Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Effecten van mechanische methoden die worden gebruikt bij de behandeling van peri-implantitis op de ontsmetting en ruwheid van het implantaatoppervlak

1.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67778

⸱

14 maart 2025

 , 
1Faculty of Dentistry, Department of Periodontology, Akdeniz University

In dit artikel

Samenvatting

Het huidige protocol beschrijft een experimenteel model op basis van inktkleuring dat kan worden gebruikt voor in vitro onderzoek naar oppervlaktedecontaminatie en ruwheid van implantaten om bij te dragen aan klinische besluitvorming.

Samenvatting

Er zijn verschillende mechanische methoden voorgesteld voor het ontsmetten van oppervlakken van tandheelkundige implantaten, met wisselend succes. Deze in vitro studie evalueerde de ontsmettingsefficiëntie van een luchtslijtagesysteem (AA) met erythritolpoeder, een polyether-ether-keton (PEEK) ultrasone tip en titaniumcurettes (TIT) en hun effecten op de topografie van het implantaatoppervlak met behulp van scanning-elektronenmicroscopie (SEM). In totaal werden 60 implantaten gekleurd met permanente rode inkt en geplaatst in 3D-geprinte klasse 1A en klasse 1B peri-implantitisdefecten, waarbij zes groepen werden gevormd (n=10 per groep) op basis van het type defect en het behandelprotocol. Daarnaast werd een positief en een negatief controle-implantaat gebruikt. Erythritolpoeder, PEEK ultrasone tips en titanium curettes werden gedurende 2 minuten aangebracht bij klasse 1A-defecten en 3 minuten bij klasse 1B-defecten. Resterende rode inktgebieden werden gekwantificeerd met digitale software en veranderingen in het implantaatoppervlak werden geanalyseerd met behulp van SEM en EDS. Geen van de methoden bereikte volledige ontsmetting. Erythritolpoeder was echter significant het meest effectief, met een resterend inktpercentage van 24% ± 6% (p < 0,001). PEEK ultrasone tips resulteerden in 41% ± 4% resterende inkt, terwijl titanium curettes 55% ± 3% overlieten. Er werden significante verschillen waargenomen tussen alle methoden. Er werd geen significant verschil in decontaminatie-efficiëntie gevonden tussen klasse 1A- en klasse 1B-defecten. SEM-analyse toonde minimale oppervlakteschade aan met erythritolpoeder en PEEK-tips, terwijl titaniumcurettes matige tot ernstige schade veroorzaakten. Op basis van zowel de efficiëntie van de ontsmetting als het behoud van het oppervlak zijn erythritolpoeder en PEEK-tips veilige en effectieve opties voor de behandeling van peri-implantitis, terwijl titaniumcurettes minder effectief zijn en aanzienlijke oppervlakteschade veroorzaken. Deze bevindingen kunnen clinici helpen bij het plannen van de behandeling van peri-implantitis.

Inleiding

Behandeling met tandheelkundig implantaat is wereldwijd het meest voorkomende en geprefereerde protocol voor het vervangen van ontbrekende tanden. Follow-upstudies op lange termijn hebben aangetoond dat het gebruik van implantaatondersteunde restauraties bij de behandeling van volledig of gedeeltelijk edentulisme voorspelbare resultaten en hoge slagingspercentages in termen van overleving oplevert. Er kunnen echter verschillende complicaties optreden die de harde en zachte weefsels aantasten na de chirurgische plaatsing en restauratie van implantaten1. In 2017 introduceerde de World Workshop on the Classification of Parodontale en Peri-implant Diseases and Conditions definities en differentiële diagnoses voor ziekten die peri-implantaire weefsels aantasten2. Volgens deze definitie is peri-implantitis een onomkeerbare pathologische aandoening die wordt gekenmerkt door klinische tekenen van ontsteking, waaronder bloeding bij sonderen en/of ettering, verhoogde sonderingsdieptes en/of recessie van de slijmvliesrand in het peri-implantaire slijmvlies en radiografisch verlies van ondersteunend bot2. De etiologie van peri-implantaire ziekten is multifactorieel en sommige individuen zijn vatbaarder voor deze aandoening dan andere. Specifieke predisposities van individuen kunnen het risico op de ontwikkeling van peri-implantaire ziekten verhogen, wat kan leiden tot verlies van het implantaat. Andere factoren die een rol spelen bij de etiologie van peri-implantaire ziekten zijn patiëntgerelateerde factoren (roken, systemische ziekten, voorgeschiedenis van parodontitis, mondhygiëne); de toestand van het verhoornde slijmvlies, kwantiteit en kwaliteit van bot en zachte weefsels op de plaats van het implantaat; krachten op het implantaat en de omliggende weefsels; complicaties die optreden tijdens het plaatsen van het implantaat; en de ervaring en vaardigheid van de arts die chirurgische en prothetische behandelingen uitvoert2. Daarnaast is onlangs een nieuw concept voor risicobeoordeling en -behandeling geïntroduceerd, de Implant Disease Risk Assessment Tool (IDRA)3. Deze tool is ontwikkeld als een functioneel diagram dat bestaat uit acht parameters, elk met een gedocumenteerde associatie met peri-implantitis. De vectoren van de achthoek zijn de voorgeschiedenis van parodontitis, het percentage implantaat- en tandplaatsen met bloeding bij het tasten (BoP), het aantal tanden/implantaten met een tastendiepte ≥ 5 mm, de snelheid van parodontaal botverlies (röntgenfoto's in relatie tot de leeftijd van een patiënt), gevoeligheid voor parodontitis, frequentie van ondersteunende parodontale therapie (SPT) en ontwerp van de prothese.

