Dit protocol biedt een uitgebreide methodologie voor de kwantitatieve analyse van atherosclerotische plaques om meer diepgaand onderzoek naar de mechanismen en progressie van atherosclerose mogelijk te maken.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Isolatie en analyse van aortaboog- en wortellaesies in een atherosclerotisch muismodel
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Atherosclerose, een belangrijke oorzaak van hart- en vaatziekten, vereist een gedetailleerd onderzoek van de ontwikkeling en progressie van laesies. Deze studie introduceert een uitgebreid protocol voor de isolatie en histologische analyse van aortaboog- en wortellaesies in een veelgebruikt atherosclerotisch muismodel, low-density lipoproteïne receptor knock-out (Ldlr-/-) muizen. De aortaboog en -wortel zijn belangrijke plaatsen voor atherosclerotische laesies, en hun onderzoek is van cruciaal belang voor het beoordelen van het begin, de progressie of de regressie van atherosclerose, het voorspellen van risico's op cardiovasculaire gebeurtenissen en het identificeren van potentiële therapeutische doelen. Dit protocol schetst methoden voor het kwantificeren van de atherosclerotische belasting in de aortaboog en -wortel, waaronder weefselisolatie, fixatie, olierood O-kleuring, doorsnede van de aortawortel, hematoxyline- en eosine (HE)-kleuring, Verhoeff-Van Gieson (VVG)-kleuring en beeldanalyse. Olierode O-kleuring meet het plaquegebied in de aortaboog en evalueert de ernst van atherosclerose, terwijl HE-kleuring van de aortawortel plaquecomponenten zoals de lipidekern en de fibreuze dop onthult, waardoor de stabiliteit van de plaque en het risico op breuk gemakkelijker kunnen worden beoordeeld. VVG-kleuring kan collageenvezels in weefsels kleuren, wat meer inzicht geeft in de samenstelling van tandplak en gerelateerde informatie. Deze grondige analyse biedt waardevolle inzichten in de mechanismen van de ontwikkeling van laesies en kan als leidraad dienen voor het creëren van nieuwe therapeutische strategieën voor het voorkomen en behandelen van atherosclerose.
Inleiding
Hart- en vaatziekten, met name atherosclerose, zijn wereldwijd uitgegroeid tot een aanzienlijke gezondheidslast en een primaire doodsoorzaak 1,2. Atherosclerose is een chronische progressieve ontstekingsziekte die wordt gekenmerkt door de geleidelijke accumulatie van lipiden en de vorming van plaques in de arteriële wand, wat uiteindelijk leidt tot de vernauwing van het arteriële lumen en mogelijk tot het scheuren van plaques, waardoor acute cardiovasculaire gebeurtenissen zoals een hartinfarct en beroerte worden veroorzaakt 1,2,3. Gezien de grote impact ervan op de menselijke gezondheid, is er een dringende behoefte om de mechanismen die ten grondslag liggen aan atherosclerose te begrijpen en effectieve therapeutische strategieën te ontwikkelen.
In de afgelopen jaren hebben diermodellen een cruciale rol gespeeld bij het vergroten van ons begrip van atherosclerose. Onder verschillende soorten zijn muizen naar voren gekomen als een voorkeursmodel vanwege hun snelle voortplanting, lage onderhoudskosten en de beschikbaarheid van geavanceerde genetische manipulatietechnieken 4,5. Met name LDL-receptor knock-out (Ldlr-/-) muizen en ApoE-/- muizen zijn op grote schaal gebruikt om menselijke atherosclerose na te bootsen, omdat ze vergelijkbare pathofysiologische kenmerken vertonen 4,5,6,7,8,9.
