Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Tweedimensionale visualisatie met superresolutie van microvasculatuur van de hersenen van ratten met behulp van ultrasone lokalisatiemicroscopie

1.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/67813

⸱

28 maart 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Fudan University, 2Academy for Engineering and Technology, Fudan University, 3School of Information Science and Technology, Fudan University, 4State Key Laboratory of Medical Neurobiology, Fudan University

In dit artikel

Samenvatting

Hier beschrijven we een protocol voor ultrasone lokalisatiemicroscopie (ULM), dat een ruimtelijke resolutie van 12,5 μm bereikt om de microvasculatuur van de hersenen bij ratten in beeld te brengen. Het maakt een gedetailleerde visualisatie van de richting en snelheid van de bloedstroom mogelijk en biedt een krachtig hulpmiddel voor het bevorderen van onderzoek naar cerebrale circulatie en vaataandoeningen.

Samenvatting

De cerebrale microvasculatuur vormt een complex netwerk van bloedvaten die essentieel zijn voor het behoud van de hersenfunctie. Ziekten zoals beroerte, de ziekte van Alzheimer, gliomen en vasculaire dementie kunnen het microvasculaire systeem grondig verstoren. Helaas bieden de huidige medische beeldvormingsmodaliteiten alleen indirecte waarnemingen op deze schaal. Geïnspireerd door optische microscopie, overwint ultrasone lokalisatiemicroscopie (ULM) de klassieke afweging tussen penetratiediepte en ruimtelijke resolutie. Door individuele geïnjecteerde microbellen (MB's) te lokaliseren en te volgen met precisie op subgolflengten, kunnen vasculaire en snelheidskaarten op micrometerschaal worden gegenereerd. Hier presenteren we een robuust protocol voor superresolutiebeeldvorming van de microvasculatuur van de hersenen in vivo bij ratten met behulp van een commercieel echografieplatform. Deze methode bereikt een ruimtelijke resolutie van 12,5 μm, reconstrueert de microvasculaire architectuur en biedt gedetailleerde informatie over de richting en snelheid van de bloedstroom, waardoor ons begrip van cerebrale microcirculatie aanzienlijk wordt verbeterd. Het protocol kan worden uitgebreid tot ziektemodellen bij ratten en biedt een krachtig hulpmiddel voor de vroege diagnose en behandeling van neurovasculaire aandoeningen.

Inleiding

De cerebrale microvasculatuur, bestaande uit haarvaten, arteriolen en venulen, is essentieel voor het behoud van de hersenfunctie door de afgifte van voedingsstoffen, zuurstofuitwisseling en verwijdering van afvalstoffen te vergemakkelijken 1,2. Verstoringen in dit netwerk zijn betrokken bij neurologische aandoeningen zoals beroerte3, de ziekte van Alzheimer4, gliomen5 en vasculaire dementie6, wat leidt tot stoornissen in de hersenfysiologie. Microvasculaire veranderingen gaan vaak vooraf aan het begin van klinische symptomen, waardoor ze een cruciaal doelwit zijn voor diagnostische en therapeutische interventies 7,8. Een uitgebreid begrip van vasculaire veranderingen op zowel structureel als functioneel niveau is de sleutel tot het bevorderen van onderzoeks- en behandelingsstrategieën.

Het in beeld brengen van de cerebrale microvasculatuur is echter bijzonder uitdagend vanwege het kleine formaat en de gedeeltelijk diepe locatie in de hersenen. Conventionele beeldvormingsmodaliteiten zoals magnetische resonantiebeeldvorming (MRI)9 en computertomografie (CT)10 zijn weliswaar geschikt voor het vastleggen van grootschalige vasculaire veranderingen, maar bieden een ruimtelijke resolutie (~100 μm) die veel te grof is voor het visualiseren van kleine bloedvaten. Optische methoden zoals twee-fotonmicroscopie11 bieden een uitstekende ruimtelijke resolutie (tot 1 μm) om individuele haarvaten in beeld te brengen, maar worden gehinderd door een beperkt gezichtsveld en penetratiediepte (minder dan 1 mm), waardoor hun vermogen om diepe hersengebieden in beeld te brengen wordt beperkt. Als een op echografie gebaseerde techniek blijft Doppler12, hoewel het real-time beoordeling van de bloedstroom biedt, beperkt door een resolutie van 50-200 μm, onvoldoende voor microvasculaire details. Over het algemeen voldoet geen enkele methode momenteel aan de dubbele vereiste van hoge ruimtelijke resolutie en voldoende hersenpenetratie die nodig zijn voor beeldvorming van cerebrale microvasculatuur.