Recente systematische reviews hebben aangetoond dat de prevalentie van peri-implantitis 19,53% is op patiëntniveau en 12,53% op implantaatniveau3. Met ongeveer meer dan 5 miljoen implantaten die elk jaar wereldwijd worden geplaatst, met een marktomvang van meer dan 4 miljard USD, vormt peri-implantitis een groot gezondheidsprobleem voor de bevolking. Indien onbehandeld, leidt peri-implantitis tot het verlies van het aangetaste implantaat en de implantaatondersteunde prothese, wat zowel de tandarts als de patiënt veel leed bezorgt.

De behandeling van peri-implantaire ziekten kan worden onderverdeeld in niet-chirurgische en chirurgische benaderingen. Hoewel er een redelijke verwachting is voor het succes van eindpunten bij de behandeling van parodontitis4, is vergelijkbaar bewijs voor de behandeling van peri-implantitis nog steeds schaars. Daarom is de grondgedachte voor een gefaseerde aanpak en niet-chirurgische therapie van peri-implantitis om biofilm en ontstekingscontrole te proberen met relatief eenvoudige benaderingen voordat de invasiviteit van de behandeling wordt verhoogd en om de chirurgische stap uit te voeren wanneer een betere controle van biofilm en risicofactoren wordt bereikt. Dit omvat OH-instructies en motivatie, controle van risicofactoren, controle van biofilmbehoudende factoren en reiniging/verwijdering/aanpassing van prothesen, inclusief beoordeling van prothesecomponenten, supramarginale en submarginale instrumentatie en gelijktijdige parodontale behandeling indien nodig. Niet-chirurgische therapie moet dus altijd de eerste stap zijn5. Voor vroege peri-implantitis kan het verminderen van risicofactoren en niet-chirurgische behandeling volstaan, maar volledige verwijdering van biofilm in diepe zakken na botverlies is vaak een uitdaging. Tijdens de herevaluatiefase na niet-chirurgische behandeling duiden aanhoudende pocketdieptes (≥ 6 mm) en bloedingen bij sonderen (BoP) op mogelijke progressie van peri-implantitis. Als deze symptomen aanwezig zijn, worden chirurgische ingrepen aanbevolen6. De chirurgische therapie van peri-implantitis omvat (i) open flapdebridement, (ii) resectieve flapchirurgie, (iii) de behandeling van peri-implantaire botdefecten met behulp van reconstructieve benaderingen, (iv) aanvullende methoden voor het ontsmetten van het implantaatoppervlak en (v) aanvullend gebruik van lokale/systemische antibiotica7.

De belangrijkste etiologische factor van peri-implantitis is de pathogene biofilm die op het implantaatoppervlak wordt gekoloniseerd6. Het verwijderen van deze biofilm is het belangrijkste principe en doel van alle behandelingsprotocollen, die mechanische, chemische en laserdecontaminatiemethoden omvatten7.

Mechanisch debridement maakt gebruik van plastic, koolstof en titanium curettes, ultrasone apparaten met plastic en metalen uiteinden, titanium borstels en luchtschurende (AA) systemen met verschillende poeders. Hoewel volledige eliminatie van de biofilm moeilijk te bereiken is, bieden deze therapieën klinische voordelen. Verschillende klinische interventies, waaronder mechanische debridementprotocollen met of zonder antiseptica8, antibiotica9, evenals resectieve en regeneratieve chirurgie10, zijn met wisselend klinisch succes gebruikt. Ze veroorzaken echter ook veranderingen in de chemische en fysische eigenschappen van het implantaatoppervlak, wat mogelijk de vorming van nieuw bot en reosseo-integratie bemoeilijkt.

