Methodenartikel

Implantatie van elektro-encefalogram en elektrocardiogram telemetrieapparaten in neonatale konijnenkits

DOI:

10.3791/67740

⸱

28 februari 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, University of Michigan, Ann Arbor, 2Unit for Laboratory Animal Medicine, University of Michigan, Ann Arbor, 3Department of Pharmacology, University of Michigan, Ann Arbor, 4Department of Neurology, University of Michigan, Ann Arbor

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mechanismen van plotselinge onverwachte dood bij epilepsie (SUDEP) worden slecht begrepen en zijn moeilijk te vertalen vanuit de huidige modellen. Transgene konijnen kunnen inzicht bieden in deze mechanismen. We beschrijven een methode voor langdurige, continue elektro-encefalografie en elektrocardiografie-opnames in transgene konijnenkits om ernstige gebeurtenissen die tot de dood kunnen leiden te evalueren.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pathogene varianten in ionkanaalgenen worden in verband gebracht met een hoog percentage plotselinge onverwachte sterfte bij epilepsie (SUDEP). Mechanismen van SUDEP worden slecht begrepen, maar kunnen naast insulten ook autonome disfunctie en hartritmestoornissen met zich meebrengen. Sommige ionkanaalgenen komen tot expressie in zowel de hersenen als het hart, waardoor het risico op SUDEP mogelijk toeneemt bij patiënten met ionkanalopathieën geassocieerd met epilepsie en hartritmestoornissen. Transgene konijnen die epilepsievarianten tot expressie brengen, bieden een heel organisme om de complexe fysiologie van SUDEP te bestuderen. Belangrijk is dat konijnen de menselijke hartfysiologie beter repliceren dan muismodellen. Konijnenmodellen hebben echter aanvullende gezondheids- en anesthesieoverwegingen bij het ondergaan van invasieve monitoringprocedures. We hebben een nieuwe methode ontwikkeld om chirurgisch een telemetrie-apparaat te implanteren voor langdurige gelijktijdige monitoring van elektro-encefalogram (EEG) en elektrocardiogram (ECG) in neonatale konijnenkits. Hier demonstreren we chirurgische methoden om een telemetrieapparaat te implanteren in P14-kits (gewichtsbereik 175-250 g) met gedetailleerde aandacht voor chirurgische benadering, passende anesthesie en monitoring, en postoperatieve zorg, wat resulteert in een laag complicatiepercentage. Deze methode maakt het mogelijk om de neurale en cardiale elektrofysiologie continu te monitoren tijdens kritieke punten in de ontwikkeling van hartritmestoornissen, toevallen en mogelijke SUDEP in konijnenmodellen van genetische of verworven epilepsie.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Plotselinge onverwachte dood bij epilepsie (SUDEP) is een belangrijke doodsoorzaak bij patiënten met epilepsie. Mechanismen van SUDEP worden slecht begrepen, maar omvatten mogelijk autonome disfunctie, apneu en hartritmestoornissen naast aanvallen 1,2,3,4,5,6,7. Patiënten met kanalopathie-gekoppelde genetische epilepsie hebben een van de hoogste percentages SUDEP. SUDEP komt bijvoorbeeld voor bij tot 20% van de patiënten met varianten in het spanningsafhankelijke natriumkanaalgen SCN1A8, het gen dat verantwoordelijk is voor het syndroom van Dravet, een genetische epilepsie die begint in het eerste levensjaar. Veel epilepsie-gekoppelde ionkanaalgenen komen tot expressie in zowel de hersenen als het hart, waarbij laboratorium- en klinische gegevens suggereren dat hartritmestoornissen aanwezig kunnen zijn bij patiënten met kanalopathie-gekoppelde genetische epilepsieën7, 9,10,11,12, waardoor hun risico op SUDEP mogelijk toeneemt als gevolg van een door aanvallen geïnduceerde fatale hartritmestoornis of gelijktijdig optreden van aanvallen en aritmieën. Het evalueren van SUDEP in de laboratoriumomgeving brengt tal van uitdagingen met zich mee. Vanuit cardiaal oogpunt zijn de cardiale actiepotentialen bij muizen heel anders dan bij mensen13, en menselijke iPSC-cardiale myocytmodellen14 kunnen de complexiteit van het hele organisme niet repliceren. Transgene konijnenmodellen van genetische epilepsie bieden een ideaal systeem om SUDEP te bestuderen, aangezien de hartfysiologie van konijnen die van de mens beter repliceert13,15, terwijl het een heel organisme biedt om complexe pathofysiologie te bestuderen. Aangezien SUDEP al tijdens de eerste aanval kan optreden, is het essentieel om deze diermodellen in een vroeg stadium te evalueren om het begin van zowel aanvallen als hartritmestoornissen te begrijpen. Video-opnames tijdens de neonatale periode zijn een uitdaging, omdat konijnenjongen vaak nog in het nest zitten. Continue opname van een elektro-encefalogram (EEG) of elektrocardiogram (ECG) met een traditioneel bedraad systeem is niet mogelijk terwijl de kits bij de dam zijn. Het is onwaarschijnlijk dat intermitterende opname zeldzame, terminale gebeurtenissen vastlegt die verband houden met SUDEP. Daarom zijn we overgestapt op draadloze implanteerbare telemetriemonitoring om langdurige, continue, gelijktijdige EEG- en ECG-registratie in konijnenkits te bieden.

