Methodenartikel

Intradermale inoculatie van Mycobacterium avium in het oor van de muis

2.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67675

⸱

3 juli 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Global Infectious Disease Research, Seattle Children's Research Institute, 2Department of Pediatrics, University of Washington School of Medicine, 3Department of Global Health, University of Washington

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol voor het uitvoeren van een lage dosis intradermale inoculatie van Mycobacterium avium in een muizenoor om blootstellingsachtige omstandigheden weer te geven.

Samenvatting

In tegenstelling tot natuurlijke niet-tuberculeuze mycobacteriële (NTM) blootstellingen of infecties waarvan de pathologie is gebaseerd op een langzaam replicerend organisme, kan de aerosolinfectie in een muismodel een verhoogde proliferatie van bacteriegroei in de longen veroorzaken. Chronische aerosol- en systemische infecties kunnen worden behandeld met antimycobacteriële geneesmiddelen, die ook een eerdere blootstelling kunnen weerspiegelen, maar deze procedures zijn langdurig en minder representatief voor natuurlijke blootstellingen. Het doel van dit protocol is om een minder invasief muismodel te ontwikkelen van NTM-blootstellingsachtige omstandigheden die meer translationeel zijn. Hier beschrijven we een methode om preklinische muizen intradermaal uit te dagen via oorweefsel met behulp van Mycobacterium avium (M. avium) om een blootstelling na te bootsen en immuunresponsen op de bacteriën mogelijk te maken zonder duidelijke ziekte. In dit artikel beschrijven we de intradermale oorinjectiemethode en bevestigen we de aanwezigheid van aanhoudende en ingeperkte mycobacteriële infectie, wat verdere mogelijkheden biedt om de immuunresponsen in dit in vivo model te ondervragen.

Inleiding

Niet-tuberculeuze mycobacteriën (NTM) zijn een groeiende lijst van soorten die een subset van pathogene bacteriën bevatten die vaak moeilijk te behandelen zijn 1,2. NTM is te vinden in milieubronnen zoals bodem, water en wateraerosolen 3,4,5. Ondanks gerapporteerde trends die wijzen op stijgende NTM-infecties, worden ze als groep routinematig gerapporteerd in minder dan 20 staten in de VS.6,7. Personen met specifieke comorbiditeiten, waaronder personen met cystische fibrose of personen die immunosuppressiva gebruiken, lopen een verhoogd risico op productieve infectie met pathogene NTM-soorten2. Gezonde personen worden echter verondersteld herhaalde en voortdurende blootstelling aan NTM te hebben via omgevingsbronnen zonder dat dit leidt tot robuuste of chronische infecties. Er zijn aanwijzingen dat blootstelling aan NTM de algehele immuunrespons op mycobacteriële antigenen in vaccinaties8, resultaten na blootstelling aan andere mycobacteriën en diagnostische tests9 kan 'voorconditioneren', maar tot op heden is preklinische modellering van dit soort blootstelling moeilijk geweest.

Chronische longinfecties10 en behandelingen die worden gebruikt voor pathogeenspecifieke onderzoeken naar de werkzaamheid van vaccins, vertegenwoordigen geen relatief onschadelijke blootstelling aan het milieu en de vermoedelijk verschillende resulterende immuunresponsen. Chronische infecties kunnen bijvoorbeeld ernstig beschadigd weefsel en verspreide ziekten veroorzaken10. Er is een recent momentum geweest om deze onderzoekskloof aan te pakken, waaronder een muismodel dat NTM-blootstelling via drinkwater biedt, van het Henao-Tamayo-lab11, waar de immuunrespons op deze blootstelling uitgebreid werd ondervraagd. Latente tuberculose (tbc) is een andere ziektetoestand van mycobacteriële infectie die moeilijk te modelleren is bij preklinische dieren. Het Kaufmann-lab was een pionier op het gebied van intradermale oorinfecties met M. tuberculose bij C57BL/612 - en NOS2-/-13-muizen om latente tbc-infectie en reactivering na te bootsen en om de mechanismen van hypoxische granulomen te karakteriseren. Nemeth et al. maakte gebruik van het ingesloten intradermale oormodel om eerdere blootstelling aan M. tuberculose na te bootsen, waarbij verschillende immuunresponsen werden gekarakteriseerd, om te bepalen hoe dit de latere uitdagingsresultaten beïnvloedde14. Het intradermale oormodel is met succes gerapporteerd met behulp van 104 kolonievormende eenheden (CFU) van M. tuberculosis-stammen H37Rv en Erdman, maar tot op heden is het niet getest met NTM-isolaten.