Van de mechanische methoden hebben AA-procedures met verschillende poedersamenstellingen de beste reinigingsefficiëntie aangetoond 11,12,13. De aanwezigheid van restdeeltjes kan echter de topografie van het oppervlak veranderen en de biocompatibiliteit verminderen14. Glycine, gevolgd door natriumbicarbonaat, is het meest gebruikte poeder in AA-systemen8. Onlangs hebben kleinere luchtschurende deeltjes zoals erythritol (14 μm) aan belangstelling gewonnen voor effectieve decontaminatie met verminderde oppervlakteschade9. Titanium en plastic curettes, die minder oppervlakteschade veroorzaken dan stalen punten, zijn effectief bij het ontsmetten van biofilms15. Ultrasone scalertips gemaakt van poly-ether-ether-keton (PEEK) verminderen ook de bacteriële belasting met minimale oppervlakteschade10. Decontaminatiemethoden moeten rekening houden met de hoge ruwheid van implantaatoppervlakken en gericht zijn op het verwijderen van bacteriële biofilm zonder significante oppervlakteschade te veroorzaken. Hoewel uitgebreid in vitro, in vivo en klinisch onderzoek is uitgevoerd, is er tot op heden nog steeds geen consensus en een gouden standaardprotocol voor de behandeling van peri-implantitis. De toenemende prevalentie van peri-implantaire ziekten als gevolg van talrijke tandheelkundige implantaten vereist een evidence-based, voorspelbare benadering van de behandeling van besmette oppervlakken. Deze studie heeft tot doel de effectiviteit van verschillende ontsmettingsmethoden - luchtschuursystemen (AA), PEEK ultrasone tips en decontaminatie van het implantaatoppervlak met titaniumcurettes - op implantaatoppervlakken te evalueren en hun impact op de ruwheid van het implantaatoppervlak te beoordelen door middel van SEM-analyse.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het onderzoeksprotocol werd goedgekeurd door de ethische commissie (TBAEK-363) van de Akdeniz Universiteit, Antalya, Turkije. Deze studie werd ondersteund door het Akdeniz University Research Fund (Projectnummer: TDH-2024-6676). De studie maakte gebruik van een schroefvormig tandheelkundig implantaat (PrimeTaper EV Implant) met afmetingen van 4,2 mm x 11 mm, met een microdraadontwerp van 1,7 mm op de kraag. Oppervlaktebehandeling door middel van zandstralen en zuuretsen met verdund fluorwaterstofzuur om het goed gedefinieerde OsseoSpeed-oppervlak te verkrijgen.

1. Voorbereiding van experimentele peri-implantitismodellen

OPMERKING: Drie mechanische behandelingsmethoden voor ontsmetting (lucht, schuurmiddel (AA), polyetheretherketon (PEEK), ultrasoon en titanium curettes; Tabel van materialen) in twee verschillende peri-implantitis defecten werden type11 (Klasse 1A en Klasse 1B) geanalyseerd. Er waren dus zes experimentele groepen (Figuur 1). In totaal werden 62 implantaten gebruikt, waaronder een positief en een negatief controle-implantaat. Deze in vitro onderzoeksopzet, oorspronkelijk ontwikkeld door Sharhmann et al.16, is door verschillende onderzoekers gewijzigd 12,13,14,15,16,17,18 in de literatuur (Figuur 2). Uitgaande van een verschil van 10% in de werkzaamheid van biofilmverwijdering tussen groepen, werd de steekproefomvang bepaald als 60 (10 voor elke groep) voor zes groepen met G*power, een effectgrootte van 0,50, een type I-fout van 5% en 80% power.

figure-protocol-1
Figuur 1: Stroomschema van experimentele groepen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