Sleutels tot succes in dit protocol zijn passende verdoving en postoperatieve ondersteuning voor deze kwetsbare dieren. Konijnen lopen een veel hoger risico op dood door verdoving (1,39%-4,8%) in vergelijking met honden en katten (0,17%-0,24%) vanwege unieke anatomische en fysiologische kenmerken16,17. De belangrijkste oorzaken van dit verhoogde anesthesierisico zijn onder meer suboptimaal luchtwegbeheer en acute postoperatieve complicaties. Meerdere factoren dragen bij aan de moeilijkheid van intubatie bij konijnen, waaronder een lange, smalle mond met een brede tong, een scherpe hoek tussen de mond en het strottenhoofd, dorsale verplaatsing van de epiglottis, verhoogde vatbaarheid voor larynxtrauma en verhoogde neiging tot laryngospasme 18,19,20. Na de onmiddellijke anesthesie-episode lopen konijnen het risico een levensbedreigend gastro-intestinaal stasissyndroom te ontwikkelen. Dit is een complex, multifactorieel probleem en er wordt verondersteld dat anesthesie bijdraagt via directe geneesmiddeleffecten die de maagmotiliteit remmen en/of secundaire anorexia postprocedureel om welke reden dan ook (onverlichte pijn, misselijkheid, enz.)21. okt.

De unieke fysiologie van pasgeborenen en zuigelingen van konijnen verergert de uitdagingen die gepaard gaan met anesthesie en chirurgie. Konijnen hebben altriciale jongen geboren met onderontwikkelde mechanismen voor fysiologische homeostase en speciale anatomische overwegingen. Intraveneuze toegang en monitoring zijn moeilijk omdat de meeste commerciële producten niet zijn geoptimaliseerd voor de kleine vasculaire omvang, hoge hartslag in rust en gepigmenteerde huid van Nederlandse gordel- en Nieuw-Zeelandse witte kruiskonijnenkits. Aangezien het hartminuutvolume in wezen afhankelijk is van de hartslag bij pasgeborenen22 en in het algemeen de klaring van het geneesmiddel via de nier- of leverroute afneemt in vergelijking met volwassenen23, zijn overwegingen voor de juiste medicijnkeuze en dosering van cruciaal belang. De primaire doodsoorzaak door verdoving bij konijnen wordt verondersteld secundair te zijn aan ademhalingsdepressie en apneu. Naast de problemen met het beheer van de luchtwegen die al voor alle konijnen zijn besproken, hebben pasgeborenen een verminderde ademhalingsaandrijving bij hypoxemie en hypercapnie, waardoor dit toch al uitdagende aspect van anesthesie riskanter is24.

In dit protocol beschrijven we een succesvolle methode voor EEG- en ECG-telemetrie-implantatie (Figuur 1) in een neonataal konijnenmodel van epilepsie met een hoge chirurgische en anesthesie-overlevingskans. Deze informatie stelt andere onderzoekers in staat om uitdagende neonatale konijnenmodellen aan te pakken om het onderzoek naar epilepsie, hartritmestoornissen en gerelateerde neurologische ontwikkelingsstoornissen vooruit te helpen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Al het beschreven werk is beoordeeld en goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van de Universiteit van Michigan als onderdeel van een goedgekeurd protocol voor het gebruik van dieren en is in overeenstemming met de relevante federale wetten en richtlijnen, waaronder de USDA Animal Welfare Act en het NIH Public Health Service Policy. De Universiteit van Michigan is een AAALACi-geaccrediteerde instelling.