Het algemene doel van deze methode is om een reproduceerbaar NTM-oorprovocatiemodel op te stellen dat de ziekte beperkt die wordt veroorzaakt door andere provocatieroutes, die verder kunnen worden bestudeerd met betrekking tot de immuunrespons op blootstelling. Blootstelling van gevoelige C57BL/6-muizen aan hoge doses M. avium in drinkwater resulteert in meer infectie-achtige aandoeningen dan blootstellingen11. Daarom is de grondgedachte voor het ontwikkelen van deze techniek eerder succes met het gebruik van M. tuberculosis als een uitdagingsorganisme voor de oordermis met een relatief hogere provocatiedosis 12,13,14. Hier wilden we evalueren of het model met succes kan worden aangepast voor een M. avium-isolaat bij de helft van de eerder gerapporteerde bacterieconcentratie 12,13,14 (102 CFU). We verwachten dat het bevorderen van nieuwe modellen van NTM-blootstelling, en niet infectie, zal helpen bij het beantwoorden van openstaande biologische vragen over deze invloed op de gezondheid en toekomstige infectie-/vaccinatiedynamiek.

Protocol

Vrouwelijke C57BL/6 werden gekocht bij een laboratorium voor het leveren van onderzoeksmodellen op de leeftijd van 6-7 weken. Muizen werden gehuisvest in de dierenfaciliteit van het Seattle Children's Research Institute (SCRI) bioveiligheidsniveau 2 (BSL-2) onder pathogeenvrije omstandigheden en werden behandeld in overeenstemming met experimentele protocollen die waren goedgekeurd door de SCRI Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Alle methoden zijn uitgevoerd in overeenstemming met de relevante richtlijnen en voorschriften met betrekking tot dierenwelzijn. Het instituut opereert onder USDA-certificaat #91-R-0061 en PHS Assurance #A4337-01. De details van de reagentia en apparatuur die in het onderzoek zijn gebruikt, staan vermeld in de materiaaltabel.

1. Voorbereiding van bacteriële voorraden voor inoculatie

  1. Verwijder in een bioveiligheidskast die bevorderlijk is voor bacterieel werk een voorraadflesje Mycobacterium avium (ATCC 25291) uit de opslag van -80 °C en ontdooi bij kamertemperatuur.
    OPMERKING: Voorraadconcentraties van M. avium worden vooraf bepaald, zoals best practice met alle voorraadmaterialen, door seriële verdunningen op 7H10 agarplaten te plateren en kolonievormende eenheden (CFU) te tellen.
  2. Gebruik een naald van 26 G met stompe punt om het voorraadmonster opnieuw te suspenderen door de vloeistof 10x of meer op en neer te bewegen over de spuit van 1,0 ml om een gelijkmatige suspensie te creëren.
  3. Controleer de concentratie van M. avium door 100 μL seriële 1:10 verdunningen van de suspensie op 7H10 agarplaten te plateren. Incubeer de platen gedurende 3 weken bij 37 °C en tel de kolonies om ervoor te zorgen dat de inoculumconcentraties nauwkeurig zijn.
  4. Pas de concentratie van M. avium aan op de voorkeursdosis door het monster te verdunnen met steriel PBS. Bewaar op kamertemperatuur tot gebruik.
    OPMERKING: In dit experiment werd 102 CFU per dosis van 10 μL gebruikt.

2. Voorbereiding en verdoving van dieren

  1. Voordat u anesthesie toedient, moet u een warm oppervlak voorbereiden, zoals een verwarmingskussen, waarop de kooien van geïnoculeerde muizen kunnen worden bewaard in een poging hun lichaamstemperatuur tijdens het herstel te reguleren.
  2. Injecteer ketamine (100 mg/ml) en xylazine (20 mg/ml) cocktail bij muizen via de intraperitoneale route.
  3. Eenmaal verdoofd, knijpt u in de teen om te bevestigen dat muizen voldoende verdoofd zijn voor proceduremanipulaties.
  4. Breng oogglijmiddel bilateraal aan.

