Methodenartikel

Ruimtelijk compacte opstelling van larvale zebravissecties voor ruimtelijke transcriptomische analyse

DOI:

10.3791/67683

⸱

16 mei 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Dartmouth Hitchcock Medical Center, 2Dartmouth Cancer Center, 3Dartmouth College, Geisel School of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier presenteren we een methode voor het uitlijnen en cryosectieren van meerdere zebravislarvenmonsters (Danio rerio) en het verzamelen ervan op een enkel glaasje voor ruimtelijke transcriptomische analyse.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ruimtelijke transcriptomische technieken zijn een geavanceerd hulpmiddel in biomedisch onderzoek om ruimtelijk geregistreerde genexpressiepatronen te visualiseren. Beeldvorming en analyse van meerdere monsters met ruimtelijke beeldvormingsplatforms kan kostbaar zijn. Het uitvoeren van deze tests onder meerdere experimentele omstandigheden, zoals te zien is in ontwikkelingsstudies, verhoogt de kosten verder. Om de kosten te drukken, probeerde deze studie de technieken en strategieën van ruimtelijke transcriptomische specimenrangschikking voor ontwikkelingsstudies te optimaliseren. Hier maakte de studie gebruik van zebravissen, een gerenommeerd ontwikkelingsmodel van gewervelde dieren dat transparant is tijdens de ontwikkeling, ~70% genetische homologie met mensen hebben en een sterk geannoteerd genoom dat ideaal is voor transcriptomische analyse. Vanwege hun kleine formaat maakt het ontwikkelen van zebravissen het ook mogelijk om seriële secties compact over verschillende biologische replicaten te plaatsen. Hierin rapporteren we geoptimaliseerde fixatie, cryosectie en betrouwbare uitlijning van meerdere vismonsters binnen het beeldvormingsgebied van een multiplex in situ hybridisatie ruimtelijk beeldvormingsplatform. Met deze methode kunnen zebravissen vanaf 15 dagen na de bevruchting (dpf) uit ten minste 4 verschillende mallen en maximaal 174 secties met succes worden gecryosectied, verzameld binnen het beeldvormingsgebied van 22 mm 10,5 mm (voor een in situ ruimtelijke transcriptomische dia) en tegelijkertijd worden verwerkt. Op basis van de kwaliteit van de sectie, de uitlijning van de steekproef en de steekproefomvang per dia, optimaliseert deze methode in zebravissen de output en de kosten per steekproef van ruimtelijke transcriptomische technieken.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Beoordeling van ruimtelijk verschillende expressiepatronen in weefsel blijft van cruciaal belang voor ons begrip van genomische invloeden in ontwikkeling, kanker en ziekte 1,2,3. Ruimtelijke transcriptomics combineert gemultiplexte expressietechnieken met de ruimtelijke registratie van expressie in weefsels. "Spatial transcriptomics" werd voor het eerst bedacht door Ståhl en collega's4, waarbij opgezette kankermonsters werden onderzocht met behulp van in situ sequencing van de volgende generatie. Sinds die tijd wordt "spatial transcriptomics" gebruikt als een verzamelnaam voor high throughput expressiestudies in combinatie met ruimtelijke registratie. Hoewel dit krachtige tools zijn, zijn het ook dure ondernemingen die vaak grote institutionele investeringen en laboratoriumkosten vergen voordat gegevens kunnen worden gegenereerd5. Er is veel vraag naar strategieën om de kosten te minimaliseren en tegelijkertijd gegevens van hoge kwaliteit te behouden.

Zebravissen, Danio rerio, zijn een belangrijk modelsysteem geworden voor het bestuderen van ontwikkelingsbiologie en bieden een middel om analyses van het hele orgaan (en organisme) van gewervelde dieren in een beperkte ruimte te vermenigvuldigen. Zebravissen zijn klein (4-6 mm als larven en 2-3 cm als volwassenen) en kunnen honderden doorzichtige eieren tegelijk leggen6. Zebravisembryo's worden uitwendig bevrucht en ontwikkelen zich snel, waardoor onderzoekers transgenen in een vroeg stadium van ontwikkeling kunnen introduceren om gemakkelijk gain- en loss-of-function-allelen te genereren7. Het plaatsen van meerdere samples op een enkele dia is een aantrekkelijke strategie om de kosten te verlagen. Hun hoge vruchtbaarheid en kleine formaat maken zebravissen een ideale kandidaat voor het multiplexen van ruimtelijke transcriptomische testen die beperkte ruimte hebben voor specimens8.