1. Voorbereiding van dieren

  1. Kits voor ruw scheren (leeftijd P14-P19, gewicht >175 g) 1-2 dagen voorafgaand aan de ingreep om de anesthesietijd op de dag van de operatie te minimaliseren met behulp van een tondeuse.
  2. Autoclaaf of gassteriliseer alle chirurgische instrumenten en materialen (indien mogelijk) ter voorbereiding op de procedure.
  3. Induceer anesthesie met ketamine (10 mg/kg IM), buprenorfine HCl (0,01 mg/kg IM) 0,3 mg/ml verdund tot 0,03 mg/ml, en sevofluraan en zuurstof via maskeranesthesie met behulp van een niet-rebreathing-circuit.
  4. Plaats een 26 G 3/4" intraveneuze (IV) katheter in de auriculaire ader (bij voorkeur) of cephalische ader en spoel met gehepariniseerde zoutoplossing 10 eenheden/ml.
  5. Scheer de buik, borst, rug, nek en hoofd zo dicht mogelijk bij de huid met een #40 of #50 mes.
  6. Breng niet-medicinale smerende oogzalf aan om hoornvlieszweren te voorkomen.
  7. Toedienen van pijnstillers (carprofen 4 mg/kg SQ - verdund tot 25 mg/ml) en peri-operatief antibioticum (cefazoline 20 mg/kg IV verdund tot 50 mg/ml). Dien antibiotica elke 90-180 minuten operatietijd opnieuw toe.

2. Chirurgische voorbereiding (Figuur 2)

  1. Breng de verdoofde kit over naar de operatietafel en leg deze in rugligging op een infrarood verwarmingskussen dat wordt bediend via een rectale thermometer.
  2. Plaats de neus en mond in een op maat gemaakt 3D-geprint gezichtsmasker dat met een draaibare connector is aangesloten op een niet-rebreathing-Jackson-Rees-circuit (zak van 0.5 l) en houd sevofluraan-anesthesie aan (1.5%-7% voor effect) met zuurstofstroom van 2 l/min.
  3. Handhaaf de anesthesie met sevofluraan en controleer de diepte van de anesthesie met een pulsoximeter op het oor of de poot en/of een Doppler op de dijbeenslagader of direct op het hart.
  4. Pas de anesthesie tijdens de procedure aan om de hartslag (HR) tussen 180-260, de zuurstofverzadiging >85% en de ademhalingsfrequentie tussen 10-50 ademhalingen per minuut te houden (directe visualisatie van excursies of beweging van de herademingszak).
    OPMERKING: Zorg dat er noodmedicijnen beschikbaar zijn (glycopyrrolaat, epinefrine, doxapram).
  5. Bevestig de kit aan het gezichtsmasker door de voorste ledematen voorzichtig aan het masker te plakken.
  6. Plaats de set iets naar rechts en naar achteren door de linkerachterpoot losjes aan de operatietafel te bevestigen.
  7. Bereid de hele buik voor met een verwarmde chirurgische scrub, afwisselend betadine en steriele zoutoplossing.
    OPMERKING: Indien gewenst kan een extra chirurgische oplossing worden gebruikt om de scrub af te werken. De chirurg, die speciale scrubs, haarmuts en schoenovertrekken draagt, zal aseptisch schrobben en steriele jassen en handschoenen aantrekken om de procedure onder steriele omstandigheden uit te voeren.
  8. Plaats zelfklevende chirurgische handdoeken aan weerszijden van de kit en bedek deze met een groot chirurgisch laken. Snijd een gat van de juiste grootte om de buik en borst bloot te leggen.
  9. Open het implantaat op het operatieveld en plaats niet-resorbeerbare ankerhechtingen in elk van de ankergaten van het implantaat. Laat de hechtdraad vastzitten met een staart van 5-6 cm (Figuur 3A). Plaats het implantaat in een kom met verwarmde steriele zoutoplossing.

3. Plaatsing van het implantaat in de buik

  1. Nadat u voor voldoende verdoving heeft gezorgd, maakt u met een scalpel een incisie van 3 cm door de huid langs de linea alba.
  2. Maak een voorzichtige incisie door de spier om de peritoneale holte te openen.
  3. Plaats het implantaat in het craniale gedeelte van de buikholte en plaats het links van de incisie.
  4. Gebruik een trocar om de negatieve ECG-draad ongeveer 2 cm rechts van de incisie uit de peritoneale holte en de huid te tunnelen. Tunnel de resterende 3 draden 3-4 cm links van de incisie zodat het implantaat comfortabel in de peritoneale holte kan zitten.
  5. Bevestig het implantaat met de ankerhechtingen aan de ventrale wand van de peritoneale holte, zodat er geen darmbeknelling optreedt (Figuur 3B).
  6. Sluit de buikwand af met een resorbeerbare hechtdraad in een doorlopend patroon.
  7. Sluit de huidincisie met een niet-resorbeerbare hechting in een onderbroken patroon.