3. Inoculatieplatform en materiaalvoorbereiding

  1. Gebruik een schuimbord om een richel te creëren waarop de muis kan worden gestabiliseerd terwijl hij wordt gemanipuleerd.
    NOTITIE: Dubbelzijdig plakband helpt het oor in een vlakke richting op het platform te houden. De huidplak mag niet te sterk zijn om de gezondheid van het oorweefsel te behouden.
  2. Leg een verlicht vergrootglas neer om het platform te bekijken.
  3. Verzamel een steriele Hamilton-spuit en een werkend M. avium-preparaat in de buurt.

4. Inenting van de oordermis

  1. Plaats de muis in rugligging bovenop de richel op een zodanige manier dat het oor op dubbelzijdig plakband kan worden geplaatst.
  2. Gebruik lichte druk om het oor plat op de tape te drukken en zorg ervoor dat het oor niet beweegt.
    OPMERKING: Alcoholdoekjes kunnen voorafgaand aan de injectie op de oren worden gebruikt om kruisbesmetting en infectie met huidcommensalen na infectie te helpen beperken. Dergelijke infecties zijn echter niet waargenomen in pilotstudies zonder het gebruik van alcoholdoekjes.
  3. Zuig 10 μl M. avium-preparaat met 100 CFU op in de steriele Hamilton-spuit.
    OPMERKING: Wervel de M. avium-suspensie voordat u een volume van 10 μl opzuigt om ervoor te zorgen dat het homogeen is.
  4. Houd het platform in de ene hand en de Hamilton-spuit in de andere en zorg ervoor dat de afgeschuinde kant van de naald naar boven wijst (Figuur 1).
  5. Plaats de Hamilton-spuit onder de oordermis met zeer lichte druk. Zorg ervoor dat de naald niet volledig door het dunne oorweefsel gaat.
  6. Zodra de naald op zijn plaats zit, drukt u de zuiger van de spuit in een geleidelijk en langzaam tempo in.
  7. Let op de kleur van het oor tijdens toediening.
    OPMERKING: Succesvolle toediening zal verschijnen als een ondoorzichtige verhoging op de injectieplaats, als een bel.
  8. Zodra de dosering volledig is toegediend, controleert u het oor en de tape van de muis op tekenen van lekkage.
    OPMERKING: Als er toch lekkage optreedt, kan een geschatte verloren dosis aan het andere oor worden toegediend. Het dier moet ten minste worden gemerkt en geregistreerd als een dier dat mogelijk een dosis onder de streefwaarde heeft gekregen.
  9. Wanneer de dosering is gelukt, zorg er dan voor dat de muis terug in zijn thuiskooi wordt geplaatst om te worden blootgesteld aan het warme oppervlak terwijl hij wordt gecontroleerd totdat hij met succes uit de anesthesie is ontwaakt.

5. Evaluatie van de bacteriële belasting

  1. Euthanaseer dieren volgens de door de Institutional Animal Care and Use Committee goedgekeurde protocollen.
    1. Hier wordt euthanasie voltooid met minimaal twee methoden per offer. Voor deze procedure zijn de twee gekozen methoden het gebruik van CO2 -verstikking en cervicale dislocatie.
    2. Verleng eerst een buis om CO2 -gas in de thuiskooi van de muizen te pompen en dien het gas toe totdat er geen tekenen van beweging meer zijn van de muizen. Zorg ervoor dat u een kooi gebruikt waarin het gas niet kan weglekken.
    3. Ontwricht vervolgens de halswervels door middel van handmatige manipulatie.
  2. Ontleed de oren van M. avium uitgedaagde dieren vier weken na blootstelling (28 dagen, overeenkomend met eerdere studies12). Ontleed de oren van 2 muizen met behulp van steriel gereedschap. Steek de oren in conische buisjes met CFU-buffer (PBS + 0,05% Tween80) en gebruik een weefselhomogenisator om te homogeniseren totdat een uniforme suspensie is gevormd. Onbetwiste oren worden ook verwerkt en als controles gediend.
    OPMERKING: Alle tijdstippen en organen van belang na blootstelling kunnen worden gebruikt. Voor dit experiment werden ook de longen, milt, drainerende lymfeklieren en hersenorganen verzameld.
  3. Voeg 100 μL homogenaat toe aan 700 μL CFU-buffer in een deep well-blok als een 1/8-voudige verdunning. Herhaal dit over het blok zodat er minimaal 5 seriële verdunningen worden gegenereerd. Voeg 50-100 μL zuivere homogenaat- of seriële verdunningen (verdunningen 0 tot en met 5 hier gebruikt) toe aan 7H10 agar tri-platen, verdeel gelijkmatig met behulp van T-spreaders en incubeer bij 37 °C met 5% CO2 gedurende 2-3 weken.
  4. Tel de kolonievormende eenheden (CFU) en zet ze om in log10 voor analysedoeleinden in spreadsheetsoftware.

