargenomen in de hippocampus en cortex, vooral in het subiculum van de ...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
IJzerafzetting is nauw verbonden met de ziekte van Alzheimer. Aan de ene kant kan het leiden tot Aβ-productie via meerdere mechanismen, waaronder verhoogde expressie van amyloïde precursoreiwit {NOTE:20}23, en ook verhoogde γ-secretase-activiteit, wat kan leiden tot versnelde Aβ-productie24; Aan de andere kant kan lipideperoxidatie geïnduceerd door verhoogd ijzer tau-polymerisatie bevorderen, wat ook kan leiden tot verhoogde abnormale fosfo...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
Dit onderzoek werd ondersteund door een algemeen project van de Natural Science Foundation of China (subsidienummer: 32271010).
Dankbetuigingen
Tijdens de voorbereiding van dit werk gebruikten de auteurs DeepSeek om de taal en leesbaarheid te verbeteren. Na gebruik van deze tool/service hebben de auteurs de inhoud indien nodig beoordeeld en bewerkt en nemen ze de volledige verantwoordelijkheid voor de inhoud van de publicatie.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 0.1 M PBS | biosharp | BL601A | Voeg gedeïoniseerd water toe om oplossing te maken |
| 4% PFA | Beyotime | P0099 | Herstel bij 4 °C voor gebruik |
| 20X DAB oplossing | Bioss | C-0003 | Meng 10 μl oplossing A, 10 μl oplossing B en 180 μl PBS |
| Alcohol | Supelco | 107017 | |
| HCL | Sigma | 7647-01-0 | Voeg gedistilleerd water toe tot 50 ml |
| ketamine | China National Medicines | H20193336 | 100 mg/kg voor verdoving |
| Microscoop | Olympus | CX43 | |
| Optimal cutting temperature compound (OCT) | Sakura Finetek | 4583 | |
| kalium ferrocyanide oplossing | Sigma | 14038-43-8 | Voeg gedistilleerd water toe tot 50 ml |
| Sucrose | Sigma | 57-50-1 | |
| xylazine | Y-S Biotechnology | YS-(BC)-2842 | 15 mg/kg voor verdoving |
| Xyleen | Sigma | 1330-20-7 |
Referenties
- Karlawish, J., Jack, C. R., Rocca, W. A., Snyder, H. M., Carrillo, M. C. Alzheimer's disease: The next frontier-special report 2017. Alzheimer's Dement. 13 (4), 374-380 (2017).
- Praticò, D. Oxidative stress hypothesis in Alzheimer's disease: A reappraisal. Trends in Pharmacol Sci. 29 (12), 609-615 (2008).
- Sayre, L. M., et al. In situ oxidative catalysis by neurofibrillary tangles and senile plaques in alzheimer's disease. J. Neurochem. 74 (1), 270-279 (2001).
- Urrutia, P., et al. Inflammation alters the expression of dmt1, fpn1 and hepcidin, and it causes iron accumulation in central nervous system cells. J. Neurochem. 126 (4), 541-549 (2013).
- Hardy, J., Selkoe, D. J. The amyloid hypothesis of Alzheimer's disease: Progress and problems on the road to therapeutics. Science. 297 (5580), 353-356 (2002).
- Scheltens, P., et al. Alzheimer's disease. Lancet. 397 (10284), 1577-1590 (2021).
- Ficiarà, E., Munir, Z., Boschi, S., Caligiuri, M. E., Guiot, C. Alteration of iron concentration in alzheimer's disease as a possible diagnostic biomarker unveiling ferroptosis. Int J Mol Sci. 22 (9), 4479(2021).
- Yang, W. S., Stockwell, B. R. Ferroptosis: Death by lipid peroxidation. Trends in Cell Biol. 26 (3), 165-176 (2016).
- Lane, D. J. R., et al. Iron and Alzheimer's disease: An update on emerging mechanisms. J Alzheimers Dis. 64 (s1), S379-S395 (2018).
- Meadowcroft, M. D., Connor, J. R., Smith, M. B., Yang, Q. X. Mri and histological analysis of beta-amyloid plaques in both human Alzheimer's disease and app/ps1 transgenic mice. J Magn Reson Imaging. 29 (5), 997-1007 (2009).
- Winterbourn, C. C. Toxicity of iron and hydrogen peroxide: The Fenton reaction. Toxicol Lett. 82-83, 969-974 (1995).
- Silvestri, L., Camaschella, C. A potential pathogenetic role of iron in Alzheimer's disease. J Cell Mol Med. 12 (5a), 1548-1550 (2008).
- Gamblin, T. C., King, M. E., Kuret, J., Berry, R. W., Binder, L. I. Oxidative regulation of fatty acid-induced tau polymerization. Biochemistry. 39 (46), 14203-14210 (2000).
- Meguro, R., et al. Nonheme-iron histochemistry for light and electron microscopy: A historical, theoretical and technical review. Arch Histol Cytol. 70 (1), 1-19 (2007).
- Lehéricy, S., Roze, E., Goizet, C., Mochel, F. Mri of neurodegeneration with brain iron accumulation. Curr Opin Neurol. 33 (4), 462-473 (2020).
- Nabuurs, R. J. A., et al. High-field MRI of single histological slices using an inductively coupled, self-resonant microcoil: Application to ex vivo samples of patients with Alzheimer's disease. NMR Biomed. 24 (4), 351-357 (2010).
- Perl, D. P., Good, P. F. Comparative techniques for determining cellular iron distribution in brain tissues. Ann Neurol. 32 (S1), S76-S81 (1992).
- Riemer, J., Hoepken, H. H., Czerwinska, H., Robinson, S. R., Dringen, R. Colorimetric ferrozine-based assay for the quantitation of iron in cultured cells. Anal Biochem. 331 (2), 370-375 (2004).
- Luterotti, S., Kordić, T., Dodig, S. Simultaneous determination of iron and copper in children's sera by FAAS. Acta Pharm. 61 (1), 93-102 (2011).
- Hill, J. M., Switzer, R. C. The regional distribution and cellular localization of iron in the rat brain. Neuroscience. 11 (3), 595-603 (1984).
- Meguro, R., Asano, Y., Iwatsuki, H., Shoumura, K. Perfusion-perls and -turnbull methods supplemented by dab intensification for nonheme iron histochemistry: Demonstration of the superior sensitivity of the methods in the liver, spleen, and stomach of the rat. Histochem Cell Biol. 120 (1), 73-82 (2003).
- Liu, C., et al. S-nitrosylation of divalent metal transporter 1 enhances iron uptake to mediate loss of dopaminergic neurons and motoric deficit. J Neurosci. 38 (39), 8364-8377 (2018).
- Guillemot, J., Canuel, M., Essalmani, R., Prat, A., Seidah, N. G. Implication of the proprotein convertases in iron homeostasis: Proprotein convertase 7 sheds human transferrin receptor 1 and furin activates hepcidin. Hepatology. 57 (6), 2514-2524 (2013).
- Li, X., et al. Ferritin light chain interacts with pen-2 and affects γ-secretase activity. Neurosci Lett. 548, 90-94 (2013).
- Jin Jung, K., et al. Oxidative stress induces inactivation of protein phosphatase 2a, promoting proinflammatory nf-κb in aged rat kidney. Free Radic Biol Med. 61, 206-217 (2013).
- Connor, J. R., Menzies, S. L., Martin, S. M. S., Mufson, E. J. Cellular distribution of transferrin, ferritin, and iron in normal and aged human brains. J Neurosci Res. 27 (4), 595-611 (2004).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