4. Plaatsing van de ECG-kabels

  1. Tunnel de negatieve ECG-kabel subcutaan naar de rechter bovenborst ter hoogte van de eerste rib.
  2. Ontleed botweg een onderhuidse zak om ongeveer 10 cm draad losjes op te rollen.
    OPMERKING: Strakke spoelen onder de huid kunnen leiden tot huiderosie en blootstelling van de draad.
  3. Knip de overtollige draad af en maak een lus met de blootliggende draad door het uiteinde met een niet-resorbeerbare hechtdraad aan de geïsoleerde draad vast te binden.
  4. Bevestig de lus aan de spier met 2 niet-resorbeerbare hechtingen.
  5. Sluit de peritoneale spier aan de rechterkant rond de draad met 1-2 resorbeerbare hechtingen in een onderbroken patroon.
  6. Sluit de huid rechtsboven op de borst en in de rechterbuik met 2-3 niet-resorbeerbare hechtingen in een onderbroken patroon.
  7. Tunnel het positieve ECG-lood naar de linker onderrib en herhaal de bovenstaande stappen om het aan de spier te bevestigen en de incisie te sluiten.
  8. Tunnel: het EEG leidt subcutaan naar de linker laterale zijde, zo ver mogelijk in het operatieveld.
  9. Voeg 1 resorbeerbare hechting toe aan de peritoneale spier aan de linkerkant rond de opkomende draden. Sluit de huid af met een niet-resorbeerbare hechtdraad in een onderbroken patroon.
  10. Wikkel de blootliggende EEG-draden in met steriele aluminiumfolie.

5. Voorbereiding van het dorsale oppervlak

  1. Een niet-steriele assistente zal dan het steriele laken en de beenstropdas verwijderen.
  2. Draai de set in buikligging (Figuur 2B) en zorg ervoor dat het gezichtsmasker stevig op zijn plaats blijft door te draaien met behulp van de draaibare connector tussen het gezichtsmasker en het circuit. Pas pulse-ox- en/of dopplermonitoren indien nodig aan om een continue anesthesiebewaking te garanderen.
  3. Bereid het operatieveld voor met een betadine-scrub om het hoofd, de nek en de hele rug te omvatten, met zorg om rond het gebied van de uitgaande draden aan de linkerkant te schrobben.
  4. De chirurg legt dan een steriele zelfklevende handdoek onder de linkerkant terwijl het aluminiumfoliepakket met draden wordt vastgehouden door een niet-steriele assistent.
  5. Verwijder steriel en voorzichtig de draden uit het aluminium pakket en plaats ze op het steriele veld. Werk af met het draperen met steriele handdoeken.
  6. Dek af met een steriel laken en knip een raam af dat groot genoeg is om het hele steriele veld bloot te leggen.

6. Plaatsing van EEG-kabels

  1. Maak een incisie van 3 cm door de hoofdhuid op de middellijn om de schedel bloot te leggen.
  2. Gebruik een trocar om de EEG-draden van de linkerkant naar de schedel subcutaan te tunnelen.
  3. Reinig en schraap het periosteum van de blootgestelde pariëtale botten met behulp van een scalpel.
  4. Steek een handboormachine in een steriel ultrasoon hoesje. Steek een boorbraam van 1.0 mm in de boor.
  5. Boor bilaterale braamgaten in de pariëtale botten ongeveer 0,5 cm vóór lambda en 0,5 cm lateraal van de sagittale hechting.
    OPMERKING: Wees voorzichtig met de hoeveelheid druk die op de dorsale schedel wordt uitgeoefend, aangezien dit de ventrale luchtweg kan afsluiten, dus ademhalingsmonitoring is op dit punt in de procedure essentieel. Een gestage of significante daling van de hartslag kan duiden op respiratoire occlusie (bradycardie secundair aan apneu) en zou moeten leiden tot onmiddellijke beoordeling en actie.
  6. Gebruik een fijne tang om een schroef in het braamgat te plaatsen. Gebruik de schroevendraaier om ongeveer halverwege in te steken (Afbeelding 3C).
  7. Ontleed botweg een onderhuidse zak langs de achterkant van de nek om ongeveer 10 cm draad losjes op te rollen.
  8. Knip de overtollige draad door. Strip de isolatie van de punt en rek de draad uit.
  9. Maak een lus aan het einde van de blootliggende draad door een knoop te leggen en een kleine lus aan te houden. Plaats de lus over de schroef en draai de schroef vast aan de schedel, zorg ervoor dat de draad de schroef raakt. Plaats de massadraad aan de linkerkant en de opnamedraad aan de rechterkant.
  10. Beoordeel de telemetriesignalen op de analysesoftware op getrouwheid zodra alle draden op hun plaats zitten. Het EEG-signaal verschijnt met een lage amplitude terwijl de kit verdoofd is.
  11. Bevestig de schroeven en draden aan de schedel met tandacryl en laat deze volledig uitharden.
  12. Sluit de huid af met een niet-resorbeerbare hechting op het hoofd en de linkerflank.
  13. Injecteer bupivacaïne (maximale dosis 2 mg/kg van 5 mg/ml verdund tot 2,5 mg/ml) subcutaan bij elke incisie. Bedek elke incisie met een kleine hoeveelheid huidlijm die wordt toegediend met behulp van een tuberculinespuit.