Atherosclerotische laesies bij muizen kunnen op verschillende locaties van de aorta voorkomen, maar ze zijn bijzonder vatbaar voor ontwikkeling in gebieden die nauw verband houden met hemodynamica, zoals de aortawortel, de aortaboog en de brachiocephalische stam, terwijl de dalende aorta relatief minder wordt aangetast10. Om de atherosclerotische laesielast in muismodellen nauwkeurig te evalueren, de aanwezigheid, grootte en het stadium van plaques te evalueren en daardoor de impact van verschillende geneesmiddelen of factoren op het begin, de progressie en de regressie van atherosclerose te onderzoeken, is een combinatie van histologische kleuringstechnieken en beeldvormingsanalyse essentieel11. Olie Red O-kleuring, een gevestigde methode, kleurt specifiek neutrale lipiden en lipoproteïnen12, wat een directe visualisatie van plaquevorming in de aortaboog13 biedt. Ondertussen bakent hematoxyline-eosine (HE) kleuring van de aortawortel niet alleen het plaquegebied af, maar biedt het ook gedetailleerde structurele kenmerken, zoals de vezelige kap en de lipidennecrotische kern. Deze details zijn cruciaal voor het beoordelen van de stabiliteit van tandplak en het voorspellen van het risico op plaqueruptuur11. Samen vergemakkelijken deze technieken een uitgebreide beoordeling van de ernst en progressie van atherosclerotische laesie.
Dit protocol nam C57BL6/J Ldlr-/- muizen gevoed met Chow-dieet en westers dieet als voorbeeld, met als doel een gedetailleerde stapsgewijze handleiding te bieden voor het beoordelen van de atherosclerotische laesielast bij muizen met behulp van Oil Red O-kleuring van de aortaboog en HE-kleuring van in paraffine ingebedde aortawortelsecties, gevolgd door beeldanalyse. Het protocol omvat alle aspecten van aorta-isolatie en -fixatie, paraffine-inbedding en -sectie, kleuringsprocedures en beeldanalyse, terwijl operationele details en overwegingen voor belangrijke stappen worden opgenomen, waardoor de reproduceerbaarheid en betrouwbaarheid van de resultaten worden gegarandeerd. Door dit protocol te volgen, kunnen onderzoekers de werkzaamheid van therapeutische interventies nauwkeurig en efficiënt evalueren en inzicht krijgen in de mechanismen die ten grondslag liggen aan atherosclerose.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle dierprotocollen die in deze studie zijn gebruikt, zijn goedgekeurd door de Ethische Toetsingscommissie voor Dierproeven van de Shanghai University of Sport.
1. Bereiding van reagentia en dissectiegereedschap
- Steriliseer dissectiegereedschappen, waaronder fijne scharen, rechte tangen, gebogen tangen, veerscharen en pinnen, van tevoren door middel van een autoclaaf.
- 75% ethanol: Meng 75 ml watervrije ethanol met 25 ml ddH2O.
- 1x Fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS): Los 0,01 M PBS-poeder op in 2 L ddH2O.
- 4% paraformaldehyde (PFA) oplossing: Verwarm 800 ml 1x PBS tot ongeveer 60 °C op een magnetische roerder in een zuurkast. Voeg langzaam 40 g paraformaldehydepoeder toe, onder voortdurend roeren. Titreer met 1N NaOH tot het volledig is opgelost. Koel af tot kamertemperatuur, stel het volume in op 1 L met 1x PBS, filter en pas de pH aan op 7.2-7.4.
LET OP: PFA is een gevaarlijke chemische stof die een zorgvuldige behandeling en strikte naleving van veiligheidsprotocollen vereist. - Kousoplossing van Oil Red O: Los 2,5 g Oil Red O-poeder op in 500 ml 100% isopropanol, sluit af in een bruine fles en bewaar in de koelkast bij 4 °C voor langdurige opslag.
LET OP: Isopropanol is een giftige en schadelijke chemische stof; Om de gezondheid en veiligheid te waarborgen, is het daarom essentieel om de nodige persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM) te dragen, inclusief handschoenen. - Werkoplossing van Olie Rood O: Meng de kousoplossing en steriel ddH2O in een verhouding van 3:2. Bereid vers voor elk gebruik en filtreer de oplossing met een steriel spuitfilter van 0,22 μm of groot filterpapier.
- Victoria Blue'B kleuringsoplossing: Los 0,5 g Victoria Blue'B op in 100 ml 70% ethanol.