Geïnspireerd door optische microscopie13,14, maakt ultrasone lokalisatiemicroscopie (ULM) visualisatie van fijne structuren op micronschaal mogelijk door individuele geïnjecteerde microbellen (MB's) te lokaliseren en hun verplaatsing te volgen met subgolflengteresolutie15. Het omzeilt het klassieke compromis tussen penetratie en resolutie bij echografie16. Deze studie beschrijft een robuust protocol voor het implementeren van ULM in een levend rattenmodel en daardoor superresolutiebeeldvorming van de microvasculatuur van de hersenen mogelijk te maken via het in de handel verkrijgbare ultrasone platform. Het protocol biedt niet alleen een uitgebreide reconstructie van de microvasculaire structuur, maar geeft ook gedetailleerde informatie over de richting en snelheid van de bloedstroom, wat niet mogelijk is met conventionele beeldvormingstechnieken. Hoewel het protocol is gevalideerd bij normale ratten, kan het worden uitgebreid naar ziektemodellen bij ratten, wat mogelijkheden biedt voor op maat gemaakte studies in verschillende pathologische aandoeningen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven die in dit werk worden uitgevoerd, zijn goedgekeurd door de ethische commissie van Fudan University (goedkeuringsnummer: 2022JS-004). Het protocol volgt strikt de richtlijnen voor dierenverzorging van Fudan University om de humane behandeling van dieren te garanderen. Voorafgaand aan de start van de experimenten moeten ratten een periode van 1 week krijgen om aan de omgeving te acclimatiseren, waarin ze worden voorzien van voldoende voer en water. De fotoperiode wordt zorgvuldig gereguleerd in overeenstemming met hun biologische ritmes om het behoud van normale fysiologische toestanden te garanderen. Aan het einde van het experiment wordt euthanasie uitgevoerd met behulp van een overdosis geïnhaleerd isofluraan.

OPMERKING: De experimentele opstelling wordt weergegeven in Figuur 1A-H.