  1. Verwijder een eerste kies uit het educatieve mandibulaire fantoommodel. De kunststof tanden zijn met schroeven aan dit fantoommodel bevestigd. Schroef de eerste kies los en verwijder de schroefdraad uit de houder. Vul de koker door het zachte siliconenmateriaal te vormen om de kom te bedekken om een vlakke alveolaire rand te creëren.
    OPMERKING: Er is een simulatie gemaakt van een implantaat dat in een tandeloos gebied is geplaatst.
  2. Scan het voorbereide model in een laboratoriumscanner om een digitaal ontwerp te maken.
  3. Creëer 3D Klasse 1A en Klasse1B 11 peri-implantitis botdefecten digitaal. Open het Exocad-softwareprogramma. Upload het gescande modelbestand. Klik vervolgens op Ontwerpen en selecteer Expertmodus. Verwijder onregelmatige gebieden met de optie Net bewerken. Klik vervolgens met de rechtermuisknop en selecteer Scan opslaan als bestand in de gerelateerde map op de computer.
  4. Selecteer Extra > optie Mesh toevoegen/verwijderen , selecteer Wax Scanning> Bestand uploaden en selecteer het bestand dat zojuist in de map is opgeslagen. Klik daarna op Wizardmodus aan de rechterkant.
  5. Maak in het resulterende nieuwe STL-model een defectsimulatie in de tandholte. Klik hiervoor aan de linkerkant op Toevoegen/Verwijderen . Selecteer de grootte van het penseel in ovale vorm. Maak daarna het defect op het model door tegelijkertijd shift en linkermuisknop te gebruiken. Stel de lengte van het defect in op 5 mm en de breedte op 4,2 mm (overeenkomend met de diameter van het implantaat) op het buccale oppervlak van het implantaat voor de klasse 1A-defecten en 5-5-5 mm voor de klasse 1B-defecten.
  6. Om de horizontale breedte van het defect te verkleinen, selecteert u de knobbels door aan de linkerkant op Anatomie te klikken en de vestibulaire breedte van het defect naar binnen te verkleinen. Klik vervolgens met de rechtermuisknop en sla de scène op als een bestand.
  7. Om een definitief model te maken, start u het programma opnieuw op en laadt u de opgeslagen map opnieuw. Selecteer vervolgens de optie Wizardmodus en modeluitlijning aan de rechterkant. Selecteer het modeltype als Digital Waxup Model aan de linkerkant. Klik meerdere keren op Volgende totdat u het gedeelte voor modelontwerp aan de linkerkant bereikt. Selecteer de optie Volledig model en klik twee keer op Volgende . Zodra het modelbestand is voltooid, opent u het met Verkenner en is het klaar om af te drukken.
  8. Stuur de STL-bestanden van het ontworpen model door naar de 3D-printer. Print de gemaakte digitale modellen met behulp van een modelhars.
  9. Spoel de experimentele modellen 5-10 minuten in 96% ethanol. Plaats de modellen na het reinigingsproces in de lichtgevende uithardingsinrichting en hard gedurende 5 minuten uit met licht volgens de dosisinstelling volgens de instructies van de fabrikant.
    NOTITIE: Gebruik een harsmodel met een hoge trek-, buig- en druksterkte dat geschikt is voor het boren van implantaten. Reinig het geprinte model met oplossingen op alcoholbasis volgens de instructies van de fabrikant en zorg ervoor dat het voldoende licht is uitgehard.

2. Kleuring van implantaten

  1. Dompel de testimplantaten onder in viskeuze waterbestendige rode inkt. Zorg ervoor dat alle delen van het implantaatoppervlak gedurende 15 s volledig en homogeen bedekt zijn met inkt. Verwijder de implantaten uit de steriele container met behulp van handstukken van de bestuurder of afdrukstiften zonder handcontact.
    OPMERKING: Deze kleuring simuleert een optisch zichtbaar biofilmsurrogaat voor de fotografische analyse.
  2. Droog de bevlekte implantaten aan de lucht met een luchtspuit voor tandheelkunde om een gelijkmatige verspreiding van de inkt te hebben. Droog de gekleurde implantaten verder gedurende 24 uur bij kamertemperatuur. Droog de implantaten afzonderlijk af met de handstukken, zonder handcontact.

3. Plaatsing van gekleurde implantaten

  1. Pas de instellingen van een tandfysiodispenser als volgt aan: 800 tpm, 40 N koppel zonder irrigatie met zoutoplossing.
  2. Maak de implantaatkoker met de chirurgische implantaatboren op de experimentele modellen om de implantaten van 11 mm lang en 4,2 mm breed te plaatsen. Bereid dezelfde implantaatkoker voor op modellen met beide soorten defecten (modellen met defecten van klasse 1A en 1B).
  3. Gebruik de implantaatboren opeenvolgend volgens de instructies van de fabrikant om primaire stabiliteit te bereiken. Reinig het resterende vuil na het boren met een lucht-waterspuit en plaats vervolgens de implantaten. Stabiliseer de experimentele peri-implantitismodellen op het werkplatform met een klem om microbeweging van de implantaten te voorkomen en om microscheurtjes op modellen te voorkomen.
  4. Plaats de implantaten met een draaghandstuk in de sockets. Laat 5 mm van het blootgestelde gebied op het buccale oppervlak. Zorg ervoor dat de implantaten op hetzelfde niveau op de linguale botkam van het model zijn ondergedompeld. Raak het bevlekte implantaatoppervlak niet aan.

4. Ontsmetting van implantaten

  1. Begin met het ontsmetten van de implantaten in groepen zonder ze uit de experimentele 1A- en 1B-defectmodellen te verwijderen.
  2. Luchtschuursysteem: Stel het apparaat in op vol vermogen met waterirrigatie met 14 μm erythritolpoeder. Houd de punt van het apparaat op 2-3 mm van het implantaatoppervlak en breng het poeder gelijkmatig aan op het blootgestelde peri-implantitisdefect. Beperk de werktijd tot 2 minuten voor 1A-defecten en 3 minuten voor 1B-defecten.
  3. Polyetheretherketon (PEEK) ultrasone tip: Stel het apparaat in op 8 vermogen (80%) met maximale waterirrigatie. Houd het PEEK-handstuk vast op een manier die geschikt is voor ultrasoon gebruik. Voer decontaminatie uit op het implantaatoppervlak met lineaire en parallelle bewegingen. Breng de PEEK-punt zoveel mogelijk aan tussen de draden als het ontwerp toelaat. Beperk de werktijd tot 2 minuten voor 1A-defecten en 3 minuten voor 1B-defecten.
  4. Titanium curetten: Breng opeenvolgende contacten aan met een constante druk van 60°-90° op het implantaatoppervlak met een kracht van ongeveer 0,75 N op het blootgestelde implantaatoppervlak van 5 mm gedurende 2 minuten voor 1A-defecten en 3 minuten voor 1B-defecten.
  5. Verwijder na ontsmetting het implantaat met behulp van het aandrijfstuk zonder handcontact. Als de modellen na decontaminatie vervormd raken, gaat u verder met de back-upmodellen. Stabiliseer de experimentele peri-implantitismodellen op het werkplatform met een klem.
    OPMERKING: Alle methoden moeten worden gekalibreerd en toegepast door één enkele onderzoeker.