7. Herstel van de anesthesie

  1. Schakel de sevofluraan-anesthesie uit en geef alleen zuurstof gedurende ten minste 5 minuten terwijl u de resterende tape, drapering en anesthesiebewaking verwijdert.
  2. Controleer de bloedglucosespiegel met behulp van een glucometer en dien verwarmde onderhuidse vloeistoffen toe tot 10% van het lichaamsgewicht (kg).
  3. Zodra het dier reageert op een pijnlijke stimulus (teenknijpen), ga dan naar een herstelcouveuse die is ingesteld op 37-38 °C.
    OPMERKING: Vaak zal de temperatuur van de kit tijdens deze overdracht aanzienlijk dalen. Het kan nuttig zijn om de kit terug te plaatsen in het biofeedback infrarood verwarmingskussen of om extra extra warmte te geven.
  4. Bewaak visueel continu en registreer elke 10-15 minuten de rectale temperatuur, pulsoximetermetingen, hartslag en ademhalingsfrequentie.
  5. Zodra het dier consequent ambulant en alert is, verwijdert u de intraveneuze katheter en oefent u druk uit op de plaats totdat het bloeden stopt.

8. Postoperatieve zorg en monitoring

  1. Breng de kit terug naar de moeder en nestgenoten. Zorg ervoor dat nestmateriaal en aanvullende voeding (Tabel met materialen) beschikbaar zijn in de kooi om te helpen bij thermoregulatie en herstel.
  2. Controleer de kit dagelijks gedurende 7-10 dagen na de operatie, weeg dagelijks en geef aanvullende voeding in de kooi.
  3. Gedurende de eerste 2 dagen na herstel (D1 en D2) elke 24 uur extra pijnstillers (carprofen 4 mg/kg SQ - verdund tot 5 mg/ml) en onderhuidse vloeistoffen (5-7 ml) geven.
  4. Controleer de eerste 3 dagen na herstel (D1, D2 en D3) de kit twee keer per dag en evalueer op tekenen van pijn, lopen, incisie en hydratatie. Meet gedurende deze periode eenmaal per dag de temperatuur van de kit om er zeker van te zijn dat er geen tekenen van infectie zijn en de juiste thermoregulatie.
  5. Verwijder hechtingen als de incisies na 7-10 dagen op de juiste manier genezen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het succesvolle resultaat van dit project vereiste de ontwikkeling van meerdere parameters in de implantatieprocedure en het registratieprotocol. Implantaatchirurgie werd geprobeerd of uitgevoerd op 16 konijnenkits, waarvan er 14 de procedure met succes overleefden. Daarvan overleefden er 12 het experimentele eindpunt. Redenen voor intraoperatief of postoperatief overlijden worden gemarkeerd in Tabel 1, samen met procedurewijzigingen die toekomstig succes bij het bereike...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het beschreven protocol voor anesthesie-inductie, monitoring en ondersteuning brengt de onderzoeksbehoeften voor chirurgische benadering en gemak in evenwicht met de gouden normen voor veterinaire zorg. Voordat het laboratorium het beschreven protocol als standaardprocedure aannam, werden verschillende andere mogelijke verfijningen uitgeprobeerd, waaronder plaatsing van het dorsale subcutane implantaat, het gebruik van een endotracheale tube of larynxmaskerluchtweg en het gebruik van een...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs zijn dankbaar voor de financiering door NIH R61NS130070 aan LLI.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1 inch elastische omslag - Coban of Vetwrap3Mhttps://www.3m.com/3M/en_US/p/d/b00003186/