Resultaten

We hebben het hierboven beschreven protocol gebruikt om te bepalen of een reproduceerbaar NTM-provocatiemodel met de oordermis als infectie- of blootstellingsroute kon worden vastgesteld. Oren werden verzameld van twee dieren op een tijdstip van 28 dagen na de uitdaging, gehomogeniseerd en geplateerd zoals beschreven op de mycobacterie-selectieve 7H10-media. We zagen dat M. avium tot 28 dagen aanhield in oren die intradermaal werden uitgedaagd en een afwezigheid van M. avium in het niet-betwiste oor (Figuur 2).

Hoewel we 28 dagen na infectie geen verspreiding naar het onbetwiste oor hebben waargenomen, hebben anderen die dit oordermismodel gebruiken voor latente tbc-modellering verspreiding naar andere distale orgaanlocaties waargenomen14. We veronderstelden dat een lagere dosis provocatie en het gebruik van M. avium-isolaat de verspreiding naar latere tijdstippen kan verminderen, wat een betere weerspiegeling is van blootstelling versus chronische infectie. Daarom werd euthanasie uitgevoerd op cohorten van n=5 M. avium uitgedaagde muizen 28, 56, 90 en 132 dagen na infectie. De volgende organen werden gehomogeniseerd met hetzelfde protocol als beschreven voor de oorweefsels: long, milt, drainerende lymfeklier (DLN) en hersenen. Deze provocatieroute resulteerde in een sporadische verspreiding in de tijd, waarbij minder dan de helft van de dieren telbare CFU vertoonde in geteste organen 56 of 90 dagen na infectie (Tabel 1). Tegen 132 dagen na de provocatie hadden alle muizen detecteerbare M. avium in hun milt (n = 5/5 geëvalueerde dieren), maar leken op dit tijdstip minimale (n = 1/5 in DLN) of geen (n = 0/5 in longen of hersenen) bacteriën in andere organen te herbergen (Tabel 1).

figure-results-1
Figuur 1: Oriëntatie van een naald met de afgeschuinde kant naar boven. Voorafgaand aan het inbrengen van de naald moet de afgeschuinde zijde naar boven wijzen om het inoculum correct toe te dienen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Kolonisatie van oorweefsel door M. avium 28 dagen na provocatie. Vrouwelijke C57BL/6-muizen werden in het oor uitgedaagd met 102 CFU van Mycobacterium avium. Het uitgedaagde oor (+) werd vergeleken met het niet-uitgedaagde oor (-) na 28 dagen, n=2 individuele dieren uit een enkel experiment getoond, waarbij elk dier een andere kleur en symbool had. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Tijd (dag)Orgel Log10 KVE
LongMiltDLNHersenen
283.08, ND, ND, ND, ND2.81, ND, ND, ND, NDND, ND, ND, ND, ND0,78, 0,90, ND, ND, ND
562.30, ND, ND, ND, ND1.53, 3.43, ND, ND, ND2.78, ND, ND, ND, ND1.20, ND, ND, ND, ND
90ND, ND, ND, ND, ND0,60, 3,35, 3,26, ND, NDND, ND, ND, ND, ND0,60, ND, ND, ND, ND
132ND, ND, ND, ND, ND4.03, 3.58, 3.58, 4.03, 3.692.41, ND, ND, ND, NDND, ND, ND, ND, ND
DLN = drainerende lymfeklier, ND = niet gedetecteerd

Tabel 1: Verspreiding van M. avium uit het oor in de loop van de tijd na provocatie. Longen, milt, drainerende lymfeklier (DLN) en hersenen werden geoogst van n=5 muizen per tijdstip na de uitdaging. Gehomogeniseerde weefsels werden geplateerd en beoordeeld op bacteriegroei. Orgaan-CFU gepresenteerd als log10-getransformeerde waarden waarbij bacteriën werden geteld en niet gedetecteerd (ND) waarbij geen CFU werd waargenomen bij welke concentratie dan ook. Tijdverloopgegevens die representatief zijn voor één experiment.