5. Fotografische beeldvorming

  1. Verwijder de implantaten uit het model met een compatibel implantaatstuurprogramma. Laat de implantaten 20 s aan de lucht drogen om eventuele losgeraakte deeltjes/restanten op het oppervlak te verwijderen.
  2. Plaats de implantaten op op maat ontworpen fotografische modellen van acryl om vlakke weergaven, 30° apicale weergaven en 30° coronale weergaven te maken om de apicale en coronale delen van de draden op het implantaatoppervlak te evalueren.
  3. Plaats de camera op een statief en standaardiseer de camera-instellingen (afstand 15 cm, ISO 160, diafragma f/16, belichtingstijd 1/250 s). Zorg ervoor dat de kamer voldoende verlicht is. Het is noodzakelijk om de camera te stabiliseren met een statief.
  4. Maak de digitale foto's in RAW-formaat met een flitser. Verkrijg in totaal 90 buccale foto's (één plat, één 30° apicaal en één 30°coronaal voor elk implantaatoppervlak) voor klasse 1A-defecten en 270 foto's (plat, 30° apicaal en 30°coronaal van elk buccaal, mesiaal en distaal oppervlak voor elk implantaat) voor klasse 1B-defecten. Deponeer alle digitale fotobestanden op een harde schijf voor verdere beeldanalyse.

6. Beeldanalyse

  1. Voer alle analyses uit op digitale beeldsoftware (ImageJ). Maak vóór de analyse de achtergrond van de foto's zwart met behulp van een Photoshop-programma (Photoroom) om ervoor te zorgen dat alleen het implantaat zichtbaar is in het beeld. Open de applicatie en voeg vervolgens elke afbeelding uit de galerij toe. Verwijder de achtergrond van de afbeelding en selecteer Zwarte achtergrond uit de opties.
  2. Sleep de afbeelding naar ImageJ. Teken een vierkant in de afbeelding om 5 mm coronaal naar het implantaat te bedekken. Klik vervolgens op Afbeelding > bijsnijden voor standaardisatie. Herhaal hetzelfde proces voor elke afbeelding.
  3. Converteer de afbeeldingen naar een 8-bits indeling door op Afbeelding ˃ Typ ˃ 8-bits te klikken en pas de drempels aan door te klikken op Afbeelding » Drempel aanpassen voor gebiedsberekeningen.
  4. Bereken het hele implantaatoppervlak en het gebied met rode kleurresten door te klikken op Analyseren ̃ Meten ̃ Gebied.
  5. Leg het verkregen pixelgebied vast in een spreadsheetbestand. Maak een afzonderlijk spreadsheetbestand om de onbewerkte afbeeldingsgegevens vast te leggen.
  6. Om het percentage rode kleurresten te verkrijgen, vermenigvuldigt u het rood weergegeven gebied met 100 en deelt u dit door het totale implantaatoppervlak.

7. SEM-analyse

  1. Bewaar alle implantaten in hun steriele dozen tot de dag van analyse.
  2. Selecteer vóór de SEM-analyse willekeurig één representatieve steekproef uit elke behandelingsgroep. Voeg naast de monsters die uit elke groep zijn geselecteerd, een steriel implantaat toe en alleen het implantaat dat volledig bedekt is met inkt. Bereid dus in totaal acht implantaatmonsters voor op SEM-analyse.
  3. Spuit stikstofgas met een gaspistool gedurende 20 s om eventueel micropoeder op het implantaatoppervlak te verwijderen vóór de SEM-analyse.
    OPMERKING: Er is geen extra gouden coating aangebracht vanwege de geavanceerde technologie van het apparaat.
  4. Monteer elk implantaat op SEM-stompjes met geleidende koolstofkleefschijven op een manier die analyse van het buccale vlakke oppervlak mogelijk maakt zonder handontsmetting. Rangschik ze op nummer om verwarring bij de groepen te voorkomen.
  5. Selecteer een gebied uit de implantaten die in het instrument zijn geplaatst en maak beelden met verschillende vergrotingen. Herhaal dezelfde procedure voor verschillende delen van de implantaatoppervlakken (mesiaal of distaal). Gebruik een vergroting van 100x, 1000x en 5000x voor afbeeldingen met een SEM-apparaat dat werkt op 10-30 kV met een gemiddelde werkafstand van 12 mm.
    OPMERKING: De tweede microstreng uit het kraaggebied en de tweede macrostreng uit het lichaam werden voor elk implantaat geselecteerd om standaardisatie tijdens SEM-analyse te garanderen. Voor sommige afbeeldingen wordt aanbevolen om ter vergelijking elementaire analyse (EDS) uit te voeren tijdens beeldvorming.