Het cryosectieren van zebravislarven is een uitdagende techniek. Veel ruimtelijke transcriptomische platforms zijn niet geoptimaliseerd voor paraffinesecties van zebravissen en vereisen cryosecties bij het werken met zebravissen als modelorganisme om de weefselstructuur te behouden en RNA-transcripten te behouden. Bovendien maakt het kleine formaat van zebravissen het moeilijk om cryosecties van hoge kwaliteit te verkrijgen en meerdere monsters effectief te analyseren. Deze taak wordt moeilijker bij het werken met zebravislarven die kleiner en kwetsbaarder zijn dan hun volwassen tegenhangers. Om deze uitdagingen het hoofd te bieden, beschrijven we een methode die op betrouwbare wijze meerdere monsters uitlijnt en het beeldvormingsgebied van ruimtelijke beeldvormingsplatforms efficiënt gebruikt om veel hoogwaardige secties op een enkele dia te verkrijgen die vervolgens kunnen worden afgebeeld en geanalyseerd door ruimtelijke beeldvormingsplatforms (Figuur 1). In dit geval wordt deze methode toegepast op een ruimtelijk transcriptomisch beeldvormingsplatform.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol volgt de richtlijnen van de institutionele commissie voor dierenverzorging en -gebruik van Dartmouth College.

1. Cryostaat voorbereiden

  1. Koel de cryostaat af tot -22 °C en reinig de binnenoppervlakken van de cryostaat door vuil in de opvangbak te borstelen. Plaats alle benodigde borstels en gereedschappen in de kamer.

2. Voorbereiding van de wegwerpbasisvorm

  1. Bereid een basismal (37 mm, 24 mm, 5 mm plastic wegwerpmal) voor op het uitlijnen van het monster door een rechte lijn over de binnenkant van een basismal te trekken met een permanente marker om te gebruiken als referentiepunt voor het uitlijnen van het monster. Plaats een stuk laboratoriumtape aan de binnenkant van de basismal waar de rechte lijn moet zijn voordat u een lijn trekt voor het beste resultaat (Figuur 2A).
  2. Teken een stip aan de binnenkant van de basismal in de buurt van de linker- of rechterwand om de juiste oriëntatie van het monster tijdens cryosectie te garanderen (Figuur 2B).
  3. Meet de gewenste snijhoek met een gradenboog en markeer dit aan de binnenkant van de basismal voor elk monster (Figuur 2C).
  4. Breng een ondiepe laag vriesmiddel (optische coherentietomografie [OCT]) aan op de voorbereide basisvorm. Zorg ervoor dat er net genoeg vriesmedium is om de monsters te bedekken.
    1. Vermijd luchtbellen bij het aanbrengen van het vriesmedium door het mondstuk van de mediumfles te primen en de benodigde hoeveelheid medium toe te voegen aan een hoek van de basisvorm voordat u het horizontale vlak van de basisvorm verschuift zodat het medium gelijkmatig over het hele oppervlak wordt verdeeld.
    2. Knijp langzaam in de fles bij het doseren van het vriesmedium.
  5. Voeg ijs toe aan een bekerglas van 1 liter, plaats de basisvorm met vriesmedium in het ijsbad en incubeer minimaal 10 minuten om het medium af te koelen.

3. Droogijs voorbereiden: 100% ethanolbad

  1. Bereid een droogijs- en 100% ethanolbad voor in een zuurkast door een deel 100% ethanol toe te voegen aan een deel droogijs in een ijsemmer.
  2. Gebruik een aluminium wegwerpschaal of vouw aluminiumfolie in een boot die groot genoeg is om in een wegwerpbasisvorm te passen. Zorg ervoor dat de schaal of boot groot genoeg is om de basisvorm helemaal plat te leggen.
  3. Plaats de schotel of boot in het bad en dek de emmer af. Wacht 5-10 minuten tot de emmer is afgekoeld voordat u de monsters invriest.