4-0 PDS monofilament naaldEthiconhttps://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products
5-0 Ethilon nylon naaldEthiconhttps://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products
AcquisitiecomputerDellhttps://www.dell.com/en-us
Klevende chirurgische handdoekenN/AN/A
Anesthesiecircuit - Jackson-Reevs met 0,5 L rebreathing zakJorVetJ0248GA
Betadine scrubN/AN/A
Bupivicaine (0,5%)N/AN/AVerdund tot 2,5 mg/mL vóór toediening
Buprenorfine (0,3 mg/mL)N/AN/AVerdund tot 0,03 mg/mL vóór toediening 
Boor - 1,00 mmCell Point Scientific60-1000om schedel te boren
Cafazolin (1 g lyofiliseerd)N/AN/AVerdund tot 50 mg/mL
Carprofen (50 mg/mL)MWI VeterinaryVerdund tot 25 mg/mL vóór toediening
WattenstaafjesN/AN/A
Aangepaste 3-D gedrukte gezichtsmaskerN/Ahttps://www.thingiverse.com/thing:923725
Tandheelkundig acrylN/AN/A
Diet Gel CriticareClear H2O72-05-5042Nutritionele ondersteuning 
Dopper Gel - AquasonicPatterson 07-890-5542
Doppler - Vet-Dop2Patterson07-888-8986
Doxapram (20 mg/mL)MWI VeterinaryN/AAlleen in noodgevallen
Dumont #5 Fijne pincetFine Science Tools11254-20Voor het vasthouden van schroeven
Duraprep3M8630Laatste huidvoorbereiding
ecgAuto data-analysesoftwareemka technologiesN/A
Epinefrine (1:1000)MWI VeterinaryN/AAlleen in noodgevallen
GaasN/AN/A
Glucometer ipet ProMWI Veterinary63867Monitoren als slecht herstel
Glycopyrrolate (0,2 mg/mL)MWI VeterinaryN/AAlleen in noodgevallen
GramweegschaalN/AN/A
HemostatenFine Science Tools13008-12Draadlussen vasthouden tijdens het vastbinden van de lus op zijn plaats
Ideal Micro-boorCell Point Scientific67-1204Om schedel te boren
IncubatorDRE-veterinary (Infantia - NB1)N/A
InductieboxVetEquip941444
Infrarood verwarmingskussentje - RightTemp JrKent Scientific CorporationRT-0502
IOX2 data-acquisitiesoftwareemka technologiesN/A
IV-katheter - Covidein Monoject 26 G, 3/4 inch PTFE Patterson 07-836-8494
Ketamine (100 mg/mL)MWI VeterinaryN/A
Medische tapeN/AN/A
Smal patroon pincet - Recht/12 cmFine Science Tools11002-12
Neonataal stethoscoopUltrascopeN/A
Olsen-Hegar Naaldhouder met schaar - 12 cmFine Science Tools12002-12Voor het hechten
Oftalmische zalf PuralubeMWI VeterinaryN/AToegediend aan beide ogen tijdens anesthesie
Oftalmische smeermiddel - Paralube VetPatterson 07-888-2572
Pulsoximeter (AccuWave Portable )Patterson07-892-9128Voor voorbereiding en herstel; leest HR tot 400
Pulsoximeter (SDI - Vet/Ox plus 4700)HeskaN/AIntraoperatief; niet langer geproduceerd
Ontvangeremka technologiesN/A1 ontvanger voor elke 4 telemetrie-implantaten
RectothermometerN/AN/A
SchaarFine Science Tools14002-12Om doek te snijden
Schroevendraaier - 1,0 mmN/AN/AUit mini-schroevendraaierset voor elektronica
Schroeven 00-96 x 3/32 (2,4 mm)Protech International8L0X3905202F
SevofluraanMWI VeterinaryOnderhoudsanesthesie
Sevofluraan verdamper en anesthesieapparaatN/AN/A
Huidlijm, GlutureMWI Veterinary34207Spaarzaam aanbrengen met spuit
Kleine schaarFine Science Tools14084-08
Steriele aluminiumfolieN/AN/AOm draden te wikkelen voordat het dier wordt gedraaid 
Steriele verfborstelN/AN/AOm tandheelkundig acryl aan te brengen 
Steriele zoutoplossingN/AN/A
Steriele chirurgische handschoenenN/AN/A
Steriele ultrasone hoesN/AN/AOm de boor te bedekken
Steriele waterN/AN/AVoor cefazolin reconstitutie
Chirurgische mesje