figure-protocol-2
Figuur 2: Stroomschema van de studie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

8. Statistische analyse

  1. Druk categorische variabelen uit als getallen en percentages en continue variabelen als gemiddelde en standaarddeviatie. Bevestig de normaliteit van de verdeling voor continue variabelen met de Shapiro-Wilk-test.
  2. Voor het vergelijken van continue variabelen tussen defectgroepen gebruikt u de t-toets van de student. Gebruik voor vergelijking van meer dan twee groepen de eenrichtings-ANOVA- of Kruskal Wallis-test, afhankelijk van of aan de statistische hypothesen is voldaan of niet.
  3. Voor normaal verdeelde gegevens, met betrekking tot de homogeniteit van varianties, gebruikt u Tukey-tests voor meerdere vergelijkingen van groepen. Gebruik voor niet-normaal verdeelde gegevens de Bonferroni-gecorrigeerde Mann-Whitney U-test voor meerdere vergelijkingen van groepen. Alle statistische analyses zijn uitgevoerd met behulp van IBM SPSS 20. Het statistische significantieniveau voor alle tests werd beschouwd als 0,05.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het experimentele protocol dat hier wordt beschreven voor het analyseren van de ontsmetting van implantaatoppervlakken bracht significante verschillen aan het licht tussen verschillende behandelingsprocedures. Bovendien vertoonde het SEM-protocol na de behandeling ook significante veranderingen op de implantaatoppervlakken, in verschillende mate tussen de onderzoeksgroepen.

Vergelijkingen op implantaatniveau (totaal implantaatgemiddelde) na ontsmetting...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De methodologie van in vitro oppervlakteanalyse van tandheelkundige implantaten die zijn aangetast door peri-implantaire ziekte is altijd een uitdaging geweest vanwege de inflammatoire en bacteriële aard van de pathogene mechanismen die optreden op de ruwe oppervlakken van het implantaat. Verschillende aandachtspunten zijn onder meer de keuze van het monstermateriaal, het nabootsen van biofilm op het oppervlak, het kiezen van het type peri-implantitisdefect, het weergeven van kl...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.

Dankbetuigingen

De implantaten die in het onderzoek werden gebruikt, werden ondersteund door Dentsply Sirona.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
3D PrinterDentaFab, Istanbul, TurkeyOm experimentele peri-implantitisdefecten te produceren
3D Printing Resin Alias, Istanbul,TurkeyOm experimentele peri-implantitismodellen te produceren
3D ScannerDOF Inc. EDGE, Seoul,Republic of KoreaGebruikt om het tandheelkundige fantoommodel te scannen
Air Abrasive systemAIRFLOW Plus PowderE.M.S., Electro Medical Systems S.A., Nyon, SwitzerlandGebruikt om het implantaatoppervlak te decontamineren
CAD/CAM SoftwareExocad 3.2 ElefsinaOm experimentele peri-implantitisdefecten te produceren
CameraCanon EOS 70D, JapanOm fotografische opnames van implantaten te verkrijgen
Dental implantDS PrimeTaper, Dentsply Sirona, Hanau, Germany
Light-Curing UnitSolidilite V, JapanGebruikt om experimentele modellen in het laboratorium te harden
Permanent inkEdding, Germany Gebruikt om het implantaatoppervlak te kleuren voor het nabootsen van biofilm
PhysiodispenserDentsply Sirona, Hanau, GermanyOm de implantaten in de experimentele modellen te plaatsen
SEM DeviceFEI QUANTA FEG 250 FEI Technologies Inc. (Oregon, United StatesGebruikt om topografische veranderingen op het implantaatoppervlak te analyseren
Surgical implant setDentsply Sirona, Hanau, GermanyOm de implantaten in de experimentele modellen te plaatsen
Titanium CurretteLanger ½ Titanium Currette, Hu-Friedy, Chicago, IL, USAGebruikt om het implantaatoppervlak te decontamineren
Ultrasonic PEEK TipPI-MAX Implant Scaler, E.M.S., Electro Medical Systems S.A., Nyon, SwitzerlandGebruikt om het implantaatoppervlak te decontamineren