1. Dierpreparaat voor ULM-beeldvorming

  1. Anesthesie
    1. Induceer anesthesie bij de rat door toediening van een mengsel van 3,5% isofluraan en 100% zuurstof met een stroomsnelheid van 3 l/min. Haal het dier na ongeveer 4 minuten uit de kamer en leg het liggend op een beeldvormingsplatform dat is voorverwarmd tot 37 °C. Bevestig de diepte van de anesthesie door de afwezigheid van een terugtrekkingsreflex op de stevige teenknijp van de achterpoot van de rat.
    2. Plaats de neus van de rat in een ademhalingsmasker dat is aangesloten op het anesthesiesysteem. Zorg voor een stabiele sedatie door toediening van een mengsel van 1,5% isofluraan en 100% zuurstof met een debiet van 1,5 l/min.
      OPMERKING: Anesthesiemethoden en doseringen volgen strikt de richtlijnen van de fabrikant.
  2. Pre-operatieve voorbereiding van dieren
    1. Zet de bovenste snijtanden van de rat vast in de inkeping van de snijstang en plaats de onderkaak onder de stang. Gebruik oorstangen om het hoofd van de rat te stabiliseren door ze iets naar voren en boven de gehoorgang in de benige inkeping te plaatsen (voelbaar met de hand), zodat het hele schedeloppervlak horizontaal blijft (Figuur 1A).
    2. Onderzoek voorzichtig de stabiliteit van de fixatie door een kleine hoeveelheid druk uit te oefenen op verschillende delen van het hoofd. Zorg ervoor dat er geen beweging is of wegglijdt uit de oorspronkelijke positie.
    3. Stel de hoogte van het beeldvormingsplatform nauwkeurig af en pas de hoek van het hoofd van de rat nauwkeurig aan door de inkeping van de snijtand omhoog of omlaag te brengen om een onbelemmerde ademhaling te garanderen.
    4. Breng erytromycinezalf of 30% glycerine-oplossing aan op de ogen van de rat om schade door langdurige blootstelling aan operatielampen te voorkomen en om de ogen onder narcose vochtig te houden. Gebruik bovendien een pincet met ronde punt om de tong van de rat voorzichtig naar één kant van de mond te trekken om verstikking tijdens de operatie te voorkomen.
    5. Gebruik een draagbare elektrische tondeuse en scheer het hoofd van de rat tegen de richting van de haargroei in (van achteren naar voren), meestal tussen de oren, van de ogen tot het begin van de nek (Figuur 1B). Reinig het geschoren gebied met 1% jodiumoplossing om u voor te bereiden op de chirurgische incisie.
  3. Craniotomie bij ratten
    1. Maak een incisie langs de sagittale hechting van de schedel van de rat, beginnend net achter het achterhoofdsbeen en zich ongeveer 4 cm naar voren uitstrekkend. Gebruik hemostaten om de huid aan beide zijden terug te trekken (Figuur 1C). Optioneel kunt u de huid over de schedel volledig wegsnijden om een grotere chirurgische toegang te bieden, maar dit kan het risico op infectie vergroten.
    2. Gebruik een kleine schaar om het botzakje van de schedel te verwijderen, waardoor de harde botlaag volledig bloot komt te liggen.
    3. Voer de craniotomie uit met behulp van een draagbare mini-schedelboor die is uitgerust met een bolvormige boor (Figuur 1D). Begin met een grove boor (diameter 2,5 mm) en tik zachtjes om het bot te schuren, waarbij u de boor 2-3 s per keer aanbrengt. Begin in het centrale gebied en ga verder naar de dikkere gebieden aan de zijkanten.
      OPMERKING: Overmatige bloeding tijdens craniotomie heeft invloed op de bloedcirculatie, wat resulteert in een gebrek aan vasculaire reconstructie in corticale gebieden (Figuur 1H).
    4. Pauzeer elke 2-3 s om oververhitting te voorkomen en injecteer elke 2 minuten ongeveer 1 ml 0.9% NaCl in het boorgebied met behulp van een spuit om vuil af te koelen en weg te spoelen.
    5. Zodra het witte botweefsel niet meer consistent verbonden lijkt, schakelt u over op een fijnere boor (diameter 1 mm). Ga door met boren totdat de centrale grote bloedvaten duidelijk zichtbaar zijn als donkerbruin en het omliggende gebied roze lijkt, met microvaten zichtbaar als licht roodachtig (Figuur 1F).
      OPMERKING: Het uiteindelijke craniotomiebereik is van Bregma +3 mm tot Lambda anterieur-posterieur en 7 mm aan elke kant langs de middellijn van de schedel (Figuur 1E). Laat de rat na voltooiing van de operatie ongeveer 10 minuten rusten om relatief stabiele fysiologische omstandigheden te garanderen voordat u begint met het verzamelen van gegevens.

2. Installatie vóór gegevensverzameling

  1. Bereiding en injectie van contrastmiddel
    1. Los het contrastmiddel (één injectieflacon met 59 mg SF6-gas en 25 mg gevriesdroogd poeder) volgens de officiële richtlijnen op in 5 ml 0,9% NaCl. Schud het mengsel krachtig om een MB-suspensie te vormen. De uiteindelijke concentratie van SF6 in de suspensie is 8 μl/ml.
    2. Zuig 0,8 ml van de MB-suspensie op in een spuit van 1 ml en bevestig deze aan een micro-injectiepomp die is geprogrammeerd om te infuseren met 100 μl/min.
    3. Breng een verblijfsnaald van 26 G met een katheter bevestigd in de staartader van de rat (figuur 1G).
  2. Het beeldvormingsvlak selecteren
    1. Monteer een sonde met een centrale frequentie van 15,625 MHz op de manipulatorarm van het stereotactische instrument van de hersenen, uitgerust met een klem (bewegingsbereik: verticaal, horizontaal en anterieur-posterieur tot 80 mm; leesnauwkeurigheid: 0,1 mm).
    2. Plaats de ultrasone sonde direct boven de blootgestelde hersenen van de rat. Breng koppelingsgel aan op het blootgestelde hersenoppervlak om een optimale signaaloverdracht te garanderen.
    3. Open de hoofdinterface van de software, die een hersenatlas van ratten integreert met programma's voor motorische bewegingscontrole.
    4. Stel het Bregma-punt in als de oorsprong. De software-interface biedt een real-time weergave van het traject van de sonde en de bijbehorende locatie van de hersenplak van de rat. Selecteer het beeldvormingsvlak van het doel; bijvoorbeeld Bregma -1 mm.