4. Euthanasie van monsters

  1. Selecteer willekeurig zebravissen om in secties te snijden. Als steekproeven in grootte variëren, verdeel ze dan in groepen op relatieve grootte om nauwkeurige uitlijning te vergemakkelijken (zie discussie voor details). Leg grotere vissen en kleinere vissen in aparte schaaltjes.
  2. Vul een bekerglas met water uit het vissysteem en plaats het bekerglas in een ijsemmer. Omring het bekerglas met ijs.
  3. Houd de temperatuur van het water in de gaten met een thermometer. Laat de temperatuur stabiliseren tussen 2-4 °C.
  4. Gebruik een net of zeef om een groep vissen in het water van 4 °C te zetten. Vissen moeten volledig worden ondergedompeld in water en mogen niet in contact komen met ijs. Zodra de operculaire beweging is gestopt, voegt u ijs toe aan het water om ervoor te zorgen dat het onder de 4 °C blijft. Laat de vis 10 minuten in water van 4 °C liggen.
    OPMERKING: Ga door met het inbedden, uitlijnen en flitsvriezen van elke groep geëuthanaseerde monsters voordat u de volgende groep euthanaseert. Vervang het water elke keer.

5. Inbedding en uitlijning

  1. Verzamel de geëuthanaseerde vissen nadat ze 10 minuten in water van 4 °C zijn ondergedompeld. Haal de vissen met een tang met een fijne punt uit het water door ze bij de staartvin vast te pakken en droog ze af door ze voorzichtig tegen een absorberend, pluisvrij doekje te drukken.
    OPMERKING: Voor secties van hoge kwaliteit is het van cruciaal belang om de tijd tussen het verwijderen van vis uit het water van 4 °C en het snel invriezen te beperken
  2. Werk met de voorbereide basisvorm in een ijsbad onder een stereomicroscoop (10x vergroting), plaats elk monster in de basisvorm langs de referentiepunten in de juiste richting en bedek de monsters voorzichtig met nog een dunne laag vriesmedium.
    OPMERKING: Vul niet de hele vorm met vriesmedium. Gebruik in plaats daarvan slechts een dunne laag, net genoeg om alle monsters te bedekken.
  3. Gebruik een anatomisch referentiepunt om de vis precies uit te lijnen met de lijnen die aan de binnenkant van de basisvorm zijn gemarkeerd. Gebruik een tang met fijne punt om de oriëntatie van elke vis aan te passen, zodat ze uitgelijnd zijn en in dezelfde richting staan. Vermijd het creëren van luchtbellen in het vriesmedium door langzaam te bewegen.
  4. Breng een stuk droogijs aan op de bodem van de basisvorm onder de monsters totdat ze plaatselijk op hun plaats zijn ingevroren. Houd het horizontale vlak van de basismal waterpas om te voorkomen dat de monsters van hun referentiepunten verschuiven voordat ze met droogijs op hun plaats bevriezen.
  5. Plaats de basisvorm met de monsters op de aluminium boot of schaal in het droogijs: 100% ethanol bad. Zorg ervoor dat de boot aan het oppervlak van het bad drijft en dat de basisvorm droog blijft. Dek het bad af en laat de monsters 10 minuten drijven.
  6. Wikkel de bevroren bodemvorm in folie en bewaar in de vriezer van -80 °C tot hij klaar is om te snijden. Herhaal stap 4.2-5.6 voor de overige groepen.