Discussie

Hier hebben we gedemonstreerd hoe muizen reproduceerbaar kunnen worden uitgedaagd met mycobacteriën in een ingesloten intradermaal oormodel. Het is van vitaal belang om bij het uitvoeren van deze procedure de steriliteitsvoorzorgsmaatregelen in acht te nemen en prikaccidenten te voorkomen. Bij deze inoculatiemethode is het van cruciaal belang om een goed opstellingsstation en goede verlichting te hebben om ervoor te zorgen dat de dermisruimte wordt gericht en niet volledig door het oor wordt doorboord. Mocht dat gebeuren, afhankelijk van het onderzoek, kan er een tweede poging in het andere oor worden gedaan. Onbehandelde oren binnen dezelfde muis kunnen ook worden gebruikt als bediening per muis. Deze methode moet toegankelijk zijn voor onderzoekers met een minimale behoefte aan apparatuur of tijd. Het besteden van muizen en tijd aan training helpt bij het slagingspercentage van het protocol bij inoculatie. De meest voorkomende fouten bij deze techniek zijn het niet betreden van de intradermale ruimte met de spuit (en het doorboren van het oor) of het te snel indrukken van de spuit, waardoor een inconsistente toediening of het wegglijden van de naald uit de intradermale ruimte ontstaat. Goede verlichting en vergroting kunnen helpen bij de juiste positionering van de naald voor inoculatie.

We maken gebruik van de methodologie voor 'exposure-achtige' omstandigheden van NTM. Het overgrote deel van M. avium bevindt zich in het oor of de DLN. Een beperking van deze methodologie is echter dat verspreiding naar systemische organen, namelijk de milt, werd waargenomen bij alle dieren die 132 dagen na de provocatie werden geëvalueerd. Er kan een drempel voor bacteriële inoculatie zijn die de hoeveelheid of frequentie van verspreiding zou kunnen verminderen, wat zou kunnen worden bereikt met een titratieonderzoek. Deze procedure is geschikt voor het wijzigen van zowel het organisme, bijvoorbeeld andere NTM-soorten, als de toegediende dosis, afhankelijk van de onderzoeksvraag.

Menselijk gedrag (gebrek aan geschikte drinkwaterbehandeling, vervuiling, roken), verhoogd aantal mensen met een verslechterende gezondheid als gevolg van de leeftijd van15 jaar en andere comorbiditeiten, gebrek aan geschikte diagnostische tests en klimaatverandering16 kunnen een rol spelen bij de stijgende percentages NTM-infecties, en deze trend zal waarschijnlijk toenemen in de nabije toekomst. We stellen voor dat modellen zoals toediening van slijmvliezen via drinkwater11 of intradermale oorontstekingen met NTM bij muizen de mogelijkheid bieden om te bepalen welke invloed deze stijgende blootstelling zal hebben op de daaropvolgende vaccinatie en de werkzaamheid van het vaccin. Hoewel we deze methodologie van een ingesloten oormodel hebben aangepast voor M. avium, stellen we voor dat het met succes kan worden gebruikt voor andere NTM-soorten als belichtingstechniek.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat ze geen belangenconflicten hebben.

Dankbetuigingen

De auteurs spreken hun dankbaarheid uit aan het toegewijde vivariumpersoneel voor hun uitzonderlijke zorg voor de dieren tijdens dit onderzoek. De auteurs willen ook het Henao-Tamayo Lab van de Colorado State University bedanken voor het delen van de M. avium-stam die in deze studie is gebruikt. De auteurs willen de leden van de laboratoria Aderem en Urdahl van het Seattle Children's Research Institute bedanken voor hun training in de oorspronkelijke methodologie. Dit project is geheel of gedeeltelijk gefinancierd met federale fondsen van het National Institute of Allergy and Infectious Diseases, National Institutes of Health, Department of Health and Human Services, onder contract nr. 75N93021C00029 (aan RNC) en subsidies R01AI125160 en R01AI183642 (aan RNC en SLB).