Referenties

  1. Buser, D., et al. 10-year survival and success rates of 511 titanium implants with a sandblasted and acid-etched surface: A retrospective study in 303 partially edentulous patients. Clin Implant Dent Relat Res. 14 (6), 839-851 (2012).
  2. Berglundh, T., et al. Peri-implant diseases and conditions: Consensus report of workgroup 4 of the 2017 World workshop on the classification of periodontal and peri-implant diseases and conditions. J Clin Periodontol. 45, S286-S291 (2018).
  3. Diaz, P., Gonzalo, E., Villagra, L. J. G., Miegimolle, B., Suarez, M. J. What is the prevalence of peri-implantitis? A systematic review and meta-analysis. BMC Oral Health. 22 (1), 1-13 (2022).
  4. Herrera, D., et al. Prevention and treatment of peri-implant diseases—The EFP S3 level clinical practice guideline. J Clin Periodontol. 50 (S26), 4-76 (2023).
  5. Heitz-Mayfield, L., Mombelli, A. The therapy of peri-implantitis: a systematic review. Int J Oral Maxillofac Implants. 29 Suppl, 325-345 (2014).
  6. Heitz-Mayfield, L. J. A., Heitz, F., Lang, N. P. Implant disease risk assessment IDRA–a tool for preventing peri-implant disease. Clin Oral Implants Res. 31 (4), 397-403 (2020).
  7. Monje, A., Cha, J. K. Strategies for implant surface decontamination in peri-implantitis therapy. Int J Oral Implantol. 15 (3), 213-248 (2022).
  8. Francis, S., Iaculli, F., Perrotti, V., Piattelli, A., Quaranta, A. Titanium surface decontamination: A systematic review of in vitro comparative studies. Int J Oral Maxillofac Implants. 37 (1), 76-84 (2022).
  9. Pujarern, P., et al. Efficacy of biofilm removal on the dental implant surface by sodium bicarbonate and erythritol powder airflow system. Eur J Dent. 18 (4), 1022-1029 (2024).
  10. Polizzi, E., D’orto, B., Tomasi, S., Tetè, G. A micromorphological/microbiological pilot study assessing three methods for the maintenance of the implant patient. Clin Exp Dent Res. 7 (2), 156-162 (2021).
  11. Monje, A., et al. Morphology and severity of peri-implantitis bone defects. Clin Implant Dent Relat Res. 21 (4), 635-643 (2019).
  12. Khan, S. N., Koldsland, O. C., Tiainen, H., Hjortsjö, C. Anatomical three-dimensional model with peri-implant defect for in vitro assessment of dental implant decontamination. Clin Exp Dent Res. 10 (1), e841-e848 (2024).
  13. Matsubara, V. H., et al. Cleaning potential of different air abrasive powders and their impact on implant surface roughness. Clin Implant Dent Relat Res. 22 (1), 96-104 (2020).
  14. Ronay, V., Merlini, A., Attin, T., Schmidlin, P. R., Sahrmann, P. In vitro cleaning potential of three implant debridement methods. Simulation of the non-surgical approach. Clin Oral Implants Res. 28 (2), 151-155 (2017).
  15. Sahrmann, P., et al. In vitro cleaning potential of three different implant debridement methods. Clin Oral Implants Res. 26 (3), 314-319 (2015).
  16. Hart, I., Wells, C., Tsigarida, A., Bezerra, B. Effectiveness of mechanical and chemical decontamination methods for the treatment of dental implant surfaces affected by peri-implantitis: A systematic review and meta-analysis. Clin Exp Dent Res. 10 (1), e839-e844 (2024).
  17. Korello, K., Eickholz, P., Zuhr, O., Ratka, C., Petsos, H. In vitro efficacy of non-surgical and surgical implant surface decontamination methods in three different defect configurations in the presence or absence of a suprastructure. Clin Implant Dent Relat Res. 25 (3), 549-563 (2023).
  18. Luengo, F., et al. In vitro effect of different implant decontamination methods in three intraosseous defect configurations. Clin Oral Implants Res. 33 (11), 1087-1097 (2022).
  19. Keim, D., et al. In vitro efficacy of three different implant surface decontamination methods in three different defect configurations. Clin Oral Implants Res. 30 (6), 550-558 (2019).
  20. Al-Hashedi, A. A., Laurenti, M., Benhamou, V., Tamimi, F. Decontamination of titanium implants using physical methods. Clin Oral Implants Res. 28 (8), 1013-1021 (2017).
  21. Sanz-Martín, I., et al. Significance of implant design on the efficacy of different peri-implantitis decontamination protocols. Clin Oral Investig. 25 (6), 3589-3597 (2021).
  22. Mensi, M. Comparison between four different implant surface debridement methods: an in vitro experimental study. Minerva Stomatol. 69 (5), 286-294 (2020).
  23. Sirinirund, B., Garaicoa-Pazmino, C., Wang, H. L. Effects of mechanical instrumentation with commercially available instruments used in supportive peri-implant therapy: An in vitro study. Int J Oral Maxillofac Implants. 34 (6), 1370-1378 (2019).