2. Isolatie van de aorta en het hart
- Huisvest alle muizen op 3-5 dieren per kooi, met een licht/donker-cyclus van 12 uur, in een temperatuurgecontroleerde omgeving en voer een standaard chow-dieet (chow) of een westers dieet (WTD) met 0,2% cholesterol en 21,2% vet. Selecteer C57BL6/J LDLr-/- mannelijke muizen die 12 weken oud zijn en tussen de 25 en 30 g wegen. Offer muizen in een CO2 -kamer.
- Plaats de muizen vóór de dissectie in rugligging (buikzijde naar boven) op een schuimplaat bedekt met 1-2 lagen absorberend papier en bevestig de ledematen met pinnen.
- Spuit 75% ethanol over de buik van de muizen om de vacht schoon te maken en te bevochtigen.
- Gebruik een tang om de buikhuid van de muizen vast te pakken en gebruik een fijne schaar om de huid van de basis van de buik tot de bovenkant van de nek af te knippen.
- Open de buikwand, gebruik dan een tang om het borstbeen op te tillen en snijd zowel het middenrif als de ribben door om de borstholte bloot te leggen.
- Verwijder de slokdarm en de luchtpijp, waardoor de halsslagaders gemakkelijker kunnen worden gereinigd. Verwijder organen, waaronder de lever, longen, milt, maagdarmkanaal en alvleesklier, met behoud van de nieren achter het buikvlies en de abdominale aorta naast de wervelkolom. Zorg er bij het ontleden van de mesenteriale slagaders voor dat u de darmen optilt en incisies maakt van de aorta om beschadiging van de abdominale aorta te voorkomen.
- Om een duidelijk waarnemingsveld te bieden, plaatst u de muizen onder een stereomicroscoop en lijnt u de koude lichtbron uit met het dissectiegebied.
- Injecteer langzaam een spuit van 10 ml gevuld met PBS met een 0,45 x 15 (II) (II) RWLB-naald in de top van het linkerventrikel en observeer de verwijding van de aorta.
- Veeg het bloed en de vloeistof in het dissectiegebied voorzichtig weg met tissuepapier om het gezichtsveld volledig bloot te leggen.
- De thoracale aorta is gemakkelijk bloot te leggen. Gebruik het als een doorbraak door een tang te gebruiken om het middenrifsegment vast te pakken dat aan het uiteinde van de thoracale aorta is bevestigd en een veerschaar om het bindweefsel tussen de aorta en de thoracale spierwand door te knippen.
- Trek voorzichtig aan het hart met een tang en til de thoracale aorta op, observeer de takken van de aortaboog en ontleed het adventitiële vet en bindweefsel rond de aortaboog en de takken naar boven langs de thoracale aorta.
OPMERKING: Wees voorzichtig, houd de aorta intact, vermijd scheuren of verwonden en verwijder het omringende vet en bindweefsel grondig. Deze stap vereist herhaalde oefening om bekwame manipulatie te bereiken. - Ontleed de abdominale aorta en de gemeenschappelijke darmbeenderen naar beneden langs de thoracale aorta.
- Snijd de gemeenschappelijke darmbeenslagaders 1-2 mm onder hun vertakking, knip de kleine takken van de aorta langs de wervelkolom af om deze vrij te maken, maak de nierslagaders bij de nieren los, snijd de drie vertakkingen in de nek af van hun distale uiteinden en snijd ten slotte de stijgende aorta bij het hart door.
- Voordat u de aortaboog ontleedt, plaatst u een kleine, donkergekleurde pakking met een hoog contrast met de bloedvaten eronder en fotografeert u het gebied van de aortabogen.
- Snijd het hartweefsel bij en snijd de onderste helft van het hart langs een vlak evenwijdig aan de boezems. Fixeer het bijgesneden hart (Figuur 1A).
3. Fixatie en voorbehandeling van de aortaboog
- Bereid van tevoren 1 ml 4% PFA-oplossing in een centrifugebuis van 1,5 ml.
- Plaats de aorta in de buis en fixeer deze minimaal 24 uur bij kamertemperatuur.