6. Cryosectie

  1. Breng bevroren basisvormen naar de voorgekoelde cryostaat voor cryosectie en plaats ze in de cryostaatkamer. Vervoer bevroren blokken in een doos met droogijs om ontdooien te voorkomen.
  2. Haal het in situ ruimtelijke beeldplaatje uit de opslag en plaats het in een voorgekoelde objectglaasjehouder. Bewaar de objectglaasjeshouder met ruimtelijke beeldvormingsobjectglaasje in de cryostaatkamer van -22 °C totdat u klaar bent om secties uit het interessegebied te verzamelen.
  3. Haal de bevroren monsters uit de basisvorm en vries ze vervolgens in een klauwplaat met een vers vriesmedium in. Vries ze in op de boorkop zodat het snijvlak naar het zaagblad wijst.
  4. Plaats een vers, fijn microtoommes in de cryostaat.
  5. Lijn de mal uit met het mes en snijd het interessegebied bij (aanbevolen snijdikte 20-50 μm). Zorg ervoor dat de markeringen die in de mal zijn gemaakt, worden overgebracht naar het bevroren monsterblok om de locatie in de monsters te helpen identificeren.
  6. Pas de mal tijdens de trimfase zo aan dat het snijoppervlak evenwijdig is aan de referentiemarkeringen in het vriesmedium.
  7. Verzamel secties op een standaard positief geladen microscoopglaasje en controleer ze met helderveld om te bevestigen wanneer bijsnijden niet langer nodig is.
  8. Verwijder het objectglaasje voor ruimtelijke beeldvorming uit de cryostaatkamer en plaats het in een ijsbad van 4 °C. Houd de schuif in de diahouder. Zorg ervoor dat de glijbaan niet nat wordt.
  9. Begin met cryosecties (aanbevolen 10-14 μm; Figuur 3) en verzamel secties op positief geladen dia's totdat het interessegebied in de monsters is bereikt. Controleer secties op brightfield om te bevestigen dat het interessegebied het volgende deel uit de mal zal zijn.
  10. Breng het eencellige ruimtelijke beeldplaatje terug naar de cryostaatkamer. Verwijder de dia uit de diahouder en verzamel secties uit het exacte interessegebied op de dia met ruimtelijke beeldvorming rij voor rij met behulp van een penseel met fijne punt om te voorkomen dat secties oprollen.
    1. Druk met de achterkant van het penseel een hoek van het lege, bevriezende medium in de mesfase, zodat het gedeelte vlak blijft wanneer u de dia vastpakt om te verzamelen.
    2. Gebruik de bovenkant van de slede als draaipunt, laat de slede langzaam op de sectie zakken en laat de secties 3 s aan de slede hechten voordat u de dia van de mestafel tilt.
    3. Werk van links naar rechts bij het verzamelen van secties in het beeldgebied van de objectglaasje en overlap waar mogelijk lagen leeg, bevriezend medium.
    4. Gebruik gekleurde papierranden als referentie om secties binnen het beeldgebied van de dia te plaatsen als weefsel moeilijk te zien is.
  11. Nadat u secties uit het interessegebied hebt verzameld, plaatst u de dia terug in de diahouder. Als er geen monsters meer op het ruimtelijke beeldplaatje hoeven te worden verzameld, bewaar het objectglaasje dan maximaal 2 weken bij -80 °C totdat het klaar is voor instrumentanalyse met het in situ ruimtelijke beeldvormingsplatform. Als er secties uit meerdere mallen moeten worden verzameld, plaatst u de ruimtelijke beeldvormingsdia terug in het ijsbad van 4 °C en herhaalt u de stappen 6.3-6.11 met de volgende mal.
  12. Verzamel secties voor en na secties van interessegebied van elke mal op een standaard positief geladen microscoopglaasje voor hematoxyline- en eosine (HE)-kleuring om te controleren of de uitlijning van het monster en de kwaliteit van de secties voldoende zijn voordat u verder gaat met de analyse.

7. Fixeren van het monster

  1. Verwijder de referentieglaasjes uit de cryostaat en laat ze 30 minuten aan de lucht drogen bij RT om de secties aan de objectglaasjes te hechten.
  2. Fixeer secties door ze gedurende 20 minuten in een diabak met 4% paraformaldehyde (tabel 1) te plaatsen.
  3. Was secties door ze 3 minuten in een glijbak met gedestilleerd water te plaatsen.
  4. Ga door met HE kleuring of droog en bewaar objectglaasjes bij -80 °C voor toekomstige vlekken.