  24. Wiessner, A., et al. In vivo biofilm formation on novel PEEK, titanium, and zirconia implant abutment materials. Int J Mol Sci. 24 (2), 1779(2023).
  25. Cai, Z., et al. Disinfect Porphyromonas gingivalis biofilm on titanium surface with combined application of chlorhexidine and antimicrobial photodynamic therapy. Photochem Photobiol. 95 (3), 839-845 (2019).
  26. Azizi, B., et al. Antimicrobial efficacy of photodynamic therapy and light-activated disinfection on contaminated zirconia implants: An in vitro study. Photodiagnosis Photodyn Ther. 21, 328-333 (2018).
  27. Sahrmann, V., et al. In vitro cleaning potential of three different implant debridement methods. Clin Oral Impl Res. 26 (3), 314-319 (2015).
  28. Tuchscheerer, V., et al. In vitro surgical and non-surgical air-polishing efficacy for implant surface decontamination in three different defect configurations. Clin Oral Investig. 25 (4), 1743-1754 (2021).
  29. Iatrou, P., et al. In vitro efficacy of three different nonsurgical implant surface decontamination methods in three different defect configurations. Int J Oral Maxillofac Implants. 36 (2), 271-280 (2021).
  30. Petersilka, G. J. Subgingival air-polishing in the treatment of periodontal biofilm infections. Periodontol 2000. 55 (1), 124-142 (2011).
  31. Giffi, R., et al. The efficacy of different implant surface decontamination methods using spectrophotometric analysis: an in vitro study. J Periodontal Implant Sci. 53 (4), 295(2023).
  32. Laleman, I., et al. Subgingival debridement: end point, methods and how often. Periodontol 2000. 75 (1), 189-204 (2017).
  33. Regidor, E., Derks, J., Ortiz-Vigón, A. The use of air abrasive devices for implant surface decontamination. Perio Clinica. 27 (2), 23-38 (2023).
  34. Khan, S. N., et al. The decontamination effect of an oscillating chitosan brush compared with an ultrasonic PEEK-tip: An in study using a dynamic biofilm model. Clin Oral Implants Res. 36 (1), 73-81 (2025).
  35. Louropoulou, A., Slot, D. E., van der Weijden, F. The effects of mechanical instruments on contaminated titanium dental implant surfaces: a systematic review. Clin Oral Implants Res. 25 (10), 1149-1160 (2014).
  36. Lang, M. S., Cerutis, R., Miyamoto, T., Nunn, E. Cell attachment following instrumentation with titanium and plastic instruments, diode laser, and titanium brush on titanium, titanium-zirconium, and zirconia surfaces. Int J Oral M axillofac Implants. 31, 799-806 (2016).
  37. Harrel, S. K., Wilson, T. G., Pandya, M., Diekwisch, T. G. H. Titanium particles generated during ultrasonic scaling of implants. J Periodontol. 90 (3), 241-246 (2019).
  38. Schwarz, F., Nuesry, E., Bieling, K., Herten, M., Becker, J. Influence of an Erbium, Chromium-Doped Yttrium, Scandium, Gallium, and Garnet (Er,Cr:YSGG) laser on the reestablishment of the biocompatibility of contaminated Titanium implant surfaces. J Periodontol. 77 (11), 1820-1827 (2006).
  39. Hakki, S. S., Tatar, G., Dundar, N., Demiralp, B. The effect of different cleaning methods on the surface and temperature of failed titanium implants: an in vitro study. Lasers Med Sci. 32 (3), 563-571 (2017).
  40. Chegeni, E., Espanã-Tost, A., Figueiredo, R., Valmaseda-Castellón, E., Arnabat-Domínguez, J. Effect of an Er,Cr:YSGG laser on the surface of implants: A descriptive comparative study of 3 different tips and pulse energies. Dent J. 8 (4), 109-118 (2020).
  41. Mei, L., Guan, G. Profilometry and atomic force microscopy for surface characterization. Nano TransMed. 2 (1), e9130017-e9130024 (2023).
  42. Martelo, J. B., Andersson, M., Liguori, C., Lundgren, J. Three-dimensional scanning electron microscopy used as a profilometer for the surface characterization of polyethylene-coated paperboard. Nord Pulp Paper Res J. 36 (2), 276-283 (2021).
  43. Kimoto, K., et al. Unsupervised machine learning combined with 4D scanning transmission electron microscopy for bimodal nanostructural analysis. Sci Rep. 14 (1), 2901-2909 (2024).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

ErythritolpoederPEEK ultrasonische tiptitanium curettesscanning elektronenmicroscopieruwheid van het oppervlakschade aan het implantaatoppervlakin vitro studie
Effecten van mechanische methoden die worden gebruikt bij de behandeling van peri-implantitis op de ontsmetting en ruwheid van het implantaatoppervlak
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.