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bagnall, R. D., Crompton, D. E., Semsarian, C. Genetic Basis of Sudden Unexpected Death in Epilepsy. Front Neurol. 8, 348(2017).
  2. Surges, R., et al. Pathologic cardiac repolarization in pharmacoresistant epilepsy and its potential role in sudden unexpected death in epilepsy: a case-control study. Epilepsia. 51 (2), 233-242 (2010).
  3. Surges, R., Thijs, R. D., Tan, H. L., Sander, J. W. Sudden unexpected death in epilepsy: risk factors and potential pathomechanisms. Nat Rev Neurol. 5 (9), 492-504 (2009).
  4. Shorvon, S., Tomson, T. Sudden unexpected death in epilepsy. Lancet. 378 (9808), 2028-2038 (2011).
  5. Schuele, S. U., et al. Video-electrographic and clinical features in patients with ictal asystole. Neurology. 69 (5), 434-441 (2007).
  6. Massey, C. A., Sowers, L. P., Dlouhy, B. J., Richerson, G. B. Mechanisms of sudden unexpected death in epilepsy: the pathway to prevention. Nat Rev Neurol. 10 (5), 271-282 (2014).
  7. Sahly, A. N., Shevell, M., Sadleir, L. G., Myers, K. A. SUDEP risk and autonomic dysfunction in genetic epilepsies. Auton Neurosci. 237, 102907(2022).
  8. Cooper, M. S., et al. Mortality in Dravet syndrome. Epilepsy Res. 128, 43-47 (2016).
  9. Negishi, Y., et al. SCN8A-related developmental and epileptic encephalopathy with ictal asystole requiring cardiac pacemaker implantation. Brain Dev. 43 (7), 804-808 (2021).
  10. Meisler, M. H., et al. SCN8A encephalopathy: Research progress and prospects. Epilepsia. 57 (7), 1027-1035 (2016).
  11. Watanabe, H., et al. Sodium channel β1 subunit mutations associated with Brugada syndrome and cardiac conduction disease in humans. J Clin Invest. 118 (6), 2260-2268 (2008).
  12. Goldman, A. M., Glasscock, E., Yoo, J., Chen, T. T., Klassen, T. L., Noebels, J. L. Arrhythmia in heart and brain: KCNQ1 mutations link epilepsy and sudden unexplained death. Sci Transl Med. 1 (2), 2ra6(2009).
  13. Nerbonne, J. M. Mouse models of arrhythmogenic cardiovascular disease: challenges and opportunities. Curr Opin Pharmacol. 15, 107-114 (2014).
  14. Frasier, C. R., et al. Channelopathy as a SUDEP Biomarker in Dravet Syndrome patient-derived cardiac myocytes. Stem Cell Rep. 11 (3), 626-634 (2018).
  15. Camacho, P., Fan, H., Liu, Z., He, J. -Q. Small mammalian animal models of heart disease. Am J Cardiovasc. 6 (3), 70-80 (2016).
  16. Brodbelt, D. Perioperative mortality in small animal anaesthesia. Vet J. 182 (2), 152-161 (2009).
  17. Lee, H. W., Machin, H., Adami, C. Peri-anaesthetic mortality and nonfatal gastrointestinal complications in pet rabbits: a retrospective study on 210 cases. Vet Anaes Anal. 45 (4), 520-528 (2018).
  18. Comolli, J., et al. Comparison of endoscopic endotracheal intubation and the v-gel supraglottic airway device for spontaneously ventilating New Zealand white rabbits undergoing ovariohysterectomy. Vet Rec. 187 (10), e84-e84 (2020).
  19. Grint, N. J., Sayers, I. R., Cecchi, R., Harley, R., Day, M. J. Postanaesthetic tracheal strictures in three rabbits. Lab Anim. 40 (3), 301-308 (2006).
  20. Phaneuf, L. R., Barker, S., Groleau, M. A., Turner, P. V. Tracheal injury after endotracheal intubation and anesthesia in rabbits. J Am Assoc Lab Anim Sci. 45 (6), 67-72 (2006).
  21. Quesenberry, K. E., Orcutt, C. J., Mans, C., Carpenter, J. W. Gastrointestinal Diseases of Rabbits. Ferrets, Rabbits, and Rodents. , Elsevier. MO. (2020).
  22. Desai, A., Macrae, D. Cardiovascular Physiology in Infants, Children, and Adolescents. Pediatric and Congenital Cardiology, Cardiac Surgery and Intensive Care. , Springer. London. (2020).
  23. Bansal, N., Momin, S., Bansal, R., Venkata, S. K. R. G., Ruser, L., Yusuf, K. Pharmacokinetics of drugs: newborn perspective. Pediatr Med. 7, 19(2024).