8. HE kleuring van de secties

  1. Droog en reinig de secties door de dia's 2 minuten in 100% ethanol, 2 minuten in 95% (tabel 2) ethanol en vervolgens 1 minuut kraanwater te gieten. Gebruik een kleurrek voor microscoopglaasjes om objectglaasjes van bad naar bad over te brengen.
  2. Kleur de kernen en differentieer door de objectglaasjes gedurende 2 minuten en 45 s in hematoxyline te incuberen, 1 minuut kraanwater, 1 minuut 0,3% aangezuurde alcohol (tabel 3) en vervolgens 1 minuut kraanwater te laten lopen. Gebruik een kleurrek voor microscoopglaasjes om objectglaasjes van bad naar bad over te brengen.
  3. Kleur de cytoplasmatische componenten en dehydrateer door de objectglaasjes in Eosine Y 1% gedurende 45 s, 50% ethanol (Tabel 4) gedurende 1 minuut, 95% ethanol gedurende 1 minuut en 100% ethanol gedurende 1 minuut te incuberen. Gebruik een kleurrek voor microscoopglaasjes om objectglaasjes van bad naar bad over te brengen.
  4. Wis de secties door dia's gedurende 1 minuut in xyleen te incuberen. Monteer en bedek de dia's door met een transferpipet een druppel montagemedium op het bovenste derde deel van de dia aan te brengen en langzaam een dekslip met een tang op het montagemedium te laten zakken.