3. Gegevensverzameling (timing ~ 20 min)

OPMERKING: Verasonics (echografiesysteem) biedt de originele MATLAB-scripts voor gebruik met het Vantage-systeem en is niet gewijzigd.

  1. Software opstarten
    1. Lancering van MATLAB 2021a-software.
    2. Voer het script voor gegevensverzameling in MATLAB 2021a in.
    3. Typ in de hoofdmap activeren in het opdrachtregelvenster om de runtime-omgeving te activeren.
  2. Parameterconfiguratie en acquisitie van RF-signalen
    1. Stel de begin- en einddiepten van de gegevensverzameling in op respectievelijk 5 en 120 golflengten om het interessegebied effectief vast te leggen.
      OPMERKING: Aanpassingen moeten worden gemaakt op basis van het beeldvormingsvlak en het specifieke dier dat wordt bestudeerd.
    2. Stel de stuurhoeken van de vlakgolftransmissie in op -5° tot 5° in stappen van 2,5° om de beeldresolutie en het contrast te verbeteren.
      OPMERKING: Pas deze instellingen aan op basis van specifieke beeldvormingsvereisten en doelkenmerken.
    3. Stel de zendspanning in op 20 V om te zorgen voor voldoende penetratie en een optimale signaal-ruisverhouding voor het interessegebied.
    4. Klik op de knop Uitvoeren om het verzamelen van gegevens te starten en de radiofrequentiesignalen (RF) op te slaan in .mat-bestandsindeling.
      OPMERKING: Begin 30 s na het starten van de micro-injectiepomp met het verzamelen van gegevens om een uniforme en stabiele MB-verdeling in het lichaam van de rat te garanderen.

4. Gegevensverwerking en -analyse (Timing ~ 8 uur)

  1. Gegevensverwerking
    1. Importeer de RF-gegevens in MATLAB 2021a en demoduleer deze om in-fase- en kwadratuurgegevens (I/Q) te genereren (zie materiaaltabel).
    2. Klik op de knop Uitvoeren om het Delay-and-Sum (DAS)-algoritme te gebruiken voor beamforming op de I/Q-gegevens (zie Materiaaltabel).
      OPMERKING: Post-compounding framerate van 800 Hz, met een totaal van 120.000 frames.
  2. ULM-beeldvorming
    1. Pas het Singular Value Decomposition (SVD) spatiotemporele filteralgoritme17 toe op IQ-gegevens om achtergrondruis en rommel te verwijderen. Elke 800 frames wordt opgeslagen als een gegevensblok en de SVD-drempel is ingesteld op [15.800].
    2. Zoek het midden van elke MB met behulp van het Gaussiaanse aanpassingsalgoritme18.
    3. Gebruik het Kuhn-Munkres-algoritme om MB-trajecten over opeenvolgende frames te volgen op basis van hun posities (zie Materiaaltabel).
    4. Breng MB-trajecten in kaart op een 8x geüpsampled raster, met behulp van een hot colormap om het aantal MB-trajecten weer te geven en een jet-colormap om de stroomsnelheid te coderen door de berekende snelheid op elke positie binnen de microvasculatuur in kaart te brengen.
    5. Pas een aangepast kleurenschema toe om opwaartse en neerwaartse stroomrichtingen te onderscheiden, wat resulteert in afbeeldingen met een hoge resolutie voor verbeterde visualisatie.
    6. Splits de oorspronkelijke MB-trajecten willekeurig in twee groepen om twee subafbeeldingen te maken, voer op elk een Fouriertransformatie uit en bereken de Fourierringcorrelatie (FRC) als de genormaliseerde correlatie van hun spectra. Definieer de resolutie als de inverse van de ruimtelijke frequentie waarbij de FRC onder de drempel19 valt.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Figuur 1 illustreert de gedetailleerde opzet voor in vivo microvasculaire ULM-beeldvorming van de hersenen bij ratten, waarbij elk element zorgvuldig is ontworpen om experimentele variabiliteit te minimaliseren en nauwkeurige gegevensverzameling te garanderen voor betrouwbare beeldvormingsresultaten met superresolutie.