OPMERKING: De aorta kan tot 1 maand in 4%PFA worden bewaard zonder de kwaliteit van de olierode O-kleuring aan te tasten. Om de normale configuratie te behouden, kan het een geschikte optie zijn om het weefsel vóór fixatie op een rubber te plaatsen. - Breng de aorta over naar een petrischaaltje met PBS om uitdroging te voorkomen. Gebruik onder een stereomicroscoop een tang en een veerschaar om voorzichtig al het resterende adventitieve vet te verwijderen dat tijdens de dissectie niet volledig is gestript om interferentie met de kwantificering van plaques in de aorta te verminderen.
- Gebruik een veerschaar om de aorta voorzichtig langs de binnenste lengteas open te knippen en knip vervolgens achtereenvolgens de drie takken van de aortaboog langs de zijkant open tot het niveau van de kromming van de aortabogen, zodat deze zich volledig kan uitspreiden (Figuur 1C).
- Gebruik in dit stadium voor olierode O-kleuring of bewaar in 4% PFA.
4. Olierode O-kleuring van de aortaboog
- Plaats de opengesneden aorta in een plaat met 12 putjes. Voeg 1 ml steriel ddH2O toe aan elk putje en was gedurende 5 minuten op een shaker, herhaal 2x.
- Plaats de plaat met 12 putjes met de verwijderde oplossing in een zuurkast en laat 20 minuten aan de lucht drogen tot er geen zichtbare watermerken meer zijn.
- Voeg 1 ml vers bereide Oil Red O-werkoplossing toe aan elk putje en schud gedurende 20 minuten op de schudder, verwijder vervolgens de Oil Red O-werkoplossing.
- Voeg 2 ml steriele ddH2O toe aan elk putje en was gedurende 5 min, herhaal deze stap 3x. Houd daarna de aorta in ddH2O.
- Plaats de aorta op een objectglaasje en spreid het uit onder een stereomicroscoop. Om het contrast te vergroten, plaatst u een zwart rubberen kussentje onder de dia.
- Plaats de dia op een wit papier om het contrast verder te vergroten, met een liniaal ernaast, en maak een foto met een camera. Om de aorta vochtig te houden, bewaart u de behandelde aorta in een centrifugebuis van 1,5 ml met 1 ml PBS.
5. Beeldanalyse van de aortaboog
- Open het vastgelegde aortabeeld op een computer die is uitgerust met Image J-software.
- Selecteer het gebied met een rechthoekig vak, zoals 450 pixels x 900 pixels, dat de hele aorta bevat, en sla het op als een nieuwe .tiff afbeelding.
- Open de zojuist opgeslagen .tiff afbeelding in Afbeelding J. Klik op Bewerken > Omkeren, selecteer vervolgens Afbeelding en klik op Type > RGB-stapel.
- Ga naar Afbeelding, klik op Stapels > Stapel naar afbeeldingen en kies vervolgens de Groene met het beste contrast.
- Ga naar Afbeelding, klik op > helderheid/contrast aanpassen. Wijzig de minimumwaarde in ongeveer 200, minimaliseer de achtergrond met behoud van vergelijkbare achtergronden voor elke afbeelding en klik vervolgens op Toepassen.
- Ga naar Analyseren en selecteer Meting instellen. Selecteer Gebied, Gebiedsfractie, Beperken tot drempel en Label weergeven en klik vervolgens op OK.
- Ga naar Analyseren, selecteer Meting en kopieer het resultaat naar een spreadsheet.
- Ga naar Analyseren, klik op Tool > ROI Manager en kies vervolgens het booggedeelte van de aorta met een rechthoekig vak. Ga naar ROI-beheer en selecteer Toevoegen [t] en vervolgens Meten. Kopieer de gemeten resultaten naar een spreadsheet.
- Analyseer het gemeten gebied in de groepen muizen op basis van normaliteitstesten. Een p < 0,05 geeft aan dat het verschil statistisch significant is.
OPMERKING: Selecteer de juiste statistische methode op basis van het ontwerp van het experiment.
6. Paraffine-inbedding van het hart
- Verwijder de top van het hart en zorg ervoor dat de incisie recht is en uitgelijnd met de richting van de wortel van de klep (Figuur 1B).