9. Ruimtelijke transcriptomische beeldvorming en analyse van de secties

  1. Verwijder de beeldvormingsglaasjes uit de opslag van -80 °C en beeld met een in situ ruimtelijk beeldvormingsplatform voor ruimtelijke transcriptomische analyse.
    OPMERKING: De exacte stappen die betrokken zijn bij beeldvorming worden bepaald door het ruimtelijke beeldvormingsplatform.
  2. Bekijk de kwaliteitscontrolemetrieken van het ruimtelijke transcriptomische platform. Belangrijke statistieken om te controleren zijn het aantal gedetecteerde cellen, mediane transcripten per cel, nucleaire transcripten per 100 μm2 en het totale aantal gedecodeerde transcripten van hoge kwaliteit van elk gen in de sondeset.
    OPMERKING: Deze kwaliteitscontrolemetrieken hebben geen universele drempels en de verwachtingen voor deze drempels zullen variëren afhankelijk van het monster en het genenpanel dat wordt gebruikt.
  3. Lees de gegevensuitvoer van detecteerbare RNA-transcripten, bepaal welke transcripten van lage kwaliteit zijn op basis van de kwaliteitscontrolestatistieken van het experiment en filter transcripten van lage kwaliteit uit. Analyseer de resterende transcripties van hoge kwaliteit in relatie tot hun ruimtelijke rangschikking binnen de sectie.
  4. Bekijk de cellulaire segmentatie van de secties en clustercellen op basis van experimentele interesses. Vergelijk de RNA-transcripten binnen celclusters van het interessegebied tussen groepen zebravissen van verschillende leeftijden op hetzelfde glaasje.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In deze methode (Figuur 1) wordt zebravis gebruikt als diermodel om te onderzoeken of er ruimtelijk opgeloste genexpressiepatronen zijn. Het efficiënt cryosectieren van larvale zebravissen voor ruimtelijke beeldvorming is een uitdaging. Secties moeten van hoge kwaliteit zijn om de weefselstructuur en detecteerbare genen te behouden (Figuur 4). Secties die meerdere monsters bevatten voor ruimtelijk efficiënte beeldvorming moeten ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit rapport biedt gedetailleerde oplossingen voor veel van de technische uitdagingen die gepaard gaan met zebravissen als modelorganisme in ruimtelijke transcriptomische analyse tijdens de ontwikkeling. Bij het aanpakken van deze uitdagingen optimaliseert onze compacte monsteropstelling de kosten op de opkomende ruimtelijke transcriptomische platforms1. Het cryosectieren van larvale zebravissen voor ruimtelijke beeldvorming is een uitdaging. Secties moeten voldoen...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen onthullingen of belangenconflicten met betrekking tot dit rapport.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Secties en beeldvorming werden uitgevoerd met instrumenten die werden geleverd door gedeelde bronnen in het Dartmouth Cancer Center, gefinancierd door NCI Cancer Center Support Grant 5P30CA023108, en het Center for Quantitative Biology aan het Dartmouth College (NIGMS COBRE).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1 L BeakerPyrex1003
200 proof pure ethanolKoptecV1001
Acetic acid, glacialVWR0714verzuurde alcohol
Aluminum foil
Cover slipsEpredia24X50-1.5-001G
Disposable base moldFisher HealthCare22-363-556
Distilled water
DPX mountantSigma-Aldrich06522mountant voor histologie
Dry ice pellets
Dumont #5SF ForcepsFine Science Tools11252-00
Eosin-Y AlcoholicEpredia71204Eosin Y 1%
Gill 1 HematoxylinEpredia72411Hematoxyline
KimwipeKimberly-Clark Professional34120absorberend, pluisvrij doekje
Lab labelling tapeVWR89097-934
Microtome blade MX35 UltraEpredia3053835
Microtome CryostatThermo ScientificMicrome HM 525
O.C.T. CompoundFisher HealthCare23-730-571bevriezingsmiddel
ParaformaldehydeSigma-Aldrich158127PFA
Permanent MarkerVWR52877-886
Protractor
SafeClear Xylene SubstituteFisherbrand68551-16-6Xyleen vervanger
Single Edge BladesAmerican Line66-0407
SteriomicroscopeZeiss4350639000Stemi 305 w/ dubbele spot LED (4355259020) en Stand K lab (4354259010)
Superfrost Plus Micro SlidesVWR48311-703
Transfer pipet
Xenium V1 slide10X/Xenium3000941ruimtelijke transcriptomische beeldvormingsslide
```

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Rao, A., Barkley, D., França, G. S., Yanai, I. Exploring tissue architecture using spatial transcriptomics. Nature. 596 (7871), 211-220 (2021).
  2. Longo, S. K., Guo, M. G., Ji, A. L., Khavari, P. A. Integrating single-cell and spatial transcriptomics to elucidate intercellular tissue dynamics. Nat Rev Genet. 22, 627-644 (2021).
  3. Duhan, L., et al. Single-cell transcriptomics: background, technologies, applications, and challenges. Mol Biol Rep. 51, 600(2024).
  4. Ståhl, P. L., et al. Visualization and analysis of gene expression in tissue sections by spatial transcriptomics. Science. 353 (6294), 78-82 (2016).
  5. Colman, R. E., et al. Whole-genome and targeted sequencing of drug-resistant Mycobacterium tuberculosis on the iSeq100 and MiSeq: A performance, ease-of-use, and cost evaluation. PLOS Med. 16 (4), e1002194(2019).
  6. Marques, I. J., Lupi, E., Mercader, N. Model systems for regeneration: zebrafish. Development. 146 (18), dev167692(2019).
  7. Mohideen, M. P. K., et al. Histology-based screen for zebrafish mutants with abnormal cell differentiation. Dev Dyn. 228 (3), 414-423 (2003).
  8. Copper, J. E., et al. Comparative analysis of fixation and embedding techniques for optimized histological preparation of zebrafish. Comp Biochem Physiol C Toxicol Pharmacol. 208, 38-46 (2018).
  9. Stock, R. J., Labudovich, M., Ducatman, B. Asymptomatic first-trimester liver cell adenoma: diagnosis by fine-needle aspiration cytology with cytochemical and ultrastructural study. Obstet Gynecol. 66 (2), 287-290 (1985).
  10. Petukhov, V., et al. Cell segmentation in imaging-based spatial transcriptomics. Nat Biotechnol. 40 (3), 345-354 (2022).
  11. Meyer, T., Tiburcy, M., Zimmermann, W. H. Cardiac macrotissues-on-a-plate models for phenotypic drug screens. Adv Drug Deliv Rev. 140, 93-100 (2019).
  12. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev Dyn. 203 (3), 253-310 (1995).
  13. Yu, K., Xing, J., Zhang, J., Zhao, R., Zhang, Y., Zhao, L. Effect of multiple cycles of freeze-thawing on the RNA quality of lung cancer tissues. Cell Tissue Bank. 18 (3), 433-440 (2017).
  14. Yang, S., et al. Decontamination of ambient RNA in single-cell RNA-seq with DecontX. Genome Biol. 21 (1), 57(2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Ruimtelijke transcriptomicscryosectie techniekmonsteruitlijningin situ hybridisatieruimtelijk beeldvormingsplatformontwikkelingsstudiesseri le sectiepositief geladen objectglazenhematoxyline eosin kleuring

Gerelateerde artikelen