Figuur 2A toont de ULM-gereconstrueerde structuur van de microvasculatuur ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit protocol maakte met succes gebruik van ULM om superresolutiebeeldvorming van in vivo microvasculatuur van de hersenen van ratten uit te voeren. In vergelijking met andere beeldvormingsmodaliteiten is ULM tegelijkertijd geschikt voor zowel ruimtelijke resolutie als penetratiediepte. Het blootgestelde rattenbrein werd in beeld gebracht in plaats van door de schedel, waardoor verzwakking en vervorming door de aanwezigheid van bot werden vermeden. Onder een transducer met een centrale fr...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd gedeeltelijk ondersteund door het National Key Research and Development Program van China onder Grant 2023YFC2410903, de National Natural Science Foundation of China (Grants 12274092, 12034005), het Explorer Program van Shanghai (Grant 21TS1400200), het International Science and Technology Cooperation Program van Shanghai (Grant 24490710400) en de AI for Science Foundation van Fudan University (Grant FudanX24AI016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AlcoholDICHANGhttps://www.dehsm.com/goods-17187.html75%
Beamforming programInstitute of Biomedical Engineering at the University of MontrealMatlab Ultrasound Toolbox 3.4 version
Body temperature maintenance deviceRWD Life Science Co., Ltd.69026
Brain stereotaxic instrumentRWD Life Science Co., Ltd.71000-RAanpasbaar aan ademmasker
Cranial Microinjection Surgical Instrument KitRWD Life Science Co., Ltd.SP0005-R
Digital microscopeRWD Life Science Co., Ltd.DOM-1001
Drug delivery catheterRWD Life Science Co., Ltd.https://www.rwdls.com/product-solutions/life-sciences/administration/draw-blood
Erythromycin ointmentRenhe PharmaH360200181% x 15 g
Gas anesthesia machineRWD Life Science Co., Ltd.R500IEInclusief ademmasker
Handheld electric clipperGUAZHOUMUMJD-DTJ02
Handheld mini cranial drillRWD Life Science Co., Ltd.78001
Indwelling needleKindly EnterpriseDevelopment Group Co., LTDPositive Pressure Model 26 G
Iodine solutionHYNAUThttps://www.hainuocn.com/index/detail/524.html4.5–5.5 g/L
IQ demodulation programInstitute of Biomedical Engineering at the University of MontrealMatlab Ultrasound Toolbox 3.4 version
IsofluraneRWD Life Science Co., Ltd.R510-22-10
MATLAB softwareMathWorksVersion R2021a
Microinjection pumpRWD Life Science Co., Ltd.R462
Sodium chloride injectionSHENG'AO animals pharmaceutical Co., Ltd.2700714600.90%
SonoVueBraccohttps://www.bracco.com/en-se/product/sonovue
Spherical drill bitRWD Life Science Co., Ltd.HM1027/HM1010
Supporting Positioning SoftwareRWD Life Science Co., Ltd.V2.0.0.30400
SyringeKindly EnterpriseDevelopment Group Co., Ltd.RWLB1 mL
Tracking programJean-Yves Tinevez2016 version
Ultrasound gelJunkang Medical Equipment Co., Ltd.Model DS-1
Ultrasound probeVERASONICS, INC.L22-14vX LF
Verasonics Ultrasound SystemVERASONICS, INC.Vantage-256ultrasound platform