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.05% Tween80SigmaP6224
1mL spuitFisher15-823-434
7H10 agar triplatesMoltox21-40S234
26G stompe naaldFisherNC0981254
BioveiligheidskastNuaireNU-543-400
CO2 incubatorFisher Scientific15-103-0513
Dubbelzijdig plakbandScotch3136
Hamilton 701N microliter spuitFisher14-824-16
Hard tissue omni tipsFisher15-340-102
VerwarmingskussenKent ScientificHTP-1500
Insuline naaldFisherNC1551333
KetaminePatterson Veterinary07-890-8598
Verlichte vergrootglasBrightechB07MMZ27QK
PBSThermoFisher10010072
Weefsel homogenisatorOmniTH115
Weefsel homogenisator standaardOmniS1000
XylazinePatterson Veterinary07-808-1947

Referenties

  1. Abdelaal, H. F. M., et al. Mycobacterium abscessus: It's Complex. Microorganisms. 10 (7), (2022).
  2. Baldwin, S. L., et al. The complexities and challenges of preventing and treating nontuberculous mycobacterial diseases. PLoS Negl Trop Dis. 13 (2), p. e0007083(2019).
  3. Falkinham, J. O. 3rd Environmental sources of nontuberculous mycobacteria. Clin Chest Med. 36 (1), 35-41 (2015).
  4. Honda, J. R. Environmental sources and transmission of nontuberculous mycobacteria. Clin Chest Med. 44 (4), 661-674 (2023).
  5. Pfaller, S., et al. Occurrence revisited: Mycobacterium avium and Mycobacterium intracellulare in potable water in the USA. Appl Microbiol Biotechnol. 106 (7), 2715-2727 (2022).
  6. Mercaldo, R. A., et al. Environmental risk of nontuberculous mycobacterial infection: Strategies for advancing methodology. Tuberculosis (Edinb). 139, 102305(2023).
  7. Marshall, J. E., et al. Nontuberculous mycobacteria testing and culture positivity in the United States. BMC Infect Dis. 24 (1), 288(2024).
  8. Ghasemi, F., et al. Effects of non-tuberculous mycobacteria on BCG vaccine efficacy: A narrative review. J Clin Tuberc Other Mycobact Dis. 36, 00451(2024).
  9. Njagi, L. N., et al. Attenuated tuberculin skin test responses associated with Mycobacterium intracellulare sputum colonization in an adolescent TB prevalence survey in Western Kenya. Tuberculosis (Edinb). 147, 102514(2024).
  10. Larsen, S. E., et al. Subunit vaccine protects against a clinical isolate of Mycobacterium avium in wild type and immunocompromised mouse models. Scientific Reports. 11 (1), 9040-9040 (2021).
  11. Dutt, T. S., et al. Mucosal exposure to non-tuberculous mycobacteria elicits B cell-mediated immunity against pulmonary tuberculosis. Cell Rep. 41 (11), 111783(2022).
  12. Kupz, A., et al. A Mouse Model of Latent Tuberculosis Infection to Study Intervention Strategies to Prevent Reactivation. PLoS One. 11 (7), e0158849(2016).
  13. Reece, S. T., et al. Serine protease activity contributes to control of Mycobacterium tuberculosis in hypoxic lung granulomas in mice. J Clin Invest. 120 (9), 3365-3376 (2010).
  14. Nemeth, J., et al. Contained Mycobacterium tuberculosis infection induces concomitant and heterologous protection. PLoS Pathogens. 16 (7), e1008655(2020).
  15. Jarchow-MacDonald, A., et al. Changing Incidence and Characteristics of Nontuberculous Mycobacterial Infections in Scotland and Comparison With Mycobacterium tuberculosis Complex Incidence (2011 to 2019). Open Forum Infect Dis. 10 (1), ofac665(2023).
  16. Thomson, R. M., et al. Influence of climate variables on the rising incidence of nontuberculous mycobacterial (NTM) infections in Queensland, Australia 2001-2016. Sci Total Environ. 740, 139796(2020).

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Muisorenmodelniet-tuberculose mycobacteriëninjectiemethode in het ooranalyse van de immuunresponsseriële verdunningsplatingweefselhomogenisatiecolony-forming unitschronische mycobacteriële infectie
Intradermale inoculatie van Mycobacterium avium in het oor van de muis
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.