- Plaats elk hartmonster afzonderlijk in een paraffine-inbeddingsdoos en markeer de doos met een potlood.
- Plaats in de zuurkast de in paraffine ingebedde cassette met tissue in een lege container en spoel de inbeddingsbox gedurende 3 minuten met stromend water.
- Voer weefseldehydratatie uit met ethanol met toenemende concentratiegradiënten als volgt: 50% ethanol gedurende 2 uur, 75% ethanol gedurende 30 minuten, 85% ethanol gedurende 30 minuten, 95% ethanol gedurende 30 minuten en 100% ethanol gedurende 10 minuten. Herhaal de stappen door de ethanol bij elke stap te vervangen.
- Voer weefseltransparantie met xyleen als volgt uit: 1:1 mengsel van xyleen en ethanol gedurende 20 min, xyleen gedurende 15 min, herhaal dit 1x door het xyleen te veranderen.
- Smelt de paraffinewas vooraf in de oven op 60 °C. Behandel de monsters met een mengsel van xyleen en paraffine gedurende 30 minuten, gevolgd door paraffine soft wax gedurende 2 uur en vervolgens paraffine hard wax gedurende 1 uur.
LET OP: Ethanol is een ontvlambaar en vluchtig organisch oplosmiddel. Xyleen is matig giftig en heeft bescherming nodig bij gebruik. - Inbedding in paraffine
- Selecteer de vorm van de juiste maat, zet deze aan en verwarm de inbeddingsmachine van tevoren.
- Nadat u gesmolten paraffinewas aan de mal hebt toegevoegd, haalt u het weefsel uit de inbeddingscassette en plaatst u deze, met het snijvlak naar beneden gericht, op de centrale bodem van de mal met behulp van een vooraf verwarmde tang.
- Nadat de vorm is afgekoeld op een vriestafel en de paraffine erin is gestold, plaatst u het aangegeven deksel van de inbeddingscassette op de vorm en vult u deze met de benodigde hoeveelheid paraffine.
- Zodra de paraffinewas is afgekoeld en uitgehard, haalt u het blok uit de vorm en bewaart u het in de koelkast bij 4 °C (Figuur 1D).
7. Paraffinesecties van de aortawortel
- Verwijder eventueel overtollig paraffine rond het deksel van de inbeddingscassette en bevestig het paraffineblok vervolgens stevig op de clampzitting op de kop van de paraffinesnijder. Stel het blok in op een iets verschoven positie van waar de plak zal worden gesneden, en zorg ervoor dat het weefselgedeelte in het paraffineblok evenwijdig is aan de snijkant van het mes. Stel voor de eerste doorsnede de plakdikte in op 10 μm om de locatie van het weefsel te onthullen.
- Wanneer de eerste incisie onder de microscoop wordt gevonden, stelt u de plakdikte in op 6 μm en voert u seriële doorsnede uit. Snijd, snijd en pluk secties in de snijmachine totdat drie intacte aortakleppen zichtbaar zijn onder de microscoop, waarna de voorbereiding voor secties begint. Laat voor elke muis één plak met tussenpozen van 6 μm liggen en plaats verschillende plakposities op verschillende glazen dragers, bijvoorbeeld sectie 1-11-21-31, om een goed overzicht te krijgen.
- Laat de secties drijven op een spreider met 37 °C warm water om het weefsel plat te verspreiden en neem het weefsel vervolgens op met een dia. Nadat het water droog is, plaatst u de sneetjes een nacht op een broodrooster dat op 42 °C staat.
- Het gemiddelde plaquegebied van deze 8 secties vertegenwoordigt de waarde van het aortawortelplaquegebied in elke muis. Meet na het kleuren van deze secties het gemiddelde tandplakgebied en het tandplakgebied.
8. Hematoxyline Eosine kleuring
- Leg de plakjes 30 minuten in een droger op 60 °C. Plaats in een zuurkast, met behulp van een kleurrek, de secties achtereenvolgens in xyleen gedurende 10 minuten (herhaal deze stap een keer, vervang het xyleen), 100% ethanol gedurende 5 minuten (herhaal deze stap, vervang de ethanol), 95% ethanol gedurende 5 minuten, 85% ethanol gedurende 5 minuten en 75% ethanol gedurende 5 minuten.