  24. Trachsel, D., Erb, T. O., Hammer, J., von Ungern-Sternberg, B. S. Developmental respiratory physiology. Paediat Anaesth. 32 (2), 108-117 (2022).
  25. Benito, S., Hadley, S., Camprubí-Camprubí, M., Sanchez-de-Toledo, J. Blind endotracheal intubation in neonatal rabbits. J Vis Exp. 168, e61874(2021).
  26. Okamoto, S., Matsuura, N., Ichinohe, T. Effects of volatile anesthetics on oral tissue blood flow in rabbits: A comparison among isoflurane, sevoflurane, and desflurane. J Oral Maxillofac Surg. 73 (9), 1714.e1-1714.e8 (2015).
  27. Elshalakany, N. A., Salah, A. M. Comparative study: evaluation of the effect of sevoflurane versus isoflurane in general anesthesia for pediatric patients undergoing cardiac catheterization. Egypt J Anaesth. 38 (1), 409-414 (2022).
  28. Anjana, R. R., Parikh, P. V., Mahla, J. K., Kelawala, D. N., Patel, K. P., Ashwath, S. N. Comparative evaluation of isoflurane and sevoflurane in avian patients. Vet World. 14 (5), 1067-1073 (2021).
  29. Johnson, R. A., Striler, E., Sawyer, D. C., Brunson, D. B. Comparison of isoflurane with sevoflurane for anesthesia induction and recovery in adult dogs. Am J Vet Res. 59 (4), 478-481 (1998).
  30. Campbell, C., Nahrwold, M. L., Miller, D. D. Clinical comparison of sevoflurane and isoflurane when administered with nitrous oxide for surgical procedures of intermediate duration. Can J Anaesth. 42 (10), 884-890 (1995).
  31. TerRiet, M. F., et al. Which is most pungent: isoflurane, sevoflurane, or desflurane. Br J Anaesth. 85 (2), 305-307 (2000).
  32. Khanna, V. K., Pleuvry, B. J. A study of naloxone and doxapram as agents for the reversal of neuroleptanalgesic respiratory depression in the conscious rabbit. Br J Anaesth. 50 (9), 905-912 (1978).
  33. Flecknell, P. A., Liles, J. H., Wootton, R. Reversal of fentanyl/fluanisone neuroleptanalgesia in the rabbit using mixed agonist/antagonist opioids. Lab Anim. 23 (2), 147-155 (1989).
  34. Shafford, H. L., Schadt, J. C. Respiratory and cardiovascular effects of buprenorphine in conscious rabbits. Vet Anaesth Analg. 35 (4), 326-332 (2008).
  35. Feldman, E. R., Singh, B., Mishkin, N. G., Lachenauer, E. R., Martin-Flores, M., Daugherity, E. K. Effects of cisapride, buprenorphine, and their combination on gastrointestinal transit in New Zealand white rabbits. J Am Assoc Lab Anim Sci. 60 (2), 221-228 (2021).
  36. Harcourt-Brown, F. M., Harcourt-Brown, S. F. Clinical value of blood glucose measurement in pet rabbits. Vet Rec. 170 (26), 674-674 (2012).
  37. Rivera, D. A., Buglione, A. E., Ray, S. E., Schaffer, C. B. MousePZT: A simple, reliable, low-cost device for vital sign monitoring and respiratory gating in mice under anesthesia. PLoS One. 19 (3), e0299047(2024).
  38. Nicou, C. M., Passaglia, C. L. Characterization of intraocular pressure variability in conscious rats. Exp Eye Res. 239, 109757(2024).
  39. Sadko, K. J., Leishman, D. J., Bailie, M. B., Lauver, D. A. A simple accurate method for concentration-QTc analysis in preclinical animal models. J Pharmacol Toxicol Methods. 128, 107528(2024).
  40. Vuong, J. S., Garrett, J. J., Connolly, M. J., York, A. R., Gross, R. E., Devergnas, A. Head mounted telemetry system for seizures monitoring and sleep scoring on non-human primate. J Neurosci Methods. 346, 108915(2020).
  41. Bosinski, C., Wagner, K., Zhou, X., Liu, L., Auerbach, D. S. Multi-system monitoring for identification of seizures, arrhythmias and apnea in conscious restrained rabbits. J Vis Exp. (169), e62256(2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Implantatie van telemetrieapparatuurelektro encefalogrammonitoringelektrocardiogrammonitoringSUDEP mechanismenhartritmestoornissenanesthesiemonitoringchirurgische implantatieEEG signaalkwaliteittransgene konijnenmodellen

Gerelateerde artikelen