Referenties

  1. Sweeney, M. D., Ayyadurai, S., Zlokovic, B. V. Pericytes of the neurovascular unit: Key functions and signaling pathways. Nat Neurosci. 19 (6), 771-783 (2016).
  2. Wardlaw, J. M., Smith, C., Dichgans, M. Mechanisms of sporadic cerebral small vessel disease: Insights from neuroimaging. Lancet Neurol. 12 (5), 483-497 (2013).
  3. Fang, J., Wang, Z., Miao, C. -Y. Angiogenesis after ischemic stroke. Acta Pharmacol Sin. 44 (7), 1305-1321 (2023).
  4. Zlokovic, B. V. Neurovascular pathways to neurodegeneration in Alzheimer's disease and other disorders. Nat Rev Neurosci. 12 (12), 723-738 (2011).
  5. Kane, J. R. The role of brain vasculature in glioblastoma. Mol Neurobiol. 56 (9), 6645-6653 (2019).
  6. Iadecola, C. The pathobiology of vascular dementia. Neuron. 80 (4), 844-866 (2013).
  7. Ren, B., et al. Cerebral small vessel disease: Neuroimaging features, biochemical markers, influencing factors, pathological mechanism and treatment. Front Neurol. 13, 843953(2022).
  8. Bradley, C. P., Berry, C. Microvascular arterial disease of the brain and the heart: A shared pathogenesis. QJM. 116 (10), 829-834 (2023).
  9. Baltes, C., Radzwill, N., Bosshard, S., Marek, D., Rudin, M. Micro MRI of the mouse brain using a novel 400 MHz cryogenic quadrature RF probe. NMR Biomed. 22 (8), 834-842 (2009).
  10. Brancaccio, R., Bettuzzi, M., Morigi, M. P., Casali, F., Ragazzini, L. Image quality and dose assessment in inner ear computed tomography imaging with a flat panel-based system. J Comput Assist Tomogr. 39 (2), 232-239 (2015).
  11. Svoboda, K., Yasuda, R. Principles of two-photon excitation microscopy and its applications to neuroscience. Neuron. 50 (6), 823-839 (2006).
  12. Osmanski, B. -F., et al. Ultrafast Doppler imaging of blood flow dynamics in the myocardium. IEEE T Med Imaging. 31 (8), 1661-1668 (2012).
  13. Rust, M. J., Bates, M., Zhuang, X. Sub-diffraction-limit imaging by stochastic optical reconstruction microscopy (storm). Nat Methods. 3 (10), 793-796 (2006).
  14. Hess, S. T., Girirajan, T. P., Mason, M. D. Ultra-high resolution imaging by fluorescence photoactivation localization microscopy. Biophys J. 91 (11), 4258-4272 (2006).
  15. Christensen-Jeffries, K., et al. Super-resolution ultrasound imaging. Ultrasound Med Biol. 46 (4), 865-891 (2020).
  16. Couture, O., Hingot, V., Heiles, B., Muleki-Seya, P., Tanter, M. Ultrasound localization microscopy and super-resolution: A state of the art. IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. 65 (8), 1304-1320 (2018).
  17. Demené, C., et al. Spatiotemporal clutter filtering of ultrafast ultrasound data highly increases Doppler and fUltrasound sensitivity. IEEE Trans Med Imaging. 34 (11), 2271-2285 (2015).
  18. Errico, C., et al. Ultrafast ultrasound localization microscopy for deep super-resolution vascular imaging. Nature. 527 (7579), 499-502 (2015).
  19. Banterle, N., Bui, K. H., Lemke, E. A., Beck, M. Fourier ring correlation as a resolution criterion for super-resolution microscopy. J Struct Biol. 183 (3), 363-367 (2013).
  20. Lowerison, M. R., et al. Super-resolution ultrasound reveals cerebrovascular impairment in a mouse model of Alzheimer's disease. J Neurosci. 44 (9), e1251232024(2024).
  21. Zhang, G., et al. ULM-MBCNRT: In vivo ultrafast ultrasound localization microscopy by combining multi-branch CNN and recursive transformer. IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. , (2024).
  22. Zhang, G., et al. In vivo ultrasound localization microscopy for high-density microbubbles. Ultrasonics. 143, 107410(2024).
  23. Redfors, B., Shao, Y., Omerovic, E. Influence of anesthetic agent, depth of anesthesia and body temperature on cardiovascular functional parameters in the rat. Lab Anim. 48 (1), 6-14 (2014).
  24. Lenz, C., Rebel, A., Van Ackern, K., Kuschinsky, W., Waschke, K. F. Local cerebral blood flow, local cerebral glucose utilization, and flow-metabolism coupling during sevoflurane versus isoflurane anesthesia in rats. Anesthesiology. 89 (6), 1480-1488 (1998).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Superresolutie-beeldvormingBeeldvorming van de rattenhersenenMicrobelletjes-trackingBloedstroomdynamiekCraniotomieprocedureSnelheidsmappingMicrovasculaire architectuurNeurovasculaire ziekte-modellen
Tweedimensionale visualisatie met superresolutie van microvasculatuur van de hersenen van ratten met behulp van ultrasone lokalisatiemicroscopie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.