- Spoel 5 minuten af met stromend water. Dompel de secties 8 minuten onder in hematoxylinevlek en spoel ze af onder stromend water.
- Differentieer de secties met 1% zoutzuuralcohol gedurende een paar seconden en spoel af met stromend water en observeer dat de secties onder de microscoop blauwpaars worden.
- Dompel de secties 5 minuten onder in een eosinekleuringsoplossing. Plaats de secties in 95% ethanol gedurende 7 dips en vervolgens in 100% ethanol gedurende 30 s.
- Helder in xyleen gedurende ten minste 30 s. Sluit de dia's af met neutrale gom, fotografeer ze onder een microscoop en sla afbeeldingen met een hoge resolutie op, bij voorkeur in .tiff formaat.
9. Verhoeff-Van Gieson (VVG) kleuring
- Voer routinematig ontwaxen en rehydrateren uit op de paraffinesecties, volgens dezelfde stappen als beschreven in secties 8.1 en 8.2.
- Na kort spoelen in 70% ethanol, dompelt u de secties 15 minuten onder in Victoria Blue'B-kleurstofoplossing.
- Differentieer de secties gedurende een paar seconden in 95% ethanol. Was de secties 2x met gedestilleerd water.
- Kleur de secties gedurende 5 minuten in met Ponceau kleuringsoplossing door druppels aan te brengen. Differentieer en dehydrateer de secties met 100% ethanol.
OPMERKING: Vermijd na het aanbrengen van de Ponceau elk contact met water. - Helder in xyleen gedurende ten minste 30 s. Monteer de objectglaasjes met neutrale gom en fotografeer ze onder een microscoop.
10. Beeldanalyse van de aortawortelplaque
- Open de afbeelding op een computer die is uitgerust met Image J-software. Selecteer een doos om de plaquette in te pakken.
- Ga naar Afbeelding, klik op Overlay > Selectie toevoegen en vervolgens op Meten om het gebied van de plaquette te meten. Kopieer de gemeten resultaten naar een spreadsheet.
- Analyseer het gebied gemeten in de groepen muizen op basis van normaliteitstesten. Een p < 0,05 geeft aan dat het verschil statistisch significant is.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
De representatieve resultaten tonen de toepassing aan van de isolatie- en analysetechniek voor aortaboog- en wortellaesies in een atherosclerotisch muismodel. Deze resultaten leveren duidelijk bewijs van het vermogen van de techniek om atherosclerotische laesies te identificeren en te karakteriseren. Histologische beelden met specifieke kleuringen (bijv. Olierood O) benadrukken bijvoorbeeld de accumulatie van lipiden, terwijl hematoxyline- en eosine (H&E)-kleuring de algehele morfologie ...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Hier geven we gedetailleerde informatie over de methoden voor aortabemonstering bij Ldlr-knock-outmuizen en kwantitatieve analyse van plaques.
De precisie van de dissectieprocedure is de grootste technische uitdaging voor in vivo aortastripping in het muismodel van atherosclerose. Op basis van onze ervaring zijn de belangrijkste punten als volgt: (1) gebruik PBS om al het bloed in de slagader weg te spoelen om de vergelijking tussen aortaboogtakken en...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
Niets aan te geven.
Dankbetuigingen
Dit werk werd ondersteund door Shanghai Frontiers Science Research Base of Exercise and Metabolic Health, het onderzoeksprogramma voor lichaamsbeweging en volksgezondheid (0831) in Shanghai University of Sport, Shanghai hoger onderwijs jonge leraren opleiding financieringsprogramma (A2-0213-22-0058-5), en Shanghai Municipal Science and Technology Committee van Shanghai uitstekende academische leiders plan (21XD1403200) voor Longhua Liu.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Adhesion microscope slides(25×75mm) | CITOTEST | Cat# 80312-3161 | |
| Embedding cassette | CITOTEST | Cat# 80106-1100-16 | |
| Eosin Staining Solution | Beyotime | Cat# C0109 | |
| Ethanol | Sinopharm Chemical Reagent Co. | Cat# 10009218 | |
| Hematoxylin Staining Solution | Beyotime | Cat# C0107 | |
| Low-profile disposable blades | Leica | Cat# 14035838925 | |
| Microscope cover glass(24×50mm) | CITOTEST | Cat# 10212450C | |
| Neutral Balsam Mounting Medium | Sango Biotech | Cat# E675007-0100 | |
| Oil red o powder | Sigma-Aldrich | Cat# 1320-06-5 | |
| paraffin with ceresin | Sinopharm Chemical Reagent Co. | Cat# 69019461 | |
| Paraformaldehyde | Servicebio | Cat# G1101 | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS, Powder) | Servicebio | Cat# G0002-2L | |
| Ponceau S Staining Solution | EveryLab | Cat# FM024 | |
| Victoria Blue’B | Aladdin | Cat# 2580-56-5 | |
| Xylene | Sigma-Aldrich | Cat# 104-81-4 |
Referenties
- Libby, P., et al. Atherosclerosis. Nat Rev Dis Primers. 5 (1), 56(2019).
- Herrington, W., Lacey, B., Sherliker, P., Armitage, J., Lewington, S. Epidemiology of atherosclerosis and the potential to reduce the global burden of atherothrombotic disease. Circ Res. 118 (4), 535-546 (2016).
- Frostegård, J. Immunity, atherosclerosis and cardiovascular disease. BMC Med. 11, 117(2013).
- Gisterå, A., Ketelhuth, D. F. J., Malin, S. G., Hansson, G. K. Animal models of atherosclerosis-supportive notes and tricks of the trade. Circ Res. 130 (12), 1869-1887 (2022).
- Getz, G. S., Reardon, C. A. Animal models of atherosclerosis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 32 (5), 1104-1115 (2012).
- Ilyas, I., et al. Mouse models of atherosclerosis in translational research. Trends Pharmacol Sci. 43 (11), 920-939 (2022).
- Liu, L., Chan, M., Yu, L., Wang, W., Qiang, L. Adipsin deficiency does not impact atherosclerosis development in ldlr(-/-) mice. Am J Physiol Endocrinol Metab. 320 (1), E87-E92 (2021).
- Liu, L., et al. Pparγ deacetylation confers the antiatherogenic effect and improves endothelial function in diabetes treatment. Diabetes. 69 (8), 1793-1803 (2020).
- Zahr, T., et al. Pparγ (peroxisome proliferator-activated receptor γ) deacetylation suppresses aging-associated atherosclerosis and hypercholesterolemia. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 43 (1), 30-44 (2023).
- Tang, C., et al. Endothelial ccrl2 induced by disturbed flow promotes atherosclerosis via chemerin-dependent β2 integrin activation in monocytes. Cardiovasc Res. 119 (9), 1811-1824 (2023).
- Andrés-Manzano, M. J., Andrés, V., Dorado, B. Oil red o and hematoxylin and eosin staining for quantification of atherosclerosis burden in mouse aorta and aortic root. Methods Mol Biol. 1339, 85-99 (2015).
- Mehlem, A., Hagberg, C. E., Muhl, L., Eriksson, U., Falkevall, A. Imaging of neutral lipids by oil red o for analyzing the metabolic status in health and disease. Nat Protoc. 8 (6), 1149-1154 (2013).
- Chen, P. Y., Qin, L., Simons, M. Imaging and analysis of oil red o-stained whole aorta lesions in an aneurysm hyperlipidemia mouse model. J Vis Exp. (183), e61277(2022).
- Lin, Y., et al. Practical assessment of the quantification of atherosclerotic lesions in apoe-/- mice. Mol Med Rep. 12 (4), 5298-5306 (2015).
- Bozycki, L., Łukasiewicz, K., Matryba, P., Pikula, S. Whole-body clearing, staining and screening of calcium deposits in the mdx mouse model of duchenne muscular dystrophy. Skelet Muscle. 8 (1), 21(2018).
- Glaudemans, A. W., et al. Molecular imaging in atherosclerosis. Eur J Nucl Med Mol Imaging. 37 (12), 2381-2397 (2010).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
